Сравнительное исследование влияния липосом с различными антиоксидантами на степень гемолиза и форму эритроцитов при гипохлоритиндуцированном перекисном гемолизе

Мухамадияров Ринат Авхадиевич; Борисов Вадим Владимирович; Торопова Яна Геннадьевна; Богданов Максим Владимирович; Лахмоткина Екатерина Васильевна

УДК 616.155.18-07

Р. А. Мухамадияров, В. В. Борисов, Я. Г. Торопова, М. В. Богданов, Е. В. Лахмоткина

СРАВНИТЕЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ЛИПОСОМ С РАЗЛИЧНЫМИ АНТИОКСИДАНТАМИ НА СТЕПЕНЬ ГЕМОЛИЗА И ФОРМУ ЭРИТРОЦИТОВ ПРИ ГИПОХЛОРИТИНДУЦИРОВАННОМ ПЕРЕКИСНОМ ГЕМОЛИЗЕ

В работе исследована степень перекисного гемолиза, содержание малонового диальдегида и морфология эритроцитов человека при воздействии гипохлорита натрия после инкубации с липосомами различного состава. Исследован эффект «пустых» липосом и липосом, содержащих в своем составе а-токоферол, дигидро-кверцитин и эмоксипин. Показано, что все типы липосом снижают степень гемолиза, накопление малонового диальдегида и тормозят трансформацию эритроцитов. По сумме исследованных характеристик все виды изученных липосом демонстрируют выраженный мембраностабилизирующий эффект в отношении перекисного гемолиза эритроцитов.

Ключевые слова: липосомы, гемолиз, а-токоферол, дигидрокверцетин, эмоксипин.

Липосомы в настоящее время рассматриваются как перспективная лекарственная форма для доставки биологически активных веществ к клеткам и тканям [1]. Высокая тропность липосом к биологическим мембранам может иметь важную практическую значимость, так как многие патологические процессы вызывают изменение состава и деструкцию клеточных мембран [2; 3, с. 71; 4, с. 96]. Ведущим механизмом, вызывающим повреждение мембран, является активация в них процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ), активизирующихся в результате образования активных форм кислорода и снижения активности антиоксидант-ных систем клеток [5, с. 107; 6].

В связи с этим важное значение приобретает повышение окислительной устойчивости липидных мембран. Одним из способов торможения ПОЛ может быть доставка в мембраны веществ, обладающих антиоксидантным эффектом [7, с. 243252; 8]. Способность липосом взаимодействовать непосредственно с клеточными мембранами превращает их в уникальное орудие для выполнения этой цели. Поэтому липосомы могут рассматриваться как универсальное и эффективное средство адресной доставки антиоксидантов в биомембраны [1].

В качестве антиоксидантов, включаемых в ли-посомы, в наших экспериментах использовали а-то-коферол, дигидрокверцетин и эмоскипин. а-токо-ферол является широко распространенным природным антиоксидантом, обладает липофильными свойствами и играет важную роль в антиоксидант-ной защите клеток. Липофильный антиоксидант ди-гидроквецитин и гидрофильный эмоксипин обладают более выраженным эффектом по сравнению с а-токоферолом и включаются в мембранную фазу и водную фазу липосом соответственно.

Несмотря на большой интерес исследователей к этим препаратам, мемраностабилизирующий эф-

фект их липосомальных форм мало изучен. Важной особенностью липосом является то, что липиды, входящие в состав липосом, могут выступать в качестве «доноров» эссенциальных липидов, замещающих молекулы, поврежденных в результате ПОЛ и активизации фосфолипаз [9]. Для оценки мембранотропного эффекта различных препаратов удобной моделью является перекисный гемолиз эритроцитов (ПГЭ).

На основании вышеизложенного целью настоящего исследования явилось сравнительное исследование влияния липосомальных форм а-токофе-рола, дигидрокверцетина и эмоксипина на степень гемолиза и форму эритроцитов при ПГЭ, индуцированном гипохлоритом натрия.

Полученные данные могут быть использованы при создании лисомальных форм лекарственных препаратов, обладающих мембранопротекторным эффектом.

