CC BY
179
DOI: 10.37489/0235-2990-2020-65-11-12-38-48
Современные представления о механизмах резистентности к антимикробным препаратам Enterococcus faecalis и Enterococcus faecium
*Т. С. КОМЕНКОВА, Е. А. ЗАЙЦЕВА
ФГБОУ ВО «Тихоокеанский государственный медицинский университет» МЗ РФ, Владивосток
Modern View on Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium Resistance Mechanisms to Antibiotics
*T. S. KOMENKOVA, E. A. ZAITSEVA Pacific State Medical University, Vladivostok
В настоящее время энтерококки всё чаще становятся этиологическими агентами разнообразных инфекционных патологий. Наиболее распространёнными видами, вызывающими большинство энтерококковых инфекций являются Enterococcus faecalis и E.faecium. Оба вида демонстрируют природную низкоуровневую устойчивость к аминогликозидам, цефалоспоринам, хинолонам, клиндамицину и ко-тримоксазолу. Кроме того, особенности их генома позволяют легко приобретать резистентность к другим, широко используемым в клинической практике антибактериальным препаратам, посредством мутаций или путём горизонтального переноса генетических детерминант устойчивости. В обзоре изложены современные знания о механизмах резистентности энтерококков к наиболее часто используемым антибактериальным препаратам.
Ключевые слова: Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, антибактериальные препараты, устойчивость, механизмы резистентности, гены резистентности.
Enterococci are currently becoming one of the major causative agents of various infectious diseases. Enterococcus faecalis and E.faecium are the most common species causing enterococcal infections. Both species exhibit natural low-level resistance to aminoglycosides, cephalosporins, quinolones, clindamycin, and co-trimoxazole. In addition, the peculiarities of their genome make it easy to acquire resistance to other antibiotics widely used in clinical practice, through mutations or by horizontal gene transfer. The review represents current knowledge about the mechanisms of enterococcal resistance to the most commonly used antibiotics.
Keywords: Enterococcus faecalis; Enterococcus faecium; antibiotics; resistance; resistance mechanisms; resistance genes.
В настоящее время энтерококки всё чаще становятся этиологическими агентами инфекций кровотока, мочевыводящих путей, кожи, мягких тканей и др. [1—4]. Наиболее распространёнными видами, вызывающими заболевания человека, главным образом среди пожилых, мультиморбид-ных пациентов и/или пациентов с ослабленным иммунитетом, являются ЕШетососст /аесаШ и Е./аесшт [5, 6]. Энтерококки обладают способностью быстро адаптироваться к меняющимся условиям окружающей среды. При этом высокая скорость рекомбинации ДНК помогает им формировать устойчивость ко многим антимикробным препаратам (АМП), используемым в клинической практике, и приводит к селекции высоковирулентных штаммов [7, 8]. Поэтому знание основных механизмов формирования резистентно-
© Т. С. Коменкова, Е. А. Зайцева
*Адрес для корреспонденции: пр-т Острякова, 2 пр-т Остря-кова, 2, Тихоокеанский ГМУ, г. Владивосток, Приморский край, 690002. E-mail: elza200707@mail.ru
сти у клинически значимых энтерококков поможет врачам выбрать правильную тактику ведения пациентов с инфекциями, ассоциированными с E.faecalis и E.faecium.
Формирование резистентности к антимикробным препаратам — генетически обусловленный процесс, ассоциированный с приобретением новой генетической информации при помощи одного из трёх процессов горизонтального переноса генов (horizontal gene transfer — HGT) или посредством модификации собственного генома (мутациями или изменением уровня экспрессии генов) [9—13].
Подвижные генетические элементы (mobile genetic elements, MGE) способны самостоятельно перемещаться как между бактериями (конъ-югативные плазмиды и конъюгативные транс-позоны), так и в пределах бактериальной клетки (транспозоны, генные кассеты, интегроны и др.) [9—11]. При этом происходит распространение генов, кодирующих ферменты, вовлечённые в инактивацию АМП и синтез модифицированных
мишеней действия [10, 11]. Приобретение подвижных детерминант резистентности посредством горизонтального переноса является одним из важнейших факторов эволюции бактерий и отвечает за возникновение и распространение устойчивости ко многим часто используемым противомикроб-ным препаратам.
Известно, что бактерии способны приобретать чужеродный генетический материал с помощью трёх основных процессов: трансформации, трансдукции и конъюгации [14]. Конъюгация — наиболее эффективный механизм для горизонтального переноса генов в больничной среде, которая с высокой частотой происходит у бактерий в желудочно-кишечном тракте человека при воздействии АМП [14]. Перенос генетического материала при конъюгации обеспечивается мобильными генетическими элементами [10, 15]. Конъюгация является наиболее описанным и изученным процессом передачи ДНК у энтерококков. Их способность к конъюгации, как представителей нормальной кишечной флоры, делает энтерококки основным резервуаром генетической информации и тем самым приводит к передаче разнообразных признаков, в том числе ан-тибиотикорезистентности, другим видам и родам микроорганизмов [16].
