CC BY
19ЕТ ЕР ПИАРНЫЙ
Врач
УДК 619:578.842.1:615.371:57.082.26
СПОСОБ ПОЛУЧЕНИЯ СУСПЕНЗИИ ЛЕЙКОЦИТОВ КРОВИ СВИНЕЙ ДЛЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ ВИРУСА АФРИКАНСКОЙ ЧУМЫ СВИНЕЙ В БИОРЕАКТОРАХ
Н.И.Закутский - доктор ветеринарных наук, зав.сектором; Т.Г.Широкова - инженер-технолог;
Н.С.Неверовская - кандидат биологических наук, ст.научньй сотрудник; С.Г.Юрков - доктор биологических наук, гл.научньй сотрудник; В.И.Бальшева - доктор биологических наук,
вед.научньй сотрудник.
ГНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиологии» Россельхозакадемии (ВНИИВВМ) (601125, Владимирская область, Петушинский р-н, пос.
Вольгинский, ул.Академика Бакулова, стр.1, e-mail: vniivvim@mail.ru).
Предложена технология получения суспензии лейкоцитов крови свиней для культивирования вируса африканской чумы свиней (АЧС) в биореакторах. В качестве исходного клеточного сырья используется плазма крови свиней, полученная на конвейере мясокомбината с применением специальной системы, включающей устройства для отбора крови у свиней и отгрузки отстоявшейся фракции плазмы крови в стеклянные бутыли. Приготовленная из плазмы суспензия лейкоцитов крови свиней использована с положительными результатами при разработке технологии культивирования вируса АЧС в биореакторах различной вместимости. В сравнительных исследованиях показано, что при выращивании в суспензии клеток костного мозга свиней (КМС) и лейкоцитов крови свиней (ЛС) в лабораторных ферментерах инфекционная и антигенная активность вируса АЧС была одинаковой и составляла 7,5-8,0 lg ГАЕ50/СМ 3 и 1:3125 соответственно. Установлено, что максимальное накопление вируса в суспензии гемопоэтических клеток и JIC имело место при посевной концентрации 2,8-3,2 (КМС) и 5,0-6,0 (JIC) млн. клеток/см3 и множественности заражения 0,01- 0,1 (для КМС) и 0,0001-0,001 (для ЛС) ГАЕ50/ клетку. Вирус, выращенный в аналогичных условиях в суспензии ЛС в биореакторах вместимостью 100 и 130 литров также накапливался с высокой инфекционной и антигенной активностью (7,53±0,12 lg ГАЕ50/см3 и 1:6251:3125. Таким образом, показана возможность замены для выращивания вируса АЧС в больших количествах дорогостоящей и трудоемкой культуры клеток КМС на более экономичную и технологичную клеточную систему ЛС, полученную из крови свиней на конвейере мясокомбината.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: вирус, АЧС, КМС (клетки костного мозга свиней), ЛС (клетки лейкоцитов крови свиней), инфекционная (антигенная) активность, биореактор.
По вопросам технологии культивирования вируса африканской чумы свиней (АЧС) в биореакторах в доступной литературе имеется весьма ограниченная информация [1,2,3]. Для выращивания различных вирусов суспензионным методом чаще всего используют перевиваемые культуры клеток, как наиболее экономичные и высокотехнологичные клеточные системы [6,2,4,5]. Однако отдельные сообщения об использовании перевиваемых культур клеток для выращивания вируса АЧС не выходят за рамки экспериментов из-за их невысокой вирусрепродуцирующей активности, необходимости проведения предварительной адаптации вируса, что может сопровождаться изменениями его биологических свойств [7,8]. В связи с тем, что выбор эффективных клеточных систем для культивирования вируса АЧС весьма ограничен, практическое применение в этом отношении нашли в основном первичные (переживаемые) культуры клеток костного мозга свиней (КМС) и лейкоцитов крови свиней (ЛС), содержащие фракцию естественно пермиссивных к этому вирусу клеток системы мононуклеарных фагоцитов (СМФ) [9,10,11]. Указанные культуры клеток обладают высокой чувствительностью к вирусу африканской чумы свиней. В то же время культура клеток ЛС в сравнении
с клетками КМС является более экономичной и технологичной клеточной системой для выращивания вируса АЧС [3]. Клетки ЛС получают из крови свиней путем отделения от эритроцитов и плазмы крови, тогда как клетки КМС извлекают в основном из трабекул эпифизов трубчатых костей свиней-доноров с последующим переосаждением и удалением костной ткани и детрита. Извлечение клеток КМС таким образом сопряжено с трудоемкостью и высокой себестоимостью получения клеточной суспензии [2,3]. Поэтому, более перспективной клеточной системой для выращивания вируса АЧС в необходимых количествах является суспензия лейкоцитов крови свиней.