Получение эритроцитов. Эритроциты выделяли из крови здоровых доноров центрифугированием в течение 10 минут при 2 800 об./мин. Затем эритроциты отмывали от плазмы троекратно в физиологическом растворе (ФР). Полученную эрит-роцитарную массу разбавляли ФР до получения 5 %-й взвеси по объему.

Приготовление липосом. Липосомы диаметром 100 нм готовили из мультиламелярных везикул, состоящих из лецитина и холестерина в молярном отношении 1 : 2, методом экструзии на экструдере Ырех ВютетЬгапе8 (Канада). При получении липосом с а-токоферолом (а-ТЛ) и дигидрокверцити-ном (ДГКЛ) их добавляли на этапе получения липидной пленки. В случае липосом с эмоксипином (ЭМЛ) его раствор добавляли при оводнении липидной пленки. В эксперименте использовали «пустые» липосомы (ПЛ), содержащие в липидной фазе лецитин и холестерин в молярном отношении 7 : 5, и липосомы, содержащие вышеописанные ан-

тиоксиданты. Антиоксиданты добавляли из расчета 0,25 ммоль/г липида.

Инкубация эритроцитов с липосомами. К 5 мл 5 %-й взвеси эритроцитов добавляли липосомы различного состава и инкубировали при температуре 37 °С в течение 24 часов. Концентрация липосом в пробах в пересчете на липиды составила 10 мг/л (14,8 мкМ) с содержанием антиоксидантов 2,5 мкМ.

Исследование перекисного гемолиза эритроцитов. В настоящем исследовании применяли две модели гемолиза, отличающиеся концентрацией гипохлорита натрия (ГХН) и способом регистрации показателя. В настоящее время ПГЭ может рассматриваться как чувствительный лабораторный тест, отражающий структурные и химические изменения мембран, а также степень клеточных дисфункций [10].

«Быстрый» гемолиз. Для проведения данного вида ПГЭ к 2 мл 1,25 %-й взвеси эритроцитов добавляли ГХН в концентрации 0,15 мМ (pH 7,8). Степень гемолиза оценивали по изменению пропускной способности при длине волны 670 нм на спектрофотометре Genesis (Thermo, США). Измеряли начальную оптическую плотность, затем добавляли окислитель и производили измерения в течение 10 минут с кратностью в 1 мин. Данная методика в течение этого времени обеспечивала 100 %-й гемолиз. Модель «быстрого» гемолиза использовалась для изучения изменения формы эритроцитов на различных этапах ПГЭ.

«Медленный» гемолиз. Для проведения данного вида ПГЭ эритроциты, предварительно инкубированные с липосомами различного состава в течение 24 часов, троекратно отмывали забуференным ФР. Затем к осадку добавляли 0,075 мМ ГХН (pH 7,8). Полученную взвесь инкубировали в течение 2 часов при 37 °С при постоянном перемешивании. В контрольной группе, без липосом, ПГЭ составлял 25 %. Степень гемолиза оценивали по содержанию гемоглобина в растворе после осаждения эритроцитов. Концентрацию гемоглобина определяли при помощи набора «Гемоглобин-Ново» («Вектор-Бэст», Россия). Модель «медленного» гемолиза использовали для сравнительной оценки соотношения различных форм эритроцитов при ПГЭ после взаимодействия с липосомами различного состава.

Электронно-микроскопическое исследование. Для изучения методом сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) эритроциты фиксировали в 1 %-м растворе глутарового альдегида в 0,1 М фосфатном буфере в течение 1 часа. После этого проводили дегидратацию эритроцитов по батарее спиртов возрастающей концентрации. Затем с использованием вакуумного поста (Quorum Technologies SC7640, Великобритания) наносили золото-палладиевое по-

крытие толщиной 30 нм и далее образцы изучали на сканирующем электронном микроскопе НйасЫ Б3400К (Япония) в условиях глубокого вакуума при ускоряющем напряжении 30 кУ. С каждого образца делали по 10 снимков. По электронограммам производили количественный подсчет неизмененных эритроцитов (дискоцитов), эритроцитов в начальной стадии деформации, эхиноцитов и сферо-цитов. Для каждой группы производили подсчет 1 000 эритроцитов.