На данный момент появилась информация об изменении генетической информации у энтерококков с помощью трансдукции с участием бактериофагов [16].
Существенный вклад в формирование устойчивости к антибактериальным препаратам вносят мутации собственных генов бактерий, которые кодируют: 1) мишень антимикробного препарата, 2) системы эффлюкса и пориновые каналы, 3) регуляторы, подавляющие экспрессию транспортёров [9, 10]. Бактерии, характеризующиеся наличием мутаций в данных генах, приобретают значительное преимущество при селективном воздействии противомикроб-ных средств [9, 10]. Формирование резистентности посредством мутации в бактериальной хромосоме в большей степени характерно для химиопрепатов (сульфаниламидов, фторхино-лонов и др.) [9, 10].
Энтерококки обладают природной устойчивостью (резистентностью низкого уровня) к действию широкого спектра антибактериальных препаратов, таких как хинолоны, пеницил-лины, цефалоспорины, аминогликозиды [17]. Гены резистентности к АМП у них могут локализоваться на бактериальной хромосоме и мобильных генетических элементах (плазмидах или транспозонах) [16].
Бета-лактамные АМП. Бензилпенициллин и ампициллин — наиболее активные бета-лак-тамы в отношении энтерококка, являются пре-
паратами выбора для лечения энтерококковых инфекций [17].
Механизм действия бета-лактамных антибиотиков связан с ингибированием пенициллин-связывающих белков (ПСБ), ответственных за образование наиболее распространённого типа поперечных связей пептидогликана (4 ^ 3), основного полимера бактериальной клеточной стенки, придающего микроорганизмам постоянную форму [18]. Угнетение данных структур приводит к нарушению формирования клеточной стенки и гибели бактерий.
По последним данным у E.faecalis имеются шесть предполагаемых генов, ингибирующих ПСБ, три из которых класса А (ponA, pbpF, pbpZ) и три — класса B (pbp5, pbpA, pbpB) [19].
Формирование резистентности энтерококков к АМП класса бета-лактамов обусловлена механизмами «модификации мишени действия» (за счёт продукции низкоаффинного ПСБ) и «инактивации антибиотика» (продукции фермента бе-та-лактамазы) [19—21].
Механизм резистентности к пенициллинам через продукцию в-лактамаз чаще встречается у E.faecalis, чем у остальных энтерококков, универсален для всех энтерококков, конститутивен, является низкоуровневым и инокулюм-за-висимым [22, 23]. Первоначально ген blaZ, кодирующий в-лактамазу, был описан у золотистого стафилококка [19]. Последующий анализ данного гена у энтерококка показал идентичность нуклеотидной последовательности с геном blaZ Staphylococcus aureus, и предполагает передачу данного гена от стафилококка к энтерококку [21, 24]. Первый изолят E.faecalis, продуцирующий в-лактамазу, был выделен в США в 1981 г. [21]. Позднее в-лактамазопозитивные штаммы E.faecalis были изолированы от пациентов в Ливане, Аргентине, Чили, Таиланде и Индии [21, 22, 25]. Несмотря на это, случаи выявления энтерококков, продуцирующих в-лак-тамазу, остаются редкими.
Высокоуровневая резистентность к пеницил-линам у E.faecalis и E.faecium может быть связана со сверхэкспрессией низкоаффинного ПСБ и/или с мутациями в генах, кодирующих пени-циллинсвязывающие белки (pbp4 и pbp5) [26].
Установлено, что развитие высокоуровневой устойчивости E.faecalis к имипенему (минимальная подавляющая концентрация — МПК 32 мкг/мл) и ампициллину (МПК 16 мкг/мл) может зависеть от наличия двух точечных мутаций в pbp4 (Tyr605His и Pro520Ser) [19]. V. H. Infante и соавт. [27] обнаружили другой вариант аминокислотной замены в pbp4 (Asp573Glu), который связан с увеличением МПК пенициллина.
У Efaecium описывают различные аминокислотные замены, присутствующие в резистентных кли-
нических изолятах [28]. L. B. Rice [28] с соавт. выявили несколько точечных мутаций в pbp5 (Met485Ala в сочетании с добавлением серина в 466 положении), которые придавали высокоуровневую устойчивость к ампициллину (МПК > 128 мкг/мл).
Ещё один механизм резистентности к бета-лактамам выявлен у E.faecium, опосредованный продукцией фермента L,D-транспептидазы (Ldtfm), который образует необычные (3 ^ 3) пептидогликановые поперечные сшивки [18]. Ldtfm гомологи встречаются спорадически среди таксономически отдалённых бактерий, указывая на то, что резистентность опосредованная L,D-транспептидазой может возникать у различных патогенов [18].
Аминогликозиды. Бактерицидное действия аминогликозидов связано с необратимым угнетением начальных этапов синтеза белка на уровне рибосом.
Энтерококки обладают природной устойчивостью к низким концентрациям аминогли-козидов. Считается, что факультативный анаэробный метаболизм энтерококков ограничивает поглощение данных антибиотиков, тем самым обеспечивая их низкоуровневую резистентность (МПК от 4 мкг/мл до 256 мкг/мл для различных представителей этой группы антибиотиков) [19, 29-31].
