CC BY
135
УДК 611.731.1;591.862
Вестник СПбГУ. Сер. 11. 2013. Вып. 2
Т. Ю. Зырянова, А. Г. Марков
СРАВНЕНИЕ ХАРАКТЕРИСТИК МЫШЕЧНЫХ ВОЛОКОН СКЕЛЕТНЫХ МЫШЦ МЫШЕЙ ЛИНИИ С57BL/6J И НОКАУТНЫХ ПО ГЕНУ CD97*
СD97 представляет собой белковую молекулу, которая является членом семейства трансмембранных рецепторов эпидермальных факторов роста (ЭФР) адгезионного класса, сопряженных с G-белками [1, 2]. Особенностью строения CD97 является наличие большого внеклеточного ^концевого участка молекулы (а-спирали), за счет которого данный рецептор способен связываться с различными лигандами. В состав экстраклеточного участка входят специфичные ЭФР-подобные домены, связывающиеся с эпидермальными факторами роста. Количество и состав этих доменов, следовательно изоформа СD97, определяются альтернативным сплайсингом матричной РНК [3, 4].
CD97 экспрессируется в различных тканях, где его функция достаточно хорошо изучена [5-9]. Недавно в скелетных мышцах было установлено наличие белковой молекулы СD97. В скелетных мышечных волокнах CD97-нокаутных мышей было обнаружено увеличение объема цистерн саркоплазматического ретикулюма. Одновременно показано, что пройденная дистанция за один пробег в колесе была достоверно ниже у мышей нокаутных по CD97 по сравнению с линией мышей дикого типа [10].
Так как известно, что в формировании фенотипа скелетных мышечных волокон принимают участие рецепторы к эпидермальным факторам роста [11], для оценки возможной физиологической роли СD97 в сокращении или регуляции фенотипа скелетных волокон была выведена нокаутная линия мышей по гену данной молекулы [12].
В настоящее время в понятие фенотипа мышечных волокон входит несколько параметров. Исторически первыми были выделены анатомические и гистологические критерии. Было показано, что морфологические и гистохимические характеристики отдельных мышечных волокон совпадают с физиологическими свойствами этих же волокон [13, 14]. В частности, авторы впервые предположили, что цвет всей мышцы, диаметр отдельных волокон и целой мышцы сопоставимы со скоростью сокращения скелетных мышц [15]. Затем понятие фенотипа стало расширяться. Была разработана система классификации мышечных волокон на основе скорости сокращения и развития утомления. Мышечные волокна впервые разделили на быстрые и медленные. Была изучена активность сукцинатдегидрогеназы, маркера окислительного обмена. Таким образом были выделены биохимические критерии отдельных мышечных волокон [16]. В настоящее время фенотип скелетных мышечных волокон определяют на основе экспрессии быстрой и медленной форм тяжелой цепи миозина, а также на основе активности ферментов окислительного и гликолитического обменов [17].
Зырянова Татьяна Юрьевна — магистр биологии, инженер-исследователь, Санкт-Петербургский государственный университет; e-mail: [email protected]
Марков Александр Георгиевич — д-р биол. наук, зав. кафедрой, Санкт-Петербургский государственный университет; e-mail: [email protected]
* Исследование было выполнено при поддержке программы «Научно-исследовательские стипендии для аспирантов и молодых ученых» Германской службы академических обменов (DAAD) от 20.04.2011 (Бонн, Германия, номер гранта А/10/76169), а также гранта СПбГУ (1.37.118.2011).
© Т. Ю. Зырянова, А. Г. Марков, 2013
Целью данного исследования явилось сравнение характеристик мышечных волокон скелетных мышц m. soleus и m. extensor digitorum longus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97.
Материалы и методы исследования. Эксперименты были проведены на самцах мышей дикого типа C57BL/6J (контрольная группа, n = 10) и нокаутных по гену CD97 (опытная группа, n = 11) возрастом 10 недель, массой 18-27 г. Животные содержались на стандартном рационе вивария, в отдельных клетках со свободным доступом к пище и воде. СD97-нокаутные мыши были любезно предоставлены доктором J. Ham-man (Университет Амстердама, Нидерланды) для исследования.
Все экспериментальные процедуры на животных были одобрены медицинским экспериментальным центром Университета Лейпцига (Германия). Эвтаназию животных проводили с помощью подачи СО2 в специальные камеры с животными. Мышечную ткань отпрепаровывали от расположенных рядом соединительной и жировой тканей, вырезали от сухожилия до сухожилия, заворачивали в алюминиевую фольгу и замораживали в жидком азоте. Пробы хранили при -80°C.