Целью данной работы явилась разработка экономичного и технологичного способа получения суспензии лейкоцитов крови свиней для культивирования вируса АЧС в биореакторах опытно-промышленного типа.
Материалы и методы. В работе использовали вирус АЧС аттенуированный штамм ФК-135, прошедший не более 10 пассажей в культуре клеток КМС с инфекционной активностью 7,25-7,50 ^ ГАЕ50/см3; суспензии культур клеток КМС и ЛС; 0,1% ГЛА, раствор Эрла; сыворотку крови свиней; 7,5% раствор бикарбоната натрия; комплекс антибиотиков (пени-
циллин; стрептомицин; канамицин); 2-х литровые роллерные бутыли; роллерную установку для монос-лойно-суспензионного культивирования (изготовленная во ВНИИВВиМ); 5-20-ти литровые лабораторные ферментеры и биореакторы отечественного производства вместимостью 100 - 130 литров. Суспензию клеток КМС получали от поросят 2,5-3,5 месячного возраста с помощью полуавтоматической установки для измельчения костей (разработчик и изготовитель ВНИИВВиМ) и последующих манипуляций по разработанной методике. Суспензию клеток ЛС готовили с использованием двух устройств, предназначенных соответственно для взятия крови и получения плазмы крови свиней на мясокомбинате. Для предотвращения свертываемости и более полного отделения эритроцитов применяли раствор цитрата натрия, который предварительно добавляли в емкости для взятия крови. Стабилизированную кровь свиней отстаивали для получения плазменной фракции, содержащей лейкоциты, эритроцитарную фракцию удаляли. Плазму крови, отделенную от эритроцитарой фракции, центрифугировали, надосадочную жидкость удаляли, а клеточный осадок ресуспендировали и разбавляли средой с 0,1% ГЛА до рабочей концентрации клеток в суспензии. Затем к общему объему клеточной суспензии добавляли 5-10% сыворотки крови свиней, растворы бикарбоната натрия, антибиотиков в необходимой концентрации. Приготовленную суспензию клеток ЛС перемешивали и использовали для исследований.
Выращивание вируса АЧС проводили в суспензии клеток КМС и ЛС по разработанным технологиям с использованием роллерной установки и биореакторов. Инфекционную (гемадсорбирующую) активность вируса определяли в культуре клеток КМС по общепринятой методике, а антигенность - в ИФА.
Результаты исследований. Получение суспензии клеток ЛС для выращивания вируса АЧС. С этой целью разработали систему, включающей два специальных устройства, - для отбора крови при убое свиней на конвейере мясокомбината и отгрузки плазмы после отстаивания крови.
Устройство для отбора крови представляет собой сифон, встроенный в 20-ти литровую стеклянную бутыль. Сифон состоит из резиновой пробки, в которую вмонтированы две трубки из нержавеющей стали. Одна трубка снаружи пробки соединяется резиновым шлангом с наконечником в виде полого ножа из нержавеющей стали, а другая - силиконовым шлангом с металлическим воздушным фильтром.
