Стрептомицеты в свете концепции «Многоклеточности» бактерий Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

Стрептомицеты в свете концепции «многоклеточности» бактерий

К. А. ВИНОГРАДОВА, В. Г. БУЛГАКОВА, А. Н. ПОЛИН

Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова, Москва

Streptomycetes in the Light of the Concept of Multicellularity of Bacteria

K. A. VINOGRADOVA, V. G. BULGAKOVA, A. N. POLIN M. V. Lomonosov Moscow State University, Moscow

В обзоре обсуждаются некоторые аспекты роста и развития стрептомицетов, имеющие приспособительное значение для их существования в природных условиях и отражающие представление о них как о прокариотах, определенно обладающих рядом признаков, свойственных многоклеточному организму. В качестве полезной модели, дающей уникальные возможности для исследования разных аспектов биологии стрептомицетов как на лабораторных средах, так и в природе in situ, нами представлен Streptomyces olivocinereus — продуцент люминесцирующего антибиотика гелиомицина (резистомицина). В нашем сообщении суммированы результаты многолетнего изучения роста, дифференциации и «поведения» этого продуцента, проведённые группой исследователей Московского государственного университета. Полученные данные могут быть привлечены в числе аргументов в пользу «многоклеточной» природы стрептомицетов.

Ключевые слова: стрептомицеты, концепция многоклеточности.

The review concerns discussion of certain aspects of growth and development of streptomycetes, that have an adaptation meaning for their existence under natural conditions and reflect our perception of them as procaryotes which have a range of qualities typical of multicellular organisms. At present, the concept of multicellularity is the key idea in investigation of growth processes, differentiation and physiology of streptomycetes. Streptomyces olivocinereus is presented as an effective model that gives the unique opportunities for investigation of different aspects of biology of streptomycetes within laboratory environment as well as in natural environment in suti. S.olivocinereus produces luminescent antibiotic geliomycin (resistomycin). In this review we summarized the results of the many years of investigation of growth, differentiation and behavior of this streptomycete. The investigations were undertaken by a group of scientists of the Moscow State University. The results can be employed as arguments for the multicellular nature of strep-tomycetes.

Key words: streptomycetes, growth and differentiation, concept of multicellularity.

Стрептомицеты — мицелиальные бактерии, повсеместно встречающиеся в природе, являются неотъемлемыми участниками жизни биосферы. Участвуя в разнообразных геохимических процессах, они способны модифицировать множество соединений — и природных, и ксенобиотиков, оказывая глубокое воздействие на окружающую среду и изменяя её, часто необратимо, экосистемы, в которых они существуют. В разных отраслях практической деятельности человека давно и с большим успехом используется уникальная способность стрептомицетов как группы в целом к синтезу огромного множества разнообразных биологически активных веществ. Общепризнано, что эти вещества имеют очень большое значение для клинической медицины, микробиологической промышленности, сельского хозяйства, аква-культуры и других отраслей народного хозяйства.

© Коллектив авторов, 2016

Адрес для корреспонденции: E-mail: ksevinogradova@yandex.ru

К настоящему времени в силу многих причин [1, 2] активный интерес к стрептомицетам как к неисчерпаемому, повидимому, источнику разнообразных природных биологически активных веществ возник вновь, порождая распространённый (и закономерный) вопрос: почему стрептомицеты обладают способностью продуцировать так много таких веществ? Есть мнение, что химическое разнообразие биологически активных соединений, продуцируемых стрептоми-цетами, возникло как результат их взаимоотношений в природе с множеством других разнообразных организмов [3]. Известно также, что уникальное обилие и разнообразие продуцируемых стрептомицетами молекул определяется сложностью программы их индивидуального развития [4]. С другой стороны, при переходе стреп-томицетов к существованию в виде биоплёнок также происходит значительное изменение их биосинтетических возможностей [5]. Ещё в начале становления актиномицетологии известным отечественным исследователем А. А. Прокофье-

вой-Бельговской [6] было указано на наличие у стрептомицетов определённых черт, присущих многоклеточным организмам. К настоящему времени накопленный массив данных об этой группе прокариотов привёл к заключению, что поведение стрептомицетов скорее напоминает поведение сложного многоклеточного организма, жизненный цикл которого выполняется под контролем сигнальных механизмов [4]. Концепция многоклеточности стрептомицетов в настоящее время становится ключевой идеей при исследовании процессов роста и дифференциации стрептомицетов и их физиологии. В свою очередь знание фундаментальных закономерностей процессов развития стрептомицетов, их физиологии и экологии остаётся основой для организации рациональных поисков продуцентов новых метаболитов, как и основой для оптимизации промышленного получения практически значимых веществ для медицины и других отраслей.

В данном кратком обзоре обсуждаются некоторые аспекты роста и развития стрептомицетов, имеющие приспособительное значение для их существования в природных условиях и отражающие представление о них как о прокариотах, определённо обладающих рядом признаков, свойственных многоклеточному организму. В качестве полезной модели, дающей уникальные возможности для исследования разных аспектов биологии стрептомицетов как на лабораторных средах, так и в природе in situ, нами представлен Streptomyces olivocinereus — продуцент люминес-цирующего антибиотика гелиомицина (резисто-мицина). В нашем сообщении суммированы результаты многолетнего изучения роста, дифференциации и «поведения» этого продуцента, проведённые группой исследователей Московского государственного университета. Полученные данные могут быть привлечены в числе аргументов в пользу «многоклеточной» природы стрептомицетов.

Ключевые события роста и развития стрептомицетов и их экологическое значение

Известно, что стрептомицеты (грамположи-тельные мицелиальные бактерии Actinobacteria, порядок Actinomycetales, семейство Streptomycetaceae) могут существовать либо как колонии — многоклеточные структуры со сложной морфологической и физиологической дифференциацией, либо в составе биоплёнок — также структурированных многоклеточных образований.

Процессы роста и дифференциации колоний стрептомицетов, молекулярно-генетические механизмы их морфогенеза, регуляторные сети и внутриклеточные и внеклеточные сигналы, кон-

тролирующие скоординированное развитие отдельных групп клеток в составе колонии, являются предметом интенсивного изучения на протяжении нескольких десятилетий. По различным аспектам этой проблемы опубликованы обширные обзоры, на которые мы опираемся при обсуждении данной темы [6—10]. Как базовое давно сформировалось представление о том, что синтез вторичных метаболитов и, в первую очередь, синтез антибиотиков, связан с процессами роста и морфогенеза стрептомицетов [11].

Фундаментальная концепция о том, что образование стрептомицетами уникального разнообразия вторичных метаболитов скоординировано с программой их роста и развития, опирается на данные молекулярной биологии и генетики, на исследования сигнальных механизмов и генных регуляторных сетей, которые управляют сложной программой роста и дифференциации этих мице-лиальных бактерий.

Идея о том, что бактерии, организовываясь в сложные многоклеточные структуры и приспосабливаясь к образу жизни, альтернативному по отношению к существованию в виде одиночных «планктонных» клеток, демонстрируют признаки, свойственные многоклеточному организму, окончательно оформилась примерно в 90-е годы прошлого века. В настоящее время эта проблема получает поддержку в новых исследованиях морфогенеза и физиологии бактерий и активно дискутируется, смыкаясь с фундаментальной проблемой возникновения многоклеточности в эволюции живых организмов [12—18].

Бактерии предлагается рассматривать как идеальные простые модельные системы для исследования разных аспектов такого сложного и важнейшего эволюционного явления как много-клеточность [9, 18]. Указывается, что бактерии, и в особенности, стрептомицеты как прокариоты, характеризующиеся сложным циклом развития, можно использовать в качестве идеальных простых модельных систем для исследования разных аспектов такого сложного и важнейшего эволюционного явления как многоклеточность [9, 18]. Считается, что на бактериальных моделях можно исследовать вопросы о том, какие эволюционные факторы способствуют переходу организма к многоклеточному образу жизни, какие генетические механизмы в этом участвуют, и почему данный специфический скачок (от одиночных клеток к многоклеточному организму) неоднократно повторялся в эволюционной истории разных групп организмов [18].

Различные формы «многоклеточности», описанные в разных группах бактерий как разные пути «решения» бактериями проблемы «многоклеточности», представлены в обзорах [9, 14—18]. В этом контексте стрептомицеты являются одним

из наиболее совершенных примеров «решения» проблемы.

Стрептомицеты растут и развиваются по сложной программе, включающей процессы ми-целиального роста, скоординированные события морфологической и физиологической дифференциации мультигеномных гиф и межклеточные коммуникации. Аргументами в пользу «многокле-точности» стрептомицетов являются: морфологическая и физиологическая дифференцирован-ность формируемых ими колоний, необратимость этой дифференциации, осуществление разных физиологических функций отдельными группами клеток («разделение труда») в составе колонии, наличие программируемой клеточной смерти как закономерной части цикла нормального развития, «поведение» колонии, целостность её реакции в ответ на вызовы окружающей среды.

Давно было обращено внимание на то, что формирование такого сложного образования, как колония стрептомицетов начинается с процесса прорастания одной споры — одной или несколькими трубками прорастания [6]. Рост стрептомицетов, как и рост других мицелиальных организмов — грибов, подчиняется линейной зависимости. Гифы стрептомицетов увеличиваются в длину с постоянной скоростью, удлинение происходит в апикальной области [19]. Апикальный клеточный рост (поляризованный рост, происходящий посредством удлинения клетки в одном направлении) — специфическая и очень важная стратегия морфогенеза стрептомицетов. Апикальное удлинение гиф с их последующим ветвлением в результате появления новых точек роста формирует более или менее разветвленную, более или менее плотную сеть гиф — мицелий [6, 15].

Регуляторные механизмы, контролирующие клеточный рост стрептомицетов, а также механизмы, контролирующие процесс ветвления гиф во времени и пространстве, представлены в обзорах и исследованиях недавнего времени [4, 8, 10, 20—24].

Апикальный характер роста клетки подразумевает, что вся «машинерия» для экспорта строительных блоков для клеточной стенки и само её построение сосредоточено на одном полюсе клетки, являющимся точкой роста гифы. Детер-минантой полярности клетки, ключевым белком, обусловливающим состояние ее полярности, контролирующим апикальный рост и ветвление гиф стрептомицетов, является белок БМУА, входящий в состав апикального мульти-белкового полярисомоподобного комплекса. Этот белок локализуется в верхушечной области клетки и в местах появления новых ветвей мицелия. Ему отводится роль маркера, «помечающего» место образования новой ветви и организующего в этом месте все компоненты биосинтеза

клеточной стенки, необходимые для появления новой ветви [20, 21].