Для исследования фенотипа мышечных волокон были взяты скелетные мышцы m. soleus и m. extensor digitorum longus, различающиеся соотношением быстрых и медленных волокон. Известно, что m. extensor digitorum longus крысы состоит практически только из быстрых волокон [18]. В отличие от нее, в m. soleus у мышей почти половину массы составляют медленные волокна [19, 20].
Условия для определения гистологических параметров мышечных волокон были стандартизированы. Для всех исследуемых мышечных волокон определяли середину их мышц. Далее в центральной части мышц делали семь последовательных поперечных срезов (6 мкм) мышц m. soleus и m. extensor digitorum longus на криостате (-20°С), модель CM1850UV (Leica Microsystems, Австрия). Затем срезы монтировали на предметные стекла. Подсчет гистологических величин (площадь поперечного сечения мышц и мышечных волокон, количество отдельных волокон) производили на 1-м срезе. Для контроля определения данных гистологических величин использовали 7-й срез, подтверждающий неизменность протяженности структуры мышечного волокна на выбранном участке. Срезы № 2 и 3 использовали для определения количества быстрых и медленных волокон каждой мышцы по экспрессии быстрой или медленной формы тяжелой цепи миозина. Срезы № 4, 5, 6 использовали для определения активности ферментов окислительного и гликолитического типов обмена и миофибриллярной АТФазы, соответственно.
Далее срезы окрашивали в соответствии с указанными ниже методами. Полученные препараты анализировали с помощью светового микроскопа MDI3000 (Leica, Германия), оснащенного цветной цифровой видеокамерой DFC 492 (Leica, Германия), и программного обеспечения AxioVision 4.8 (Carl Zeiss Imaging Systems, Германия).
В каждом случае отбирали по одному цифровому изображению срезов мышц. Настройки экспозиции и чувствительности цифровой фотокамеры оставались неизменными. Фотосъемку препаратов производили в течение одной сессии.
При оценке данных об активности ферментов и количестве быстрых и медленных волокон был использован полуколичественный метод анализа. В основе метода лежит представление о том, что интенсивность окраски структур клетки соответствует количественному содержанию белка в этих структурах [21, 22].
Анатомическое и гистологическое исследование. Массу тела животных и мышц
m. soleus и m. extensor digitorum longus мышей дикого типа и нокаутных по CD97 определяли на весах ATL-220d4 (Acculab, Германия).
Для определения площади поперечного сечения мышц и мышечных волокон, количества отдельных волокон срезы окрашивали гематоксилин-эозином [23]. При подсчете площади поперечного сечения отдельных мышечных волокон круг площадью 0,125 мм2 случайным образом наводили на центр цифрового снимка. В этом круге выбирали 15 волокон для расчета исследуемой величины. Таким образом, всего было проанализировано 150 волокон в каждой группе мышей. Количество волокон подсчитывали на всей площади круга.
Иммуногистохимическое окрашивание поперечных срезов скелетных мышц m. soleus и m. extensor digitorum longus мышей дикого типа и нокаутных по CD97 проводили по описанной ранее методике [12]. Замороженные срезы (6 мкм) фиксировали (10 мин, 20-25°С) в охлажденном ацетоне (Aldrich, Германия). Для уменьшения внутренней активности пероксидазы на образцы наносили (30 мин, 22°С) 0,03% Н2О2 (Sigma, Германия). Для блокирования неспецифического связывания используемых антител с другими антигенами на срезы ткани наносили (60 мин, 22°С) 2,5% сыворотку лошади (ImmPRESS™ Detection system, США).
Для выделения быстрых и медленных мышечных волокон на срезы наносили (20 ч, 4°С) раствор первичных моноклональных мышиных антител к быстрой (клон WB-MHC fast, 1:40, 17 мкг/мл) и медленной (клон WB-MHC slow, 1:80, 25 мкг/мл) формам тяжелой цепи миозина (Vector Laboratories, США). Для визуализации первичных антител наносили (30 мин, 22°С) вторичные моноклональные антитела, использовали антимышиный иммуноглобулин G, конъюгированный с пероксидазой хрена (ImmPRESS™ Detection system, США).
