CC BY
66
УДК 577.113:57.088 DOI: 10.34736/FNC.2021.113.2.004.28-33
Сравнительный анализ методов ускоренного выделения ДНК
из растительного материала
А.С. Попова, м.н.с., А.О. Старухина, м.н.с., В.Г. Зайцев, к.б.н., в.н.с., заведующий лабораторией молекулярной селекции - Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный центр агроэкологии, комплексных мелиораций и защитного лесоразведения Российской академии наук» (ФНЦ агроэкологии РАН), e-mail: info@vfanc.ru, 400062, Университетский проспект, 97, Волгоград, Россия
Использование широкого спектра молекулярно-биологических методов в современных исследованиях предъявляет высокие требования к качеству препаратов ДНК. Выделение недеградированной ДНК высокого качества из растительных материалов дополнительно затруднено наличием специфических вторичных метаболитов (фенольных соединений, алкалоидов и т.п.) и высоким содержанием пигментов и полисахаридов, которые могут как снижать выход ДНК, так и ингибировать активность ферментов, использующихся в различных молекулярно-генетических методах. В данном исследовании сравнивались четыре метода ускоренной экстракции ДНК (на основе сорбентов Chelex-100, амберлита IRC-748 или стеклянного порошка, а также метод с использованием додецилсульфата натрия) из листьев салата посевного с эталонным методом выделения на основе магнитных частиц (коммерческий набор реактивов «Фитосорб»). Качество и применимость выделенной ДНК для последующих исследований оценивали спектрофотометрически, электрофоретически и анализом ПЦР. Обнаружено, что все методы ускоренного выделения обеспечивают более высокий выход и получение более высокомолекулярной ДНК в сравнении с набором «ФитоСорб». Однако только метод с додецилсульфатом натрия обеспечивает такую же высокую степень очистки от белков, как и набор «ФитоСорб». Из трех методов выделения («ФитоСорб», с додецилсульфатом натрия и со стеклянным порошком), протестированных в ПЦР, все показали пригодность к данному анализу, что свидетельствует о хорошем уровне очистки от ингибиторов полимераз. В сравнении с набором ФитоСорб, выделение ДНК с использованием методов с додецилсульфатом натрия или со стеклянным порошком выполняется быстрее и является экономически более выгодным. Таким образом, по совокупности свойств наиболее перспективным для экстракции ДНК из растительного материала оказался метод ускоренного выделения ДНК с использованием додецилсульфата натрия.
Ключевые слова: выделение ДНК, растительный материал, ПЦР! салат посевной, электрофорез ДНК.
Благодарности. Работа выполнена в рамках государственного задания Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (тема № АААА-А19-119111390073-4).
Поступила в редакцию: 30.04.2021 Принята к печати: 10.06.2021
Выделение нуклеиновых кислот является отправной точкой большинства молеку-лярно-биологических исследований, таких как, например, полимеразная цепная реакция (ПЦР), секвенирование ДНК, Саузерн-блоттинга, и, следовательно, является ключевым этапом молеку-лярно-генетических исследований. Принципы выделения ДНК основаны на разрушении цито-плазматической и ядерной мембран, отделении и очистке ДНК от других компонентов, таких как ли-пиды, белки, полисахариды, а также концентриро-§ вании и очистке ДНК [1]. Существует большое количество методов выделения ДНК, имеющих свои достоинства и недостатки [3, 6]. Выделение ДНК ™ из растений обычно имеет ряд дополнительных | трудностей в связи с наличием в растительных ^ образцах большого количества вторичных метаболитов, например, фенолов [10], а также пигмен-о тов и полисахаридов, которые могут выступать в | качестве ингибиторов полимераз или других фер-| ментов [2, 7]. Это делает очистку ДНК из расти-& тельных образцов более сложной. ? При выборе подходящего метода экстракции т крайне важно получить максимальный выход ДНК х высокого качества, с минимальным загрязнением
белками и ингибиторами и наименьшей денатурацией, что обеспечит более универсальное использование полученного образца ДНК для большинства молекулярно-биологических методов [9]. Выход ДНК является наиболее часто используемым критерием в сравнении методов выделения ДНК [12]. Другие факторы, которые также следует учитывать при анализе методов, включают продолжительность процесса выделения ДНК, стоимость реагентов, их потенциальную токсичность, возможность использования протокола для серийного анализа, необходимость применения сложного лабораторного оборудования. Следовательно, преимущество будут иметь наиболее быстрые, технологичные и недорогие методы. Поэтому цель настоящей работы заключалась в сравнительном анализе четырех методов ускоренного выделения ДНК из растительного материала.