Определение малонового диальдегида. Концентрацию малонового диальдегида (МДА) в эритроцитах определяли по образованию окрашенного продукта в ходе реакции с тиобарбитуровой кислотой [11]. Полученные данные пересчитывали на 1 мл эритроцитов.

Статистическая обработка результатов. Статистическую обработку результатов выполняли с помощью программы 31а11Б11са 7.0. Производили предварительную проверку выборок на нормальность распределения с использованием критерия X2. Рассчитывали значение средней арифметической величины и стандартной ошибки. Для оценки достоверности различий между группами использовали /-критерий Стьюдента. Для оценки корреляции между показателями применяли коэффициент Спирмена. Все эксперименты выполнены в 25-кратной повторности.

На начальном этапе исследования проводили изучение динамики ПГЭ. Известно, что разрушение эритроцитов сопровождается снижением све-торассеивания. При воздействии ГХН через 12 минуты происходит увеличение светорассеива-ния луча на 0,1 единицу оптической плотности, затем в течение последующих 5 минут светорас-сеивание быстро снижается, достигая минимального значения, соответствующего полному гемолизу (рис. 1).

Другим информативным показателем, отражающим состояние эритроцитов, является измене -ние их формы. Форма эритроцитов тесно связана с метаболическими процессами, происходящими в них, и состоянием их клеточной мембраны [3, с. 71; 4, с. 82]. В норме в крови циркулируют эритроциты различной формы, подавляющее большинство из которых составляют дискоциты. При воздействии различных индукторов ПГЭ в эритроцитах происходит нарушение структуры мембраны, изменение ее проницаемости, истощение антиоксидантных систем и энергетического потенциала, что в итоге приводит к полному гемолизу [3, с. 72; 4, с. 82]. Данные процессы сопровождаются изменением формы эритроцитов [5, с. 108; 8, 10].

Исследование формы эритроцитов методом СЭМ показало, что до воздействия ГХН эритроциты имели типичную форму дискоцитов (рис. 2, а).

Рис. 1. Изменение оптической плотности 1,25 %-й суспензии эритроцитов при действии 0,15 мМ гипохлорита натрия. Минимальное значение соответствует 100 %-му гемолизу. Пунктирными линиями обозначены временные интервалы забора материала для электронно-микроскопических исследований

Через 2,5 минуты после воздействия ГХН - начальная стадия гемолиза - наблюдали повышение светорассеивания (рис. 1) и изменение формы эрит-

роцитов от дискоцитов до эхиноцитов (рис. 2, б). Таким образом, зарегистрированное увеличение све-торассеивания связано с изменением формы эритроцита - переход от дискоцитов к эхиноцитам, что подтверждено методом СЭМ.

Через 5 минут после индукции ПГЭ (50 % гемолиза) отмечали дальнейшую трансформацию формы эритроцитов. У сохранившихся эхиноцитов уменьшалось количество выростов и их форма приближалась к сфероцитам (рис. 2, в). При этом диаметр эритроцитов визуально не изменялся по сравнению с 2,5 минутами ПГЭ.

Через 7,5 минуты после добавления ГХН (стадия завершения гемолиза) большая часть эритроцитов гемолизирована, гемоглобин находится вне клеток. Эритроциты с сохраненными клеточными мембранами имели форму эхиноцитов и сфероци-тов (рис. 2, г).

Таким образом, при ПГЭ наблюдалась трансформация эритроцитов в следующей последовательности: дискоциты ^ эхиноциты ^ сфероциты ^ ^ сфероциты с перфорированной мембраной ^ ^ «тени» эритроцитов.

¿Г )

,,,

Б3400 ЗО.ОкУ 9.2тт х4.50к БЕ 8/17/201015:13

"Л

/

\

Рис. 2. Форма эритроцитов при перекисном гемолизе, вызванном 0,15 мМ гипохлорита натрия. Сканирующая электронная микроскопия: а - дискоциты до добавления гипохлорита натрия; б - через 2,5 минуты после начала гемолиза: образование эхиноцитов; в - через 5 минут после начала гемолиза: сфероциты и эритроциты с частичной деструкцией мембраны; г - через 7,5 минуты после начала гемолиза: оставшиеся негемолизированными эхиноциты и разрушенные эритроциты с выходом гемоглобина из клетки. Ув. *4 500