Образованию новых ветвей предшествует расщепление «главной» полярисомы, расположенной на верхушке гифы, с образованием дочерних полярисом, в местах локализации которых и будут появляться новые ветви мицелия. В поляризованный рост гиф вовлечена серинтрео-нинпротеинкиназа эукариотического типа, контролирующая полярисомный комплекс. AfcK фо-сфорилирует DivIVA, модулируя апикальный рост и ветвление гиф [21]. Это является лишь одним из примеров способности стрептомицетов продуцировать эукариотические индукторы клеточной дифференциации, в том числе и серин-треонинпротеинкиназы, вовлечённые также и в их морфогенез [25]. Неспорообразующие гифы синцитиального субстратного мицелия разделены на многоядерные участки (компартменты) перегородками, имеющими каналы, служащие, как предполагается, для продвижения питательных веществ и плазмид по длине гиф [17]. В структуре зрелой колонии есть мёртвые гифы субстратного мицелия, по которым, как по сосудам растений, предположительно могут транспортироваться вода и растворимые питательные вещества из субстрата в воздушный мицелий [14].

Считается, что характер роста стрептомице-тов может быть одним из факторов, делающих эти мицелиальные бактерии столь экологически успешными в освоении мест обитания. Удлинение гиф верхушечной областью, сопровождаемое их ветвлением, обеспечивает стрептомицетам возможность максимально захватывать и осваивать жизненное пространство по разным направлениям при поиске ресурсов питания. Это особенно эффективно, в частности, в почве с её, как правило, дискретно локализованными ресурсами. Хрестоматийным также является утверждение, что рост организма в виде мицелия имеет определённое экологическое преимущество перед ростом в виде одиночных клеток в случае встречи с клетками хищника. На примере Mycobacterium tuberculosis показано, что при переходе к росту в виде нитчатых форм возникает повышенная устойчивость клеток к поглощению их макрофагами по сравнению с одиночными клетками, то есть переход к мицелиальной форме — адаптивный ответ, приводящий к увеличению выживаемости в условиях экзогенного стресса [17].

Ключевым моментом освоения новых экологических ниш стрептомицетами является образование репродуктивного воздушного мицелия. Это событие описывается как решающий этап морфогенеза, имеющий важнейшее экологическое значение. Гифы воздушного мицелия, преодолевая поверхностное натяжение, покидают насыщенную влагой среду — водное окру-

жение, в котором живёт субстратный мицелий, и растут вверх от поверхности колонии, в воздушную среду [4]. Подчёркивается, что образование воздушного мицелия происходит как скоординированное поведение большого числа клеток на поверхности колонии [8]. Формирование воздушных структур стрептомицетов — сложный многоступенчатый процесс. Этот этап морфогенеза, ключевые гены, его контролирующие, скоординированные сигнальные пути, регулирующие спорогенез, представлены в обзорах [4, 8, 15, 26—29].

Рост воздушных гиф вверх обусловлен образованием морфогенетических сурфактантных внеклеточных белков. Они снижают поверхностное натяжение воды на поверхности колонии, формируют гидрофобную поверхностную оболочку воздушных гиф и зрелых спор, давая тем самым возможность воздушным гифам преодолеть поверхностное натяжение на разделе воздух—вода, направляя их рост вверх от субстрата в воздушную среду — «reach for the sky!» [26, 27].

Описаны три семейства сурфактантных белков, играющих ключевую роль в морфогенезе воздушных структур стрептомицетов: SapB, семейство chaplins и семейство rodlins [27]. В условиях in vitro SapB и chaplins как поверхностноак-тивные вещества снижают поверхностное натяжение на разделе поверхностей воздух—вода примерно в три раза, причём белки chaplins обладают большей активностью [26, 30].

Первым был выделен сурфактантный белок SapB, изучена его структура, идентифицированы гены, ответственные за его синтез, показана его определяющая роль в инициировании процесса образования воздушного мицелия S.coelicolor. Белок структурно и биосинтетически относится к ланти-биотикам — многочисленному классу веществ, синтезируемых стрептомицетами, но не обладающих антибиотической активностью. Образование воздушного мицелия у S.coelicolor контролируется регуляторными bld генами, bld мутанты не формируют воздушный мицелий и не продуцируют SapB. Совместное выращивание штамма дикого типа и bld мутантов компенсирует у последних отсутствие SapB и восстанавливает способность к образованию воздушного мицелия [27].

Эта экстрацеллюлярная комплементация рассматривается как пример экстраклеточного сиг-налинга [8]. Однако при воздействии белка SapB на bld мутанты имеет место только подъём субстратных гиф, но при этом не формируется морфологически типичный воздушный мицелий [27]. SapB не образуется на бедных питательных средах, являясь фактором дифференциации только на богатых средах [4].

Образование воздушного мицелия S.coelicolor происходит по двум разным путям: один (SapB-

зависимый) осуществляется только на богатых средах, а второй (SapB-независимый) и на богатых, и на бедных средах, последний обусловлен белками chaplins, являющимися главными компонентами гидрофобной оболочки воздушных структур стрептомицетов. Образование оболочки также необходимо для того, чтобы воздушный мицелий, приобретая способность покинуть водную среду, мог бы расти вверх, в воздушную среду [26]. Нормальное образование воздушных гиф сильно нарушается, когда все восемь генов, контролирующих семейство белков chaplins, отсутствуют [27]. Эти белки, в отличие от SapB, образуются и на богатых, и на бедных питательных средах. Это обеспечивает стрептомицетам возможность для распространения даже в условиях лимитирования ресурсов питания, столь обычных в природе.

Было показано, что белки chaplins являются также структурными компонентами амилоидных фимбрий, которые вовлечены в прикрепление гиф стрептомицетов к гидрофобной поверхности субстрата [31].

Роль белков rodlins состоит в организации белков chaplins в виде слоя палочковидных структур на поверхности воздушных структур. Рисунок поверхности оболочки спор имеет статус таксономического признака. У стрептоми-цетов, которые не образуют белки rodlins, поверхность оболочки спор гладкая. Предполагают, что поверхностный слой оболочки спор ответственен за устойчивость спор к действию протеаз, а также способствует распространению спор ветром или насекомыми [26, 27]. Кроме того, принимается во внимание возможность транспортировки, диффузии по поверхностной оболочке воздушных гиф питательных веществ и определённых метаболитов, перемещающихся таким образом из нижних областей колонии вверх, к растущим верхушкам воздушных гиф [29].

Центральную роль в образовании воздушных структур S.coelocolor играет иерархический регу-ляторный bld каскад [27]. Делеция этого кластера генов приводит к утрате способности образовывать воздушный мицелий. BldD контролирует большинство генов, вовлечённых в развитие стрептомицетов, а его активность контролируется сигнальной молекулой CDG (cyclic-di-GMP), этот важнейший процесс освещён в недавнем обзоре [28]. Открыт кластер регуляторных генов whi, ответственных за типичную серую окраску спор. Описан кластер ram генов («rapid aerial mycelium»), ответственный за образование пептида SapB [4]. Экспрессия chp генов требуется для образования поверхностноактивных гидрофобных белков chaplins, ответственных за изменение направления роста [27].

В интегрированном управлении образованием воздушных структур участвуют и межклеточный сигналинг, и экстрацеллюлярные протеазы, и другие ферменты, а также физиологическое состояние культуры, характер источника углерода в среде, баланс ресурсов питания и энергии, факторы стресса. Важное место занимает также общепринятая ранняя концепция о влиянии исчерпания питательных веществ на дифференциацию стрептомицетов [4, 8, 32]. Одна из экспериментальных работ свидетельствует о явлении хищничества как о сигнале из внешней среды, инициирующем и морфогенез, и биосинтез антибиотика у стрептомицета-жертвы [33].

У S.griseus образование воздушного мицелия контролируется каскадом сигналов, из которых ключевым является гормоноподобная молекула у-бутиролактон — А-фактор. Сигнальные пути, инициирующие образование воздушного мицелия у данного вида, хорошо изучены, и этот процесс скоординирован с вторичным метаболизмом, в частности, с биосинтезом стрептомицина [4, 34].

После того, как образуются гифы воздушного мицелия, программа развития переключается, и происходит септация гиф с образованием одно-яд ерных (гаплоидных) спор. Образование спор рассматривается как кульминация всего морфо-генетического процесса, имеющего безусловное жизненно важное приспособительное значение. Посредством распространения спор стрептоми-цеты продвигаются в новые экологические ниши, осваивая новые места обитания [15].

Массовое деление гиф и сегрегация хромосом, приводящие к образованию цепочек гаплоидных спор, являются высокоскоординирован-ным процессом, с почти одновременным образованием множества клеточных перегородок по длине воздушной гифы. Высокая пространственная и временная синхронность клеточного деления при спорообразовании у стрептомицетов рассматривается как важнейшее их «продвижение по пути к многоклеточности» [17].

Спорообразование происходит в апикальном участке спорообразующей гифы, отделённом от базального её участка перегородкой, выделяющей, таким образом, компартмент, где происходит экспрессия генов, контролирующих спорообразование [8]. Молекулярный механизм образования клеточных перегородок при спорообразовании у стрептомицетов и подробности этого процесса описаны в обзорах [4, 10, 17, 29, 35].

Подчёркивается, что процесс клеточного деления воздушных репродуктивных гиф при спорообразовании у стрептомицетов принципиально отличается от образования перегородок в синтициальном неспорообразующем мицелии с его нечастыми и нерегулярно расположенными перегородками. Утверждается, что, в отличие от

одноклеточных бактерий, клеточное деление стрептомицетов имеет другую специфику в их жизненном цикле — оно имеет признаки несущественного события для вегетативного роста, будучи преимущественно задействованным в процессе деления воздушных гиф при спорообразовании [8].

Семейство уникальных белков — 88^А-подоб-ные белки или 8ЛЬР8 относятся к специфическим регуляторным белкам развития стрептоми-цетов, контролирующим в том числе и их клеточное деление [35]. локализуется в гифах в местах формирования новых клеточных стенок в вегетативном и репродуктивном мицелии — в точках прорастания спор, ветвления гиф и местах клеточного деления. Белок активирует процессы образования новой клеточной стенки, предположительно, путём модификации строения пептидогликана.

