CC BY
31
УДК 619:595.772:616.995.7
DOI: 10.31016/1998-8435-2020-14-3-40-52
Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae): ветеринарное значение. Обзор
Михаил Алексеевич Левченко, Елена Анатольевна Силиванова *
Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной энтомологии и арахнологии -филиал Федерального государственного бюджетного учреждения науки Федерального исследовательского центра Тюменского научного центра Сибирского отделения Российской академии наук, Россия, г. Тюмень, 625041, ул. Институтская, 2, e-mail: levchenko-m-a@mail.ru; 11eas@vniivea.ru
Поступила в редакцию: 07.02.2020; принята в печать: 01.07.2020
Аннотация
Цель исследований: анализ и обобщение литературных данных об участии осенней жигалки Stomoxys calcitrans в распространении возбудителей заболеваний сельскохозяйственных животных.
Материалы и методы. Проведен анализ литературных данных из зарубежных источников за последние 30 лет, проиндексированных в базах PubMed, Crossref, Web of Science и Scopus, о S. calcitrans как потенциальном переносчике возбудителей болезней сельскохозяйственных животных.
Результаты и обсуждение. Приведен литературный обзор по оценке экономического влияния осенней жигалки S. calcitrans на животноводство, а также о возможном участии имаго S. calcitrans в передаче вирусов, бактерий, простейших и гельминтов, которые являются возбудителями болезней животных.
Ключевые слова: осенняя жигалка; зоофильные мухи; кровососущие мухи; патогены; экономический ущерб
Прозрачность финансовой деятельности: Никто из авторов не имеет финансовой заинтересованности в представленных материалах или методах
Конфликт интересов отсутствует
Для цитирования: Левченко М. А., Силиванова Е. А. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae): ветеринарное значение. Обзор // Российский паразитологический журнал. 2020. Т. 14. № 3. С. 40-52. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2020-14-3-40-52
© Левченко М. А., Силиванова Е. А., 2020
* В предыдущем номере журнала (№ 2) допущена ошибка по адресу авторов статьи.
Правильный адрес: Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной энтомологии и арахнологии - филиал Федерального государственного бюджетного учреждения науки Федерального исследовательского центра Тюменского научного центра Сибирского отделения Российской академии наук, Россия, г. Тюмень, 625041, ул. Институтская, 2.
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License. The content is available under Creative Commons Attribution 4.0 License.
Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae): Value for Veterinary Medicine. Review
Mikhail A. Levchenko, Elena A. Silivanova
All-Russian Science Research Institute of Veterinary Entomology and Arachnology - Branch of the Federal State Budgetary Institution of Science "Federal Research Center "Tyumen Scientific Center of the Siberian Branch of the Russian Academy of Sciences", 2 Institutskaya st., Tyumen, 625041, Russia, e-mail: levchenko-m-a@mail.ru; 11eas@vniivea.ru
Received on: 07.02.2020; accepted for printing on: 01.07.2020
Abstract
The purpose of the research is analysis and compilation of literature data on involvement of the stable fly Stomoxys calcitrans in the spread of livestock animal pathogens.
Materials and methods. We have analyzed literature data from foreign sources over the past 30 years, which are indexed in the PubMed, Crossref, Web of Science and Scopus databases, about S. calcitrans as a potential vector of livestock animal pathogens.
Results and discussion. A literature review is presented on assessment of economic impact by the stable fly S. calcitrans on animal husbandry, as well as possible involvement of the S. calcitrans imago in the transmission of viruses, bacteria, protozoa and helminths which are animal pathogens.
Keywords: stable fly; zoophilous flies; blood-sucking flies; pathogens; economic damage
Financial Disclosure: No author has a financial or property interest in any material or method mentioned
There is no conflict of interests
For citation: Levchenko M. A., Silivanova E. A. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae): Value for Veterinary Medicine. Review. Rossiyskiy parazitologicheskiy zhurnal = Russian Journal of Parasitology. 2020; 14 (3): 40-52. (In Russ.).
https://doi.org/10.31016/1998-8435-2020-14-3-40-52
Введение
Осенняя жигалка Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) является одним из основных видов зоофильных мух, обитающих в животноводческих и птицеводческих хозяйствах на территории нашей страны и за рубежом [2, 5-7, 10, 31, 48]. По данным российских авторов, доля имаго осенних жигалок в популяции зоофильных мух на животноводческих объектах может варьировать от 1,2 до 13% [1, 4, 6].
В последние несколько десятилетий на пастбищах отмечают вспышки численности S. calcitrans, что связано с отходами, накопленными в результате кормления животных в зимний период, разведением крупномасштабных сельскохозяйственных культур вблизи мест содержания крупного рогатого скота, и/ или непреднамеренным использованием органических удобрений [8, 16, 23, 29].
В условиях фермы, преодолевая расстояния в несколько сотен метров, 5. сакйтат является важным фактором в механической передаче микроорганизмов [38].
При нападении 5. сакйтат на теплокровных и питании их кровью у животных от их укусов возникает усиление защитных реакций, например, таких как изменение уровня кортизола в крови, развитие периваскуляр-ного и интерстициального дерматита с одновременным увеличением нейтрофилов и моноцитов в крови, которые связаны со специфическим воспалительным ответом, снижение среднесуточных приростов и изменение поведенческих реакций в виде стресса и тревоги, в том числе ухудшение пищевого поведения у коров [15, 18, 24, 25, 67].
Изучение жизнедеятельности 5. са1сигат в условиях животноводческих ферм и мест
выпаса животных может помочь контролировать их численность, а также передачу этими насекомыми патогенных агентов [36, 41, 58].
Материал, касающийся ветеринарного значения S. calcitrans и методов борьбы с ними, был ранее приведен в обзорной статье Baldacchino et al., 2013 [7]. В нашей статье мы приводим дополнительные сведения об опасности и вреде для животных, связанном со S. calcitrans.
Экономические потери
Многие фермеры по разведению сельскохозяйственных животных несут убытки от нападения S. calcitrans в виде потери продуктивности и снижения качества продукции [12-14]. Так, у свиней при нападении мух S. calcitrans отмечают снижение прироста живой массы на 1,2-2,4% [46]. При оценке экономического воздействия от этих насекомых в Мексике были подсчитаны ежегодные потери продуктивности крупного рогатого скота, которые составили 6,78 млн. долларов США [56], а в Бразилии такие потери составили 340 млн. долларов США [32]. В 2005-2009 гг. в США средний ежемесячный уровень национальных потерь, связанных с S. calcintrans, оценен в 360 млн. долларов у молочного скота, 358 млн. долларов для телят, 1268 млн. долларов для крупного рогатого скота на пастбищах и 226 млн. долларов для крупного рогатого скота на откорме, а общее отрицательное влияние на животноводство США составило 2211 млн. долларов в год [65].
Передача патогенов
Опасность и вред, наносимый S. calcitrans животноводству, нельзя недооценивать. В процессе их жизнедеятельности возможна передача различных патогенов (вирусов, грибов, бактерий и др.) среди животных и людей [7, 11, 28]. Мухи S. calcitrans могут быть потенциальными распространителями патогенных агентов у крупного рогатого скота [22], лошадей, свиней и других животных [7]. В табл. 1 перечислены патогены (вирусы, бактерии, риккетсии, простейшие, микоплазмы и др.), возможность передачи которых описана в литературных источниках.