На следующем этапе при помощи модели «мед- различного состава на степень ПГЭ. Установлено,

ленного» гемолиза было изучено влияние липосом что все исследованные липосомальные препараты

достоверно (р < 0,01) снижали процент ПГЭ (рис. 3). В пробах, инкубировавшихся с «пустыми» липо-сомами, ПГЭ был ниже на 83,5 % по сравнению с контролем. Применение антиоксидантных препаратов в составе липосом усиливало протективный

эффект в отношении ПГЭ. Так, в случае инкубации эритроцитов с липосомами, содержащими а-токо-ферол, дигидрокверцитин и эмоксипин, переки-сный гемолиз снижался на 85,1, 86,4 и 92,0 % соответственно.

25

20

10

ФР

ПЛ а-ТЛ ДГКЛ ЭМЛ

§

4.0

3.5

3.0

2.5

2.0

1.5 1,0 0 5 0,0

ФР ПЛ а-ТЛ ДГКЛ ЭМЛ

Рис. 3. Процент гемолизированных эритроцитов, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Условные обозначения: ФР - физиологический раствор;

ПЛ - «пустые» липосомы; а-ТЛ - липосомы с а-токоферолом; ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином; ЭМЛ - липосомы с эмоксипином

Параллельное исследование содержания МДА (маркера интенсивности процессов ПОЛ) в эритроцитах показало, что снижение ПГЭ сопровождается снижением содержания МДА (рис. 4). В группе без использования липосом отмечено максимальное содержание МДА, тогда как при инкубации с ЭМЛ концентрация МДА минимальна. Также установлена прямая корреляционная зависимость между МДА и ПГЭ (г = 0,92). Это свидетельствует о том, что липосомы с антиоксидантами оказывают выраженный мембраностабилизирующий эффект и,

Рис. 4. Концентрация малонового диальдегида в эритроцитах, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Условные обозначения: ФР - физиологический раствор;

ПЛ - «пустые» липосомы; а-ТЛ - липосомы с а-токоферолом;

ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином;

ЭМЛ - липосомы с эмоксипином

следовательно, повышают перекисную резистентность эритроцитов.

При исследовании формы эритроцитов методом СЭМ также обнаружены морфологические изменения. Отмечено снижение содержания диско-цитов, появление большого количества эритроцитов, подвергнувшихся начальной трансформации, и эхиноцитов. Применение липосом приводит к изменению соотношения форм эритроцитов. Данный эффект зависит от наличия и вида антиоксиданта в составе липосом (рис. 5).

Рис. 5. Полиморфизм эритроцитов, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Сканирующая электронная микроскопия. Ув. *1 600

Данные о соотношении различных форм эритроцитов после их инкубации с липосомами и воздействия ГХН представлены в таблице.

Количественное содержание различных форм эритроцитов после 24-часовой инкубации с липосомами и индукции «медленного» перекисного гемолиза

Форма эритроцита

дискоциты начальная трансформация эхиноциты

Контроль 97,5 ± 1,4 2,2 ± 0,7 0,3 ± 0,2

ФР 81,6 ± 2,1* 17,1 ± 1,2* 1,3 ± 0,2*

ПЛ 84,5 ± 1,7* 13,9 ± 0,9* 1,6 ± 0,2*

а-ТЛ 87,9 ± 1,4* 9,0 ± 0,7*+ 3,1 ± 0,9*+

ДГКЛ 86,6 ± 1,5* 11,8 ± 0,9* 1,6 ± 0,2*

ЭМЛ 91,6 ± 2,4*+ 6,8 ± 1,6*+ 1,6 ± 0,1*

Примечание. ФР - физиологический раствор, ПЛ - «пустые» липосомы, а-ТЛ - липосомы с a-токоферолом, ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином, ЭМЛ - липосомы с эмокси-пином; * - p < 0,05 (по сравнению с контролем); + - p < 0,05 (по сравнению с ФР).

Необходимо отметить, что полностью гемоли-зированные эритроциты не визуализируются при помощи СЭМ, так как оставшиеся после гемолиза липидные мембраны растворяются в спиртах в процессе пробоподготовки. Поэтому на электронограм-мах видны только сохранившиеся эритроциты, среди которых и производили количественный подсчет процента трансформировавшихся.