Аналогичным образом смонтировано устройство для отгрузки плазмы крови. В сифоне также имеются две трубки из нержавеющей стали. Одна трубка регулирующая, которая смещается сверху вниз при отгрузке до необходимого уровня плазмы. Она соединяется в верхней части резиновой пробки силиконовым шлангом с наконечником в виде металлической трубки. Поверхность соприкосновения скользящей регули-
рующей трубки в резиновой пробке смазывается стерильным вазелиновым маслом для предупреждения попадания микрофлоры окружающей среды внутрь стеклянного сосуда. Другая трубка снаружи пробки соединена силиконовым шлангом со стеклянным воздушным фильтром на конце для подачи воздуха при отгрузке плазмы крови.
Смонтированные устройства для отбора крови свиней и отгрузки плазмы стерилизуют при следующих режимах: сифоны автоклавируют при 2 атм. в течение 1 часа, а стеклянные бутыли с ватно-марлевыми пробками выдерживают при температуре 1800С в сушильном шкафу. В стерильные бутыли для отбора крови свиней вносят раствор антикоагулянта, а в бутыли для отгрузки плазмы - комплекс антибиотиков. Смонтированные устройства для отбора крови свиней упаковывают в полиэтиленовые мешки и помещают в специальные металлические кассеты для перевозки плазмы.
Рабочую суспензию лейкоцитов крови свиней получали в три основных этапа.
Первый этап - отбор крови у свиней на конвейере мясокомбината. С помощью полого ножа у обездвиженных током свиней из сердца через шланг отбирается кровь до полного заполнения сосуда, с последующей укупоркой его резиновой пробкой (под факелом). Бутыли с кровью на 1 час помещали на стеллаж для отстаивания (отделения фракции плазмы от фракции эритроцитов крови).
Второй этап - отгрузка плазмы крови. В бутыли после образования фракции плазмы вставляли сифоны (под факелом), с помощью которых проводили отгрузку плазмы. С применением двухкамерной резиновой груши в бутыли подавали воздух, перемещая постепенно регулирующую трубку сверху-вниз до необходимого уровня, не касаясь осадка эритроцитов. Таким образом, поочередно из всех бутылей, заполненных кровью, откачивали плазму в приготовленные стерильные емкости.
Третий этап - получение суспензии лейкоцитов крови свиней. В лабораторных условиях плазму крови разливали в центрифужные флаконы для осаждения клеток JIC на низкоскоростной центрифуге при 1000 об/мин в течение 15 мин. Затем надосадочную жидкость удаляли, а осадок с клетками ЛС ресуспендиро-вали, сливая концентрированную суспензию клеток в общую емкость. После этого определяли концентрацию клеток в суспензии и разбавляли средой до концентрации 5,0-6,0 млн.кл./см3. Полученную клеточную суспензию разливали в 20 л стеклянные бутыли и использовали для выращивания вируса АЧС.
Выращивание вируса АЧС в суспензии клеток ЛС роллерным методом и в биореакторах.
В первой серии опытов изучали сравнительную эффективность выращивания вируса АЧС в суспензии клеток ЛС и КМС с использованием роллерной установки для суспензионного культивирования. Вирус культивировали при температуре 36-370С и скорости
вращения сосудов - 12 об/мин в течение 4-5 суток. Результаты исследований показали, что вирус АЧС, выращенный в суспензии клеток ЛС и КМС при равнозначных условиях накапливался с одинаковой инфекционной активностью (6,5-7,0 1д ГАЕ50/см3). В то же время были выявлены некоторые отличия условий культивирования для максимального накопления вируса, выращенного в этих культурах клеток. Наиболее высокие титры вируса получали при использовании клеток КМС и ЛС соответственно с посевной концентрацией 2,8-3,2 млн. кл./см3 и 5,0-6,0 млн. кл./см'' при множественности заражения - 0,1-0,01 ГАЕ50/клетку и 0,001-0,0001 ГАЕ50/клетку.