Вирусы
По сведениям Saegerman et al. (2018) риск появления кожно-узелковой болезни, или нодулярного дерматита, (Lumpy
skin disease - LSD), который вызывает ДНК-содержащий вирус из семейства Poxviridae и рода Capripoxvirus, во Франции связан с импортом переносчиков, в том числе S. calcitrans в грузовиках для животных [57]. Нодулярный дерматит крупного рогатого скота - это высоко контагиозное заболевание, которое приводит к значительным экономическим потерям [42]. В 2014 г. оно было впервые зарегистрировано в Европейском союзе (на Кипре), затем о нем сообщили в 2015 г. (в Греции), и в 2016 г. оно распространилось по балканским странам. Косвенная передача вируса преобладает на небольших расстояниях, но передача между отдаленными стадами и между странами обычно происходит в результате перемещения зараженного скота или переносчиков, в том числе S. calcitrans, обнаруживаемых главным образом в грузовиках для животных [57]. Также подтверждено, что S. calcitrans является потенциальным переносчиком данного заболевания, в том числе на молочных фермах [37, 40]. Эту болезнь описывали ранее Yeruham et al. (1995), когда 14 из 17 молочных стад в израильской деревне Педуим заразились массовой инфекцией [68]. По наблюдениям авторов, болезнь проявлялась бугристыми кожными образованиями в течение 37 сут в августе и сентябре 1989 г. Эти же авторы косвенно свидетельствовали о том, что исходная инфекция была доставлена в Педуим и распространена S. calcitrans [68].
При участии S. calcitrans также возможна передача и вируса африканской чумы свиней (African swine fever virus - ASFV). Согласно Olesen et al., 2018 [44, 45] наличие инфекционного ASFV у этих мух после кормления ви-ремической кровью означает, что такие мухи способны переносить инфекционный вирус. В работе Власова и соавт. (2019) также подтверждено сохранение вируса в организме осенних жигалок и показана возможность заражения свиней при внутримышечном введении им суспензии мух, кормившихся вируссо-держащей кровью [3].
При изучении возможности передачи вируса репродуктивно-респираторного синдрома свиней (Porcine reproductive and respiratory syndrome virus - PRRSV) Rochon et al. (2011) пришли к заключению, что объем крови, содержащийся в закрытых частях рта S. calcitrans во время кормления кровью, является недо-
30
с
о ю
Таблица 1
Патогены животных, возможным переносчиком которых может являться S. calcitrans
Инфекционный агент Данные о передаче Источник литературы
Вирусы Вирус кожно-узелковой болезни (Lumpy skin disease virus - LSDV) Экспериментальные данные положительные [37, 40, 57, 68]
Вирус африканской чумы свиней (African swine fever virus - ASFV) Экспериментальные данные положительные [44, 45]
Вирус репродуктивно-респираторного синдрома свиней (porcine reproductive and respiratory syndrome virus - PRRSV) Экспериментальные данные отрицательные [53, 54]
Вирус бычьей папилломы (Bovine papillomavirus - BPV) Экспериментальные данные положительные [26, 34]
Вирус диареи крупного рогатого скота (Bovine viral diarrhea virus - BVDV) Экспериментальные данные положительные [64]
Бактерии Escherichia coli Экспериментальные данные положительные и отрицательные [19, 20,21,50,51,52]
Campylobacter Экспериментальные данные положительные [33, 63]
Mycobacterium Экспериментальные данные положительные [27]
Риккетсии Anaplasma marginale Экспериментальные данные положительные [9]
Theileria Babesia Экспериментальные данные положительные [17]
Микоплазмы Mycoplasma (E.) wenyonii Экспериментальные данные положительные [35]
Eperythrozoon suis splitter Экспериментальные данные положительные [49]
Простейшие Besnoitia besnoiti Экспериментальные данные и естественная передача [30, 39, 49, 60,61]
Trypanosoma evansi Экспериментальные данные положительные и отрицательные [43, 55]
T. vivax Экспериментальные данные положительные [62]
Гельминты Habronema muscae H. microstoma Draschia megastoma Экспериментальные данные положительные и отрицательные [59, 66]
Trichuris vulpis Экспериментальные данные положительные [47]
ш тз
3
тз
Примечание: Экспериментальные данные положительные - авторы приводят факты о возможной передачи инфекционного агента мухами S. calcitrans и/или выделяют из различных частей его из S. calcitrans; экспериментальные данные отрицательные - авторы приводят факты о невозможности передачи инфекционного агента мухами S. calcitrans; естественная передача - авторами установлена естественная передача животным патогена мухами S. calcitrans.
статочным для доставки инфекционной дозы вируса и вряд ли они передают PRRSV от одной свиньи к другой [53]. В дополнительных экспериментах с использованием выделения вируса и количественной обратной транскрипции ПЦР (qRT-PCR) Rochon et al. (2015) установили, что при скармливании S. calcitrans крови с живым вирусом репродуктивного и респираторного синдрома свиней (PRRSV) размножение его в пищеварительной системе и в гемолимфе мух после внутригрудной инъекции не происходит [54].
Известно о возможном участии мух S. calcitrans в передаче вируса бычьей папиломы (Bovine papillomavirus - BPV) и возникновении лошадиного саркоидоза [26, 34]. Результаты экспериментов Haspeslagh et al. (2018) показали, что передача BPV при участии S. calcitrans является возможной и более вероятно, что это произойдет после контакта с бычьими папилломами, чем с лошадиными сар-коидами [34]. Дополнительно они сообщали, что передача возможна только после контакта мух с пораженной тканью.
Лошадиный саркоидоз, предположительно вызванный вирусом бычьей папилломы (BPV) типа 1 или 2, обычно наблюдают в ранее травмированных участках кожи, включая очаги габронемоза из-за инокуляции личинок третьей стадии в изъязвленных ранах S. calcitrans [26].
В ходе экспериментов по изучению возможности передачи мухами S. calcitrans вируса диареи крупного рогатого скота (Bovine viral diarrhea virus - BVDV) Tarry et al. (1991) установили, что, при даче мухам корма, содержащего 104,5 инфекционной дозы на культуре тканей (TCID50) нецитопатического BVDV/ мл сыворотки с последующим естественным питанием насекомых кровью на животных, находящихся в изоляции от данного вируса, возможность выделения вируса от животных-реципиентов сохранялась в течение 72 ч после передачи, а от мух - в течение 96 ч после инфекционного кормления [64].
Бактерии
Ветеринарное и медицинское значение имеют многие виды энтеробактерий, которые могут вызывать различные заболевания у животных, и вероятно, передаваться при помощи S. calcitrans [20, 21, 51, 52]. Участие S. calcitrans в передаче этих патогенов может быть косвен-
но подтверждено исследованиями de Castro et al. (2008) по высеванию энтеробактерий из S. calcitrans, собранных в окрестностях молочных ферм штата Рио-де-Жанейро, Бразилия [19]. По исследованиям Castro et al. (2010) двадцать различных видов энтеробактерий были выделены и идентифицированы, из них кишечная палочка Escherichia coli была наиболее частым видом [20].
Известно, что мухи, зараженные E. coli, сохраняют ее в той или иной степени на стадии личинки и куколки и тем самым могут быть природным резервуаром этого возбудителя [51, 52]. Исследования с целью подтвердить наличие шига-токсигенных штаммов E. coli (STEC) в трех различных анатомических частях S. calcitrans выявили потенциальную роль этих мух как носителей патогенных бактериальных агентов [21]. Вместе с тем, литературные сведения по переносу E. coli жигалками неоднозначны. Так, Puri-Giri et al. (2016) пришли к выводу, что эти мухи, вероятно, не играют роли биологического вектора и/или резервуара STEC-8 на откормочных площадках крупного рогатого скота [50].