Несмотря на наследственную резистентность к аминогликозидам энтерококки могут приобретать плазмиды, несущие детерминанты аминоглико-зид-модифицирующих ферментов [31]. Всё это приводит к появлению высокоуровневой устойчивости к аминогликозидам (МПК > 2000 мкг/мл — для стрептомицина и 500 мкг/мл — для гентами-цина) и устраняет синергический бактерицидный эффект комбинированного воздействия антибиотиков. Высокоуровневая резистентность энтерококков к гентамицину (high level gentamicin resistance — HLGR) и стрептомицину (high level streptomycin resistance — HLSR) обусловлена работой двух механизмов: 1) модификацией участков связывания антибиотика на рибосоме, осуществляемой хромосомно-закодированной метилтрансфе-разой EfmM (E.faecium methylthransferase); 2) инак-
тивацией антибиотика за счёт продукции аминог-ликозид-превращающих ферментов [19, 30-32].
Существует три типа аминогликозид-моди-фицирующих ферментов: ацетилтрансферазы (aminoglycoside acetyltranferases, AAC), аденилил-трансферазы (aminoglycoside nucleotidyltransferas-es, ANT) и фосфотрансферазы (aminoglycoside phosphotransferases, APH) [32, 33]. Аденилилтран-сферазы и фосфотрансферазы модифицируют гидроксильную группу аминогликозидов, а аце-тилтрансферазы действует на аминогруппу. В результате чего происходит изменение структуры АМП, которое не позволяет ему связываться с рибосомой бактериальной клетки [32, 33].
Одним из наиболее распространённых среди фосфотрансфераз является APH(3'), обуславливающий устойчивость энтерококков к канамицину [34-37]. Данный фермент кодируется aph(3)-IIIa геном, расположенным на плазмиде pJH1 вместе с детерминантами устойчивости к стрептомицину и макролидам [38]. Ген aph(3)-IIIa был обнаружен от 40,4% до 100% у E.faecalis [34-37].
У энтерококков описаны гены, кодирующие фосфотрансферазы, локализованные на хромосоме (aph(2")-Ib и aph(2')-Id) и на плазмиде (aph(2 ')-Ic).
Ген aph(2 ')-Ib впервые был обнаружен в изолятах E.faecium и кодировал ферменты, которые придают устойчивость к канамицину, гентами-цину, тобрамицину, нетилмицину и дибекацину (табл. 1) [31].
Ген aph(2' )-Ic, обуславливающий резистентность к канамицину, тобрамицину и гентамици-ну впервые был выявлен у E.gallinarum [31]. Однако среди изолятов E.faecalis до настоящего времени генов aph(2')-Ib и aph(2')-Ic обнаружено не было [37, 39].
Ген aph(2")-Id, первоначально обнаруженный в E.casseliflavus, с высоким уровнем резистентности к гентамицину, выявлен у клинического изо-лята E.faecalis, устойчивого к ванкомицину [40].
Аденилилтрансферазы осуществляют инактивацию молекул аминогликозидных препаратов путём присоединения аденина [33]. У энтерокок-
Таблица 1. Гены, детерминирующие резистентность энтерококков к аминогликозидам [31]
Ген резистентности Гентамицин Стрептомицин Тобрамицин Амикацин Канамицин Нетилмицин Дибекацин
aac(6)-Ie-aph(2 ")-Ы + — + + + + + '
aph(2 ")-П_+_—_+_—_+_+_+_
aph(2 _+_—_+_—_+_—_—_
aph(2 )-М_+_—_+_—_+_+_+_
aph(3)-Шa_—_—_—_+_+_—_—_
aac(6)-Ii — — + — + + н. д.
ant(3 — + — — — — —
ant(4)-Ia — — + + + — н. д.
ant(6)-Ia — + — — — — —
Примечание. «+» — наличие гена; «—» — отсутствие гена; н. д. — нет данных.
Таблица 2. Характеристика часто выявляемых фенотипов резистентности к гликопептидам у энтерококков (переведено с иностранного языка [45])
Резистентность Приобретённая Природная
высокоуровневая вариабельная низкоуровневая
Фенотип VanA VanB VanC
Ванкомицин, МПК (мг/л) 64-1000 4-1000 2-32
Тейкопланин, МПК (мг/л) 16-512 0,5-1 0,5-1
Модификация мишени D-Ala-D-Lac D-Ala-D-Lac D-Ala-D-Ser
Экспрессия гена Индуцибельная Индуцибельная Конститутивная
или индуцибельная
Локализация гена резистентности Плазмида Плазмида Хромосома
или хромосома или хромосома
Мобильный элемент Tn1546 Tn1547
Встречается среди видов энтерококков E.faecalis E.faecalis E.gallinarum
E.faecium E.faecium E.casseliflavus
ков известно четыре гена, кодирующие адени-лилтрансферазы — ant(6)-Ia, ant(3')-Ia, ant(4)-Ia и ant(9)-Ia. Плазмидные гены ant(6)-Ia и ant(3' )-Ia придают высокоуровневую резистентность только к стрептомицину (МПК > 1000 мкг/мл) [31]. Ген ant(4)-Ia обуславливает устойчивость к более широкому спектру аминогликозидных препаратов, а именно к тобрамицину, амикацину и кана-мицину [31]. Ген ant(9)-Ia, расположенный на плазмиде или транспозоне, кодирует устойчивость к спектиномицину [41].