Для визуализации окраски срезов ткани использовали 3,3-диаминобензидин (ДАБ) (Vector Laboratories, США), являющийся субстратом для пероксидазы. Для окраски ядер клеток использовали гематоксилин согласно стандартной методике [23].
Все этапы отмывания ткани осуществляли с помощью фосфатного буфера (PBS) c Ca2+ и Mg2+ (PAA Laboratories GmbH, Германия).
При анализе изображений использовали следующий подход. По интенсивности окраски были определены следующие категории признаков:
1) «-» — иммуноотрицательные быстрые и медленные волокна;
2) «±» — слабо иммуноположительные быстрые и медленные волокна;
3) «+» — иммуноположительные быстрые и медленные волокна.
Ферментативная иммуногистохимия. Серийные поперечные криостатные срезы (6 мкм) m. soleus и m. extensor digitorum longus мышей дикого типа и нокаутных по CD97 монтировали на предметные стекла и оставляли при комнатной температуре в течение 10 мин. Далее срезы ткани инкубировали в растворах, содержащих субстрат для определенных ферментов. После этого срезы ткани отмывали с помощью проточной воды (3 раза по 10 мин, 22°С). Затем окрашенные срезы заключали в глицерин-желатин и накрывали покровными стеклами. Во всех случаях были проведены контрольные биохимические реакции с использованием инкубационных растворов без субстратов для ферментов.
Окрашивание на активность сукцинатдегидрогеназы (СДГ) проводили согласно модифицированному тетразолиевому методу по технике Nashlas [24], модифицированному профессором K. Punkt [5]. Срезы инкубировали (20 мин, 37°С) в растворе,
содержащем 0,1 M фосфатный буфер (pH 7,4), 5 мМ сукцинат натрия (Carl Roth, Германия) и 0,5 мг/мл нитросинего тетразолия (НСТ) (Serva, Германия), на водяной бане.
Окрашивание на активность а-глицерофосфатдегидрогеназы (а-ГФДГ) проводили также согласно модифицированному тетразолиевому методу по технике Nashlas [24], модифицированному профессором K. Punkt [17]. Срезы инкубировали (20 мин, 37°С) в растворе, содержащем 0,1 M фосфатный буфер (pH 7,4), 0,5 мг/мл НСТ (Serva, Германия), 5 мМ DL-a-глицерофосфат (динатриевая соль), 0,01% менадион (Sigma-Aldrich, Германия), на водяной бане.
Окрашивание на активность миофибриллярного аденозинтрифосфата (АТФ) проводили согласно стандартному методу [25]. Сначала срезы преинкубировали (7 мин, 22°С) в кислотном растворе (pH 4,45), содержащем 250 мМ ацетат натрия (Merck, США), 150 мМ 5,5-диэтилбарбитурат натрия (Sigma-Aldrich, Германия). Затем срезы отмывали (1 мин, 22°С) с помощью специального раствора (pH 7,8), содержащего 0,18 M CaCl2 (Merck, США), 1М трис-HCl (pH 8,8) ^arl Roth, Германия). Затем срезы инкубировали (45 мин, 22°С) в растворе, состоящем из 0,18 M CaCl2 (Merck, США), 2,7 мг/мл АТФ ^arl Roth, Германия), 0,105 М щелочного раствора (Sigma-Aldrich, Германия). Далее срезы инкубировали (3 раза по 3 мин, 22°С) в 1% растворе CaCl2 (Merck, США), (2 раза по 90 сек, 22°С) в 2% растворе СоС12 (Sigma Aldrich, Германия), (3 раза по 30 сек, 22°С) в 10 M 5,5-диэтилбарбитурат натрия (Sigma-Aldrich, Германия) и (30 сек, 22°С) в 1,5 мМ нитросиним хлориде тетразолия (Serva electrophoresis, Германия). Для визуализации окраски срезы инкубировали (2 сек, 22°С) в 2% растворе сульфата аммония (Sigma-Aldrich, Германия). Все растворы были приготовлены на основе бидистил-лированной воды.
Метод ферментативной гистохимии дает более широкий спектр оптической плотности продуктов реакции, что позволило выделить пять категорий признаков проявления активности ферментов:
1) «±» — очень низкая активность ферментов;
2) «+» — низкая активность ферментов;
3) «++» — умеренная активность ферментов;
4) «+++» — высокая активность ферментов;
5) «++++» — очень высокая активность ферментов.