Специфическое, высоко упорядоченное клеточное деление при спорообразовании у S.coeli-тЬт также контролируется белком SsgB. Этот белок также член семейства SALPs обнаружен у всех спорообразующих мицелиальных Actinobacteria. Гены ssgA и ssgB регулируются генами whi. В спорообразующих клетках происходит усиление экспрессии белка FtsZ. Регуляторный белок SsgB собирает FtsZ в местах локализации будущих перегородок в спорообразующих воздушных гифах. FtsZ организуется в спиралевидные структуры по длине спорогенной воздушной гифы, так называемые «лестницы» кольцевых структур из белка FtsZ, формируя упорядоченное множество Z-колец по длине гифы.

Согласно другой модели спорогенеза, SsgA локализуется вдоль спорообразующей гифы в определённых местах, в которых затем появляется белок SsgB. Далее SsgA покидает места будущих перегородок, в которых затем и появляется белок FtsZ [8]. Согласно этой модели, Z-кольца формируются в таких SsgB-FtsZ локусах.

Процесс заканчивается синхронным образованием перегородок в спорообразующей гифе и появлением цепочек гаплоидных спор [8, 10, 17, 35]. Посредством распространения спор стрепто-мицеты продвигаются в новые экологические ниши, осваивая новые места обитания [15].

В последнее время исследуется семейство белков ОЩЯ — факторов транскрипции, представленных в большом количестве в геноме модельной культуры S.coelicolor [37]. На значимость этих белков для жизнедеятельности актиномицетов с определённостью указывает их широкое распространение и обилие у разных ак-тиномицетов. Известно, что гены белков ОЩЯ преимущественно присутствуют в геномах свободно живущих актиномицетов — обитателей почвы, а не у патогенных форм. Предположи-

тельно, одной из их функций является контроль транспортной системы, что способствует адаптации популяции к резко меняющимся условиям окружающей среды.

Антибиотики как сигнальные молекулы

Среди различных метаболитов, синтезируемых стрептомицетами, самыми важными с точки зрения практического использования являются антибиотики.

Со времени открытия антибиотиков предполагалось, что их экологическая роль состоит только в угнетении конкурентов в окружающей среде. Основное количество данных, освещающих роль антибиотиков в жизнедеятельности популяций почвенных микроорганизмов, относится к проявлению их антагонистической активности в природе [38].

К настоящему времени установлено, что антибиотики имеют иные, более сложные, функции. Показано, что феномен, называемый гормезисом — проявление у низких концентраций ингибиторов свойств, отличных от действия высоких концентраций, наблюдается и у антибиотиков.

Субингибиторные концентрации (СК) антибиотиков модулируют транскрипцию генов, изменяя их экспрессию и воздействуя тем самым на процессы биосинтеза и транспорта, на метаболизм, на функционирование системы кворум-сенсинга, на ответные реакции микроорганизмов на стресс, на подвижность и морфологию клеток, подавляют или активируют процесс формирования биоплёнок, а также стимулируют вирулентность патогенных бактерий [39, 40]. При воздействии СК антибиотиков в бактериальных клетках происходит ряд генотипических изменений, включая активацию горизонтального переноса генов, а также повышение уровня мутагенеза [41—44]. Действие антибиотиков как сигнальных молекул реализуется через сигнальные системы, в основном через кворум-сенсинг.

Недавнее открытие способности СК антибиотиков влиять на процессы транскрипции дало основание рассматривать эти вещества в качестве сигнальных молекул, которые могут осуществлять межклеточную сигнализацию и участвовать в коммуникации также и в природных микробных сообществах. Предполагается, что присутствие СК антибиотиков в окружающей среде может активировать в природных микробиотах транскрипцию генов антибиотикоустойчивости [43].

Однако экологическую сигнальную роль СК антибиотиков, их влияние на состав и функционирование микробных сообществ в природе очень трудно продемонстрировать in situ ввиду сложности природных экосистем. Тем интерес -нее полученные экспериментальные данные о

влиянии СК на потребление широкого спектра субстратов почвенными стрептомицетами [45]. Воздействие СК (изучено пять антибиотиков) существенно изменяет у стрептомицетов (изучено 9 стрептомицетов) профиль потребления субстратов (изучено 95 субстратов): рост сильно ослабляется на одних субстратах или не происходит вовсе и усиливается на других субстратах. Особо отмечено, что некоторые изоляты растут на определённых субстратах только в присутствии в среде антибиотиков. Изменение количества и набора утилизируемых субстратов означает модификацию экологических ниш, при этом во многих случаях уменьшается их перекрывание и тем самым снижается уровень конкуренции в пищевых взаимоотношениях. Одни антибиотики (стрептомицин, рифампицин, ванкомицин) в СК снижают перекрывание экологических ниш, уменьшая для подавляющего числа изученных стрептомицетов уровень пищевой конкуренции, другие (хлорам-феникол, тетрациклин) способны к такому воздействию только в редких случаях.

Таким образом, под воздействием СК антибиотиков происходит изменение микробных фенотипов, результатом которого является изменение межвидовых взаимоотношений, а именно — снижение уровня пищевой конкуренции в микробной почвенной популяции. Авторы считают, что под действием СК возникают нейтральные или даже кооперативные взаимоотношения видов в микробной популяции, что дополняет общеизвестную концепцию конкуренции и взаимного «состязательного процесса усовершенствования», с одной стороны, «биологического оружия» (антибиотиков), и, с другой стороны, механизмов защиты микроорганизма-мишени (повышение ан-тибиотикорезистентности) [45].

Программируемая клеточная смерть стрептомицетов

Программируемая клеточная смерть (ПКС) — апоптоз — генетически контролируемая, активная гибель клеток, процесс, присущий всем живым организмам, важнейшая часть нормального морфогенеза многоклеточных эукариотов. ПКС инициируется и контролируется многими специальными «пусковыми» факторами и биохимическими механизмами [46, 47].

Открытие ПКС у одноклеточных организмов — эукариот и прокариот явилось одним из новых и важных аспектов исследования их развития, физиологии и экологии [46, 48—50].

История исследования ПКС стрептомицетов, описание её типов, характерные морфологические и биохимические признаки, место и роль ПКС в жизнедеятельности стрептомицетов, генетические и молекулярные механизмы, вовлечён-

ные в процесс упорядоченной гибели мицелия, внешние условия, её инициирующие, — представлены в обзоре [51].

Описано несколько разных событий программируемой гибели мицелия, происходящих в разные фазы развития культуры: «первый раунд смерти», «второй раунд смерти» и «отсроченный лизис» [51].

ПКС, являясь частью нормального развития стрептомицетов, инициируется и контролируется специальной, заложенной в организм программой, происходит в строго определённых областях колонии в определённое время её развития, охватывая значительную массу гиф. Описано несколько разных событий программируемой гибели мицелия, происходящих в разные фазы развития культуры: «первый раунд смерти» — гибель вегетативного мицелия в ранний период его роста, «второй раунд смерти» — гибель субстратного мицелия перед образованием воздушного мицелия и гибель неспорулирующих участков воздушных гиф перед спорообразованием. Помимо этих событий в последнее время описан так называемый «отсроченный лизис», происходящий в полностью развитой культуре. В его регуляцию вовлечены серинтреонинпротеинкиназы эукариотического типа [51].

Наиболее известна гибель части гиф субстратного мицелия перед формированием воздушных гиф и гибель неспорулирующих участков воздушных гиф. Предполагается, что оно способствует созданию пула питательных веществ и сигнальных молекул для дальнейшего развития. В условиях ограничения ресурсов питания, в том числе и в природе, например в почве, гибель части гиф обеспечивает оставшуюся живой часть популяции ресурсами для продолжения жизни, спасая популяцию в целом [14]. В этом отношении ПКС стрептомицетов является таким же альтруистическим актом, как и многократно описаны случаи ПКС других бактерий [14, 47].

Имеется мнение, что именно в тот момент, когда происходит каскад событий (истощение первоначальных ресурсов, альтруистическая гибель части популяции с последующим накоплением в среде новых ресурсов) особенно целесообразным, своевременным представляется наблюдаемое образование антибиотиков как средств защиты популяции от неизбежного появления конкурентов в экологической нише с новым запасом ресурсов [29].

В обзоре, посвящённом ПКС стрептомицетов [51], обсуждается значение М-ацетилглюкозами-на (ИеМЛе) (основного структурного компонента пептидогликана клеточной стенки бактерий, а также компонента широко распространённого в природе биополимера хитина) как сигнальной молекулы, инициирующей морфогенез и антиби-

отикообразование у стрептомицетов, и экологическая роль GlcNAc в программируемой гибели стрептомицетов в природе in situ. В механизме действия GlcNAc на ПКС спорообразование и синтез антибиотика ключевая роль принадлежит регуляторному белку DasR.

Так называемый «первый раунд» ПКС — гибель молодого мицелия, наблюдаемая на ранней стадии развития культуры, сразу после прорастания спор — является значимым этапом дифференциации стрептомицетов, в ходе которого происходят качественные морфологические и генетические сдвиги. После прорастания спор молодой, вегетативный мицелий, названный мицелием MI или компартментализированным, претерпевает программируемую гибель. Вместо него появляется мицелий синцитиальный, названный мицелием MII, в процессе развития приобретающий способность к спорообразованию и к биосинтезу вторичных метаболитов. События ПКС являются необходимым этапом дифференциации организма, определяющим переключение метаболизма с первичного на вторичный, в результате чего наступает состояние «готовности» продуцента к биосинтезу вторичных метаболитов [52—54].

Генетически запрограммированый процесс ПКС является закономерной стадией дифференциации стрептомицетов, в результате которой происходит закономерная смена разных типов мицелия и глобальные генетические изменения. Сделано также предположение, что в процессе ПКС мицелия MI могут происходить внутриге-номные перестройки, заключающиеся в изменении локализации генов в пределах хромосомы. При этом высвобождающиеся фрагменты ДНК могут быть встроены в ДНК многоядерного, продуктивного мицелия MII по механизму генетических рекомбинаций [55].