Мухи S. calcintrans могут быть потенциальными распространителями кампилобактерий и микобактерий. Так, Hald et al. (2008), исследовав возможность носительства бактерий Campylobacter мухами S. calcitrans, собранных в окрестностях птицефабрики, получили положительные результаты [33]. Исследования Szalanski et al. (2004) также показали, что S. calcitrans способны переносить Campylobacter в птицеводческих хозяйствах Северной Америки [63]. Fischer et al. (2001) выделили микобактерий (Mycobacterium scrofulaceum) из взрослых мух S. calcitrans, отловленных из мест разведения скота и свиней [27]. По мнению авторов, микобактерии могут распространяться взрослыми мухами S. calcitrans, которые контактировали с загрязненным этим патогеном материалом.
Риккетсии
Обнаружение ДНК Anaplasma marginale (возбудитель анаплазмоза) у S. calcitrans, пойманных рядом со стадом крупного рогатого скота, которое содержалось без клещей в течение 40 лет, и в котором иногда возникали клинические случаи анаплазмоза, позволило Bautista et al. (2018) предположить, что передача A. marginale осуществляется механиче-
ским путем и это способствует циркуляции и поддержанию микроорганизма в конкретном стаде крупного рогатого скота [9].
Простейшие
Предварительное исследование Lienard et al. (2013) в условиях лаборатории при использовании стеклянных кормушек выявило, что S. calcitrans могут переносить тахизоиты Besnoitia besnoiti (возбудитель бычьего безно-итиоза) из искусственно обогащенной паразитом бычьей крови в кровь, не содержащую B. besnoiti [39]. Это доказательство передачи было обеспечено путем обнаружения ДНК паразита. Другие исследователи при пересмотре способности S. calcitrans передавать вирулентные брадиозоиты B. besnoiti от хронически инфицированных коров чувствительным кроликам подтвердили, что мухи способны передавать эти патогены более эффективно, чем предполагалось ранее [61]. Оценка сохранности брадиозоитов B. besnoiti в брюшной полости у S. calcitrans показала их быстрое разрушение за 48 ч, это предполагает, что механическая передача может происходить только в короткие промежутки времени между кормлениями мух [60]. С целью изучения хронологии развития безноитиоза Gollnick et al. (2015) наблюдали за совместно содержавшимися на пастбище в течение 12 недель здоровыми телками и зараженными B. besnoiti коровами [30]. Контролем в этом исследовании была группа из шести здоровых телок, содержавшихся на минимальном расстоянии в 20 м от опытной группы. Авторы выявили высокие титры антител к B. besnoiti у двух ранее здоровых животных из опытной группы. У заболевших животных обнаружили большое количество ДНК паразита в образцах кожи по результатам полимеразной цепной реакции (ПЦР), и несмотря на хорошее потребление корма, наблюдали видимые и ощутимые изменения кожи, ухудшение состояния тела, и хронический ламинит, приводящий к незаживающим язвам подошвы. В контрольной группе заболевание не было зафиксировано. Выявление заболевания у двух ранее здоровых животных совпало с зарегистрированной высокой активностью S. calcintrans на пастбище [30].
В исследованиях Rodriguez et al. (2014) была показана высокая вероятность передачи Trypanosoma evansi (возбудителя трипано-
сомной инфекции) среди верблюдов в районе Канарских островов (Испания) мухами S. сalcitrans, так как в этой местности при отлове в ловушки в течение года они были единственными гематофагами [55]. По результатам опытов других исследователей о возможности передачи T. evansi мухами S. calcitrans от коз верблюдам в Кении выявлено, что мухи не смогли передать возбудителя от зараженных коз другим козам или верблюдам, но при этом трипаносомная инфекция была передана игольным уколом от зараженных коз верблюдам [43]. По мнению Sinshaw et al. (2006), на распространение T. vivax у крупного рогатого скота и мелких жвачных на границе озера Тана, Эфиопия, могут влиять S. rnlcitrans, о чем свидетельствуют факты об их преимущественном обитании (89,08%) в районах, неблагополучных по этому заболеванию [62].
Changbunjong et al. (2016) методами молекулярной идентификации (ПЦР и секве-нирование) впервые обнаружили среди мух, собранных в национальном парке Кхао Яй, Таиланд, особей S. сalcitrans, инфицированных Theileria и Babesia (возбудители пиро-плазмидозов животных) [17].
Микоплазмы
При изучении распространения микоплаз-мозов кровососущими членистоногими, были выявлены новые потенциальные переносчики возбудителей бычьих гемоплазмозов, в том числе S. calcitrans [35]. Изучение S. calcitrans в их способности передавать Eperythrozoon suis Splitter (или Mycoplasma suis, возбудитель инфекционной болезни свиней) между свиньями выявило, что успешная передача была достигнута у трех из 15 свиней [49].
Гельминты
Мухи S. calcitrans могут быть промежуточными хозяевами гельминтов. Traversa et al. (2008) использовали анализ на основе ПЦР для специфического выявления Habronema microstoma и H. muscae (Nematoda, Spirurida), которые вызывают желудочный и кожный габронемозы, с целью идентификации промежуточных хозяев обоих видов нематод в полевых условиях [66]. Авторы получили первое доказательство о векторной компетентности S. calcitrans как промежуточных хозяев H. microstoma и H. muscae в полевых условиях [66]. Schuster et al (2010) обнаружили личинок нематод H. muscae, H. microstoma и Draschia
megastoma в мухах Musca domestica в конюшне Объединенных Арабских Эмиратов при помощи ПЦР, но не подтвердили их наличие у S. calcitrans [59]. Установлено, что в условиях кинологического центра S. calcitrans может быть источником загрязнения окружающей среды путем распространения личинок экзогенными формами Trichuris vulpis, вызывающего трихуроз плотоядных животных [47].
Заключение
Анализ литературных данных по передаче патогенов S. calcitrans показал, что в этом направлении необходимо проводить дополнительные исследования, так как авторами в большинстве случаев не приводятся факты и доказательства естественной передачи животным и чаще по мнению самих же авторов передача патогенов мухами S. calcitrans представлена как возможное ими участие.
Работа выполнена в рамках программы фундаментальных научных исследований РАН (тема «Разработка средств дезинсекции объектов ветеринарного надзора»).
Литература
1. Беспалова Н. С., Агаркова О. Н. Видовая структура популяции зоофильных мух в скотоводческих хозяйствах Воронежской области // Матер. докл. науч. конф. Всерос. о-ва гельминтол. РАН «Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями».
2018. № 19. С. 57-59.
2. Веселкин Г. А. Фауна и экология мух-жигалок (Muscidae) зоны БАМа // Паразитология. 1981. Т. 15. С. 371-374.
3. Власов М. Е., Середа А. Д., Балышев В. М. Сохраняемость вируса африканской чумы свиней в осенних жигалках и падальных мухах // Ветеринария.
2019. № 8. С. 22-25. https://doi.org/10.30896/0042-4846.2019.22.8.22-25
4. Домацкий А. Н., Весёлкин Г. А. Эколого-фаунисти-ческие особенности зоофильных мух в промышленном кролиководстве // Сб. научных трудов Проблемы энтомологии и арахнологии. Тюмень, 1989. С. 103-108.
5. Павлов А. В. О видовом составе мух, встречающихся в закрытых стациях на территории Владимирской области // Материалы I Всероссийского совещания по кровососущим насекомым (Санкт-Петербург, 24-27 октября 2006 г.). Санкт-Петербург, Зоологический институт РАН, 2006. С. 145-148.
6. Романенко П. В. Фауна и экология зоофильных мух в промышленном секторе птицеводства Ивановской области // Матер. докл. науч. конф. Все-рос. о-ва гельминтол. РАН «Теория и практика
борьбы с паразитарными болезнями». 2014. № 15. С. 242-244.