В m. soleus в случае выявления активности каждого фермента в группе мышей дикого типа и нокаутных по CD97 было проанализировано по 375 волокон. В m. extensor digitorum longus при определении активности каждого из ферментов было проанализировано по 75 волокон в обеих группах исследования.
Статистическая обработка результатов. Статистическую обработку полученных результатов проводили с использованием методов параметрической и непараметрической статистики. Методы описательной (дискретной) статистики включали в себя оценку среднего арифметического (М), средней ошибки (m). Для оценки межгрупповых различий применяли t-критерий Стьюдента и U-критерий Манна—Уитни.
Статистическую обработку материала выполняли с использованием стандартных пакетов программ прикладного статистического анализа GraphPad Prism version 5.0 (США). Критический уровень достоверности нулевой статистической гипотезы (об отсутствии значимых различий между выборками) принимали равным 0,05.
При анализе данных по массе тела и мышц мышей за отдельное событие принимали количество животных. При анализе площади поперечного сечения мышц и ко-
личества волокон каждой мышцы за отдельное событие принимали количество препаратов. При определении площади поперечного сечения отдельных мышечных волокон, соотношения быстрых и медленных волокон, а также активности ферментов за отдельное событие принимали количество анализируемых волокон.
Результаты исследования. Анатомо-гистологические параметры m. soleus и m. extensor digitorum longus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97. Было установлено, что количество волокон в m. extensor digitorum longus у CD97-нокаутных мышей достоверно снижено по сравнению с диким типом. Различий по таким критериям, как площадь поперечного сечения мышц и мышечных волокон, в m. extensor digitorum lon-gus и в m. soleus не наблюдалось (табл. 1).
Таблица 1. Гистологические критерии m. extensor digitorum longus и m. soleus (M±m)
Параметр m. extensor digitorum longus m. soleus
Дикий тип Нокаут по CD97 Дикий тип Нокаут по CD97
Количество мышечных волокон (п = 10) 91±4,2 76±9,3* 56±3,5 57±2,6
Диаметр волокон, мкм (п = 150) 40,4±1,9 41,6±2,0 47,7±1,9 46,5±1,0
Диаметр мышцы, мм (п = 10) 1,5±0,08 1,3±0,05 1,5±0,07 1,5±0,07
Примечание. *p < 0,05 по сравнению с диким типом.
Достоверных различий по массе m. soleus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 не наблюдалось: 8±0,5 мг и 7±0,6 мг соответственно. Масса m. extensor digitorum longus у обеих групп животных также не изменилась и составила: 6±0,5 мг и 9±1,5 мг соответственно.
Не произошло изменений также в массе тела у мышей дикого типа и CD97-нокаутных: 23±1,2 г и 24±1,7 г соответственно.
Соотношение быстрых и медленных волокон в m. soleus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97. В m. soleus достоверных различий в процентном соотношении быстрых и медленных волокон у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 обнаружено не было.
С помощью иммуногистохимического окрашивания в обеих исследованных группах m. soleus было обнаружено небольшое количество слабо иммуноположительных быстрых и медленных волокон (к быстрой и медленной форме тяжелой цепи миозина соответственно). Причем процент слабо иммуноположительных медленных волокон у CD97-нокаутных мышей был достоверно меньше, чем у мышей дикого типа (табл. 2).
Таблица 2. Соотношение быстрых и медленных волокон в m. soleus
Параметр Быстрые волокна Медленные волокна
Дикий тип Нокаут по CD97 Дикий тип Нокаут по CD97
Иммуноотрицательные волокна («-») 30±2% 34±2% 61±2% 61±1%
Слабо иммуноположительные волокна («±») 3±0,4% 3±0,6% 3±0,2% 1±0,5%*
Иммуноположительные волокна («+») 67±2% 63±2% 36±2% 38±1%
Примечание. *p < 0,05 дано по сравнению с диким типом.
Распределение волокон в соответствии с активностью ферментов окислительного и гликолитического типов обмена, миофибриллярной аденозинтрифосфатазы в мышце m. soleus и m. extensor digitorum longus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97. В мышце m. extensor digitorum longus были выявлены достоверные различия по количеству волокон у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 по активности сукци-натдегидрогеназы. Количество волокон с умеренной активностью фермента у CD97-нокаутных мышей возрастает, и одновременно количество волокон с низкой активностью фермента снижается по сравнению с диким типом (рис. 1).
Рис. 1. Сравнение активности сукцинатдегидрогеназы в мышце m. extensor digitorum longus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 (n =75).