Значительным достижением в исследовании генетических механизмов ПКС стрептомицетов явилось обнаружение у S.lividans и S.coelicolor TA-систем II типа. Известно, что у многих бактерий на хромосомах выявлены небольшие генетические модули — ТА-системы, одной из функций которых является вовлечённость в процесс программируемой гибели бактериальных клеток [50]. Наиболее изучена программируемая гибель клеток Escherichia coli, которая контролируется ТА-системой II типа — хромосомальным токсин-антитоксин модулем mazE/mazF [48, 56].

TA-системы изученных стрептомицетов показали значительное сходство с TA-системой I1 типа из семейства YefM/YoeB, ранее обнаруженной у E.coli. Модуль TA в геноме S.coelicolor был обозначен как yefMsc/yoeBsc. Идентичный по нуклеотидной последовательности модуль в геноме S.lividans обозначен как yefMsl/yoeBsl. Функ-

циональный анализ, проведённый in vivo, впервые экспериментально непосредственно продемонстрировал вовлечённость этих ТА-систем в ПКС стрептомицетов [57].

Известно, что ТА-система II типа состоит из двух генов, кодирующих два её компонента: стабильный белок-токсин и нестабильный белок-антитоксин [50]. Ген yefM кодирует белок YefM — нестабильный антитоксин, а ген yoeB кодирует белок YoeB — стабильный токсин, относящийся к эндо-рибонуклеазам. В сбалансированных условиях роста эти гены ко-экспрессируются, и антитоксин предотвращает действие токсина. Таким образом, происходит ауторегуляция активности ТА-систе-мы. Под действием разнообразных неблагоприятных сигналов окружающей среды нестабильный антитоксин разрушается протеазой ClpAP, и более стабильный оставшийся токсин вызывает гибель клеток или остановку их роста [50].

Оба белка (токсин и антитоксин) изучаемых стрептомицетов показали идентичность с YefM и YoeB белками из E.coli. Молекулярный механизм действия ТА-системы обоих стрептомицетов идентичен таковому у E.coli, а именно состоит в ингибировании синтеза белка токсином YoeB.

Сверхэкспрессия гена yeoBsl в диких штаммах S.lividans и S.coelicolor, в клетках мутантного штамма E.coli SC36, дефектного по модулю yefM-yoeB, как и экспрессия его единственной копии в мутантном штамме S.lividans, дефектном по TA-системе, приводит к угнетению колониеобразо-вания этих штаммов. Токсический эффект снимается ко-экспрессией гена yefMsl, кодирующего антитоксин YefM. Таким образом, получены in vivo прямые экспериментальные доказательства того, что белок, кодируемый геном yoeBsl, и есть токсин, угнетающий рост клеток стрептомице-тов, а белок, кодируемый геном yefMsl, нивелирует его токсичное действие при одновременной с ним экспрессии.

У мутантов S.coelicolor и S.lividans с делецией полного оперона yefM/yoeB спорообразование начинается в более поздние сроки по сравнению со штаммами дикого типа. Опираясь на известные данные о множественности функций бактериальных ТА-систем, авторы считают, что функция описанной ими стрептомицетной ТА-системы не может быть ограничена только вовлечённостью в процесс ПКС, и необходимы дальнейшие исследования для понимания роли TA-систем в жизнедеятельности стрептомицетов [57].

В контексте того, что стрептомицеты являются типичными обитателями разнообразных экологических ниш, обращает на себя внимание отмеченная закономерность: у свободноживущих бактерий TA-системы могут занимать до 2% размеров их генома, тогда как в геномах облигатных внутриклеточных организмов, тесно ассоциированных с

организмом хозяина, такие системы или обнаруживаются редко, или вовсе отсутствуют [58]. Эти данные соответствуют выдвинутой гипотезе о том, что одной из важнейших функций хромосомных ТА-систем у бактерий является быстрая адаптация к стрессу, что особенно важно именно для свобод-ноживущих организмов в быстро и резко меняющихся условиях существования [59, 60].

Сообщается, что в геноме исследованных стрептомицетов было аннотировано наличие 24 ТА-систем [57]. Кодирование большого количества ТА-систем в геноме разных стрептомицетов прямо указывает на их важные физиологические функции в клетке, одной из которых, как было прямо документировано, является инициирование ПКС. Предполагается, что одной из важнейших физиологических функций бактериальных ТА-систем является контроль роста клеток как адаптация к условиям внешней среды, гибкая защита всей популяции от гибели при возникновении неблагоприятных условий [49, 50, 60].

Биоплёнки стрептомицетов

Хотя биоплёнки являются широко распространённым, универсальным способом существования бактерий [61], вопрос о том, могут ли ми-целиальные организмы — стрептомицеты существовать также и в виде биоплёнок, до относительно недавнего времени даже не рассматривался. Однако биоплёнки, в формировании которых участвуют стрептомицеты, обнаружены и в природных экологических нишах, и в промышленных, и в клинических условиях, образуясь на абиотических и биотических субстратах. Имеющиеся в литературе сведения о встречаемости биоплёнок в природных и антропогенных условиях, о видовом составе стрептомицетов, способных формировать биоплёнки, об их влиянии — положительном или вредном на разные области практической деятельности человека, а также о перспективах использования биоплёнок для промышленного получения практически значимых веществ, обсуждаются в обзорах [5, 62].

Биоплёнки стрептомицетов — моновидовые или в сообществе с другими микроорганизмами также, как и биоплёнки других микроорганизмов, существуют как агрегированное сообщество множества клеток, погружённое в общий внеклеточный матрикс, состоящий из полисахаридов, белков и нуклеиновых кислот, и прикреплённое к твёрдому субстрату — абиотическому или биотическому. Известно, что важнейшими свойствами бактериальных биоплёнок являются их пространственная и метаболитическая структурированность, наличие определённой организации всего сообщества, возможность регулирования межвидовых метаболитических отношений её членов в

пищевых цепях, а также возможность регулирования сигнальных процессов.

Образование бактериальных биоплёнок, контролируемое сложным каскадом сигналинга и внеклеточными регуляторными молекулами, дало основание рассматривать биоплёнки как одну из форм бактериальной многоклеточности [17, 18, 61].

Впервые об образовании стрептомицетами биоплёнок было заявлено, повидимому, в 2004 г., когда было показано, что мицелиальные структуры (пеллеты), формирующиеся при росте S.coeli-^Ьг в условиях погруженного роста в присутствии в питательной среде нерастворимых частиц, обладают классическими признаками биоплёнок. Авторы описали их как структуры, составленные множеством гиф, прикреплённых к твёрдому субстрату и погружённых во внеклеточный матрикс, в составе которого были обнаружены гиалуроно-вая кислота и ДНК [63]. Позднее было показано, что внеклеточный матрикс, удерживающий целостность многоклеточных мицелиальных структур у стрептомицетов, содержит белки, полисахарида: и внеклеточную ДНК [64].

Формирование биоплёнок стрептомицетами начинается с колонизации поверхности спорами или мицелием, причём важным первоначальным этапом формирования биоплёнки является прикрепление к субстрату, адгезия стрептомицета на поверхности. Впервые на примере S.coelicolor показано, что адгезия стрептомицета на гидрофобных поверхностях происходит при участии сур-фактантных амилоидных морфогенетических белков сИарЦга, которые, как известно, участвуют в формировании воздушного мицелия.

Помимо белков сИарИт в адгезии стрептомицетов играет большую роль целлюлоза [31]. В процессе адгезии S.granaticolor участвуют дигид-ролипоамиддегидрогеназа, амидофосфорибозил-транфераза, цистатионин в-синтаза и глицера-лальдегид-3-фосфатдегидрогеназа [65].

Растущие гифы стрептомицетов создают единую структуру, погружённую во внеклеточный матрикс. Формирование биоплёнок культурой S.grisem происходило при его культивировании в токе протекающей жидкости в тубулярном биореакторе, тогда как при росте в лунках планшетов — стационарном или со слабым встряхиванием — биоплёнки не формировались [66]. Монобиоплён-ки S.grisem, полученные в условиях эксперимента в потоке жидкости, описаны как целостная, цилиндрическая, относительно прочная структура, представляющая собой очень плотную сеть из множества гиф. После отрыва такой биоплёнки от субстрата и вынесения её с током жидкости из биореактора происходят новые циклы самостоятельного прикрепления стрептомицета и формирования им новых биоплёнок без дополнительного внесения нового посевного материала [66].

Различия в пространственной организации структурных формирований стрептомицетов — колоний и биоплёнок сопровождаются существенными различиями и в их физиолого-биохи-мическом статусе. Эти сдвиги метаболитической активности микроорганизмов в биоплёнках по сравнению с «планктонными» клетками хорошо известны и с успехом используются в биотехнологической промышленности [62]. При культивировании бактерий-продуцентов в виде биоплёнок достигается существенно более высокий выход конечного желаемого продукта по сравнению с обычным способом культивирования этих продуцентов в виде «планктонных» клеток. Так, например, по технологии, основанной на использовании биоплёнок продуцента, уксусная кислота производится в промышленных масштабах [67, 68].

Как было показано на некоторых примерах, сдвиг метаболитической активности не является только следствием ко-синтеза — явления, наблюдаемого при обычном совместном культивировании разных микроорганизмов. Из эстуария — специфической природной экологической ниши был выделен стрептомицет — продуцент антибиотика актиномицина Б, формирующий биоплёнки в местах своего естественного обитания. При культивировании его также в виде биоплёнок в экспериментальных условиях, имитирующих условия природной среды обитания, он показывает более высокий уровень и более высокую скорость биосинтеза антибиотика по сравнению с почвенным штаммом продуцента, выращиваемым в условиях обычного периодического культивирования [69]. Трудности искусственного культивирования аборигенного стрептомицета, формирующего биоплёнки в естественных местах обитания и адаптированного к комплексу специфических экстремальных условий в природе, были разрешены путём копирования в лаборатории этой природной экологической ниши.

Тот же приём — имитация природных условий для культивирования в лабораторных условиях — был с успехом ранее применён для микроор-ганизма-нефтеокислителя. Для него были разработаны условия культивирования, имитирующие природные, с целью формирования им искусственной биоплёнки. При этом также был достигнут требуемый положительный эффект — получено существенное повышение эффективности утилизации н-гексадекана [70].

S.mirabШs, способный существовать в виде биоплёнок, обладает высокой способностью к де-токсикации окружающей среды, удаляя из неё токсичное соединение шестивалентного хрома К2Сг207 посредством ферментативной трансформации в менее токсичное соединение трехвалентного хрома. Если биоплёнки S.mirabШs толе-

рантны к К2Сг207, то обычная культура стрепто-мицета не обладает толерантностью к токсическому действию этого соединения. Детоксикаци-онная активность биоплёнок S.mirabilis существенно выше, чем у его «планктонных» клеток. Удаление из среды токсического соединения хрома К2Сг207 происходит существенно быстрее и в более полной степени именно биоплёнками S.mirabilis [71].