Материалы и методы. Материалом, используемым для выделения ДНК являлись листья салата посевного (Lactuca sativa L., сорта Изумрудный, Афицион, Роксай и Фриллис).
Методика выделения ДНК с додецилсульфатом натрия (SDS) и меркаптоэтанолом взята из работы [8] с некоторыми модификациями. С помощью
ступки и пестика измельчали 100 мг образца, добавляли 800 мкл экстракционного буфера, содержащего 100 мМ трис (гидроксиметил) амино-метана (трис)-НС1, 50 мМ этилендиаминтетраук-сусной кислоты (ЭДТА), 500 мМ ЫаС1, 0,2% (об./ об.) 2-меркаптоэтанола (рН 8,0), перемешивали и переносили в пробирку объемом 1,5-2 мл. После перемешивания добавляли 100 мкл 20% SDS, перемешивали и инкубировали при 65°С в течение 15 мин. После инкубации добавляли 225 мкл 2М СН3С00К и осторожно перемешивали переворачиванием. Образцы инкубировали в холодильнике при +4°С в течение 15 минут, а затем центрифугировали при 12000 g в течение 10 минут при комнатной температуре. Супернатант переносили в новую пробирку, и осаждали ДНК равным объемом холодного изопропилового спирта. Осадок ДНК осаждали центрифугированием при 12000 g в течение 10 минут, однократно промывали 70% этиловым спиртом и ресуспендировали в минимальном (50-100 мкл) количестве ТЕ буфера (10 мМ трис и 1 мМ ЭДТА (рН 8)).
Методика выделения ДНК со стеклянным порошком взята из работы [4] с небольшими модификациями. Стекло на основе боросиликата измельчали в ступке с помощью пестика до превращения в мелкий порошок. В ступку помещали 0,1 г стеклянного порошка и 0,1 г образца и измельчали с помощью пестика до гомогенного состояния. В смесь добавляли 1 мл экстракционного буфера, содержащего 100 мМ трис, 100 мМ ЭДТА, 1,5 М ЫаС1 (рН 8) и 10 мг порошкообразного активированного угля, перемешивали, переносили в пробирку объемом 1,5-2 мл и инкубировали при 65 °С в течение 10 минут. После инкубирования центрифугировали при 12000 g в течение 5 минут. Переносили 500 мкл супернатанта в чистую пробирку объемом 1,5 мл, добавляли 100 мкл 3М СНЗШОЫа и 400 мкл дистиллированной воды и выдерживали при -20°С в течение 20 минут. Размораживали пробирки и центрифугировали при 12000 g в течение 5 минут. Супернатант переносили в новую пробирку, и осаждали ДНК равным объемом холодного изопропилового спирта. Осадок ДНК осаждали центрифугированием при 12000 g в течение 10 минут, однократно промывали 70% этиловым спиртом и ресуспендировали в минимальном (50-100 мкл) количестве ТЕ буфера (10 мМ трис и 1 мМ ЭДТА (рН 8)).