Ацетилтрансферазы (aminoglycoside acetyl-tranferases, AAC) — ферменты, которые ацетили-руют аминогруппы молекулы аминогликозидных препаратов с использованием в качестве кофактора ацетил коэнзим А [33]. Выработка энтерококками фермента AAC(6')-Ii обуславливает резистентность к тобрамицину, канамицину и не-тилмицину, а также приводит к заметному снижению синергизма комбинации пенициллинов с аминогликозидами [31]. Образование AAC(6')-Ii кодируется одноименным хромосомным геном — aac(6')-Ii [41], который на сегодняшний день обнаружен только в изолятах E.faecium [35].
Наиболее клинически значимым геном энтерококков является aac(6)-aph(2')-Ia, кодирующий одноименный бифункциональный фермент AAC(6')-APH(2'')-Ia, обуславливающий устойчивость к гентамицину, тобрамицину, амикацину, канамицину, нетилмицину и дебе-кацину, но не стрептомицину [31]. Ген aac(6)-aph(2')-Ia находится в составе транспозона Tn5281, расположенного либо на плазмиде, либо в хромосомной ДНК [35]. Данный ген встречается у всех энтерококков, обладающих высокоуровневой устойчивостью к гентамицину (МПК > 500 мкг/мл) [39, 42]. Однако в литературе появились сообщения о выявлении изолятов энтерококков с высокоуровневой резистентностью к гентамицину, не несущие ген aac(6)-aph(2')-Ia [37]. Напротив, N. Kobayashi. и соавт. [34] и S.M. Donabedian и соавт. [43] обнаружили aac(6)-aph(2')-Ia у энтерококков с низким уровнем резистентности к гентамицину.
Гликопептиды и липогликопептиды. Глико-пептиды, такие как ванкомицин и тейкопла-нин, ингибируют синтез клеточной стенки бактерий путём образования водородных связей с концевыми аминокислотными остатками D-Ala-D-Ala — субъединиц пептидоглика-на [19]. Устойчивость к ванкомицину может быть высокого (МПК > 64 мкг/мл) и низкого уровня (МПК от 4 до 32 мкг/мл).
На сегодняшний день у энтерококков описаны восемь фенотипических вариантов приобретённой резистентности к гликопептидам (VanA, VanB, VanD, VanE, VanG, VanL, VanM, VanN) и один тип природной устойчивости (VanC) [19, 20, 26, 44].
Механизм резистентности энтерококков к данным антибиотикам основан на замене D-Ala-D-Ala на D-Ala-D-Lac (фенотипы VanA, VanB, VanD, VanM) или реже на D-Ala-D-Ser (фенотипы VanC, VanE, VanG, VanL, VanN). Уровень резистентности зависит от типа аминокислотной замены. D-Ala-D-Ser обеспечивает низкоуровневую резистентность, снижая аффинность к антибиотику примерно в семь раз. Устойчивость высокого уровня связана с D-Ala-D-Lac, которое уменьшает сродство с антибиотиком примерно в 1000 раз. Замена аминокислотных остатков происходит с участием нескольких ферментов, кодируемых van опероном [19, 20].
Фенотип VanA является наиболее распространённым и обеспечивает высокий уровень резистентности энтерококков к ванкомицину и тей-копланину, опосредованный транспозоном Tni546 (табл. 2) [45]. Детерминанты устойчивости фенотипа VanA, локализуются на плазмидах или на хромосомах [19, 20, 45] (см. табл. 2). Экспрессия генов устойчивости находится под регуляцией двухкомпонентной регуляторной системы. Эта система состоит из гистидин киназы VanS и регулятора цитоплазматического ответа VanR. VanS и VanR активируют транскрипцию генов, ответственных за синтез депсипептида D-Ala-D-Lac, который приводит к увеличению уровня резистентности к ванкомицину.
Фенотип УаиВ кодирует вариабельную устойчивость к ванкомицину, которая как и у фенотипа УапА связана с синтезом депсипептида Б-Л1а-Б-Ьае вместо Б-Л1а-Б-Л1а. Оперон vanB содержит гены, кодирующие дегидрогеназу, лигазу и дипептидазу, которые имеют высокий уровень идентичности последовательностей (67—76%) с соответствующими белками vanЛ оперона. Однако сенсорная киназа (Уаи8в) и регулятор ответа (УаиЯв) отдалённо схожи с их гомологом УапЛ (идентичность последовательностей 34 и 23%, соответственно) [19]. Штаммы с таким фенотипом остаются чувствительными к тейкопланину. Важно отметить, что устойчивость к тейкопланину может возникать в результате мутаций в сенсорной киназе или ухудшения регуляторной способности фосфатазы Уап8в, что приводит к экспрессии генов резистентности.