Существование стрептомицетов в форме биоплёнок даёт им очевидные экологические преимущества, как это имеет место и для других микроорганизмов. В биоплёнках популяции обеспечена возможность выживания в сложных и экстремальных условиях. Микроорганизмы, живущие в форме биоплёнок, обладают более высокой устойчивостью к неблагоприятным факторам окружающей среды и воздействию ксенобиотиков. В биоплёнках они оказываются более приспособленными к окружающей среде, получая многие существенные преимущества: устойчивость к самым различным факторам стресса, приходящим из окружающей среды (например, к механическому вымыванию, к воздействию антибиотиков), способность более полно потреблять питательные ресурсы, эффективную защиту от хищников, способность в целом к более успешной колонизации новых мест обитания, определённые «полезные» сдвиги в метаболитичес-кой активности и др.

Факторов окружающей среды слишком много, чтобы вычленить те, которые направляют развитие по пути: колония/биоплёнка в каждом отдельном случае. Скорее всего первотолчком к образованию биоплёнок является возникновение неблагоприятных условий, а может быть наоборот — представляющаяся возможность перейти в более выгодную форму существования, поскольку жизнь в биоплёнках дает много преимуществ.

$1гер1отусе$ оИхоыжгеш как объект для изучения роста и дифференциации стрептомицетов

Этот микроорганизм был выделен и в течение ряда лет изучался группой исследователей Московского государственного университета. Здесь мы приводим результаты исследований роста и морфогенеза Streptomyces olivocinereus на лабораторных средах и непосредственно в почве в связи с количественными и пространственными характеристиками биосинтеза синтезируемого им антибиотика, а также приводим результаты изучения динамики его популяции в естественной среде обитания и других сторон его биологии.

Streptomyces olivocinereus, типичный обитатель почвы, образует антибиотик — гелиомицин (ре-зистомицин) [72, 73], обладающий яркой харак-

терной люминесценцией, которая хорошо видна и в отдельных гифах, и в колониях его продуцентов. Это даёт возможность использовать S.olivocinereus как эффективный и удобный инструмент исследования ключевых событий роста и дифференциации стрептомицетов on line — на лабораторных средах, и в естественных местах обитания in situ.

Рост стрептомицетов, как и рост других мице-лиальных организмов — грибов, подчиняется линейной зависимости. Гифы стрептомицетов увеличиваются в длину с постоянной скоростью, удлинение происходит в апикальной области [72, 73]. В культуре S.olivocinereus возможно наблюдать полярность процесса прорастания спор и апикальный характер роста мицелия. Рост продуцента на жидких средах имеет ярко выраженный диауксический характер. В первую фазу экспоненциального роста происходит рост образовавшихся трубок прорастания, затем, до начала ветвления гиф, рост мицелия идет с постоянной скоростью. Вторая фаза экспоненциального роста начинается после того, как мицелий после достижения определённой длины приступает к ветвлению с образованием новых точек роста. После прорастания спор каждая отдельная гифа растёт линейно, однако кинетика роста всего мицелия имеет экспоненциальный характер за счёт ветвления гиф.

Гелиомицин детектируется уже в прорастающих спорах, сначала в точке прорастания, ещё до формирования ростовых трубок, потом — в апикальных участках удлиняющихся ростовых трубок, а затем — в апикальных участках молодых растущих гиф. Начало биосинтеза гелиомицина относится к раннему периоду активного роста культуры, к первой фазе экспоненциального роста. При этом биосинтез топографически связан с местами активного роста [75].

В фазу активного роста погружённой культуры гелиомицин обнаруживается в мицелии продуцента в форме, обладающей жёлтой люминесценцией, антибиотик диффузно локализован в гифах. В фазу стационарного роста, когда синтезируется основное количество антибиотика, ге-лиомицин локализуется в вакуолярных структурах вместе с липидами в виде чётко очерченных светопреломляющих гранул с оранжевой люминесценцией. Появление гранул гелиомицина совпадает с фазой стационарного роста продуцента и «сверхсинтезом» антибиотика. Таким образом, характер люминесценции гелиомицина меняется при переходе от фазы активного роста к фазе стационарного роста. Тем самым визуализируется возрастная гетерогенность гифы по длине — одномоментно в ней есть апикальный участок активного роста, где происходит активный синтез антибиотика, и, на удалении от апикальной части

гифы, зона замедления и/или остановки роста, где происходит образование гранул антибиотика с липидами, накопление синтезированного ге-лиомицина [75, 76].

В местах активного роста продуцента (трубки прорастания, апикальные участки растущих гиф, периферическая зона роста колонии на плотных средах, внешний слой мицелиальных «клубочков» на жидких средах) гелиомицин обнаруживается только в форме с желтой люминесценцией, с диффузной локализацией. Напротив, области, где выявлены гранулы гелиомицина с оранжевой люминесценцией, совпадают с областями остановки роста мицелия. Закономерный характер локализации гелиомицина и те две формы, в которых он выявлен в культуре продуцента, являются функцией возраста мицелия.

На примере S.olivocinereus визуализируется не только функциональная гетерогенность одной и той же гифы стрептомицетов, но также и вся сложность морфологической и функциональной архитектоники их колоний.

В ходе роста и развития S.olivocinereus на плотных средах происходит структурирование колонии по областям локализации разных форм антибиотика и отдельных ферментов (а-сукци-натд егидрогеназы, глюкозо - 6 - фосфатд егидроге -назы, кислой фосфатазы, щелочной фосфатазы), которые на вертикальных срезах зрелой колонии закономерно расположены в виде полусферических слоев, повторяющих полусферическую форму её субстратной части [77].

Характерная, отчётливо выраженная «слоистость» колонии S.olivocinereus определяется закономерностями апикального характера роста мицелия [78]. В периферическом слое, где колония нарастает в радиальных направлениях апикальными участками гиф (так называемая периферическая зона роста) гелиомицин выявлен в форме с желтой диффузной люминесценцией. В центральной области колонии, где рост гиф S.olivocinereus замедляется и/или останавливается, гелиомицин локализован в виде гранул с оранжевой люминесценцией. Центральная часть колонии составлена гифами с яркой оранжевой люминесценцией. Таким образом, в целой колонии, как и в индивидуальной растущей гифе, зоны локализации двух люминесцирующих форм гелиомицина пространственно разграничены, что может служить морфологическим критерием дифференциации [76, 77].

Морфологическая и физиологическая дифференциация колонии S.olivocinereus в виде правильных полусферических слоев полностью соответствует апикальной модели роста стрептомицетов и его линейному характеру.

Целостность колонии стрептомицетов как высокодифференцированной и сложно органи-

зованной структуры проявляется и в её адекватном поведении в ответ на изменяющиеся условия внешней среды. Изменение радиальной скорости роста, ширины периферической зоны роста и плотности мицелия в колонии происходит скоординировано. Линейный характер роста колоний стрептомицетов (на примере S.olivocinereus, S.baarnensis, S.lavendulae) на плотных средах сохраняется при разных концентрациях глюкозы в питательной среде, но сама величина радиальной скорости роста зависит от содержания глюкозы. У изученных стрептомицетов радиальные скорости роста колонии достигают наивысших значений при низких концентрациях источника углерода в среде (менее 0,1 г/л глюкозы) [74, 79].

Экспериментально зафиксированной самой высокой радиальной скорости роста соответствует широкая периферическая зона роста и сильная разреженность мицелия в колонии. Колония нарастает преимущественно по поверхности среды, конечный радиус ее больше, чем у колонии, растущей на среде с высоким содержанием глюкозы, но мицелий имеет относительно более разреженную структуру и результирующая общая биомасса меньше. При увеличении концентрации глюкозы в среде уменьшается ширина периферической зоны роста колонии, снижается радиальная скорость роста и уменьшается конечный радиус колонии. На средах с высоким содержанием глюкозы возрастает плотность мицелия в колонии в результате более интенсивного ветвления гиф. Колония нарастает преимущественно по вертикали, формируя сложный профиль и накапливая значительно большую биомассу [74, 79].

Полученные экспериментальные данные иллюстрируют преимущества мицелиальной организации и, в частности, апикального характера роста при освоении экологического пространства [17]. Обнаруженные закономерности ростовой реакции изученных стрептомицетов при изменениях концентрации ресурса в среде таковы, что позволяют рассматривать колонию как организм с определённым уровнем структурно-функциональной целостности, допуская описание стратегии роста в антропоморфных терминах. При ограничении ресурса в среде колония «стремится» к распространению, к быстрому «захвату» большей территории, радиальная скорость её роста — максимальная, но общая биомасса относительно низкая, рыхлый мицелий быстро стелется по поверхности среды, «торопясь осваивать» новые пространства. При избытке ресурса стрептомицет, снижая радиальную скорость роста, остаётся на территории с богатым содержанием ресурса, «удовлетворяясь» её освоением. При этом формируется более плотная колония с усложнённым профилем, значительно вытянутая вертикально [79].

Полученные данные могут быть использованы в дискуссии по вопросу о том, имеет ли колония стрептомицетов признаки многоклеточного организма, как аргументы в поддержку этого представления.

С помощью S.olivocinereus было получено первое, повидимому, прямое доказательство образования антибиотика продуцентом в природном месте своего обитания — в нестерильной натив-ной почве in situ. Показано, что единичная микроколония продуцента способна синтезировать антибиотик в единичной почвенной микрозоне, при этом можно проследить его дальнейшую судьбу in situ [80].

Гелиомицин в мицелии продуцента при росте его как в почве, так и на лабораторных средах обнаруживается в точке прорастания споры ещё до появления ростовой трубки. Затем антибиотик визуализируется в небольших участках гиф (1—1,5 мк), которые после утолщаются в 2—3 раза. Участки гиф, содержащие гелиомицин, сильно деформируются и приобретают вид отдельных ярко люминесцирующих образований. После распада колонии продуцента гелиоми-цин, в виде одиночных люминесцирующих гранул и/или их скоплений (до 5—6 мк в диаметре) обнаруживается среди почвенных частиц, а также на почвенных частицах, сохраняясь в почве свыше 2 мес наблюдения [80].