Методика выделения ДНК с ^е1ех-100 взята из работы [11] с модификациями. С помощью ступки и пестика измельчали 50 мг образца, добавляли 400 мкл 0,9% раствора ЫаС1, переносили в пробирку объемом 1,5-2 мл, добавляли 200 мкл 20% ^е1ех-100 и интенсивно встряхивали в течение 10 секунд. Инкубировали при 95°С в течение 20 мин, встряхивали еще 10 секунд, а затем центрифугировали при 12000 g в течение 20 мин. Супер-натант переносили в новую пробирку и осаждали ДНК равным объемом холодного изопропилового спирта. Осадок ДНК после центрифугирования при
12000 g в течение 10 минут отделяли, однократно промывали 70% этиловым спиртом и ресуспенди-ровали в минимальном (50-100 мкл) количестве ТЕ буфера (10 мМ трис и 1 мМ ЭДТА (рН 8)).
Методика выделения ДНК с амберлитом полностью соответствовала методике с Chelex-100 за исключением использования амберлита IRC-748 вместо Chelex-100.
Методика выделения ДНК с помощью набора реагентов «ФитоСорб» (ООО «Синтол», Россия) для выделения ДНК и РНК из растительного материала на магнитных частицах проводилась в соответствии с инструкцией производителя.
Для определения концентрации и чистоты ДНК оптическую плотность образцов измеряли спект-рофотометрически при длинах волн 260 и 280 нм. Концентрацию ДНК рассчитывали по оптической плотности при длине волны 260 нм с помощью калькулятора на сайте MolBiol.ru (http://molbiol. ru/scripts/01_03.html), чистоту ДНК от загрязнения белками определяли по отношению поглощения при 260 нм к поглощению при 280 нм.
Электрофорез в агарозном геле (ДНК электрофорез). Образцы были разделены по размеру с помощью электрофореза в 0,7% агарозном геле в однократном трис-боратном буфере с ЭДТА (TBE) при напряженности электрического поля 3 В/ см с последующим окрашиванием SYBR Green I, и визуализированы в УФ-трансиллюминаторе ChemiDoc™ Touch Imaging (Bio-Rad Laboratories Inc., Калифорния, США). Использовался ДНК маркер Sky-High (13 фрагментов: 250, 500, 750, 1000, 1500, 2000, 2500, 3000, 4000, 5000, 6000, 8000 и 10000 п.н.) (ООО «Биолабмикс», Россия).
Полимеразная цепная реакция. ПЦР проводилась с набором реагентов для проведения ПЦР-РВ в присутствии красителя EVAGreen I (ООО «Синтол», Россия) и универсальными праймерами psbK-psbI-штрих-кодирования для хлоропласт-ной ДНК: psbKf - TTAGCCTTTGTTTGGCAAG, psbIr -AGAGTTTGAGAGTAAGCAT [5]. Амплификацию выполняли с помощью системы Applied Biosystems Quant Studio 5 Real-Time ПЦР (Thermo Fisher Scientific, США). Реакционную смесь нагревали при 95 °C в течение 300 секунд, затем повторяли 35 циклов амплификации: 30 сек при 95 °C, 60 секунд при 50,5° C и 60 секунд при 72°C.
Полученные ампликоны разделяли с помо- у щью электофореза в 1,8% агарозном геле в од- g нократном трис-боратном буфере с ЭДТА (TBE) р при напряженности электрического поля 3В/см g с последующим окрашиванием SYBR Green I. При | электрофорезе ампликонов использовался ДНК с маркер Start250 (8 фрагментов: 250, 500, 750, | 1000, 1500, 2000, 2500 и 3000 п.н.) (ООО «Биолаб- У микс», Россия). g
Результаты и обсуждение. Для оценки пяти ™ методов выделения ДНК в качестве материала ис- (1 пользовались листья посевного салата сорта «Из- ) умрудный». Эталонным методом выделения ДНК 0 выступал коммерческий набор «Фитосорб», с ко- 1
торым сравнивали 3 метода на основе сорбентов (^е1ех-100, амберлита ШС-748 и стеклянного порошка), а также метод с додецилсульфатом натрия.