7. Baldacchino F., Muenworn V., Desquesnes M. et al. Transmission of pathogens by Stomoxys flies (Diptera, Muscidae): a review. Parasite. 2013; 20: 26. https://doi. org/10.1051/parasite/2013026
8. Barros A. T. M., Koller W. W., Catto J. B. et al. Stomoxys calcitrans outbreaks in pastured beef cattle in the state of Mato Grosso do Sul, Brazil. Pesquisa Veterinaria Brasileira. 2010; 30 (11): 945-952.
9. Bautista C. R., Rodriguez T., Rojas C. et al. Molecular detection of Anaplasma marginale in stable flies Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) feeding on a tick-free bovine herd. Veterinaria Mexico 2018; 5 (1): https://doi.org/10.21753/vmoa.5.1.436
10. Birkemoe T., Sverdrup-Thygeson A. Stable fly (Stomoxys calcitrans) and house fly (Musca domestica) densities: A comparison of three monitoring methods on pig farms. Journal of Pest Science. 2011; 84 (3): 273-280. https://doi. org/10.1007/s10340-011-0352-7
11. Bittencourt A. J., De Castro B. G. Stomoxys calcitrans parasitism associated with cattle diseases in Espirito Santo do Pinhal, Rio Paulo, Brazil. Annals of the New York Academy of Sciences. 2004; 1026 (1): 219-221. https://doi.org/10.1196/annals.1307.033
12. Campbell J. B. Fly Infestations of Cattle in the United States. Conference: 41st Annual Conference of the American-Association-of-Bovine-Practitioners Location: Charlotte, NC, Date: SEP 25-27, 2008; 115-119.
13. Campbell J. B., Catangui M. A., Thomas G. D. et al. Effects of stable flies (Diptera, Muscidae) and heat-stress on weight-gain and feed conversion of feeder cattle. Journal of agricultural entomology. 1993; 10 (3): 155-161.
14. Catangui M. A., Campbell J. B., Thomas G. D. et al. Average daily gains of brahman-crossbred and english x exotic feeder heifers during long-term exposure to stable flies (Diptera, Muscidae). Journal of Economic Entomology.1995; 88 (5): 1349-1352.
15. Chagas W. N., Moraes A. P. R., Lopes C. W. G., Bittencourt A. J. Histopathologic and hemathologic changes in experimentally infested rabbits by Stomoxys calcitrans. Revista Brasileira de Medicina Veterinaria. 2011; 33 (3): 165-170.
16. Changbunjong T., Weluwanarak T., Ratanakorn P. et al. Distribution and abundance of Stomoxyini flies (Diptera: Muscidae) in Thailand. Southeast Asian Journal of Tropical Medicine and Public Health. 2012; 43 (6): 1400-1410.
17. Changbunjong T., Sungpradit S., Kanthasaewee O., Sedwisai P., Tangsudjai S., Ruangsittichai J. Molecular Detection of Theileria and Babesia in a Diversity of Stomoxyini Flies (Diptera: Muscidae)
from Khao Yaí Natíonal Park, Thaíland. Thaí Journal of Veterínary Medícíne. 2G16; 4б (2): 227-234.
18. Colwell D. D., Kavaliers M., Lysyk T. J. Stable fly, Stomoxys calcítrans, mouthpart removal ínfluences stress and antícípatory responses ín míce. Medícal and Veterínary Entomology. 1997; 11 (4): 31G-314. https://doí.org/1G.1111/j.136S-291S.1997.tbGG414.x
19. de Castro B. G., Souza M. M. S., Bittencourt A. J. Isolatíon of enterobacteríal specíes ín Stomoxys calcítrans. Cíencía Rural 2GG8; 38 (9): 26S4-26S7.
2G. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Enterobacteríal Mícrobíota on Stomoxys calcítrans External Surface. Transboundary and Emergíng Díseases. 2G1G; S7 (1-2): 22-24. https:// doí.org/1G.1111/j.186S-1682.2G1G.G1127.x
21. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Occurrence of Shíga-toxígeníc Escheríchía colí ín Stomoxys calcitrans (Díptera: Muscídae). Revísta Brasíleíra de Parasítología Veterínaría. 2G13; 22 (2): 318-321. https://doí.org/1G.1S9G/s1984-29612G13GGG2GGGS2
22. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Genetíc relatíonshíp between Escheríchía colí straíns ísolated from daíry mastítís and from the stable fly Stomoxys cakitrans. Pesquísa Veterínaría Brasíleíra. 2G16; 3б (б): 479-484. https://doí. org/1G.1S9G/sG1GG-736x2G16GGG6GGGG4
23. Dominghetti T. F., de Barros A. T., Soares C. O. et al. Stomoxys calcitrans (Díptera: Muscídae) outbreaks: current sítuatíon and future outlook wíth emphasís on Brazíl. Revísta Brasíleíra de Parasítología Veterínaría. 2G1S; 24 (4): 387-39S. https://doí. org/1G.1S9G/s1984-29612G1SG79
24. Dougherty C. T., Knapp F. W., Burrus P. B. et al. Moderatíon of grazíng behavíor of beef-cattle by stable flíes (Stomoxys calcítrans L.). Applíed Anímal Behavíour Scíence. 1994; 4G (2): 113-127.
25. Dougherty C. T., Knapp F. W., Burrus P. B. et al. Behavíor of grazíng cattle exposed to small populatíons of stable flíes (Stomoxys calcítrans L). Applíed Anímal Behavíour Scíence. 199S; 42 (4): 231-248.
26. Firmino M. O., AlvesR. C., Olinda R. G. et al. Sarcoíd Assocíated wíth Infectíon by Habronema spp. ín Equínes ín Brazíl. Acta Scíentíae Veterínaríae. 2G16; 44 (1): 16G.
27. Fischer O., Matlova L., Dvorska L. et al. Díptera as vectors of mycobacteríal ínfectíons ín cattle and pígs. Medícal and Veterínary Entomology. 2GG1; 1S (2): 2G8-211. https://doí.org/1G.1G46/j.136S-291S.2GG1.GG292.x
28. Foerster M., Sievert K., Messler S. et al. Comprehensíve Study on the Occurrence and Dístríbutíon of Pathogeníc Mícroorganísms Carríed by Synanthropíc Flíes Caught at Dífferent
Rural Locations in Germany. Journal of Medical Entomology. 2009; 46 (5): 1164-1166. https://doi. org/10.1603/033.046.0526
29. Friesen K. M., Johnson G. D. Stable Fly Phenology in a Mixed Agricultural-Wildlife Ecosystem in Northeast Montana. Environmental Entomology. 2013; 42 (1): 49-57. https://doi.org/10.1603/ en12231
30. Gollnick N. S., Scharr J. C., Schares G. et al.. Natural Besnoitia besnoiti infections in cattle: chronology of disease progression. BMC Veterinary Research. 2015; 11: 35. https://doi.org/10.1186/s12917-015-0344-6
31. Goncalves N. M. F. D., Veiga L. A. S. Changes in the feeding habits of the stable fly, Stomoxys calcitrans L. Brazilian Archives of Biology and Technology. 1998; 41 (3): 339--343.