В почве формирование индивидуальных микроколоний S.olivocinereus происходит в отдельных почвенных микрозонах, как правило, удалённых друг от друга. Гифы стрептомицета пронизывают почвенные частицы, около кусочков корней и растительных остатков образуются более крупные микроколонии. Таким образом, визуализировано утверждение, что образование и нахождение антибиотика в почве ограничено набором тех микрозон, в которых есть для этого благоприятные условия.

Полученная картина совпадает с общим представлением о том, что стрептомицеты пребывают в почве дискретно, а не распределены в толще почвы равномерно [81, 82].

Позже методы люминесцентного анализа были применены для прямого выявления в почве окситетрациклина [83]. С использованием сконструированного биосенсора — интактных клеток Escherichia coli МС4100, специфически люминес-цирующих в присутствии окситетрациклина, продемонстрировано образование антибиотика его продуцентом S.rimosus в микрокосме со стерильной почвой.

S.olivocinereus оказался удобной моделью также для изучения циклического развития стрепто-мицетов в природе: динамики популяции в естественной среде её обитания, возможных механизмов регуляции её численности, прост-

ранственно-временной миграции стрептомице-тов в толще почвы in situ. С использованием S.olivocinereus как инструмента экологических исследований получена принципиальная возможность изучения выявления и учёта в почве индивидуальной микробной популяции. В опытах с микрокосмом показана зависимость роста и развития S.olivocinereus и его способности продуцировать гелиомицин от типа почвы и от конкретных факторов среды обитания [80,84]. Таким образом, полученные данные по экологии S.olivocinereus раскрывают те условия существования, которые инициируют биосинтез гелиомици-на в природе, и которые могут быть использованы при организации получения антибиотика.

Возможность для прорастания спор, формирование микроколоний, образование гелиомици-на определяется типом почвы. Для S.olivocinereus эти процессы активно проходят в почвах, характеризующихся хорошей структурированностью, высоким содержанием гумуса, нейтральным или слабо щелочным значением рН, т.е. в каштановых почвах и черноземах, предоставляющих продуценту необходимый комплекс благоприятных условий для его развития и для биосинтеза им антибиотика. Например, в нативных черноземных почвах образование антибиотика отмечается уже на вторые сутки развития продуцента. В натив-ных почвах (подзолистая, краснозем, желтозем), из которых одни имеют малое содержание гумуса, другие кислую реакцию среды и т.п., внесенные одиночные споры даже не прорастают [85, 86]. Это коррелирует с данными о том, что стрепто-мицеты — продуценты гелиомицина в природе встречаются, в основном, в черноземах, каштановых, в горных серо-бурых и буро-коричневых почвах [87].

В условиях, приближенных к естественным, в длительном полевом опыте, после внесения спор S.olivocinereus в почву происходит его расселение из поверхностного слоя в более глубокие слои почвы. Это свидетельствует о том, что S.olivocinereus в своем природном местообитании (при наличии соответствующих условий) проходит все стадии нормального морфогенеза, аналогично развитию в лабораторных условиях. Таким образом, в природных экологических нишах стрептомицет способен пройти все стадии нормального морфогенеза, формируя споры, синтезируя антибиотик и будучи полностью способным к распространению и к освоению других экологических ниш [86].

Заключение

Многоэтапный жизненный цикл стрептоми-цетов, наиболее сложный среди прокариотов, специфическая архитектура колоний свидетель-

ствуют о том, что эти бактерии кардинально отличаются от других групп бактерий. Колония стрептомицетов закономерно развивается как единая, целостная структура, в которой клетки специализируются в пространстве и времени. С одной стороны, высокая целостность и, с другой стороны, морфологическая и физиологическая дифференцированность образуемых структур — результат деятельности не единого контролирующего центра, но эффективной согласованной работы молекулярных и генетических механизмов. Закономерность, строгая последовательность процессов роста и дифференциации обеспечены скоординированной работой внецеллюлярных сигналов и сложных регуляторных сетей.

Архитектура колонии демонстрирует соответствие условиям окружающей среды так, что ответ популяции на вызов изменяющейся среды, характеризуется как оптимальный.

ЛИТЕРАТУРА

1. Виноградова К.А., Булгакова В.Г., Полин А.Н., Кожевин П.А. Устойчивость микроорганизмов к антибиотикам: резистома, её объём, разнообразие и развитие. Антибиотики и химиотер 2013; 58: 5—6: 38—48. / Vinogradova K.A., Bulgakova V.G., Polin A.N., Kozhevin P.A. Ustojchivost' mikroorganizmov k antibiotikam: rezistoma, ee ob#em, raznoobrazie i razvitie. Antibiotiki i himioter 2013; 58: 5—6: 38—48. [in Russian]

2. Kolter R., van Wezel G.P. Goodbye to brute force in antibiotic discovery? 2016 Doi 10.1038/nmicrobiol.2015.20

3. Seipke R.E., Kaltenpoth M, Hutchings M./.Streptomyces as symbionts: an emerging and widespread theme? FEMS Microbiol Rev 2012; 36: 4: 862—876.

4. Flardh K, Buttner M.J. Streptomyces morphogeneticus: dissecting differentiation in a filamentous bacterium. Nat Rev Microbiol 2009; 7: 1: 36—49.

5 Виноградова К.А., Булгакова В.Г., Полин А.Н., Кожевин П.А. О биоплёнках стрептомицетов. I. Распространение и формирование. Антибиотики и химиотер 2015; 60: 1—2: 44—55. / Vinogradova K.A., Bulgakova V.G., Polin A.N., Kozhevin P.A. O bioplenkah streptomicetov. I. Rasprostranenie i formirovanie. Antibiotiki i himioter 2015; 60: 1—2: 44—55. [in Russian]

6. Прокофьева-Бельговская А.А. Строение и развитие актиномицетов. М.: Изд-во АН СССР, 1963. / Prokofeva-Bel'govskaja A.A. Stroenie i razvitie aktinomicetov. M.: Izd-vo AN SSSR, 1963. [in Russian]

7. Kalakoutskii L.V., Agre N.S. Comparative aspects of development and differentiation in actinomycetes. Bact Rev 1976; 40: 2: 469—524.

8. Mc Cormic J.R., Flardth K. Signals and regulators that govern Streptomyces development. FEMS Microbiol Rev 2012; 36: 1: 206—231.

9. Yague P., Lopez-Garcia M.T., Rioseras B. et al. Pre-sporulation stages of Streptomyces differentiation: state-of-the-art and future perspectives. FEMS Microbiol.Lett 2013: 342: 2: 79—88.

10. Van Dissel D, Claessen D, van Wezel G.P. Morphogenesis of Streptomyces in submerged cultures. Adv Appl Microbiol 2014; 89: 1—45.

11. Егоров H.C. Основы учения об антибиотиках. М.: Высшая школа 1969. / EgorovN.S. Osnovy uchenija ob antibiotikah. M.: Vysshaja shko-la 1969. [in Russian]

12. Shapiro J.A. Thinking about bacterial populations as multicellular organisms. Annu Rev Microbiol 1998; 52: 81—104.

13. Miguelez E.M., Hardisson C, Manzanal M.B. Hyphal death during colony development in Streptomyces antibioticus: morphological evidence for the existence of a process of cell deletion in a multicellular prokaryote. J Cell Biol 1999; 145: 3: 515—525.

14. Miguelez E.M., Hardisson C, Manzanal M.B. Streptomycetes: a new model to study cell death. Internatl Microbiol 2000; 3: 3: 153—158.

15. Elliot M.A., ButtnerM.J, Nodwell JR. Multicellular development in Streptomyces. In « Myxobacteria: Multicellularity and differentiation». / Ed. Whirworth D.E. 2008 ASM Press, 419—438 ASM Press, Herndon,VA Washington, D.C.

16. Rosenberg S.M. Life, death, differentiation, and the multicellularity of bacteria. PLoS Genetics 2009; 3: e1000418

В цикле развития стрептомицетов присутствует программируемая клеточная смерть как его неотъемлемая часть, процесс, который до недавнего времени рассматривался как одна из специфических характеристик многоклеточных организмов. Программируемая клеточная смерть имеет ключевое значение для морфогенеза и формирования биосинтетического аппарата вторичного метаболизма стрептомицетов. Наличие у них программируемой клеточной смерти поддерживает гипотезу о сходстве их с многоклеточными организмами.

Особенности строения, роста и развития стрептомицетов с определённостью могут рассматриваться как один из наиболее удачных путей продвижения бактерий по пути «многокле-точности», обеспечивающей наилучшую приспособленность к быстро и резко меняющимся условиям внешней среды.

17. Claessen D, Rozen D.E., Kuipers O.P. et al. Bacterial solutions to multi-cellularity: a tale of biofilms, filaments and fruiting bodies. Nat Rev Microbiol 2014; 12: 2: 115-124.

18. LyonsN.A., Kolter R. On the evolution of bacterial multicellularity. Curr Opin Microbiol 2015; 24: 21-28.

19. Кожевина Л.С., Виноградова K.A., Струве M.E. Морфологическая и цитохимическая дифференциация колоний актиномицетов-проду-центов гелиомицина в процессе развития на плотных средах. Биол науки 1982; 8: 88—91. / Kozhevina L.S., Vinogradova K.A., Struve M.E. Morfologicheskaja i citohimicheskaja differenciacija kolonij aktinomice-tov-producentov geliomicina v processe razvitija na plotnyh sredah. Biol nauki 1982; 8: 88—91. [in Russian]

20. Flärdh K, Richards D. M, Hempel A. M. et al. Regulation of apical growth and hyphal branching in Streptomyces. Curr Opin Microbiol 2012; 15: 6: 737—743.

21. Hempel A.M., Cantlay S, Molle V. et al. The Ser/Thr protein kinase AfsK regulates polar growth and hyphal branching in the filamentous bacteria Streptomyces. Proc Natl Acad Sci USA 2012; 109: 35: 2371—2379.

22. Holmes N.A., Walshawb J., Leggetta R.M. et al. Coiled-coil protein Scy is a key component of a multiprotein assembly controlling polarized growth in Streptomyces. Proc Nat Acad Sci 2012; 110: 5: 397—406.

23. Saalbach G, Hempel A.M., Vigouroux M. et al. Determination of phosphorylation sites in the DivlVA cytoskeletal protein of Streptomyces coelicolor by targeted LC-MS/MS. J Proteome Res 2013; 12: 9: 4187 Flärdh4192.