Следующим этапом исследований являлось изучение условий культивирования вируса АЧС в суспензии клеток ЛС и КМС в лабораторных ферментерах и биореакторах большой вместимости. Вирус культивировали в суспензии указанных клеток в 5 и 20-литровых лабораторных ферментерах по разработанной методике в течение 4 суток. Показано, что при выращивании вируса в суспензии клеток ЛС и КМС в этих аппаратах (при одинаковых основных параметрах), в условиях автоматического поддержания оптимальной величины рН, режимов перемешивания и аэрации конечный выход биоматериала примерно на 1,0 1д ГАЕ50/ см3 был выше, чем при культивировании роллерным способом. Инфекционная и антигенная активность вируса, выращенного в суспензии обеих культур клеток, достигали величины 7,5-8,0 1д ГАЕ50/см3 и 1:3125. При этом реакторный метод культивирования вируса в сравнении с роллерным отличался более высокой эффективностью и технологичностью. В то же время использование в качестве культуральной системы клеток ЛС в сравнении с КМС является более экономичным, так как не требует больших затрат на получение клеточной суспензии для этих целей. Полученные результаты по оптимизации основных технологических параметров выращивания вируса АЧС в суспензии клеток ЛС в лабораторных ферментерах были использованы при изучении условий его культивирования в биореакторах вместимостью 100 и 130 литров. В качестве перемешивающего устройства была использована двуярусная лопастная мешалка, а для поддержания необходимого режима аэрации и оптимальной величины рН - автоматическая система управления процессом культивирования. Суспензию клеток ЛС с посевной концентрацией 5,0-6,0 млн. кл/см3 загружа-Литература
ли в биореактор из 20 л бутылей через пробоотборник путем подачи через воздушный фильтр сжатого воздуха при постоянном перемешивании мешалкой со скоростью 40-50 об/мин. После загрузки инфицированной клеточной суспензии (М-0,0005 ГАЕ50/клетку) вирус культивировали в течение 4 суток при температуре 370С, рН 7,2-7,3, скорости перемешивания 100 об/мин, скорости подачи смеси (воздух + С02) - 2л/ час на 1 литр суспензии. В процессе культивирования ежедневно отбирали пробы для определения концентрации живых и мертвых клеток, инфекционной и антигенной активности, а также стерильности вируссодер-жащего материала.
Результаты исследований показали, что вирус АЧС, выращенный в суспензии клеток ЛС в лабораторных ферментерах ив 100, 130-литровых биореакторах соответственно, накапливался с одинаковой инфекционной (7,50 1д ГАЕ50/см3 и выше) и антигенной (1:6251:3125 - в ИФА) активностью.
Приведенные данные свидетельствуют о возможности замены, для выращивания вируса АЧС в биореакторах большой вместимости, дорогостоящей и трудоемкой культуры клеток КМС на более экономичную и технологичную культуру клеток ЛС, что может быть использовано для проведения молекулярно-биологи-ческих исследований, а также разработки диагностических и вакцинных препаратов.
Заключение. Предложена технология приготовления суспензии лейкоцитов крови свиней для выращивания вируса АЧС в биореакторах, отличающаяся высокой экономичностью, так как в качестве исходного клеточного субстрата (ЛС) используется плазма крови свиней, полученная при убое животных на конвейере мясокомбината.
Вирус АЧС накапливается одинаково в высоких титрах при выращивании в суспензии клеток КМС и ЛС: инфекционная и антигенная активность его составляет соответственно 7,5-8,0 1д ГАЕ50 |см3 и 1:1325 (в ИФА).
Приведенные данные указывают на возможность замены для крупномасштабного выращивания вируса АЧС в биореакторах дорогостоящей и трудоемкой культуры клеток КМС на более экономичную и технологичную клеточную систему ЛС; полученное вирусное сырье с применением суспензии этих клеток может быть использовано при проведении молекулярно--биологических исследований, а также для разработки диагностических и вакцинных препаратов.
1. Иммунобиологические свойства аттенуированного штамма ФК-135 вируса африканской чумы свиней, выращенного в суспензии клеток костного мозга свиней / Н.И.Закутский, Т.Г.Широкова, С.Г.Юрков, В.М.Балышев // Сельскохозяйственная биология. - 2014. - № 4. - С. 70-74.