32. Grisi L., Leite R. C., Martins J. R. et al. Reassessment of the potential economic impact of cattle parasites in Brazil. Revista Brasileira De Parasitologia Veterinaria 2014; 23 (2): 150-156. https://doi. org/10.1590/s1984-29612014042
33. Hald B., Skovgard H., Pedersen K. et al. Influxed insects as vectors for Campylobacter jejuni and Campylobacter coli in Danish broiler houses. Poultry Science. 2008; 87 (7): 1428-1434. https:// doi.org/10.3382/ps.2007-00301
34. Haspeslagh M., Vlaminck L., Martens A. The possible role of Stomoxys calcitrans in equine sarcoid transmission. Veterinary Journal. 2018; 231: 8-12. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2017.11.009
35. Hornok S., Micsutka A., Meli M. L. et al. Molecular investigation of transplacental and vector-borne transmission of bovine haemoplasmas. Veterinary Microbiology. 2011; 152 (3-4): 411-414. https://doi. org/10.1016/j.vetmic.2011.04.031
36. Iqbal A., Sajid M. S., Khan M. N. et al. Epizootiology of Ectoparasitic Fauna Infesting Selected Domestic Cattle Population of Punjab, Pakistan. International Journal of Agriculture and Biology. 2014; 16 (2): 443446.
37. Kahana-Sutin E., Klement E., Lensky I. et al. High relative abundance of the stable fly Stomoxys calcitrans is associated with lumpy skin disease outbreaks in Israeli dairy farms. Medical and Veterinary Entomology. 2017; 31 (2): 150-160. https://doi.org/10.1111/mve.12217
38. LempereurL., Sohier C., Smeets F. et al. Haematopota spp. and Stomoxys calcitrans using a mark-release-recapture approach in Belgium. Medical and Veterinary Entomology. 2018; 32 (3): 298-303. https://doi.org/10.1111/mve.12297
39. Lienard E., Salem A., Jacquiet P. et al. Development of a protocol testing the ability of Stomoxys calcitrans (Linnaeus, 1758) (Diptera: Muscidae) to transmit
Besnoitia besnoiti (Henry, 1913) (Apicomplexa: Sarcocystidae). Parasitology Research. 2013; 112 (2): 479-486. https://doi.org/10.1007/s00436-012-3157-6
40. Lubinga J. C., Clift S. J., Tuppurainen E. S. M. et al. Demonstration of lumpy skin disease virus infection in Amblyomma hebraeum and Rhipicephalus appendiculatus ticks using immunohistochemistry. Ticks and Tick-borne Diseases. 2014; 5 (2): 113120. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2013.09.010
41. Lusiatoar W., Tulung M., Memah V. et al. The presence of insects in animal farm in North Sulawesi. Scientific Papers. Series D. Animal Science. 2018; 61 (1): 220-224.
42. Mulatu E., Feyisa A. F. Review: Lumpy Skin Disease. Journal of Veterinary Science and Technology. 2018; 9 (3): 1-8.
43. Ngeranwa J. J. N., Kilalo D. C. The ability of stomoxys-calcitrans and mechanical means to transmit Trypanosoma (brucei) evansi from goats to camels in Kenya. Veterinary Research Communications. 1994; 18 (4): 307-312.
44. Olesen A. S., Hansen M. F., Rasmussen T. B. et al. Survival and localization of African swine fever virus in stable flies (Stomoxys calcitrans) after feeding on viremic blood using a membrane feeder. Veterinary Microbiology. 2018; 222: 25-29. https:// doi.org/10.1016/j.vetmic.2018.06.010
45. Olesen A. S., Lohse L., Hansen M. F. et al. Infection of pigs with African swine fever virus via ingestion of stable flies (Stomoxys calcitrans). Transboundary and Emerging Diseases. 2018; 65 (5): 1152-1157. https://doi.org/10.1111/tbed.12918
46. Ôzsvâri L. Production impact of parasitisms and coccidiosis in swine. Journal of Dairy, Veterinary & Animal Research. 2018;7 (5): 217-222. https://doi. org/10.15406/jdvar.2018.07.00214 .
47. Paliy A. P., Sumakova N. V., Mashkey A. M. et al. Contamination of animal-keeping premises with eggs of parasitic worms. Biosystems Diversity. 2018; 26 (4): 327-333. https://doi.org/10.15421/011848
48. Parravani A., Chivers C.-A., Bell N., Long S., Burden F., Wall R. Seasonal abundance of the stable fly Stomoxys calcitrans in southwest England. Medical and Veterinary Entomology. 2019; 33 (4): 485-490. https://doi.org/10.1111/mve.12386
49. Prullage J. B., Williams R. E, Gaafar S. M. On the transmissibility of Eperythrozoon suis by Stomoxys сalcitrans and Aedes aegypti. Veterinary Parasitology. 1993; 50 (1-2): 125-135.
50. Puri-Giri R., Ghosh A., Zurek L. Stable Flies (Stomoxys calcitrans L.) from Confined Beef Cattle Do Not Carry Shiga-Toxigenic Escherichia coli (STEC) in the Digestive Tract. Foodborne Pathogens and Disease. 2016; 13 (2): 65-67. https:// doi.org/10.1089/fpd.2015.2056
51. Rochon K., Lysyk T. J., Selinger L. B. Persistence of Escherichia coli in immature house fly and stable fly (Diptera: Muscidae) in relation to larval growth and survival. Journal of Medical Entomology. 2004; 41 (6): 1082-1089. https://doi.org/10.1603/0022-2585-41.6.1082
52. Rochon K., Lysyk T. J., Selinger L. B. Retention of Escherichia coli by house fly and stable fly (Diptera: Muscidae) during pupal metamorphosis and eclosion. Journal of Medical Entomology. 2005; 42 (3): 397-403. https://doi.org/10.1093/ jmedent/42.3.397
53. Rochon K., Baker R. B., Almond G. W. et al. Assessment of Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) as a Vector of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus. Journal of Medical Entomology. 2011; 48 (4): 876-883. https://doi. org/10.1603/me10014
54. Rochon K., Baker R. B., Almond G. W. et al. Persistence and Retention of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus in Stable Flies (Diptera: Muscidae). Journal of Medical Entomology. 2015; 52 (5): 1117-1123. https://doi. org/10.1093/jme/tjv096
55. Rodriguez F. N., Tejedor-Junco T. M., GonzalezMartin M. et al. Stomoxys calcitrans as possible vector of Trypanosoma evansi among camels in an affected area of the Canary Islands, Spain. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 2014. 47 (4): 510-512. https://doi.org/10.1590/0037-8682-0210-2013
56. Rodriguez-Vivas R. I., Grisi L., Perez de Leon A. A. et al. Potential economic impact assessment for cattle parasites in Mexico. Review. Revista Mexicana de Ciencias Pecuarias. 2017; 8 (1): 61-74. https://doi. org/10.22319/rmcp.v8i1.4305
57. Saegerman C., Bertagnoli S., Meyer G. et al. Risk of introduction of lumpy skin disease in France by the import of vectors in animal trucks. PLOS ONE. 2018; 13 (6): e0198506. https://doi.org/10.1371/ journal.pone.0198506
58. Sajid M. S., Iqbal A., Khan M. N. et al. Descriptive Epidemiology of Insects Infesting Domestic Sheep (Ovis aries) of District Toba Tek Singh, Punjab, Pakistan. Pakistan Journal of Agricultural Sciences. 2013; 50 (1): 117-122.
59. Schuster R. K., Sivakumar S., Kinne J. et al. Cutaneous and pulmonal habronemosis transmitted by Musca domestica in a stable in the United Arab Emirates. Veterinary Parasitology. 2010; 174 (1-2): 170--174. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2010.07.018
60. Sharif S., Jacquiet P., Prevot F. et al. Assessment of persistence of Besnoitia besnoiti (Henry, 1913) bradyzoites in Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae). Revue de Medecine Veterinaire. 2017; 168 (7-9): 197-203.