24. Fuchino K, Bagch S, Cantlay S.et al. Dynamic gradients of an intermediate filament-like cytoskeleton are recruited by a polarity landmark during apical growth. Proc Nat Acad Sci 2013; 110: 21: 1889—1897.

25. Pet0iekovä K., Pet0ieek M. Eukaryotic-type protein kinases in Streptomyces coelicolor: variations on a common theme. Microbiology 2003; 149: 7: 1609—1621.

26. Claessen D, Rink R, de Jong W. et al. A novel class of secreted hydrophobic proteins is involved in aerial hyphae formation of Streptomyces coelicolor by forming amyloid-like fibrils. Genes Dev 2003; 17: 14: 1714—1726.

27. Claessen D, de Jong W, Dijkhuizen L, Wösten H.A. Regulation of Streptomyces development: reach for the sky! Trends Microbiol 2006; 14: 7: 313—319.

28. Bush M.J., Tschown N, Schlimpert S. et al. c-di-GMP signalling and the regulation of developmental transitions in streptomycetes. Nat Revs Microbiol 2015; 13: 12: 749—760.

29. Barka E.A., Vatsa P., Sanchez L. et al. Taxonomy, physiology, and natural products of Actinobacteria. Microbiol Mol Biol Rev 2016; 80: 1—43. doi:10.1128/MMBR.00019-15

30. Capstick D.S., Willey J.M., Buttner M.J., Elliot M.A. SapB and the chaplins: connections between morphogenetic proteins in Streptomyces coelicolor. Mol.Microbiol 2007; 64: 3: 602—613.

31. de Jong W, Wosten H.A.B., Dijkhuizen L, Claessen D. Attachment of Streptomyces coelicolor is mediated by amyloidal fimbriae that are anchored to the cell surface via cellulose. Mol Microbiol 2009; 73: 6: 1128—1140.

32. Chater K.F., Biro S, Lee K.J. et al.The complex extracellular biology of Streptomyces. FEMS Microbiol Rev 2010; 34: 2: 171—198.

33. Pérez J., Muñoz-Dorado J., Braña A.F. et al. Myxococcus xanthus induces actinorhodin overproduction and aerial mycelium formation by Streptomyces coelicolor. Microbial Biotechnol 2011; 4: 2: 175—183.

34. Хохлов A.C., Товарова И.И., Борисова Л.Н. и др. A-фактор, ответственный за биосинтез стрептомицина мутантными штаммами Actinomyces streptomycini. Доклады AH CCCP. 1967; 177: 1: 232—235. / Hohlov A.S., Tovarova I.I., Borisova L.N. i dr. A-faktor, otvetstvennyj za biosintez streptomicina mutantnymi shtammami Actinomyces streptomycini. Doklady AN CCCR. 1967; 177: 1: 232—235. [in Russian]

35. Traag B.A, van Wezel G.P. The SsgA-like proteins in actinomycetes: small proteins up to a big task. Antonie van Leeuwenhoek 2008; 94: 85—97.

36. McCormick JR. Cell division is dispensable but not irrelevant in Streptomyces, Curr Opin Microbiol. 2009; 12: 6: 689—698.

37. Tsypik O, Yushchuk O., Zaburannyi N. et al. Transcriptional regulators of GntR family in Streptomyces coelicolor A3(2): analysis in silico and in vivo of YtrA subfamily. Folia Microbiol 2015; 6: 3: 209—220.

38. Виноградова K.A., Кожевин П.А. Взаимоотношения актиномицетов с почвенными грибами и их использование для биологического контроля фитопатогенов. Микология и фитопатол 2011; 45: 4: 289—302. / Vinogradova K.A., Kozhevin P.A. Vzaimootnoshenija aktino-micetov s pochvennymi gribami i ih ispol'zovanie dlja biologicheskogo kontrolja fitopatogenov. Mikologija i fitopatol 2011; 45: 4: 289—302. [in Russian]

39. Булгакова В.Г., Виноградова К.А., Орлова Т.И. и др. Действие антибиотиков как сигнальных молекул. Антибиотики и химиотер 2014; 59: 1—2: 36—43. / Bulgakova V.G., Vinogradova K.A., Orlova T.I. i dr. Dejstvie antibiotikov kak signal'nyh molekul. Antibiotiki i himioter 2014; 59: 1—2: 36—43. [in Russian]

40. Кожевин П.А., Виноградова К.А., Булгакова В.Г.Природные функции антибиотиков как «информбиотиков». Вестник МГУ 2014; 17: 3: 3—9. / Kozhevin P.A., Vinogradova K.A., Bulgakova V.G. Prirodnye funkcii antibiotikov kak «informbiotikov». Vestnik MGU 2014; 17: 3: 3—9. [in Russian]

41. Yim G.,Wang H.H., Davies J. Antibiotics as signalling molecules. Philos. Trans R Soс Lond B Biol Sci 2007; 362: 1483: 1195—1200.

42. Fajardo A., Martinez J.L. Antibiotics as signals that trigger bacterial responses. Curr Opin Microbiol 2008; 11: 2: 161—167.

43. Aminov R.I. Horizontal gene exchange in environmental microbiota. Front. Microbiol 2011; 2: 158.

44. Blázques J., Couce A., Rodrígues-Beltrán J., Rodrígues-Rojas A. Antimicrobials as promoters of genetic variation. Curr Opin Microbiol 2012; 15: 5: 561—569.

45. Vaz Jauri P., Bakker M.G., Salomon C.E., Kinkel L.L. Subinhibitory antibiotic concentrations mediate nutrient use and competition among soil Streptomyces. PLoS ONE 2013; 8: e81064.

46. Гордеева А.В., Лабас Ю.А., Звягильская P.A. Апоптоз одноклеточных организмов: механизмы и эволюция. Биохимия 2004; 69: 10: 1301—1313. / Gordeeva A.V., Labas Ju.A., Zvjagil'skaja R.A. Apoptoz odnokletochnyh organizmov: mehanizmy i jevoljucija. Biohimija 2004; 69: 10: 1301—1313. [in Russian]

47. Гордеева А.В., Лабас Ю.А. Одноклеточные альтруисты. Природа 2005; 6: 41—48. / Gordeeva A.V., Labas Ju.A. Odnokletochnye al'truisty. Priroda 2005; 6: 41—48 [in Russian]

48. Engelberg-Kulka H., Amitai S., Kolodkin-Gal I., Hazan R. Bacterial programmed cell death and multicellular behavior in bacteria. PLoS.Genet. 2006; 2:10: 1518—1526.

49. Кокшарова О.А. Бактерии и феноптоз. Биохимия 2013; 78: 9: 1229— 1238. / Koksharova O.A. Bakterii i fenoptoz. Biohimija 2013; 78: 9: 1229—1238

50. Allocati N., Masulli M., Di Ilio C., De Laurenzi V. Community: a programmed cell death in bacteria. Cell Death Dis 2015;6: e1609; doi:10.1038 /cddis.2014.570

51. Филиппова C.H., Виноградова К.А. Программируемая клеточная смерть как одна из стадий дифференциации стрептомицетов./в печати / Filippova S.N., Vinogradova K.A. Programmiruemaja kletochnaja smert' kak odna iz stadij differenciacii streptomicetov./v pechati [in Russian]

52. Manteca Á., Fernandes M., Sánchez J. Mycelium development in Streptomyces antibioticus ATCC11891 occurs in an orderly pattern which determines multiphase growth curves. BMC Microbiol 2005; 5: 51.

53. Yagüe P., Rodriguez-Garcia A., Lopez-Garcia M.T. et al. Transcriptomic analysis of Streptomyces coelicolor differentiation in solid sporulating cultures: first compartmentalized and second multinucleated mycelia have different and distinctive transcriptomes. PLoS One. 2013b; 8: 3: e60665.

54. Rioseras B., López-García M.T., Yagüe P. et al. Mycelium differentiation and development of Streptomyces coelicolor in lab-scale bioreactors: programmed cell death, differentiation, and lysis are closely linked to unde-

cylprodigiosin and actinorhodin production. Bioresource Technol 2014; 151: 191-198.

55. Yague P., Lopez-Garcia M. T., Rioseras B.et al. New insights on the development of Streptomyces and their relationships with secondary metabolite production. Curr Trends Microbiol 2012; 8: 65—73.

56. Erental A., Kalderon Z, Saada A.. et al. Apoptosis-like death, an extreme SOS response in Escherichia coli. mBio.2014. doi: 10.1128/mBio.01426-14.

57. Sevillano L, Diaz M, Yamaguchi Y.et al. Identification of the first functional toxin-antitoxin system in Streptomyces. PLoS One 2012; 7: 3: e32077.

58. Прозоров A.A., Даниленко В Н. Системы «токсин-антитоксин» у бактерий: инструмент апоптоза или модуляторы метаболизма? Микробиология 2010; 79: 2: 147—159. / ProzorovA.A., Danilenko V.N. Sistemy «toksin-antitoksin» u bakterij: instrument apoptoza ili modulatory metabolizma? Mikrobiologija 2010; 79: 2: 147—159. [in Russian]

59. Pandey D.P., Gerdes K. Toxin-antitoxin loci are highly abundant in free-living but lost from host-associated prokaryotes. Nucleic Acids Res 2005; 33: 3: 966—976.

60. Schuster C.F., Bertram R. Toxin-antitoxin systems are ubiquitous and versatile modulators ofprokaryotic cell fate. FEMS Microbiol Lett 2013; 340: 2: 73—85.

61. Николаев Ю.А., Плакунов В.К. Биоплёнка — «город микробов» или аналог многоклеточного организма? Микробиология 2007; 76: 2: 149—163. / Nikolaev Ju.A., Plakunov V.K. Bioplenka — «gorod mikrobov» ili analog mnogokletochnogo organizma? Mikrobiologija 2007; 76: 2: 149—163.

62. Виноградова K.A., Булгакова В.Г., Полин А.Н, Кожевин П.А. О [in Russian] биоплёнках стрептомицетов. II. Биотехнологическое использование. Антибиотики и химиотер 2015; 60: 5—6: 27-33. / Vinogradova K.A., Bulgakova V.G., Polin A.N., Kozhevin P.A. O bio-plenkah streptomicetov. II. Biotehnologicheskoe ispol'zovanie. Antibiotiki i himioter 2015; 60: 5—6: 27—33. [in Russian]

63. Kim Y.M., Kim J.H. Formation and dispersion of mycelial pellets of Streptomyces coelicolor A3 (2). J Microbiol 2004; 42: 1: 64—67.