В группе ФР после 2 часов воздействия ГХН количество дискоцитов снижается до 81,6 % по сравнению с контролем (97,5 %). Предынкубация эритроцитов с липосомами обеспечивает лучшую сохранность дискоцитов в присутствии ГХН. Все виды липосом повышают устойчивость эритроцитов к начальным стадиям ПГЭ, а включение в состав липосом антиоксидантных препаратов обеспечивает более выраженную сохранность эритроцитов (87,9-91,6 % неизмененных форм в зависимости от вида антиоксиданта).

В группу эритроцитов с начальной трансформацией относили все эритроциты с небольшими дефектами, изменением формы, началом образования выростов. Сфероциты в этой серии не отмечены. Возможно, это связано с тем, что переход сфе-роцита к гемолизу очень быстрый и при сравнительно низком общем содержании эхиноцитов, из которых они образуются, не попадают в поле зрения. На модели «быстрого» гемолиза мы не наблюдали начальной трансформации эритроцитов ввиду слишком высокой скорости процесса. Последовательность трансформации выглядела следующим образом: дискоциты ^ эхиноциты ^ гемолиз.

Необходимо отметить, что предынкубация эритроцитов с липосомами обеспечивает лучшую со-

хранность дискоцитов в присутствии ГХН и снижает содержание эритроцитов, подвергшихся трансформации. Так, в группе ФР присутствовало 17,1 % трансфомировавшихся эритроцитов (см. табл.). После инкубации с липосомами отмечено их снижение, убывающее в ряду ПЛ ^ ДГКЛ ^ а-ТЛ ^ ^ ЭМЛ.

Процентное содержание эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ, ДГКЛ было незначительно выше (на

0,3 %), чем в группе ФР. Хотя это повышение не было статистически значимым (р > 0,05), но имело место во всех трех группах. Поэтому близкие по величине показатели количества эхиноцитов, превышающие это значение в группе ФР, дают основание предполагать, что накопление эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ, ДГКЛ обусловлено включением в эритроциты липидов, входящих в состав липосом.

В группе а-ТЛ количество эхиноцитов более чем в два раза превышает данный показатель в группе ФР. Возможно, данный феномен связан с повышением скорости их образования или снижением скорости их разрушения. Близкие по величине количественные значения эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ и ДГКЛ позволяют предположить, что скорость разрушения эхиноцитов является постоянной либо изменяется слабо. Таким образом, повышенное содержание эхиноцитов в группе а-ТЛ обусловлено прежде всего повышением скорости их образования.

При сравнении групп а-ТЛ и ДКГЛ было установлено, что в группе а-ТЛ наблюдается пониженное содержание эритроцитов, подвергшихся начальной трансформации, одновременно с повышенным содержанием эхиноцитов. Это может свидетельствовать о том, что липосомальная форма а-то-коферола тормозит гемолиз прежде всего на этапе начальной трансформации эритроцитов, но не снижает, а увеличивает скорость образования эхино-цитов. В конечном итоге именно высокая скорость образования эхиноцитов в данной группе является причиной достоверно более высокого уровня ПГЭ относительно группы ДГКЛ.

В наших экспериментах установлено, что липо-сомы, содержащие эмоксипин, оказывали максимальный мембраностабилизирующий эффект. Это проявлялось в максимальном снижении степени ПГЭ, снижении содержания МДА и предотвращении трансформации эритроцитов.

Известно, что форма эритроцитов поддерживается за счет метаболических процессов в клетках и зависит от состояния их мембран [3, с. 72]. Окислительный стресс, вызванный ГХН, активизирует процессы ПОЛ в мембранах, что приводит к нарушению их структуры [5, с. 109; 6]. В связи с этим можно предположить, что изменение поверхностного рельефа эритроцитов при действии ГХН обус-

ловлено повреждением структуры мембраны и истощением метаболических систем.