61. Sharif S., Jacquiet P., Prevot F. et al. Stomoxys calcítrans, mechanícal vector of vírulent Besnoítía besnoítí from chronícally ínfected cattle to susceptíble rabbít. Medícal and Veterínary Entomology. 2019; 33 (2): 247-2SS. https://doí. org/1G.1111/mve.123S6
62. Sinshaw A., Abebe G., Desquesnes M. et al. Bítíng flíes and Trypanosoma vívax ínfectíon ín three híghland dístrícts borderíng lake Tana, Ethíopía. Veterínary Parasítology. 2006; 142 (1-2): 3S-46. https://doí.org/1G.1G16/j.vetpar.2GG6.G6.032
63. Szalanski A. L., Owens C. B., Mckay T. et al. Detectíon of Campylobacter and Escheríchía colí O1S7:H7 from filth flíes by polymerase chaín reactíon. Medícal and Veterínary Entomology. 2004; 18 (3): 241-24б. https://doí.org/10.1111/ j.G269-283x.2GG4.GG502.x
64. Tarry D. W., Bernal L., Edwards S. Transmíssíon of bovíne vírus díarrhoea vírus by blood feedíng flíes. Veterínary Record. 1991; 128 (4): 82-84. https:// doí.org/1G.1136/vr.128.4.82
6s. Taylor D. B., Moon R. D., Mark D. R. Economíc Impact of Stable Flíes (Díptera: Muscídae) on Daíry and Beef Cattle Productíon. Journal of Medícal Entomology. 2012; 49 (1): 198-209. https://doí. org/1G.16G3/me1GGSG
66. Traversa D., Otranto D., Iorio R. et al. Identification of the íntermedíate hosts of Habronema mícrostoma and Habronema muscae under field condítíons. Medícal and Veterínary Entomology. 2GG8; 22 (3): 283-287. https://doí.org/1G.1111/j.136S-291S.2GG8.GG737.x
67. Vitela-Mendoza I., Cruz-Vazquez C., Solano-Vergara J. et al. Short communícatíon: Relatíonshíp between serum cortísol concentratíon and defensíve behavíoral responses of daíry cows exposed to natural ínfestatíon by stable fly, Stomoxys calcítrans. Journal of Daíry Scíence. 2016; 99 (12): 9912-9916. https://doí.org/1G.3168/jds.2016-11484
68. Yeruham I., Nir O., Braverman Y. et al. Spread of Lumpy Skín-Dísease ín Israelí Daíry Herds. Veterínary Record. 199S; 137 (4): 91-93. https:// doí.org/10.1136/vr.137.4.91
References
1. Bespalova N. S., Agarkova O. N. Specíes structure of the zoophílous fly populatíon at cattle farms of the Voronezh Regíon. Mater. dokl. nauch. konf. Vseros. o-va gel'mintol. RAN «Teoriya i praktika bor'by s parazitarnymi boleznyami» = Materials of the research and practice conference of All-Russian Helminthologist Society of Russian Academy of Sciences "Theory and practice of protection from parasitic diseases". M., 2018; 19: S7-S9. (In Russ.)
2. Veselkín G. A. Fauna and ecology of horne flíes (Muscídae) of the Baíkal-Amur Maínlíne zone.
Parazitologiya = Parasitology. 1981; 15. 371-374. (In Russ.)
3. Vlasov M. E., Sereda A. D., Balyshev V. M. Preservation abílíty of Afrícan swíne fever vírus ín stable flíes and blowflíes. Veterinariya = Veterinary Medicine. 2019; 8: 22-25. 1G.3G896/GG42-4846.2G19.22.8.22-2S (In Russ.)
4. Domatskíy A. N., Veselkín G. A. Ecologícal and faunístíc features of zoophílous flíes ín the rabbít índustry. Sb. nauchnykh trudov Problemy entomologii i arakhnologii = Collection of scientific papers titled as Issues of Entomology and Arachnology. Tyumen, 1989; 103-108. (In Russ.)
5. Pavlov A. V. On specíes composítíon of flíes found ín closed statíons ín the Vladímír Regíon. Materialy I Vserossiyskogo soveshchaniya po krovososushchim nasekomym (Sankt-Peterburg, 24-27 oktyabrya 2006 g.) = Materials of the I All-Russian Meeting on BloodSucking Insects (St. Petersburg, October 24-27, 2006). St. Petersburg, Zoologícal Institute of the RAS, 2006; 145-148. (In Russ.)
6. Romanenko P. V. Fauna and ecology of zoophílous flíes at the índustríal sector of poultry husbandry ín the Ivanovo Regíon. Mater. dokl. nauch. konf. Vseros. o-va gel'mintol. RAN «Teoriya i praktika bor'by s parazitarnymi boleznyami» = Materials of the research and practice conference of All-Russian Helminthologist Society of Russian Academy of Sciences "Theory and practice of protection from parasitic diseases". M., 2014; 15: 242-244. (In Russ.)
7. Baldacchíno F., Muenworn V., Desquesnes M. et al. Transmíssíon of pathogens by Stomoxys flíes (Díptera, Muscídae): a revíew. Parasite. 2013; 20: 26. https://doí. org/1G.1GS1/parasíte/2G13G26
8. Barros A. T. M., Koller W. W., Catto J. B. et al. Stomoxys calcítrans outbreaks ín pastured beef cattle ín the state of Mato Grosso do Sul, Brazíl. Pesquisa Veterinaria Brasileira. 2010; 30 (11): 945-952.
9. Bautísta C. R., Rodríguez T., Rojas C. et al. Molecular detectíon of Anaplasma margínale ín stable flíes Stomoxys calcítrans (Díptera: Muscídae) feedíng on a tíck-free bovíne herd. Veterinaria Mexico. 2018; 5 (1): https://doí.org/10.21753/vmoa.5.1.436
10. Bírkemoe T., Sverdrup-Thygeson A. Stable fly (Stomoxys calcítrans) and house fly (Musca domestíca) densítíes: A comparíson of three monítoríng methods on píg farms. Journal of Pest Science. 2011; 84 (3): 273-280. https://doí. org/1G.1GG7/s1G34G-G11-G3S2-7
11. Bíttencourt A. J., De Castro B. G. Stomoxys calcítrans parasítísm assocíated wíth cattle díseases ín Espíríto Santo do Pínhal, Río Paulo, Brazíl. Annals of the New York Academy of Sciences. 2004; 1026 (1): 219-221. https://doí.org/1G.1196/annals.13G7.033
12. Campbell J. B. Fly Infestatíons of Cattle ín the Uníted States. Conference: 41st Annual Conference
of the American-Association-of-Bovine-Practitioners Location: Charlotte, NC, Date: SEP 25-27, 2008; 115-119.
13. Campbell J. B., Catangui M. A., Thomas G. D. et al. Effects of stable flies (Diptera, Muscidae) and heat-stress on weight-gain and feed conversion of feeder cattle. Journal of agricultural entomology. 1993; 10 (3): 155-161.
14. Catangui M. A., Campbell J. B., Thomas G. D. et al. Average daily gains of brahman-crossbred and english x exotic feeder heifers during long-term exposure to stable flies (Diptera, Muscidae). Journal of Economic Entomology.1995; 88 (5): 1349-1352.
15. Chagas W. N., Moraes A. P. R., Lopes C. W. G., Bittencourt A. J. Histopathologic and hemathologic changes in experimentally infested rabbits by Stomoxys calcitrans. Revista Brasileira de Medicina Veterinaria. 2011; 33 (3): 165-170.