2. Эффективность различных методов выращивания, вируса африканской чумы свиней в гемопоэтических клетках / Н.И.Закутский, Т.Г.Широкова, Н.С.Неверовская, С.Г.Юрков // Сельскохозяйственная биология. - 2014. - № 4. - С. 58-64.
3. Некоторые особенности масштабирования процесса выращивания разных культур клеток (КМС, ВНК-21) и вирусов (АЧС, блютанга) / Н.И.Закутский [и др.] // Ветеринарный врач. - 2015. - № 1. - С. 3-8.
4. Сливко, В.В. Усовершенствование технологии изготовления инактивированной вакцины против блютанга: дис. ... канд. вет. наук / В.В.Сливко. - Покров, 2003. - 148 л.
5. Нестеров, Е.А. Совершенствование технологии изготовления инактивированной вакцины против блютанга и оценка ее эффективности: автореф. дис. ... канд. вет. наук / Е.А.Нестеров. - Покров, 2012. - 27 с. Сергеев
6. Сергеев, В.А. Репродукция и выращивание вирусов: монография / В.А.Сергеев. - М.: Колос, 1976. - 304 с.
7. Патогенные и иммуногенные свойства культурального вируса африканской чумы свиней / Е.И.Прудникова, В.М.Балышев, С.А.Белянин, В.И.Балышева // Материалы Междунар.науч.-практ. конф., посвящ. 55-летию ВНИ-ИВВиМ. - г. Покров, 13 нояб. 2013 г. - Покров, 2013. - С. 54-57.
8. Адаптация вируса африканской чумы свиней к перевиваемым линиям клеток / Ю.П.Моргунов [и др.] // Ветеринария. - 2013. - № 11. - С. 58-62.
9. Бурлаков, В.А. Иммунобиологические свойства вируса и проблема разработки средств специфической профилактики африканской чумы свиней: дис. ... д-ра вет. наук / В.А.Бурлаков. - Покров, 1979. - 478 л.
10. Культуральные и иммунобиологические свойства аттенуированных вариантов вируса АЧС, выделенных из природных изолятов возбудителя в НРК / А.В.Киселев [и др.] // Вопросы ветеринарной вирусологии, микробиологии и эпизоотологии: мат. науч. конф. - Покров: ВНИИВВиМ, 1992. - С. 44-45.
11. Пат. 2452511 Рос. Федерация, МПК А61К 39/187, С12Ы 7/00. Аттенуированный штамм вируса африканской чумы свиней 2-го серотипа для разработки диагностических и вакцинных препаратов / Ю.Ф.Калантаенко, В.И.Жестерев, В.А.Мищанин, В.М.Балышев; заявитель и патентообладатель ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиологии. - № 2010146542/10; заявл. 16.11.2010; опубл. 10.06.2012, Бюл. № 16. - 7 с.
A METHOD OF PRODUCING PORCINE LEUKOCYTE SUSPENSION FOR BIOREACTOR-BASED CULTIVATION OF AFRICAN SWINE FEVER VIRUS
Zakutskiy N.I. - Doctor of Veterinary Medicine; Shirockova T.G. - Processing Engineer;
Neverovskaya N.S. - Candidate of Biological Sciences; Yurkov S.G. - Doctor of Biological Sciences; Balysheva V.I. - Doctor of Biological Sciences.
Russian National Research Institute for Veterinary Virology and Microbiology (e-mail:vniivvim@mail.ru).