По оси абсцисс: активность сукцинатдегидрогеназы. По оси ординат: % волокон. * р < 0,0001 дано по сравнению с диким типом.
В мышце m. soleus было показано, что достоверных различий по количеству волокон с разной активностью ферментов сукцинатдегидрогеназы, a-глицерофосфат-дегидрогеназы и миофибриллярной АТФазы у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 обнаружено не было. Доказательством этого может служить тот факт, что при определении биохимического профиля m. soleus у мышей дикого типа и нокаутных по CD97 количество волокон с разной активностью исследуемых ферментов качественно и количественно не различалось (рис. 2).
Обсуждение. Результаты исследования показали, что отсутствие гена, отвечающего за экспрессию белкового продукта CD97, коррелирует с изменениями различных критериев скелетных мышечных волокон разных мышц.
В зависимости от вида скелетных мышц нокаут гена исследуемого белка вызывает изменение разных критериев. В частности, у CD97-нокаутных мышей в m. extensor digitorum longus, быстрой мышце, расположенной на тыльной стороне стопы и отвечающей за разгибание пальцев [26], уменьшается количество мышечных волокон. Одновременно в этой мышце у мышей нокаутных по CD97 происходят биохимические изменения: увеличение количества волокон с умеренной активностью сукцинат-дегидрогеназы и одновременно снижение количества волокон с низкой активностью данного фермента по сравнению с диким типом. В настоящее время установлено, что
Рис. 2. Биохимический профиль т. $о1еш у мышей дикого типа и нокаутных по CD97.
Обозначения: А — медленная форма миозина, Б — быстрая форма миозина, В — сукцинатдегидрогеназа, Г — а-глицерофосфатдегидрогеназа. Дикий тип: волокна № 5, 8, 10, 12, 16, 19, 20 относятся к медленному типу (метаболический тип — окислительный). Волокна 1-4, 6, 7, 9, 11, 13-15, 17, 18 относятся к быстрому типу. Метаболические типы быстрых волокон: 2, 9, 11, 13, 17 — окислительный; 3, 4, 15 — окислительно-гликолитический I; 1, 6, 7, 14, 18 — окислительно-гликолитический II. Нокаут CD97: волокна № 2, 4, 5, 11-13, 20 относятся к медленному типу (метаболический тип — окислительный). Волокна 1, 3, 9, 10, 14, 16 — окислительный; 15, 18, 19 — окислительно-гликолитический I; 6-8, 17 — окислительно-гликолитический II.
сукцинатдегидрогеназа является маркером окислительного фосфорилирования, поэтому изменение данного параметра можно расценивать как изменение метаболического профиля. По современной классификации выделяют 3 типа скелетных мышечных волокон: окислительный, гликолитический и окислительно-гликолитиче-ский. К окислительному типу относят волокна, у которых проявляется средняя или высокая активность сукцинатдегидрогеназы и одновременно низкая активность а-глицерофосфатдегидрогеназы, маркера гликолитического обмена. По скорости сокращения волокна этого типа являются медленными. К гликолитическому типу волокон относят волокна с высокой активностью а-глицерофосфатдегидрогеназы. К окис-лительно-гликолитическому типу волокон принадлежат волокна, имеющие активность анализируемых ферментов в разном сочетании. По скорости сокращения волокна двух последних типов являются быстрыми [17, 27].
Таким образом, полученные нами данные позволяют выдвинуть гипотезу о том, что часть волокон m. extensor digitorum longus у мышей нокаутных по CD97 меняет свой окислительно-гликолитический на окислительный профиль. Возможно, этот процесс лежит в основе превращения быстрых мышечных волокон в медленные [28, 29].
Результаты, полученные в m. soleus, мышце голени, участвующей в сгибании стопы в голеностопном суставе [26], показали, что в скелетных мышечных волокнах экс-прессируется молекула тяжелой цепи миозина, к которой положительны антитела одновременно быстрой и медленной форм.