64. van Dissel D, Claessen D, Roth M, van Wezel G.P. A novel locus for mycelial aggregation forms a gateway to improved Streptomyces cell factories. Microbial Cell Factories 2015; 14: 44: 2—10.

65. Petraekova D., Buriankova K., Tesaoova E. et al. Surface hydrophobicity and roughness influences the morphology and biochemistry of strepto-mycetes during attached growth and differentiation. FEMS Microbiol Lett. 2013; 342: 2: 147—156.

66. Winn M, Casey E, Habimana O, Murphy C.D. Characteristic of Streptomyces griseus biofilms in continuous flow tubular reactors. FEMS Microbiol Lett. 2014; 352: 2: 157—164.

67. Qureshi N, Annous B.A., Ezeji T.C. et al. Biofilm reactors for industrial bioconversion processes: employing potential of enchanced reaction rates. Microb Cell Fact 2005; 4: 24.

68. Максимова Ю.Г. Микробные биоплёнки в биотехнологических процессах. Биотехнология 2013; 4: 9—23. / Maksimova Ju.G. Mikrobnye bioplenki v biotehnologicheskih processah. Biotehnologija 2013; 4: 9—23. [in Russian]

69. Sarkar S, Saha M, Roy D. et al. Enhanced production of antimicrobial compounds by three salt-tolerant actinobacterial strains isolated from the Sundarbans in a niche-mimic bioreactor. Mar Biotechnol (NY) 2008; 10: 5: 518—526.

70. Журина М.В., Стрелкова E.A., Плакунов В.К., Беляев С.С. Влияние состава реконструированных биоплёнок на активность парафино-кисляющих бактерий. Микробиология 2008; 77: 5: 701—703. / Zhurina M.V., Strelkova E.A., Plakunov V.K., Beljaev S.S. Vlijanie sosta-va rekonstruirovannyh bioplenok na aktivnost' parafinokisljajushhih bakterij. Mikrobiologija 2008; 77: 5: 701—703. [in Russian]

71. Morales D.K., Ocampo W, Zambrano M.M. Efficient removal ofhexava-lent chromium by the toxic effect of metal exposure. Appl Microbiol 2007; 193: 6: 2704—2712.

72. Виноградова К.А., Полторак В.А., Огуаква Д.У. и др. Антибиотики 11—98, выделение и свойства. Антибиотики 1967; 12: 7: 558—564. / Vinogradova K.A., Poltorak V.A., Oguakva D.U. i dr. Antibiotiki 11—98, vydelenie i svojstva. Antibiotiki 1967; 12: 7: 558—564. [in Russian]

73. Виноградова К.А., Кириллова Н.П., Соколова 3.1. и др. О структуре гелиомицина, продуцируемого Streptomyces heliomycini, и антибиотика 11—98, продуцируемого Streptomyces olivocinereu. Антибиотики 1991; 36: 3: 28—29. / VinogradovaK.A., KirillovaN.P., SokolovaZ.G. i dr. O strukture geliomicina, produciruemogo Streptomyces heliomycini, i antibiotika 11—98, produciruemogo Streptomyces olivocinereu. Antibiotiki 1991; 36: 3: 28—29. [in Russian]

74. Виноградова К.А., Соколова 3.Г, Степанов А.Л., Кожевина Л.С. Кинетика роста актиномицетов на плотных средах. Микробиология 1983; 52: 2: 249—252. / Vinogradova K.A., Sokolova Z.G., Stepanov A.L., Kozhevina L.S. Kinetika rosta aktinomicetov na plotnyh sredah. Mikrobiologija 1983; 52: 2: 249—252. [in Russian]

75. Кожевина Л.С., Виноградова К.А., Кожевин П.А.., Силаев А.Б. Изучение связи роста и морфологической дифференциации с антибио-тикообразованием у культур — продуцентов гелиомицина. Антибиотики 1976; 21: 8: 709—714. / Kozhevina L.S., Vinogradova K.A., Kozhevin P.A., Silaev A.B. Izuchenie svjazi rosta i morfologicheskoj dif-ferenciacii s antibiotikoobrazovaniem u kul'tur — producentov geliomic-ina. Antibiotiki 1976; 21: 8: 709—714. [in Russian]

76. Виноградова К.А., Дуда В.И., Моносов Э.З., Васильева Л.С. Локализация антибиотика гелиомицина в колониях и мицелии Actinomyces variabilis и Actinomyces olivocinereus. Доклады АН СССР 1974; 216: 1: 205—208. / Vinogradova K.A., Duda V.l., Monosov Je.Z, Vasil'eva L.S. Lokalizacija antibiotika geliomicina v kolonijah i micelii Actinomyces variabilis i Actinomyces olivocinereus. Doklady AN SSSR 1974; 216: 1: 205—208. [in Russian]

77. Кожевина Л.С., Виноградова К.А., Струве М.Е. Морфологическая и цитохимическая дифференциация колоний актиномицетов — продуцентов гелиомицина в процессе развития на плотных средах. Биол науки 1982; 8: 88—91. / Kozhevina L.S., Vinogradova K.A., Struve M.E. Morfologicheskaja i citohimicheskaja differenciacija kolonij aktin-omicetov — producentov geliomicina v processe razvitija na plotnyh sredah. Biol nauki 1982; 8: 88—91. [in Russian]

78. Кожевина Л.С., Виноградова К.А. Изучение количественных закономерностей роста актиномицетов — продуцентов гелиомицина на плотных средах в сязи с дифференциацией. Вестник МГУ 1982; 16: 4: 44—46. / Kozhevina L.S., Vinogradova K.A. Izuchenie kolich-estvennyh zakonomernostej rosta aktinomicetov — producentov geliomicina na plotnyh sredah v sjazi s differenciaciej. Vestnik MGU 1982; 16: 4: 44—46. [in Russian]

79. Соколова З.Г., Виноградова К.А., Артюхова В.И. Влияние концентрации глюкозы на рост и морфологию колоний стрептомицетов на плотных средах. Вестник МГУ 1985; 16: 1: 61—66. / Sokolova Z.G., Vinogradova K.A., Artjuhova V.I. Vlijanie koncentracii gljukozy na rost i morfologiju kolonij streptomicetov na plotnyh sredah. Vestnik MGU 1985; 16: 1: 61-66. [in Russian]

80. ЗвягинцевД.Г., Виноградова К.А., Ефременкова Л.М. Прямое микроскопическое выявление в почве актиномицета-продуцента люми-несцирующего антибиотика. Микробиология 1976; 45: 2: 337—341. / Zvjagincev D.G., Vinogradova K.A., Efremenkova L.M. Prjamoe mikroskopicheskoe vyjavlenie v pochve aktinomiceta-producenta ljumi-nescirujushhego antibiotika. Mikrobiologija 1976; 45: 2: 337—341. [in Russian]

СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:

Виноградова Ксения Александровна — к. б. н., старший научный сотрудник кафедры микробиологии биологического факультета МГУ им. М. В. Ломоносова Булгакова Вера Георгиевна — к. б. н., старший научный сотрудник кафедры микробиологии биологического факультета МГУ им. М. В. Ломоносова

81. Raaijmakers J.M., Mazzola M. Diversity and natural functions of antibiotics produced by beneficial and plant pathogenic bacteria. Ann. rev of Phytopathol 2012; 50: 403-424.

82. Кожевин П.А., Виноградова K.A., Булгакова ¿./.Почвенная антибиотическая резистома. Вестник МГУ 2013; 17: 2: 3—10. / Kozhevin P.A., Vinogradova K.A., Bulgakova V.G. Pochvennaja antibioticheskaja rezistoma. Vestnik MGU 2013; 17: 2: 3—10. [in Russian]

83. Hansen L.H., Ferrari B., Sorensen S.J. Detection of oxytetracycline production by Streptomyces rimosus in soil microcosms by combining whole-cell biosensor and flow cytometry. Appl Environ Microbiol 2001; 67: 1: 239—244.

84. Виноградова К.А., Ефременкова Л.М., Звягинцев ДГ.Определение антибиотической активности почвенных актиномицетов — продуцентов антибиотиков в местах их непосредственного обитания. Сб. «Биологическая диагностика почв». М.: Наука, 1976; 51—52. / Vinogradova K.A., Efremenkova L.M., Zvjagincev D.G. Opredelenie antibioticheskoj aktivnosti pochvennyh aktinomicetov — producentov antibiotikov v mestah ih neposredstvennogo obitanija. Sb. «Biologicheskaja diagnostika pochv». M.: Nauka, 1976; 51—52. [in Russian]

85. Ефременкова Л.М., Виноградова К.А., Звягинцев ДГ.Распростране-ние и развитие Actinomyces olivocinereus в почвах разных типов. Сб. «Биологическая диагностика почв». М.: Наука, 1976; 92—93. / Efremenkova L.M., Vinogradova K.A., Zvjagincev D.G. Rasprostranenie i razvitie Actinomyces olivocinereus v pochvah raznyh tipov. Sb. «Biologicheskaja diagnostika pochv». M.: Nauka, 1976; 92—93. [in Russian]

86. Ефременкова Л.М., Кожевин П.А., Виноградова К.А., Звягинцев Д.Г. Изучение динамики популяции Streptomyces olivocinereus в почве. Микробиология 1978; 47: 5: 871—875. / Efremenkova L.M., Kozhevin P.A., Vinogradova K.A., Zvjagincev D.G. Izuchenie dinamiki populjacii Streptomyces olivocinereus v pochve. Mikrobiologija 1978; 47: 5: 871—875. [in Russian]

87. Виноградова К.А., ПетроваЛ.И., Соколова З./.Распространение бурых актиномицетов в почвах СССР. Биологические науки. Сер. почвоведение 1971; 4: 122—125. / Vinogradova K.A., Petrova L.I., Sokolova Z.G. Rasprostranenie buryh aktinomicetov v pochvah SSSR. Biologicheskie nauki. Ser. pochvovedenie 1971; 4: 122—125. [in Russian]

Полин Анатолий Николаевич — д. б. н., ведущий научный сотрудник кафедры микробиологии биологического факультета МГУ им. М. В. Ломоносова