Детерминанты устойчивости фенотипа УапВ локализуются на плазмидах или на хромосомах [19, 20]. При этом ген vanB обнаружен в транспо-зоне Тп1547, который является частью более крупных конъюгативных хромосомно-расположенных элементов (от 90 до 250 кЬ) [46].
Штаммы энтерококков с фенотипом УапС обладают природной устойчивостью к низким концентрациям ванкомицина (МПК от 2 до 32 мг/л) и чувствительны к тейкопланину. Механизм резистентности основан на замене Б-Л1а-Б-Л1а на Б-Л1а-Б-8ег, для чего требуется координированная работа трёх генов: vanT (кодирует связанную с мембраной УапТ сери-новую рацемазу, продуцирующую Б-8ег), vanC (кодирует синтез Б-Л1а-Б-8ег) и vanXYc (кодирует белок VanXYC, позволяющий гидроли-зовать предшественников, оканчивающихся на Б-Л1а) [45]. Кластер генов, контролирующих этот фенотип, локализован на хромосоме [47]. Данный тип устойчивости имеет наименьшее клиническое значение и встречается преимущественно у E.gallinarum и E.casseli/lavus [20]. В тоже время появляются сведения об обнаружении гена vanC у E./aecalis и E./aecium, изолированных от человека, животных и объектов окружающей среды [44, 47, 48]. Считается, что детекция vanСу E./aecalis и E./aecium возможно является результатом горизонтального переноса гена от E.gallinarum между различными видами энтерококков [44, 47].
Гликопептид-зависимые штаммы. Клинически важным явлением, которое появилось у некоторых энтерококков VanA- и VanB-типа, является зависимость от гликопептидов. Эти штаммы не только устойчивы к ванкомицину и/или к тейкопланину, данные АМП необходимы для их роста. Варианты гликопептид-за-висимых E./aecalis и E./aecium были выделены от пациентов, получавших ванкомицин в тече-
ние длительного периода [49]. Появление этого фенотипа обусловлено мутаций в гене, кодирующем Б-А1а:Б-А1а-лигазу [50] Поскольку эти штаммы требуют особых условий роста, их распространённость недооценивается. Предполагается, что реверсия к независимости от ванкомицина происходит в результате мутаций в сенсорных киназах VanS или VanSB, которые способствуют конститутивной продукции D-Ala-D-Lac, или в ddl гене, восстанавливая синтез D-Ala-D-Ala, что приводит к формированию VanB фенотипа [45].
Даптомицин — циклический липопептид, механизм действия, которого заключается в его взаимодействии с цитоплазматической мембраной (ЦМ) бактерии через кальций-зависимую вставку его гидрофобного фрагмента, приводящее к изменению мембранного потенциала и проницаемости [51].
Механизм устойчивости к даптомицину до конца не изучен. Известно, что резистентность к данному препарату связана с различными структурными и функциональными модификациями, такими как увеличение относительного положительного поверхностного заряда, утолщение, пе-рисептальные выпячивания и изменение состава жирных кислот клеточной стенки [52]. Кроме того, мутации в генах, кодирующих регулятор-ные системы (LiaFSR и YycFGHIJ), и генах, участвующих в метаболизме фосфолипидов (gdpD и cls), связаны с развитием устойчивости к дапто-мицину [53].
LiaFSR представляет собой трёхкомпонент-ную систему ответа на стресс, которая регулирует целостность клеточной стенки [53, 54]. Удаление гена регулятора ответа (LiaR) приводит к повышенной восприимчивости к даптомицину. LiaR-регулируемый белок (LiaX), запускает защитное ремоделирование цитоплазматической мембраны. С-концевой домен LiaX ингибирует систему LiaFSR, а его отсутствие приводит к активации перераспределения анионных фосфо-липидов. N-концевой домен, высвобождаясь во внеклеточную среду, связывает даптомицин, что приводит к активации системы LiaFSR и формированию даптомицинорезистентного фенотипа. Штаммы, которые проявляют LiaX-опосредованное ремоделирование ЦМ и устойчивость к даптомицину, демонстрируют повышенную вирулентность [54].
Также было доказано, что удаление изолейцина в 177 позиции в гене liaF Efaecalis приводит к увеличению МПК для даптомицина с 1 до 4 мкг/мл и устойчивости к данному препарату [55].
Считается, что точечные мутации в генах liaFSR, являются первым событием в поэтапном накоплении геномных мутаций, которые приводят к даптомицинорезистентному фенотипу [56].
Интересно, что развитие устойчивости к даптомицину обратно связано с повышенной восприимчивостью к в-лактамам [57]. Отмечено, что комбинации даптомицина с ампициллином, цефтриаксоном или цефтаролином являются синергетическими in vitro и улучшают клинические исходы пациентов [57]. Последние данные показали, что синергизм с ампициллином зависит от изменений в LiaFSR. Выяснение механизма этого взаимодействия требует дальнейшего изучения.