Наличие слабо иммуноположительных медленных и быстрых волокон m. soleus можно объяснить двумя способами. Во-первых, возможно, что существуют переходные типы волокон между быстрой и медленной формой. Известно, что в скелетных мышцах млекопитающих (кролика, крысы и человека) существует 3 белковые изофо-мы тяжелой цепи миозина быстрой формы: MHCIIa, MHCd и MHCIIb (чистые формы) [30]. Существуют также гибридные формы IIad и IIdb. Авторы выделяют также гибридный медленный тип волокон, который содержит одновременно белок MHCI (медленная изоформа тяжелой цепи миозина) и белок MHCIIa (быстрая изоформа тяжелой цепи миозина). В зависимости от того, какая изоформа миозина доминирует в волокнах, выделяют следующие промежуточные типы волокон: IC (MHCI > MHCIIa), IIC (MHCIIa > MHCI). Было показано, что существует переход от медленных к быстрым волокнам: I^IC^IIC^IIa^Iad^IIdb^IIb [31]. Вероятно, существует корреляция между типом волокон и экспрессией в них определенных белковых изоформ. Возможно, в обнаруженном нами типе волокон происходит повышенная экспрессия гибридных изоформ тяжелой цепи миозина быстрой или медленной форм. Так как было показано, что у СD97-нокаутных мышей количество слабо иммуноположительных медленных волокон достоверно снижается по сравнению с диким типом, то можно предположить, что CD97 влияет на экспрессию одной из гибридных изоформ тяжелой цепи миозина. Другим объяснением может служить гипотеза о переходе быстрых волокон в медленные волокна [28, 29]. Предположительно за счет снижения слабо имму-нопожительных медленных волокон происходит увеличение иммуноположительных быстрых волокон у мышей нокаутных по CD97. Чтобы доказать данное предположение в дальнейшем особенно интересно будет проанализировать биохимический профиль данных волокон по активности ферментов окислительного и гликолитического типов обмена. Полученные нами ранее данные о том, что в скелетных мышцах челове-
ка CD97 имеет более сильную интенсивность экспрессии в медленных волокнах [32], также укладываются в рамки данной гипотезы.
Таким образом, результаты проведенного исследования показали, что отсутствие гена, отвечающего за экспрессию белкового продукта (CD97), коррелирует с изменениями гистологических и биохимических критериев скелетных мышечных волокон. Возможно, данные изменения лежат в основе более сложного процесса изменения фенотипа мышечных волокон.
Литература
1. Kwakkenbos M. J., Kop E. N., Stacey M. et al. The human EGF-TM7 family: a postgenomic view // Immunogenetics. 2004. Vol. 55. P. 655-666.
2. Yona S, Lin H. H., Siu W. O. et al. Adhesion-GPCRs: emerging roles for novel receptors // Trends Biochem. Sci. 2008. Vol. 33. P. 491-500.
3. Gray J. X., Haino M., Roth M. J. et al. CD97 is a processed, seven-transmembrane, heterodimeric receptor associated with inflammation // J. Immunol. 1996. Vol. 157. P. 5438-5447.
4. Hamann J., van Zeventer C., Bijl A. et al. Molecular cloning and characterization of mouse CD97 // Int. Immunol. 2000. Vol. 12. P. 439-448.
5. Kop E. N., Matmati M., Pouwels W. et al. Differential expression of CD97 on human lymphocyte subsets and limited effect of CD97 antibodies on allogeneic T-cell stimulation // Immunol. Lett. 2009. Vol. 123. P. 160-168.
6. Kop E. N., Kwakkenbos M. J., Teske G. J. et al. Identification of the epidermal growth factor-TM7 receptor EMR2 and its ligand dermatan sulfate in rheumatoid synovial tissue // Arthritis Rheum. 2005. Vol. 52. P. 442-450.
7. Jaspars L. H., Vos W., Aust G. et al. Tissue distribution of the human CD97 EGF-TM7 receptor // Tissue Antigens. 2001. Vol. 57. P. 325-31.
8. Aust G., Eichler W., Laue S. et al. CD97: a dedifferentiation marker in human thyroid carcinomas // Cancer Res. 1997. Vol. 57. P. 1798 -1806.
9. Aust G., Wandel E., Boltze C. et al. Diversity of CD97 in smooth muscle cells (SMCs) // Cell Tissue Res. 2006. Vol. 323. P. 1-9.
10. Schneider R., Gebhardt C., Sittig D. et al. CD97 knock-out mice show a disturbed structure of the sarcoplasmatic reticulum (SR) in skeletal muscles // J. Muscle Res. Motil. (XXXVIth European Muscle Conference of the European Society for Muscle Res, Stockholm, Sweden). 2007. P. 15.
11. Olwin B. B., Hauschka S. D. Cell Surface Fibroblast Growth Factor and Epidermal Growth Factor Receptors Are Permanently Lost during Skeletal Muscle Terminal Differentiation in Culture// The Journal of Cell Biology. 1988. Vol. 107. P. 761-769.