16. Changbunjong T., Weluwanarak T., Ratanakorn P. et al. Distribution and abundance of Stomoxyini flies (Diptera: Muscidae) in Thailand. Southeast Asian Journal of Tropical Medicine and Public Health. 2012; 43 (6): 1400-1410.
17. Changbunjong T., Sungpradit S., Kanthasaewee O., Sedwisai P., Tangsudjai S., Ruangsittichai J. Molecular Detection of Theileria and Babesia in a Diversity of Stomoxyini Flies (Diptera: Muscidae) from Khao Yai National Park, Thailand. Thai Journal of Veterinary Medicine. 2016; 46 (2): 227-234.
18. Colwell D. D., Kavaliers M., Lysyk T. J. Stable fly, Stomoxys calcitrans, mouthpart removal influences stress and anticipatory responses in mice. Medical and Veterinary Entomology. 1997; 11 (4): 310-314. https://doi.org/10.1111/j.1365-2915.1997.tb00414.x
19. de Castro B. G., Souza M. M. S., Bittencourt A. J. Isolation of enterobacterial species in Stomoxys calcitrans. Ciencia Rural. 2008; 38 (9): 2654-2657.
20. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Enterobacterial Microbiota on Stomoxys calcitrans External Surface. Transboundary and Emerging Diseases. 2010; 57 (1-2): 22-24. https:// doi.org/10.1111/j.1865-1682.2010.01127.x
21. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Occurrence of Shiga-toxigenic Escherichia coli in Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinaria. 2013; 22 (2): 318-321. https://doi.org/10.1590/s1984-29612013000200052
22. de Castro B. G., Souza M. M. S., Regua-Mangia A. H. et al. Genetic relationship between Escherichia coli strains isolated from dairy mastitis and from the stable fly Stomoxys cakitrans. Pesquisa Veterinaria Brasileira. 2016; 36 (6): 479-484. https:// doi.org/10.1590/s0100-736x2016000600004
23. Dominghetti T. F., de Barros A. T., Soares C. O. et al. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinaria. 2015; 24 (4): 387-395. https://doi. org/10.1590/s1984-29612015079
24. Dougherty C. T., Knapp F. W., Burrus P. B. et al. Moderation of grazing behavior of beef-cattle by stable flies (Stomoxys calcitrans L.). Applied Animal Behaviour Science. 1994; 40 (2): 113-127.
25. Dougherty C. T., Knapp F. W., Burrus P. B. et al. Behavior of grazing cattle exposed to small populations of stable flies (Stomoxys calcitrans L). Applied Animal Behaviour Science. 1995; 42 (4): 231-248.
26. Firmino M. O., Alves R. C., Olinda R. G. et al. Sarcoid Associated with Infection by Habronema spp. in Equines in Brazil. Acta Scientiae Veterinariae. 2016; 44 (1):160.
27. Fischer O., Matlova L., Dvorska L. et al. Diptera as vectors of mycobacterial infections in cattle and pigs. Medical and Veterinary Entomology. 2001; 15 (2): 208-211. https://doi.org/10.1046/j.1365-2915.2001.00292.x
28. Foerster M., Sievert K., Messler S. et al. Comprehensive Study on the Occurrence and Distribution of Pathogenic Microorganisms Carried by Synanthropic Flies Caught at Different Rural Locations in Germany. Journal of Medical Entomology. 2009; 46 (5): 1164-1166. https://doi. org/10.1603/033.046.0526
29. Friesen K. M., Johnson G. D. Stable Fly Phenology in a Mixed Agricultural-Wildlife Ecosystem in Northeast Montana. Environmental Entomology. 2013; 42 (1): 49-57. https://doi.org/10.1603/ en12231
30. Gollnick N. S., Scharr J. C., Schares G. et al.. Natural Besnoitia besnoiti infections in cattle: chronology of disease progression. BMC Veterinary Research. 2015; 11: 35. https://doi.org/10.1186/s12917-015-0344-6
31. Goncalves N. M. F. D., Veiga L. A. S. Changes in the feeding habits of the stable fly, Stomoxys calcitrans L. Brazilian Archives of Biology and Technology. 1998; 41 (3): 339-343.
32. Grisi L., Leite R. C., Martins J. R. et al. Reassessment of the potential economic impact of cattle parasites in Brazil. Revista Brasileira De Parasitologia Veterinaria. 2014; 23 (2): 150-156. https://doi. org/10.1590/s1984-29612014042
33. Hald B., Skovgard H., Pedersen K. et al. Influxed insects as vectors for Campylobacter jejuni and Campylobacter coli in Danish broiler houses. Poultry Science. 2008; 87 (7): 1428-1434. https://doi. org/10.3382/ps.2007-00301
34. Haspeslagh M., Vlamínck L., Martens A. The possíble role of Stomoxys calcítrans ín equíne sarcoíd transmíssíon. Veterinary Journal. 2G18; 231: 8-12. https://doí.org/1G.1G16/j.tvjl.2G17.11.GG9
35. Hornok S., Mícsutka A., Melí M. L. et al. Molecular ínvestígatíon of transplacental and vector-borne transmíssíon of bovíne haemoplasmas. Veterinary Microbiology. 2011; 152 (3-4): 411-414. https://doí. org/1G.1G16/j.vetmíc.2G11.G4.G31
36. Iqbal A., Sajíd M. S., Khan M. N. et al. Epízootíology of Ectoparasítíc Fauna Infestíng Selected Domestíc Cattle Populatíon of Punjab, Pakístan. International Journal of Agriculture and Biology. 2014; 16 (2): 443446.
37. Kahana-Sutín E., Klement E., Lensky I. et al. Hígh relatíve abundance of the stable fly Stomoxys calcítrans ís assocíated wíth lumpy skín dísease outbreaks ín Israelí daíry farms. Medical and Veterinary Entomology. 2017; 31 (2): 150-160. https://doí.org/1G.1111/mve.12217
38. Lempereur L., Sohíer C., Smeets F. et al. Haematopota spp. and Stomoxys calcítrans usíng a mark-release-recapture approach ín Belgíum. Medical and Veterinary Entomology. 2018; 32 (3): 298-303. https://doí.org/1G.1111/mve.12297
39. Líenard E., Salem A., Jacquíet P. et al. Development of a protocol testing the abílíty of Stomoxys calcítrans (Línnaeus, 17S8) (Díptera: Muscídae) to transmít Besnoítía besnoítí (Henry, 1913) (Apícomplexa: Sarcocystídae). Parasitology Research. 2013; 112 (2): 479-486. https://doí.org/1G.1GG7/sGG436-G12-31S7-6
4G. Lubínga J. C., Clíft S. J., Tuppuraínen E. S. M. et al. Demonstratíon of lumpy skín dísease vírus ínfectíon ín Amblyomma hebraeum and Rhípícephalus appendículatus tícks usíng ímmunohístochemístry. Ticks and Tick-borne Diseases. 2014; S (2): 113-120. https://doí.org/1G.1G16/j.ttbdís.2G13.G9.G1G
41. Lusíatoar W., Tulung M., Memah V. et al. The presence of ínsects ín anímal farm ín North Sulawesí. Scientific Papers. Series D. Animal Science. 2018; 61 (1): 220-224.
42. Mulatu E., Feyísa A. F. Revíew: Lumpy Skín Dísease. Journal of Veterinary Science and Technology. 2018; 9 (3): 1-8.
43. Ngeranwa J. J. N., Kílalo D. C. The abílíty of stomoxys-calcítrans and mechanícal means to transmít Trypanosoma (bruceí) evansí from goats to camels ín Kenya. Veterinary Research Communications. 1994; 18 (4): 307-312.