Оксазолидиноны. Формирование резистентности энтерококков к оксазолидинонам происходит по механизмам типов «модификация мишени действия антибиотика» и «рибосомальная защита» [19, 58].
Линезолид ингибирует синтез белка путём связывания с 23S рРНК на 50S субъединице рибосомы [20, 56, 59]. Наиболее распространённым механизмом устойчивости энтерококков к данному препарату являются мутации в генах, кодирующих 23S рРНК [20, 56, 59]. Следует отметить, что энтерококки, как и многие другие бактерии, несут множественные копии гена 23S рРНК, а количество мутировавших аллелей коррелирует с фенотипом резистентности [19]. На сегодняшний день выявлено шесть мутаций в 23S рРНК (G2576T, G2505A, U2500A, G2447U, C2534U, G2603U). Наиболее часто встречающаяся мутация — G2576T, которая определяет также устойчивость к тедизолиду [26, 60]. Кроме того, мутации в рибосомальных белках L3 (rplC) и L4 (rplD), при отсутствии мутации G2576T и гена cfr, приводят к низкоуровневой резистентности к линезо-лиду у энтерококков [61]. Вышеупомянутые механизмы резистентности не являются переносимыми, появление и закрепление мутаций связано с предыдущим воздействием и длительностью терапии данным препаратом [19, 26, 59].
Другие механизмы устойчивости к линезоли-дам включают метилирование аденина в 2503 позиции 23S рРНК с помощью метилтрансфера-зы Cfr, кодируемой одноимённым геном — cfr (chloramphenicol-ftorfenicol resistance gene), в результате чего происходит модификация мишени действия линезолида [19, 59]. Данный ген впервые был выявлен у Staphylococcus sciuri и предположительно отвечал за устойчивость к хлорам-фениколу и флорфениколу [62]. Последующие исследования показали, что ген cfr способен придавать устойчивость как минимум к пяти классам антибиотиков, включая линезолид (но не тедизолид) [59, 63]. Фенотип резистентности, опосредованный Cfr метилтрансферазой, обозначают PhLOPSA, аббревиатурой устойчивости к фениколам (phenicols), линкозамидам (lin-cosamides), оксазолидинонам (oxazolidinones), плевромутилинам (pleuromutilins) и стрептогра-
мину А ^гер^гатт А) [59, 63, 64]. Первые сообщения о наличии данного гена у клинических изолятов энтерококков появились в 2011 г. [65]. За десятилетие с/г-несущие энтерококки (чаще E.faecium) были обнаружены во всем мире: в Китае [66], США [67], Германии [68], Великобритании [69], Таиланде [59] и Италии [70]. Исследование линезолидоустойчивого E./aecalis (МПК > 32 мг/л), выделенного в Таиланде [59] показало, что ген с/г расположен на конъюга-тивной плазмиде размером 97 кЬ и фланкирован 18256-подобной инсерционной последовательностью, которая сходна с последовательностями других плазмид, несущих с/г, ранее идентифицированных у стафилококков [71].
Механизмы немутационной устойчивости ок-сазолидинонов связаны и с работой генов ор^А и ро%1А, находящихся на мобильных генетических элементах энтерококков. Белки Ор1гА и Рох1А, гомологичные на 32%, принадлежат к семейству АВС-Б протеинов (белки, определяющие множественную лекарственную устойчивость). Работая по механизму «рибосомальная защита», они определяют резистентность к фениколам, оказоли-динонам и тетрациклинам [58, 72, 73].
Тетрациклины. Препараты этой группы оказывают бактериостатический эффект, механизм которого опосредован угнетением синтеза белка, при связывании препарата с 308 субъединицей бактериальной рибосомы [19]. Известно два механизма резистентности к тетрациклинам: «эффлюкс» — активное выведение антибиотика и «рибосомальная защита». Гены ¿еК и ¿е/Ь, кодирующие эффлюкс, являются плазмидными детерминантами, придающие устойчивость к тетрациклину, но не к миноциклину. Гены ¿е/М, ¿еЮ и — детерминанты хромосомной резистентности к доксициклину, миноциклину и тетрациклину [19].