Полученные данные подтверждают, что в условиях эксперимента липосомы эффективно взаимодействуют с эритроцитами, повышая их устойчивость к ПГЭ. Известно, что липосомы взаимодействуют с эритроцитами путем слияния с их мембраной и путем адгезии [9]. При этом липидная часть липосом встраивается в клеточную мембрану, а внутренняя фаза оказывается внутри клетки. На основании вышеизложенного можно предположить, что снижение ПГЭ даже при использовании ПЛ связано с тем, что липиды липосом оказывают репаративный эффект при активации ПОЛ и, возможно, путем восстановления структуры собственных мембранных липидов (фосфатидилхолина и фосфатилэтаноамина) [6, 12]. При наличии в липидной фазе липосом липофильных антиоксидантов -а-токоферола и дигидрокверцитина - они также встраиваются в клеточную мембрану эритроцитов.

Локализуясь в мембране, все антиоксиданты способны «гасить» образующиеся при ПГЭ липидные радикалы, тем самым оказывая мембраностабилизирующий эффект. Известно, что кроме взаимодействия с липидными радикалами, антиоксиданты способны в различной степени инактивировать активные формы кислорода [13, 14]. Для ДГК дополнительным механизмом антиоксидантного эффекта может быть связывание двухвалентных ионов железа, участвующих в образовании активных форм кислорода в клетках [15]. Аналогичным эффектом обладает и эмоксипин [14].

Несмотря на принципиальное сходство механизмов антиоксидантного действия изученных нами веществ, были отмечены различия в интенсивности протекторного эффекта. Возможно, это связано с индивидуальными химическими особенностями самих антиоксидантных препаратов. Также отмечено различие степени торможения ПГЭ и соотношение форм трансформировавшихся эритроцитов в зависимости от типа антиоксиданта.

«Пустые» липосомы эффективны только в мембранной фазе, поскольку в своем составе содержат только липиды. Данный вид липосом относительно слабо тормозит образование МДА, но в то же время обладает выраженным протекторным эффектом в отношении ПГЭ. Полученный эффект можно объяснить встраиванием липидов липосом в мембрану эритроцитов, тем самым способствуя стабилизации их структуры. Лецитин, входящий в состав ПЛ, также способен оказывать антиоксидантный эффект.

Так как а-токоферол практически нерастворим в воде, его действие может проявляться только в липидной фазе за счет инактивации липидных радикалов путем разрыва цепи свободно радикального окисления.

ДГК также является липофильным соединением, однако способен в малых концентрациях растворяться в воде. Можно предположить, что мембраностабилизирующий эффект ДГКЛ, превышающий таковой при использовании ПЛ и а-ТЛ, обусловлен не только «гашением» липидных радикалов, но и связыванием ионов Бе2+ вблизи плазматической мембраны эритроцитов. Снижение содержания МДА в этой группе подтверждает, что мембраностабилизирующий эффект ДГКЛ связан также с торможением ПОЛ.

Высокая мембраностабилизирующая активность ЭМЛ, вероятно, обусловлена способностью самого эмоксипина взаимодействовать не только с мембраной, но и его хорошей растворимостью в водных средах, что дает возможность оказывать эффект как на уровне плазмалеммы, так и в примембран-ном пространстве цитоплазмы. Кроме того, эмо-ксипин способен взаимодействовать с супероксид-ным радикалом и, по-видимому, с другими активными формами кислорода, ингибируя тем самым инициальные стадии свободно-радикального окисления [14] и усиливая ингибирующий эффект ЭМЛ в отношении процессов ПОЛ.

Таким образом, выраженный мембраностабилизирующий эффект липосом, содержащих антиоксиданты, может рассматриваться как сумма эффектов липидов самих липосом и антиоксидантов, входящих в их состав.

При этом различная эффективность липосо-мальных форм применявшихся антиоксидантов может быть связана с различной структурой их молекул, их различной подвижностью в мембранной фазе и различной активностью образующихся при взаимодействии радикалов.

Так как важнейшие физиологические функции эритроцитов зависят от состояния их клеточных мембран [16], можно ожидать, что мембранопротекторный эффект липосомальных форм антиоксидантов способствует сохранению их функциональной активности.

Таким образом можно констатировать:

1. Липосомы снижают степень гемолиза, проявляя мебраностабилизирующий эффект при ПГЭ. Введение в состав липосом антиоксидантных препаратов усиливает данный эффект.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

2. Мембраностаблилизирующий эффект липо-сом обусловлен торможением перекисного окисления липидов мембран.

