CC BY
8
УДК 616-008.927.4-074:543.42
Канд. техн. наук 3. А. Анисимова, доктор мед. наук Ю. В. Новиков
СПЕКТРОГРАФИЧЕСКИЙ МЕТОД ОПРЕДЕЛЕНИЯ НИКЕЛЯ В БИОЛОГИЧЕСКИХ МАТЕРИАЛАХ
Московский научно-исследовательский институт гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана
К чувствительности, точности и скорости анализа химического состава веществ предъявляются повышенные требования. Этим требованиям в достаточной степени отвечает спектральный анализ, который имеет высокую избирательность и позволяет на одних и тех же приборах определять различные макро- и микроэлементы. Важным преимуществом спектрального анализа является возможность одновременного изучения содержания нескольких микроэлементов в 1 пробе. При этом для анализа требуется около 20 мг исследуемого вещества — золы или сухого остатка (А. Н. Зайдель).
Эмиссионный спектральный анализ в области малых концентраций имеет большую точность по сравнению с химическим, так как относительная ошибка определения мало зависит от концентрации. При анализе образцов, близких по структуре и составу, можно легко достигнуть высокой точности. Относительная чувствительность спектрографического метода при обычных условиях работы составляет Ю-3—10~5 %, а абсолютная — 0,01 мкг.
Общепринятые методы количественного спектрального анализа предполагают наличие эталонов (стандартных образцов) с известными концентрациями определяемых элементов, по которым строят гра-дуировочные графики и устанавливают неизвестные концентрации элементов в образцах. Но количественный спектрографический анализ усложняется отсутствием унифицированных высокоточных эталонов для работы с биологическими объектами.
Известно, что на интенсивность почернения спектральных линий оказывает влияние как валовый, так и молекулярный состав проб и эталонов. При анализе биологических объектов очень трудно добиться идентичности состава проб и эталонов как по валовому, так и по молекулярному составу. Это приводит к значительным ошибкам (Н. Б. Кубасова и Г. И. Кибисов).
В ряде случаев при анализе многокомпонентных биологических материалов достаточно знать изменения концентраций элементов в исследуемых образцах по отношению к некоторому исходному — контролю. Такой метод называют относительным. Результаты выражаются в единицах почернения аналитической линии (ДБ-100), а не в абсолютных весовых единицах. При выборе аналитической линии следует учитывать, что слабые линии имеют большую концентрационную чувствительность, и их рекомендуют использовать при количественном анализе (Ю. Н. Кузнецов и Г. А. Кузнецова).
И. Г. Некрашевнч и М. А. Кривошеева провели проверку относительного спектрального метода с образцами в виде растворов. Сопоставление ими концентраций определяемых элементов, полученных по градунровочным графикам, с введенными концентрациями образцов с изменяющимся содержанием внутреннего стандарта показало хорошее совпадение результатов. Средняя квадратичная относительная погрешность определения концентрации составляла около 10%. В том случае, когда нужно знать не только относительные, но и абсолютные изменения концентраций в исследуемых образцах, достаточно определить абсолютные значения в контрольном образце и вычислить по ним искомые абсолютные концентрации в исследуемых образцах.
В. А. Зорэ и 3. И. Тихонова применили метод относительного спектрографического анализа 19 микроэлементов в порошковых пробах — золе яиц кур и перепелок. Для приближенного определения отношения
Q
концентрацией -g- какого-либо микроэлемента в 2 пробах их спектры
фотографировали рядом на 1 фотопластинке при одинаковых условиях и измеряли почернение аналитической линии изучаемого элемента по отношению к фону. Разность почернения аналитических линий 2 образцов при одинаковых условиях получения и регистрации спектра можно выразить следующим образом:
Метод относительного спектрографического анализа дает хорошие результаты при высокой степени стандартизации опыта. Кроме того, необходимо выбрать наиболее благоприятные условия для получения максимальной скорости, чувствительности и точности анализа исследуемого объекта.
Задачей настоящих исследований являлась разработка методики спектрографического определения никеля в органах белых крыс-самцов, которых затравляли аэрозолем металлического никеля в течение 1,5 и 3 мес, а также после восстановительного периода. Для анализа были взяты легкие, почки, селезенка, печень и головной мозг. Затравку животных проводил В. Л. Рыжковский. Для затравки были выбраны концентрации аэрозоля металлического никеля 0,5, 0,1, 0,02 и 0,004 мг/м3. Дисперсный состав пыли следующий: около 40% частиц по весу имели размер до 5 мкм, остальные — более 10 мкм.