12. Veninga H., Becker S., Hoek R. M. et al. Analysis of CD97 Expression and Manipulation: Antibody Treatment but Not Gene Targeting Curtails Granulocyte Migration // The Journal of Immunology. 2008. P. 6574-6583.
13. Olson C. B., Swett C. P. Effect of prior activity on properties of different types of motor units // J. Neurophysiol. 1971. Vol. 34. P. 1-16.
14. Close R. Dynamic properties of mammalian skeletal muscles // Physiol. Rev. 1972. Vol. 52. P. 129-197.
15. Ranvier L. De quelques faits relatifs 'a l'histologie et 'a la physiologic des muscles strikes // Arch. Physiol. norm. path. 1874. Vol. 6. P. 1-15.
16. Burke R. E., Levine D. N., Tsairis P., Zajac F. E. Physiological types and histochemical profiles in motor units of the cat gastrocnemius // J. Physiol. 1973. Vol. 234 (3). P. 723-748.
17. Punkt K. Fibre types in skeletal muscles// Anat Embryol Cell Biol. 2002. Vol. 162. P. 1-112.
18. Close R. Properties of motor units in fast and slow skeletal muscles of the rat // J. Physiol. 1967. Vol. 193. P. 45-55.
19. Augusto V., Padovani C. R., Campos G. E. R. Skeletal muscle fiber types in C57BL6J mice // Braz. J. morphol. Sci. 2004. Vol. 21 (2). P. 89-94.
20. James R. S., Altringham J. D., Goldspink D. F. The mechanical properties of fast and slow skeletal muscles of the mouse in relation to their locomotory function // The Journal of Experimental Biology. 1995. Vol. 198. P. 491-502.
21. Справочник по клиническим лабораторным методам исследования / под ред. Е. А. Кост. М.: Медицина, 1975. 384 c.
22. Лабораторные методы исследования в клинике: справочник / под ред. проф. В. В. Меньшикова. М.: Медицина, 1987. 345 с.
23. Меркулов А. Г. Курс патологической техники. 5-е изд. испр. и доп. Л.: Медицина, Ленингр. отделение. 1969. 424 с.
24. Lojda Z, Gossrau R., Schiebler T. H. Enzymhistochemische Methoden. Berlin; Heidelberg; New York: Springer, 1976. 249 p.
25. Brooke M. H., Kaiser K. K. Trophic functions of the neuron II. Denervation and regulation of muscle. The use and abuse of muscle histochemistry // Ann. N Y Acad. Sci. 1974. Vol. 22. Pt. 228 (0). P. 121-144.
26. Кузнецов С. Л., Мушкамбаров Н. Н., Горячкина В. Л. Атлас по гистологии, цитологии и эмбриологии: учебное пособие. 2-е изд. М.: МИА. 2002. 373 с.
27. Punkt K., Zaitsev S., Wellner M. et al. Myopathy-dependent changes in activity of ATPase, SDH and GPDH and NOS expression in the different fibre types of hamster muscles // Acta Histochem. 2002. Vol. 104. P. 15-22.
28. Hicks A., Ohlendieck K., Gopel S. O., Pette D. Early functional and biochemical adaptations to low-frequency stimulation of rabbit fast-twitch muscle // Am. J. Physiol. 1997. Vol. 273(1 Pt 1). P. 297-305.
29. Staunton L., Zweyer M., Swandulla D., Ohlendieck K. Mass spectrometry-based proteomic analysis of middle-aged vs. aged vastus lateralis reveals increased levels of carbonic anhydrase isoform 3 in senescent human skeletal muscle // Intern. Journ. of molecular medicine. 2012. Vol. 30. P. 723-733.
30. Schiaffino S., Reggiani C. Myosin isoforms in mammalian skeletal muscle // J. Appl. Physiol. 1994. Vol. 77 (2). P. 493-501.
31. Pette D., Staron R. S. Myosin isoforms, muscle fiber types, and transitions // Microsc. Res. Tech. 2000. Vol. 15. Pt. 50(6). P. 500-509.
32. Зырянова Т. Ю., Марков А. Г. Экспрессия CD97 в скелетных мышечных волокнах человека // Вестн. С.-Петерб. ун-та. Сер. 3. 2012. Вып. 2. С. 70-76.
Статья поступила в редакцию 19 февраля 2013 г.