Спектрофотометрическое определение концентрации ДНК показало, что наибольшее количество ДНК было выделено с помощью метода с SDS - почти в 5 раз больше количества, полученного эталонным методом ФитоСорб. Соотношение А260/А280, показывающее степень очистки образца ДНК от белков, для этих двух методов идентично и составляет 1,8 (таблица 1). Выделение ДНК с ^е1ех-100 также показало более высокий по сравнению с ФитоСорбом
выход ДНК - почти в 3,5 раза, но в то же время чистота ДНК была ниже, и соотношение А260/А280 составило 1,5. Амберлит ШС-748 был использован в качестве более дешевого функционального аналога сорбента ^е1ех-100, однако при его использовании выход ДНК был в 1,5 раза ниже, а чистота препарата хуже (А260/А280 составило всего 1,3). Выделение ДНК со стеклянным порошком проводилось с добавлением и без добавления ацетата натрия, полученное при этом количество ДНК в 2,5-3,5 раза больше, чем при эталонном методе, но соотношение А260/ А280 было ниже и сравнимо с методом с ^е1ех-100.
Таблица 1 - Количество и чистота ДНК салата посевного, выделенной 5 методами
Метод выделения Концентрация ДНК, нг/мкл Отношение А260/А280
С Chelex-100 997 1,5
С амберлитом IRC-748 647 1,3
CSDS 1403,5 1,8
Со стеклом и CH3COONa 719 1,4
Со стеклом без CH3COONa 991 1,5
ФитоСорб 287 1,8
Полученные образцы разделяли по массе с помощью электрофореза в агарозном геле (рисунок 1). По электрофореграмме видно, что с помощью метода с SDS были получены главным образом высокомолекулярные фрагменты ДНК. В то же время с помощью ФитоСорба были выделены преимущественно небольшие фрагменты длиной около 1000 п.н., а высокомолекулярная ДНК практиче-
ски отсутствовала. При использовании метода с ^е1ех-100 фрагменты ДНК были еще более короткими - менее 1000п.н., однако замена ^е1ех-100 на амберлит обеспечила возможность выделения небольшого количества крупных молекул ДНК. Размеры большинства фрагментов ДНК, полученных по методу со стеклянным порошком, превышали 4000 п.н.
5
6
гм о гм
Рисунок 1 - Электрофореграмма ДНК салата посевного, выделенной следующими методами: 1 - с амберлитом; 2 - с СЬю1ех-100; 3 - с 4 - ФитоСорб; 5 - со стеклом и СН3СОО№; 6 - со стеклом без СН3СОО№; 7 - маркер длин ДНК Sky-High
И
га 1
В связи с тем, что для многих молекулярно-ге-нетических исследований преимущественно требуются высокомолекулярные фрагменты ДНК, для дальнейшего сравнения были отобраны 3 метода: с SDS, со стеклом и СН3СОО№ (высокие концентрации солей помогают дополнительно очистить препарат ДНК от присутствия полисахаридов [10]) и ФитоСорб (эталонный метод). В этой группе экспериментов выделение ДНК осуществляли из листьев трех сортов салата: Афицион (листовой
типа Батавия), Роксай (полукочанный тип Дубо-листный), Фриллис (листовой тип Айсберг). Оказалось, что выход ДНК в ходе выделения (таблица 2) и размеры получаемых фрагментов ДНК (рисунки 2-4) зависят от сорта салата. Особенно хорошо эта зависимость прослеживалась при использовании набора ФитоСорб и метода со стеклянным порошком: образцы, выделенные этими методами из листьев салата сорта Роксай содержали преимущественно высокомолекулярную ДНК и некоторое
количество деградированных фрагментов (рисунки 2-3), в то время как в препаратах ДНК из сорта Афицион, выделенных ФитоСорбом, и из сортов Афицион и Фриллис после выделения на стеклянном порошке было намного больше мелких фрагментов. Образцы ДНК, выделенные ФитоСорбом из Фриллиса практически не содержали высокомолекулярную ДНК. Стоит отметить преимущество метода SDS, так как с ним подобных законо-
мерностей не прослеживалось (рисунок 4), и все образцы содержали большое количество крупных фрагментов ДНК.