Биологический материал высушивали при 105° в сушильном шкафу. Затем с целью обогащения проб проводили минерализацию биологического материала. Озоляли органы животных в муфельной печи, постепенно доводя температуру в ней до 450°. При такой температуре озо-ление продолжалось 4—6 ч. Медленное сжигание при сравнительно низких температурах связано с тем, что вначале образуется много газов сухой перегонки, которые могут уносить частицы озоленных минеральных веществ. Кроме того, при высоких температурах окиси металлов сплавляются с глазурью тигля.
Золу органов перемешивали со спектрально чистым угольным порошком марки ОСЧ-7-4 в весовом отношении 1:3 для всех органов, кроме печени, где соотношение золы и угольного порошка составляло 1:1. Компоненты тщательно перетирали в агатовой ступке в течение 30 мин. При этом для лучшего перемешивания добавляли этиловый спирт. Разбавление образцов угольным порошком имеет несколько преимуществ: предотвращается выброс смеси из углубления электродов, создаются более стабильные условия горения дуги и тем самым повышается точность анализа.
В качестве электродов были взяты фасонные угли марки ОСЧ-7-4 двух типов — тип 1 для верхнего электрода и тип 4 — для нижнего. В углубление нижнего электрода помещали точно по 20 мг смеси угольного порошка с золой определенного органа. Готовили по 3 электрода каждой пробы. Для уплотнения пробы в электроды закапывали этиловый спирт. После испарения спирта пробу покрывали слоем коллодия, растворенного в ацетоне. Это делали с целью предотвращения распыления пробы в дуге при горении. На этом заканчивали предварительную обработку биологического материала, его подготовку к испарению в пламени дуги и фотографированию спектров.
Для фотографирования спектра исследуемых органов служил кварцевый спектрограф средней дисперсии марки ИСП-30. Спектры исследуемых проб возбуждали с помощью генератора дуги переменного тока ДГ-2. Электроды размещали в держателях штатива ШТ-9.
Между электродами устанавливали расстояние в 2 мм, концы их экранировали осветительной диафрагмой. Брали ширину щели спектрографа, равную 0,010 мм по шкале барабана. Перед щелью помещали трехступенчатый ослабитель. Использовали спектральные пластинки для научных и технических целей, типа 2, светочувствительностью 15 относительных единиц. При съемках отступали от верхнего и нижнего края пластинки на 5 мм, чтобы избежать влияния неровности расположения эмульсии.
Заранее составляли план размещения спектров проб на каждой пластинке с таким расчетом, чтобы на 1 пластинке находились спектры с пробами всех 5 групп животных. Экспозиция продолжалась 60 с о учетом достаточно полного поступления никеля в плазму, а обжиг — 5 с. Во время испарения пробы устанавливали ток 12—13 А.
Интенсивность почернения аналитических линий определяли на микрофотометре МФ-4. Ширина измерительной щели была выбрана с таким расчетом, чтобы она не превышала половины ширины изображения спектральной линии (0,20 мм). Измерение проводили по логарифмической шкале почернений, определяли ДБ — разность почернений аналитической линии и фона возле нее. При фотометрировании легких, селезенки и почек использовали аналитическую линию 341,4 нм, а при фотометрировании печени и головного мозга — 471,4 нм.
Результаты определения содержания никеля в исследуемых органах экспериментальных животных представлены на рисунке. Из рисунка видно, что завтравка животных аэрозолем металлического никеля вызывает прямо пропорциональное увеличение его содержания в легких, селезенке и почках по отношению к содержанию никеля в воздухе. Не выявлено связи между концентрацией никеля в воздухе и его содержанием в головном мозге и печени исследованных животных. По истечении 4-месячного восстановительного периода наблюдалось снижение содержания никеля в исследованных органах животных почти до нормального состояния (контроль).