Тигециклин — новый синтетический антибиотик, полученный путём структурного изменения тетрациклина. Подобно тетрациклинам, ти-гециклин связывается с 168 рРНК 308 субъединицы рибосомы [56, 74]. На сегодняшний день известны единичные случаи устойчивости энтерококков к тигециклину. Тигециклинорезис-тентные энтерококки были обнаружены в Испании [74], Германии [75], Великобритании [76], Португалии [77], Ирландии и Италии [56]. Чаще данная устойчивость встречается у клинических изолятов Е./аесаШ и Е./аесшт. Однако есть сообщения об обнаружении тигециклинорезистент-ных Е./аесавыделенных от здоровых людей, мяса птицы и свиней [77]. Резистентность энтерококков к тигециклину ассоциирована с повышенной экспрессией генов tetM, ¿еИЬ и мутациями в р/, кодирующий белок 810 рибосомной субъединицы 308 [78]
tetM — наиболее часто встречающаяся детерминанта устойчивости к тетрациклину у энтерококков [79, 80]. Данный ген связан с конъ-югативными транспозонами, относящимися к семейству Tn916 / Tn1545 [81]. Продукт гена tetM влияет на механизм биосинтеза белка, что приводит к устойчивости к тетрациклину in vivo и in vitro. TetM позволяет аминоацил-тРНК связываться с акцепторным сайтом рибосомы, несмотря на присутствие концентраций тетрациклина, которые обычно ингибируют трансляцию [82]. Кроме того, в ряде независимых экспериментов была показана важность сверхэкспрессии белка TetM и/или мутации в гене tetM у энтерококков, проявляющих резистентность к тигециклину [78, 83].
Анализ нуклеотидных последовательностей tetM и tetO показал 76% идентичности, что указывает на то, что данные гены имеют общего предка, но в отличие от tetM, ген tetO встречается значительно реже [79, 80, 84].
Ген tetS также редко обнаруживается среди клинических изолятов энтерококков и не детектируется у штаммов, выделенных от животных [84].
До недавнего времени считалось, что ещё один ген — tetU, впервые обнаруженный на плазмиде pKQ10 у E.faecium, ответственен за устойчивость к тетрациклинам [85]. Впоследствии tetU выявлен у ванкомициноустойчивого Staphylococcus aureus [86]. На основании низкого уровня гомологии последовательностей с белком TetM было предположено, что продукт гена tetU также опосредует защиту рибосомы от тетрациклинов [85]. При дальнейшем изучении было доказано, что tetU не придаёт устойчивость к тетрациклинам, а является 3'-концом гена rep, кодирующего белок инициатора репликации [87].
TetL и TetK являются представителями семейства эффлюксных насосов MFS (Major Facilitator Superfamily) [83]. Известно, что TetK экспортирует только тетрациклин, а TetL — тетрациклин и миноциклин из клетки, снижая внутриклеточную концентрацию данных лекарственных средств и защищая бактериальные рибосомы [83]. Детерминанты эффлюксных белков — tetK и tetL располагаются на плазмидах [88].
tetL является вторым по распространённости геном устойчивости к тетрациклинам [80, 89]. В независимых исследованиях было продемонстрировано, что энтерококки часто несут различные tet гены, ответственные за разные механизмы устойчивости к тетрациклинам (эффлюкс и рибо-сомальная защита) [89, 90]. Кроме того, экспериментально доказано, что суперэкспрессия сразу двух генов tetL и tetM придаёт энтерококкам устойчивость к тигециклину [83].
Макролиды, линкозамины и стрептограмин Б. Хинупристин и далфопристин — антибиотики
группы линкозамидов, являющиеся полусинтетическими производными пристинамицина и стрептограмина А. Механизм действия связан с ингибированием биосинтеза белка в результате взаимодействия с 508 субъединицей бактериальной рибосомы [19]. Данное сочетание антибиотиков эффективно против E./aecium, но не E./aecalis. Е./aecalis обладает хромосомным геном lsa [91]. Данный ген кодирует белок, точная функция которого остаётся неизвестной. Однако его наличие обеспечивает E./aecalis природную резистентность к стрептограмину А и линкозамиду и объясняет отсутствие действия хинупристина и далфопристина против этих микроорганизмов [91].
Среди энтерококков широко распространён фенотип МЬ8В (устойчивость к макролидам, линкозамидам и стрептограмину Б), механизм возникновения которого связан с диметилирова-нием остатков аденина в 238 рРНК в рибосо-мальной субъединице 508, что приводит к снижению связывания макролидов с рибосомами [19]. Этот тип устойчивости кодируется чаще геном ermB, редко энтерококки этого фенотипа могут иметь ген ermА. Гены резистентности фенотипа MLSB расположены на плазмиде, транс-позоне (Тп917) или близкородственных детерминантах [41, 92]. Известно, что часто плазмиды, формирующие MLSB фенотип резистентности, кодируют устойчивость к другим АМП [92]. Перекрёстная резистентность со всеми макролидами возникает в результате модификации Л2508 238 рРНК ферментом метилазой, кодируемой различными генами, чаще всего ermB, в отличие от модификации Л2503 метилтрансферазой С£г при устойчивости к линезолиду [93].
Хинолоны. В основе противомикробного действия фторхинолонов лежит блокада двух жизненно важных ферментов бактериальной клетки: ДНК-гиразы (топоизомераза II типа) и топоизомеразы IV типа, ответственных за су-перспирализацию и сохранение плотно упакованной спиралевидной структуры ДНК. ДНК-гираза релаксирует положительные супервитки, которые препятствуют синтезу ДНК, заменяя их на отрицательные, тем самым обеспечивая движение ДНК-полимеразы по ДНК. Топоизомераза IV типа отделяет недавно репли-цированную взаимосвязанную двойную спираль ДНК до деления клети. Воздействие хино-лонов на комплекс фермент/ДНК приводит к нарушению непрерывности ДНК и остановке репликации [19].