3. По силе защитного эффекта использовавшихся липосом, содержащих антиоксиданты, их можно расположить в следующем порядке по мере возрастания - а-ТЛ, ДГКЛ, ЭМЛ.

4. Морфологически эффект липосом при пере-кисном гемолизе проявляется прежде всего на стадии начальной трансформации эритроцитов.

Список литературы

1. Сейфулла Р. Д. Фармакология липосомальных препаратов (в эксперименте и клинике). М., 2010. 241 с.

2. Афанасьев С. А., Реброва Т. Ю., Кондратьева Д. С. Особенности фосфолипидного состава мембран эритроцитов в условиях постин-

фарктного кардиосклероза // Биомедицинская химия. 2007. Т. 53, вып. 5. С. 541-546.

3. Шифман Ф. Д. Патофизиология крови. М.: Изд-во «Бином», 2001. 448 с.

4. Шперлинг И. А., Рязанцева Н. В., Новицкий В. В., Жаткин О. А. Патология эритроцита при экзогенной интоксикации. Томск: Изд-во Том-

ского ун-та, 2006. 122 с.

5. Бохан Н. А., Прокопьева В. Д. Молекулярные механизмы влияния этанола и его метаболитов in vitro и in vivo. Томск: Изд-во Томского ун-та, 2004. 167 с.

6. Hatherill J. R., Till G. O., Ward P. A. Mechanisms of oxidant-induced changes in erythrocytes // Agents and Actions. 1991. Vol. 32, 3/4. P. 252-258.

7. Ипатова О. М. Фосфоглив: механизм действия и применение в клинике / под ред. акад. РАМН А. И. Арчакова. М.: Изд-во ГУ НИИ биомедицинской химии РАМН, 2005. 318 с.

8. Мамонтова Е. В. Влияние а-токоферола на степень перекисного гемолиза эритроцитов белых мышей в норме и при иммобилизацион-ном стрессе // Современные проблемы науки и образования. 2006. № 3. С. 27-28.

9. Schwartz R. S., Duzgunes N., Tsun-Yee Chu D., Lubin B. Interaction of phosphatidilserine-phosphatidilcholine liposomes with sickle erythrocytes. Evidence for altered membrane surface properties // J. Clin. Invest. 1983. Vol. 71, № 3. P. 1570-1580.

10. Щербаченко И.М., Лисовская И. Л., Любицкий О. Б., Осипов А. Н. Определение осмотической резистентности эритроцитов, модифицированных окислением, как способ оценки активности антиоксидантов // Вестник РГМУ. 2007. № 6 (59). С. 70-75.

11. Стальная И. Д., Гаришвилли Т. Г. Метод определения малонового диальдегида по реакции с тиобарбитуровой кислотой // Современные методы в биохимии / под ред. В. Н. Ореховича. М., 1977. С. 66-68.

12. Gratzer W. B. The red cell membrane and its cytoskeleton // J. Biochem. 1981. Vol. 198, № 1. P. 1-8.

13. Владимиров Ю. А., Проскурнина Е. В., Демин Е. М. [и др.]. Дигидрокверцетин (таксифолин) и другие флавоноиды как ингибиторы образования свободных радикалов на ключевых стадиях апоптоза // Биохимия. 2009. Т. 74, вып. 3. С. 372-379.

14. Клебанов Г. И., Любицкий О. Б., Васильева О. В. [и др.]. Антиоксидантные свойства производных 3-оксипиридина: мексидола, эмоксипи-на и проксипина // Вопросы медицинской химии. 2001. № 3. С. 62-74.

15. Van Acker S. A., Van Balen G. P., Van den Berg D. J. et al. Influence of iron chelation on the antioxidant activity of flavonoids // Biochem Pharmacol. 1998. Vol. 56, № 8. P. 935-43.

16. Трубачева О. А., Шахристова Е. В., Галич А. И., Петрова И. В. Влияние повышенной Ca^-зависимой калиевой проницаемости на деформируемость эритроцитов // Вестн. Томского гос. пед. ун-та (Tomsk State Pedagogical University Bulletin). 2011. Вып. 5 (107). С. 59-72.

Мухамадияров Р. А., кандидат биологических наук, старший научный сотрудник.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.