12345 12345 12345 12345 12345 12345 12345 12345 12345 1.5/иес Змее восстанови- 1.5мес Змее Восстанови- 15ыес Змее восстанови-Затравка тельный периоф Затравка тельный период Затравка теньный период
Д
12345 12345 12345 12345 12345 12345 /,5мес Змее Восстанови- 1,5мес Змее Восстанови-Затравка тельный период Затравка тельный период
Содержание никеля в органах животных в разные периоды затравки аэрозолем
металлического никеля. .4—легкие; Б — селезенка: В — почки; Г — печень: Л — головной мозг. I — концентрация 0,5 мг/м>; 2 — концентрация 0.1 мг/м"; 3 — концентрация 0,02 мг/м5; 4 — концентрация 0,004 мг/м5; 5 — чистый
воздух.
Таким образом, метод эмиссионного спектрального анализа позволил выявить зависимости между содержанием никеля в органах животных и концентрацией его в воздухе камер. Наиболее подвержены воздействию повышенных концентраций никеля в воздухе такие органы, как легкие, почки и селезенка. Затравка животных аэрозолем металлического никеля взятых концентраций существенно не отразилась на его содержании в печени, что согласуется с данными Н. П. Елахов-ской.
ЛИТЕРАТУРА. Елаховская Н. П. — «Гиг. и сан.», 1972, № 6, с. 20—22. — Зандель А. Н. Основы спектрального анализа. М., 1965. — Зорэ В. А., Тихоно-в а 3. И. — «Гиг. и сан.», 1970, № 6, с. 57—59. — К у б а с о в а Н. Б., К и б и с о в Г. И. — «Ж. прикладн. спектроскопии», 1968, т. 8, № 3,"с. 421—425. — К у з н е ц о в Ю. Н„ Кузнецова Г. А. — «Завод, лабор.», 1968, т. 34, № 4, с. 417—420. — Н е к р а ш е -вич И. Г., Кривошеева М. А.— «Ж. прикладн. спектроскопии», 1968, т. 8, № 3, с. 507-508.
Поступила 11/У 1975 г.
УДК 615.471:614.777-078:576.851.49
Е. К. Гипп, В. В. Табунщиков, В. И. Вахрушев, О. И. Начинкин, И. Г. Рубак
ПРИМЕНЕНИЕ НОВОГО ТИПА МЕМБРАННЫХ ФИЛЬТРОВ ДЛЯ ВЫДЕЛЕНИЯ САЛЬМОНЕЛЛ ИЗ ВОДЫ ПОВЕРХНОСТНЫХ ВОДОЕМОВ
Московский научно-исследовательский институт гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана и Ленинградский филиал Всесоюзного научно-исследовательского института искусственного волокна
В связи с тем что патогенные энтеробактерни находятся в воде в незначительном количестве, для их выделения используются различные методы концентрации. Одним из таких методов является фильтрация через мембранные фильтры. В настоящее время этот метод достаточно широко применяется в санитарной практике.
Ленинградским филиалом Всесоюзного научно-исследовательского института искусственного волокна разработан новый вид мембранных фильтров на основе полифениленизофталамида (фенилона). В Московском научно-исследовательском институте гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана проведена апробация этих фильтров с размерами пор 0,3, 0,5 и 1 мкм для выделения сальмонелл из воды. Как все существующие мембранные фильтры, данные фильтры имеют 2 поверхности — быстро фильтрующую (обращенную в процессе производства к воздуху) и медленно фильтрующую (обращенную к стеклу), обе они легко различимы на сухих и мокрых фильтрах.
Используемые фильтры обладают достаточно быстрой скоростью фильтрации. Фильтрацию осуществляли при помощи переносной ротационной установки типа ПРУ-4, разработанной экспериментально-техническими мастерскими Научно-исследовательского института гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана (производительность установки 50 л/мин, разряжение 800 мм вод. ст. при скорости протягивания воздуха 5 л/мин). Исследования показали, что скорость фильтрации фильтров с диаметром пор 0,3 мкм составляет в среднем 8 мин 17 с (при фильтрации 100 мл речной воды, а при диаметре пор 100 мкм—1 мин 32 с). Детальная характеристика фильтров представлена в таблице.
Фильтры выдерживают стерилизацию кипячением без деформации и скручивания. Работу проводили в условиях эксперимента и натурных наблюдений. В экспериментальных условиях изучены проницаемость сальмонелл через фильтры и их концентрирующая способность. Поставлено 80 опытов. В эксперименте использовали стерильную речную воду, куда вносили взвесь в концентрации 10 000 микробных клеток в 1 мл,