The article proposes a novel technology of production of porcine blood leukocyte suspension for cultivation of African swine fever (ASF) virus culture in bioreactors. Porcine blood plasma was used as basic cell material. Plasma was obtained in a slaughterhouse using a special system comprising devices for porcine blood sampling and a load of supernatant fraction of blood plasma into glass bottles. The porcine leukocyte suspension prepared from plasma showed positive results during the development of production technique for ASF virus culture in bioreactors of various capacities. The comparative studies showed that at cultivation in suspension from porcine bone marrow (PBM) or blood leukocyte (PL) cell suspension in laboratory fermenters the ASF virus had similar infection and antigenic activity levels that was 7.58.0 lg HAU50/cm3 and 1:3125, respectively. The maximum accumulation of virus in a suspension of hematopoietic cells and PL was at cultivation concentration of 2.8 to 3.2 (PBM) and 5.0 to 6.0 (PL) million cells/cm3 and the multiplicity of infection of 0.01 to 0.1 (PBM) and 0.0001 to 0.001 (HP) HAU50/cell. The virus, cultivated in the LC suspension in similar conditions using fermenters with a capacity of 100 and 130 liters, also accumulated with high virulence and antigenic activity levels (7.53 ± 0.12 lg HAU50/cm3 and 1:625 to 1:3125, respectively). Therefore, an opportunity of replacing the costly and time-consuming PBM culture with a more economical and technologically advanced PL cell system prepared from porcine blood in a slaughterhouse to be used for ASF virus large scale growth was shown.
KEYWORDS: virus, ASF, PBM (porcine bone marrow cells), PL (porcine leukocytes), infection/antigenic activity, bioreactor.
References
1. Immunobiologicheskiye svoystva attenuirovannogo shtamma FK-135 virusa afrikanskoy chumy sviney, vyraschennogo v suspenzii kletok kostnogo mozga sviney [Immune and biological properties of ASF virus attenuated FK-135 strain cultured in suspension of porcine marrow cells] / N.I. Zakutsky, T.G. Shirokova, S.G. Yurkov, V.M. Balyshev // Agricultural Biology. - 2014. - Vol.4. - P.70-74.
2. Effektivnost razlichnyh metodov vyrashnivaniya virusa arikanskoy chumy sviney v gemopoeticheskih kletkah [The efficacy of various methods of ASF virus cultivation in hemopoetic cells] / N.I.Zakutsky, T.G.Shirokova, N.S.Neverovskaya, S.G.Yurkov // Agricultural Biology. - 2014. - Vol.4. - P.58-64.
3. Nekotoriye osobennosti masshtabirovaniya protsessa vyraschivaniya raznyh kultur kletok (KMS, BHK-21) i virusov (AChS, blutanga) [Some peculiarities of scaling the cultivation process for various cell cultures (KMS, BHK-21) and viruses (ASF, bluetongue) / N.I.Zakutsky [et al.] // Veterinarny vrach. - 2015. - Vol. 1. - P.3-8.
4. Slivko, V.V. Usovershenstvovaniye tehnologii izgotovleniya inaktivirovannoy vaktsiny protiv blutanga [Improving production technology for inactivated vaccine against bluetongue]: dissertation for candidate of Veterinary sciences / V.V.Slivko. - Pokrov, 2003. - 148p.
5. Nesterov, E.A. Soveshenstvovaniye tehnologii iizgotovleniya inaktivirovannoy vaktsiny protiv blutanga i otsenka yeyo effektivnosti [Improving production technology for inactivated vaccine against bluetongue and evaluation its efficacy]: abstract from dissertation for Candidate of Veterinary sciences/ E.A. Nesterov. - Pokrov,2012. - 27p.
6. Sergeev, V.A. Reproduktsiya i vyraschivaniye virusov: monografiya [Virus reproduction and cultivation: manuscript] / V.A.Sergeev. - Moscow: Kolos, 1976. - 304p.
7. Patogenniye svoystva kulturalnogo virusa afrikanskoy chumy sviney [Pathogenic and immunogenic properties of ASF cultivated virus] / E.I.Prudnikova, V.M.Balyshev, S.A.Belyanin, V.I.Balysheva // Proceedings from Int. sci. conf. dedicated to 55th anniversary of Russian national Research Institute of Veterinary Virology and Microbiology. - Pokrov, 13th Nov., 2013. - Pokrov, 2013. - P.54-57.
8. Adaptatsiya virusa afrikanskoy chumy sviney k perevivayemym liniyam kletok [ASF virus adaptation to cultivated cell lines] / Yu.P.Morgunov [et al.] // Veterinariya. - 2013. - Vol.11. - P.58-62.