Также была выявлена зависимость чистоты выделенной ДНК от того, какой сорт использовался в качестве образца: образцы из зеленых сортов - Афи-цион и Фриллис - имеют более высокую степень чистоты, чем из красного сорта Роксай (таблица 2) независимо от используемого метода выделения.
Таблица 2 - Количество и чистота ДНК салата посевного трех сортов, выделенной 3 методами
Сорт салата Метод выделения Концентрация ДНК, нг/мкл Отношение а260/а280
Афицион ФитоСорб 390,5 1,9
Со стеклом и CH3COONa 485,5 1,8
CSDS 725,25 1,9
Роксай ФитоСорб 402,25 1,7
Со стеклом и CH3COONa 284 1,3
CSDS 705,5 1,6
Фриллис ФитоСорб 124,35 1,9
Со стеклом и CH3COONa 296 1,6
CSDS 490,5 1,9
1 •
2
3 (
4 Шг
5 <
6 1 Шг
7
8
9
10 t тт
vi 3 1 |
11 . ti . 21 . 31 . 41 5l fil 7i 01 oi 1
Ч
Рисунок 2 - Электрофореграмма ДНК различных сортов салата посевного, выделенной методом ФитоСорб в трех повторностях: 1-3 - Афицион, 4-6 - Роксай, 7-9 - Фриллис, 10 - ДНК маркер Sky-High
Одним из наиболее часто используемых методов в молекулярно-биологических исследованиях является ПЦР. ПЦР в реальном времени с образцами ДНК, полученными из сорта салата Афицион показала, что все три метода могут быть использованы для получения матрицы ДНК для проведения ПЦР: пороговое число циклов (О;) амплификации ДНК, полученной с использованием набора реактивов ФитоСорб составило 23,6; для ДНК, выделенной методом со стеклянным порошком, - 23,7; для ДНК, полученной методом с SDS, - 21,6. Дополнительно был проведен электрофоретический анализ полученных продуктов ПЦР. Было показано, что во всех случаях образуется единственный продукт ПЦР. Количество образовавшихся при ПЦР ампликонов во всех трех случаях было примерно
одинаковым, а их длина была идентична (рисунок 5). Это позволяет говорить о примерно равной ам-
плифицируемости и эффективности ПЦР препара- у
тов ДНК, полученных всеми тремя методами. О
Таким образом, ускоренные методы выделения г
ДНК превосходят эталонный метод по количеству Н
и длине молекул выделяемой ДНК, но - за исключе- |
нием метода с SDS - уступают по чистоте препарата. £
Однако методы ускоренного выделения имеют ряд и
дополнительных преимуществ, в частности эконо- ^
мическую эффективность. Так, стоимость реаген- Н
тов для выделения ДНК методом с SDS составила л
0,89 руб./образец, методом со стеклянным порош- (
ком и СН3ШОЫа - 0,71 руб./образец, что, соответст- 3
венно, в 32 и 40 раз дешевле, чем при использова- 0
нии набора ФитоСорб (28,90 руб./образец). 1
5 I
10
Рисунок 3 - Электрофореграмма ДНК различных сортов салата посевного, выделенной методом со стеклянным порошком и СН3СОО№ в трех повторностях: 1-3 - Афицион, 4-6 - Роксай, 7-9 - Фриллис, 10 - ДНК маркер Sky-High
1 I
2 I
3 I
4
5
Рисунок 4 - Электрофореграмма ДНК различных сортов салата посевного, выделенной методом с SDS в трех повторностях: 1-3 - Афицион, 4-6 - Роксай, 7-9 - Фриллис, 10 - ДНК маркер Sky-High
гм о гм
и
Рисунок 5 - Электрофореграмма ампликонов салата посевного сорта Афицион, матрица ДНК для ПЦР выделена следующими методами: 1 - ФитоСорб, 2 - со стеклянным порошком, 3 - с SDS, 4 - ДНК маркер Staгt250
га 1
Кроме того, указанные методы ускоренного выделения ДНК, в отличие от протокола с набором ФитоСорб, включают в себя меньшее число манипуляций и, соответственно, выполняются быстрее.