44. Olesen A. S., Hansen M. F., Rasmussen T. B. et al. Survíval and localízatíon of Afrícan swíne fever vírus ín stable flíes (Stomoxys calcítrans) after feedíng on víremíc blood usíng a membrane feeder.
Veterinary Microbiology. 2018; 222: 25-29. https:// doí.org/1G.1G16/j.vetmíc.2G18.G6.G1G
45. Olesen A. S., Lohse L., Hansen M. F. et al. Infectíon of pígs wíth Afrícan swíne fever vírus vía íngestíon of stable flíes (Stomoxys calcítrans). Transboundary and Emerging Diseases. 2018; 65 (S): 1152-1157. https://doí.org/1G.1111/tbed.12918
46. Ózsvárí L. Productíon ímpact of parasítísms and coccídíosís ín swíne. Journal of Dairy, Veterinary & Animal Research. 2018;7 (S): 217-222. https://doí. org/1G.1S4G6/jdvar.2G18.G7.G0214 .
47. Palíy A. P., Sumakova N. V., Mashkey A. M. et al. Contamínatíon of anímal-keepíng premíses wíth eggs of parasítíc worms. Biosystems Diversity. 2018; 26 (4): 327-333. https://doí.org/1G.1S421/G11848
48. Parravaní A., Chívers C.-A., Bell N., Long S., Burden F., Wall R. Seasonal abundance of the stable fly Stomoxys calcítrans ín southwest England. Medical and Veterinary Entomology. 2019; 33 (4): 485-490. https://doí.org/1G.1111/mve.12386
49. Prullage J. B., Wíllíams R. E, Gaafar S. M. On the transmíssíbílíty of Eperythrozoon suís by Stomoxys ealcítrans and Aedes aegyptí. Veterinary Parasitology. 1993; 50 (1-2): 12S-13S.
SG. Purí-Gírí R., Ghosh A., Zurek L. Stable Flíes (Stomoxys calcítrans L.) from Confined Beef Cattle Do Not Carry Shíga-Toxígeníc Escheríchía colí (STEC) ín the Dígestíve Tract. Foodborne Pathogens and Disease. 2016; 13 (2): 65-67. https://doí. org/1G.1G89/fpd.2G1S.2GS6
51. Rochon K., Lysyk T. J., Selínger L. B. Persístence of Escheríchía colí ín ímmature house fly and stable fly (Díptera: Muscídae) ín relatíon to larval growth and survíval. Journal of Medical Entomology. 2GG4; 41 (6): 1082-1089. https://doí.org/1G.1603/0022-2S8S-41.6.1G82
52. Rochon K., Lysyk T. J., Selínger L. B. Retention of Escheríchía colí by house fly and stable fly (Díptera: Muscídae) duríng pupal metamorphosís and eclosíon. Journal of Medical Entomology. 2GGS; 42 (3): 397-4G3. https://doí.org/1G.1G93/ jmedent/42.3.397
53. Rochon K., Baker R. B., Almond G. W. et al. Assessment of Stomoxys calcítrans (Díptera: Muscídae) as a Vector of Porcíne Reproductíve and Respíratory Syndrome Vírus. Journal of Medical Entomology. 2011; 48 (4): 876-883. https://doí. org/1G.16G3/me1GG14
54. Rochon K., Baker R. B., Almond G. W. et al. Persístence and Retentíon of Porcíne Reproductíve and Respíratory Syndrome Vírus ín Stable Flíes (Díptera: Muscídae). Journal of Medical Entomology. 2015; 52 (S): 1117-1123. https://doí.org/1G.1G93/ jme/tjvG96
55. Rodriguez F. N., Tejedor-Junco T. M., GonzalezMartin M. et al. Stomoxys calcitrans as possible vector of Trypanosoma evansi among camels in an affected area of the Canary Islands, Spain. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 2014. 47 (4): 510-512. https://doi.org/10.1590/0037-8682-0210-2013
56. Rodriguez-Vivas R. I., Grisi L., Perez de Leon A. A. et al. Potential economic impact assessment for cattle parasites in Mexico. Review. Revista Mexicana de Ciencias Pecuarias. 2017; 8 (1): 61-74. https:// doi.org/10.22319/rmcp.v8i1.4305
57. Saegerman C., Bertagnoli S., Meyer G. et al. Risk of introduction of lumpy skin disease in France by the import of vectors in animal trucks. PLOS ONE. 2018; 13 (6): e0198506. https://doi.org/10.1371/ journal.pone.0198506
58. Sajid M. S., Iqbal A., Khan M. N. et al. Descriptive Epidemiology of Insects Infesting Domestic Sheep (Ovis aries) of District Toba Tek Singh, Punjab, Pakistan. Pakistan Journal of Agricultural Sciences. 2013; 50 (1): 117-122.
59. Schuster R. K., Sivakumar S., Kinne J. et al. Cutaneous and pulmonal habronemosis transmitted by Musca domestica in a stable in the United Arab Emirates. Veterinary Parasitology. 2010; 174 (1-2): 170-174. https://doi.org/10.1016Zj.vetpar.2010.07.018
60. Sharif S., Jacquiet P., Prevot F. et al. Assessment of persistence of Besnoitia besnoiti (Henry, 1913) bradyzoites in Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae). Revue de Medecine Veterinaire. 2017; 168 (7-9): 197-203.
61. Sharif S., Jacquiet P., Prevot F. et al. Stomoxys calcitrans, mechanical vector of virulent Besnoitia besnoiti from chronically infected cattle to susceptible rabbit. Medical and Veterinary Entomology. 2019; 33 (2): 247-255. https://doi. org/10.1111/mve.12356
62. Sinshaw A., Abebe G., Desquesnes M. et al. Biting flies and Trypanosoma vivax infection in three highland districts bordering lake Tana, Ethiopia. Veterinary Parasitology. 2006; 142 (1-2): 35-46. https://doi.org/10.10167j.vetpar.2006.06.032
63. Szalanski A. L., Owens C. B., Mckay T. et al. Detection of Campylobacter and Escherichia coli O157:H7 from filth flies by polymerase chain reaction. Medical and Veterinary Entomology. 2004; 18 (3): 241-246. https://doi.org/10.11117j.0269-283x.2004.00502.x
64. Tarry D. W., Bernal L., Edwards S. Transmission of bovine virus diarrhoea virus by blood feeding flies. Veterinary Record. 1991; 128 (4): 82-84. https://doi. org/10.1136/vr.128.4.82
65. Taylor D. B., Moon R. D., Mark D. R. Economic Impact of Stable Flies (Diptera: Muscidae) on Dairy and Beef Cattle Production. Journal of Medical Entomology. 2012; 49 (1): 198-209. https://doi. org/10.1603/me10050
66. Traversa D., Otranto D., Iorio R. et al. Identification of the intermediate hosts of Habronema microstoma and Habronema muscae under field conditions. Medical and Veterinary Entomology. 2008; 22 (3): 283-287. https://doi.org/10.1111/j.1365-2915.2008.00737.x
67. Vitela-Mendoza I., Cruz-Vazquez C., Solano-Vergara J. et al. Short communication: Relationship between serum cortisol concentration and defensive behavioral responses of dairy cows exposed to natural infestation by stable fly, Stomoxys calcitrans. Journal of Dairy Science. 2016; 99 (12): 9912-9916. https://doi.org/10.3168/jds.2016-11484
68. Yeruham I., Nir O., Braverman Y. et al. Spread of Lumpy Skin-Disease in Israeli Dairy Herds. Veterinary Record. 1995; 137 (4): 91-93. https://doi. org/10.1136/vr.137.4.91