9.Burlakov, V.A. Immunobiologicheskiye svoystva virusa i problema razrabotki sredstv spetsficheskoy profilaktiki afrikanskoy chumy sviney [Immune and biological features of ASF virus and the problem of development of specific prevention measures against ASF]: dissertation of Doctor of veterinary sciences / V.A.Burlakov. - Pokrov, 1979. - 478p.
10. Kulturalniye i immunobiologicheskiye svoystva attenuirovannyh variantov virusa AChS, vydelennyh iz prirodnyh izolyatov vozbuditelya v HPK [Cultural, immune and biological features of attenuated variants of ASF virus isolated from natural isolates in HPK]/ A.V.Kiselev [et al.] // Voprosy veterinarnoy virusologii, mikribiologii i epizootologii - Issues of veterinary virology, microbiology, epizootology: proceedings from sci. conf. - Pokrov: Russian national Research Institute of Veterinary Virology and Microbiology, 1992. - P.44-45.
11. Patent 2452511 Russian Federation, IPC A61K 39/187, C12N 7/00. Attenuirovanny shtamm virusa afrikanskoy chumy sviney 2-go serotipa dlya razrabotki diagnosticheskih i vaktsinnyh preparatov [Attenuated strain ofASF 2nd serotype for development of diagnostic and vaccine preparations] / Yu.F.Kalatenko, V.I.Zhesterev, V.A.Mischanin, V.M. Balyshev; applied and owned by Russian national Research Institute of Veterinary Virology and Microbiology. - N 2010146542/10; applied on 16.11.2010; published 10.06.2012, Bulletin # 16. - 7 p.
РАЗРАБОТКА СПОСОБА ПОЛУЧЕНИЯ ГИПЕРИММУННОЙ СЫВОРОТКИ ПРОТИВ ПАРАГРИППА-3 КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА И ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЕЕ ЛЕЧЕБНО-ПРОФИЛАКТИЧЕСКОЙ ЭФФЕКТИВНОСТИ
Н.Р.Будулов - доктор ветеринарных наук, зав. лабораторией; Ю.С.Салихов - кандидат ветеринарных наук, ст.н.с.; М.Н.Мусаева - кандидат ветеринарных наук, ст.н.с.; К.А.Карпущенко - кандидат ветеринарных наук, ученый секретарь; Х.М.Гайдарбекова - научный сотрудник.
ФГБНУ«Прикаспийский зональный научно-исследовательский ветеринарный институт»ФАНО РФ; г.
Махачкала (367000, Республика Дагестан, г. Махачкала, ул. Дахадаева, 88; тел. +7(963)793-94-55;
e-mail: budulov1951@mail.ru).
В животноводческих хозяйствах Республики Дагестан установлено широкое распространение вирусных респираторных инфекций имеющих полиэтиологический характер. При этом количество серопозитивных телят к вирусу ПГ-3 составляет 66,9% от числа обследованных животных, ИРТ - 37,8%, АДВ - 14,1%, ВД-БС - 11,7% и РСВ - 7,8%. Основной целью исследований является разработка способа получения гипериммунной к вирусу парагриппа-3 сыворотки крови бычков и испытание её лечебно-профилактической эффективности. Результаты исследований достигнуты иммунизацией животных-доноров путем шестикратного комбинированного интрана-зального, подкожного и внутривенного введения живой вакцины «Паравак» против ПГ-3 КРС с титром вируса 105,0ТЦД50/мл в нарастающих дозах, с интервалом 7суток. Активация иммунной системы перед иммунизацией левамизолом, в дозе 3 мг/кг массы тела, трехкратно, с интервалом двое суток, способствовала выработке па-рагриппозных антител у животных в более высоких титрах (1:1024±2,43), чем у животных, привитых нуклеинатом натрия и пирогеналом. В результате проведенных исследований разработан способ изготовления и получения
УДК 619.615.373:616.98:578.831.1
НАУЧНО-ПРОИЗВОДСТВЕННЫМ ЖУРНАЛ
№ 1/2017