Заключение. Проведенный анализ пяти методов выделения ДНК показал, что все методы ускоренного выделения позволяют получить большее количество ДНК, чем коммерческий набор реагентов ФитоСорб, однако только метод с SDS обеспечивает сравнимую с ФитоСорбом чистоту препарата. Только методы выделения ДНК со стеклянным порошком и с SDS позволяют получать в наименьшей степени
деградированную ДНК, что делает их перспективными для большинства молекулярно-биологических приложений (ПЦР, гибридизация, клонирование и др). Результаты выделения ДНК методом с SDS менее других зависели от сорта салата, использованного в качестве образца. Таким образом, по совокупности свойств метод ускоренного выделения ДНК с SDS оказался наиболее перспективным.
Литература: 1. Петров Д. Г. Методы выделения и очистки ДНК из лизатов клеток (обзор) / Д. Г. Петров, Е. Д. Макарова, Н. Н. Гермаш, И. Е. Антифеев // Научное приборостроение.
2019. T. 29. №4. C. 28-50.
2. Aboul-Maaty N.-A.-F., Oraby H. A.-S. Extraction of high-quality genomic DNA from different plant orders applying a modified CTAB-based method. Bull. Natl. Res. Centre. 2019. V.43. №1. 25 p.
3. Dairawan M., P.J. Shetty. The Evolution of DNA Extraction Methods. American Journal of Biomedical Science & Research. 2020. V.8. №1. pp.39-45.
4. Devi S. G., A. A. Fathima,S. Radha,R. Arunraj, W. R. Curtis, RamyaM. A Rapid and Economical Method for Efficient DNA Extraction from Diverse Soils Suitable for Metagenomic Applications. PloS one. 2015. V.10. №7. e0132441.
5. Fazekas A. J., Burgess K. S., Kesanakurti P. R., Graham S. W., Newmaster S. G., Husband B. C., Percy D. M., Hajibabaei M., Barrett S. C. Multiple multilocus DNA barcodes from the plastid genome discriminate plant species equally well. PloS one. 2008. V.3. №7. e2802.
6. Heikrujam J., Kishor R., Mazumder P.B. The Chemistry Behind Plant DNA Isolation Protocols. Biochemical Analysis Tools - Methods for Bio-Molecules Studies. 2020.
7. Kalendar R., Boronnikova S., Seppanen M. Isolation and
purification of DNA from complicated biological samples. Methods Mol. Biol. 2021. V.2222. pp.57-67.
8. Niu Ch., Kebede H., Auld D. L., Woodward J. E., Burow G., Wright R. J. A safe inexpensive method to isolate high quality plant and fungal DNA in an open laboratory environment. African Journal of Biotechnology. 2008. V.7. №16. pp. 28182822.
9. Pipan B., Zupancic M., Blatnik E., Dolnicar P., Meglic V. Comparison of six genomic DNA extraction methods for molecular downstream applications of apple tree (Malus X domestica). Cogent Food Agric. 2018. V.4. e1540094.
10. Sahu S. K., Thangaraj M., Kathiresan K. DNA Extraction Protocol for Plants with High Levels of Secondary Metabolites and Polysaccharides without Using Liquid Nitrogen and Phenol. ISRN Molecular Biology. 2012. 6 p.
11. Sajib. A. A., Bhuiya M. A. I., Huque R. A Simple, Efficient and Rapid Method for Good Quality DNA Extraction from Rice Grains. Rice Science. 2017. V.24. №2. pp.119-122.
12. Tamari F., Hinkley C. S., Ramprashad N. A comparison of DNA extraction methods using Petunia hybrida tissues. J Biomol Tech. 2013. V.24. №3. pp.113-118.
Comparative Analysis of Methods of Rapid DNA Extraction from Plant Material
A.S. Popova, junior researcher; A.O. Staruhina, junior researcher; V.G. Zaitsev, K.B.N., principal researcher, Head of Molecular Breeding Laboratory - Federal State Budget Scientific Institution «Federal Scientific Centre of Agroecology, Complex Melioration and Protective Afforestation of the Russian Academy of Sciences» (FSC of Agroecology RAS), e-mail: info@vfanc.ru, 400062, Universitetskiy Avenue, 97, Volgograd, Russia
The use of a wide range of molecular biology techniques in current research needs high quality of DNA. Presence of specific secondary metabolites (phenolic compounds, alkaloids, etc.) and high content of pigments and polysaccharides in plant samples can decrease yield of highly pure and non-degraded DNA and inhibit the activity of enzymes used in various molecular biological methods. Four rapid DNA extraction methods (based on Chelex-100 or IRC-748 amberlitesobents, glass powder or sodium dodecyl sulfate - SDS) were used to prepare DNA from lettuce leaves in comparison with DNA extraction with commercial DNA extraction kit "PhytoSorb" from "Syntol" (Russia). The yield and size of prepared DNA, protein contamination and ability to amplify DNA by the polymerase chain reaction (PCR) technique were evaluated in current study. We found all rapid DNA extraction methods produced higher yield of DNA than "PhytoSorb" kit. Agarose electrophoresis showed DNA purified by any rapid method had larger size than DNA purified by "PhytoSorb" kit. However, only SDS-based method removed proteins from DNA preparation with the same effectiveness to "PhytoSorb" kit; all
other methods were worse. DNA prepared by SDS-based methods, by method with glass powder and by "PhytoSorb" kit was easy amplified by PCR. It could be considered all three methods were equal in PCR inhibitor elimination. Therefore, SDS-based method and method with glass powder similar or better than commercial "PhytoSorb" kit in yield or quality of prepared DNA and suitable for basic molecular biology techniques but faster and markedly less expensive. According to the complex of criteria, we consider SDS-based method is the most appropriate for quality DNA extraction from plant samples.
Keywords: extraction, plant samples, PCR, lettuce, DNA electrophoresis
Acknowledgements. The work was carried out within the framework of the state task of the Ministry of Science and Higher Education of the Russian Federation (topic №. AAAAA19-119111390073-4).
Translation of Russian References: 1. Petrov D. G., Makarova Ye. D., Garmash N. N., Antifeyev I. Ye. Metody vydeleniya i ochistki DNK iz lizatov kletok (obzor) [Methods for isolation and purification of DNA from y cell lysates (review)]. Nauchnoye priborostroyeniye. 2019. i V.29(4). pp. 28-50. (In Russian) £
_ O
I
Цитирование. Попова А.С., Старухина А.О., Зайцев В.Г. Сравнительный анализ методов ускоренного выделе- Ч
ния ДНК из растительного материала // Научно-агрономический журнал. 2021. №2(113). С. 28-33. D01:10.34736/ о
FNC.2021.113.2.004.28-33 |
Авторский вклад. Все авторы настоящего исследования принимали непосредственное участие в планировании, у
выполнении и анализе данного исследования, ознакомились и одобрили представленный окончательный вариант. н
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. л
Citation. Popova A.S., Staruhina A.O., Zaitsev V.G. Comparative Analysis of Methods of Rapid Dna Extraction from Plant Material. rvj
Scientific Agronomy Journal, 2021. 2(113). pp. 28-33. DOI: 10.34736/FNC.2021.113.2.004.28-33 1
Author's contribution. All authors of this research paper have directly participated in the planning, execution, or analysis of |
this study. All authors of this paper have read and approved the final version submitted. 0
Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest. 1