Данные ферменты состоят из двух субъединиц: ДНК-гираза — из ОугА и Оугё, а топоизомераза IV типа — из РагС и РагЕ. Мишени действия фторхинолонов у грамположительных и грамотрицательных микроорганизмов отлича-
ются. У грамотрицательных организмов основной мишенью является ДНК-гираза, кодируемая gyrA [94]. У грамположительных бактерий, в том числе у E.faecalis и E.faecium, основная мишень действия — топоизомераза IV, кодируемая parC. Мутации в данном гене приводят к резистентности низкого уровня, наличие же дополнительных мутаций в gyrA формирует высокоуровневую устойчивость [94-96].
К хинолонам энтерококки обладают природной низкоуровневой резистентностью. Кроме этого, описаны механизмы приобретённой резистентности к высоким концентрациям данных антибиотиков. Мутации генов-мишеней, в частности аминокислотные замены субъединицы A (GyrA) ДНК-гиразы и субъединицы С (ParC) топоизомеразы в детерминантных участках резистентности к хинолонам, описаные у E.faecium и E.faecalis, изменяют аффинность к антибиотику [95].
Активное выведение антибиотика через эфф-люксные насосы — второй механизм устойчивости к хинолонам, обнаруженный у E.faecium и E.faecalis [97].
Третий механизм устойчивости, описанный у E.faecalis, опосредован геном qnr. Данный ген кодирует белок, уменьшающий связывание хиноло-на с ДНК и последующее образование комплекса хинолон-гираза [98].
Имеются данные, что между разными поколениями хинолонов наблюдается различное угнетение данных ферментов. Топоизомераза IV более чувствительна, чем ДНК-гираза, к инги-бированию левофлоксацином, ципрофлоксаци-ном, спарфлоксацином, тосуфлоксацином и га-тифлоксацином [98].
Предполагается участие хромосомно-закодированного пентапептида EfsQnr в защите E.faecalis от эффектов хинолонов путём изменения
ЛИТЕРАТУРА
1. Мельникова Е.А., Зайцева Е.А., Лучанинова В Н., Крукович Е.В., Котенкова Т.С., Феоктистова Ю.В. Дифференцированные подходы к лечению инфекции мочевой системы у детей с учётом этиологического фактора Enterococcus faecalis. Тихоокеанский медицинский журнал. — 2019. — № 4 (78) — С. 60-65 / MelnikovaE.A., ZaitsevaE.A., Luchaninova V.N., Krukovich E.V., Komenkova T.S., Feoktistova Yu.V. Differentiated approaches to the treatment of urinary tract infection in children taking into account the etiological factor Enterococcus faecalis. Tikhookeanskii Meditsinskii Zhurnal 2019; 4 (78): 60-65 [in Russian] doi: 10.34215/1609-1175-2019-4-60-65
2. Shrestha L.B., Baral R, Poudel P., Khanal B. Clinical, etiological and antimicrobial susceptibility profile of pediatric urinary tract infections in a tertiary care hospital of Nepal. BMC Pediatr 2019; 19 (1): 36. doi:10.1186/s12887-019-1410-1
3. Weber S, Hogardt M, Reinheimer C, Wichelhaus T.A., Kempf V.A.J., Kessel J. et al. Bloodstream infections with vancomycin-resistant entero-cocci are associated with a decreased survival in patients with hematological diseases. Ann Hematol 2019; 98 (3): 763-773. doi:10.1007/s00277-019-03607-z URL
4. Zhao-Fleming H.H., Wilkinson J.E., Larumbe E, Dissanaike S, Rumbaugh K. Obligate anaerobes are abundant in human necrotizing soft tissue infection samples — a metagenomics analysis. APMIS 2019; 127 (8): 577-587. doi:10.1111/apm.12969
5. Libertucci J., Bassis C.M., Cassone M, Gibson K, Lansing B, Mody L. et al. Bacteria Detected in both Urine and Open Wounds in Nursing Home
действия гиразы в клетках. Данный белок уменьшает связывание ДНК-гиразы и топоизомеразы IV с хромосомной ДНК, что приводит к снижению количества доступных мишеней на бактериальной хромосоме [19, 41, 98].
Доказано, что предыдущее воздействие фторхинолонов также связано с наличием хромосомных мутаций в генах, кодирующих ДНК-гиразу и топоизомеразу IV, расположенных в детерминантных участках устойчивости к хинолонам (QRDR — quinolone-resistance determining region) [96, 98].
Таким образом, E.faecalis и E.faecium обладают резистентностью ко многим антибактериальным препаратам с разным механизмом действия. В условиях растущего и повсеместного использования противомикробных препаратов энтерококки способны быстро адаптироваться, формируя устойчивость к данным соединениям через сложное взаимодействие различных механизмов по множеству эволюционных траекторий. Понимание механизмов, благодаря которым энтерококки становятся устойчивыми к антибиотикам, имеет первостепенное значение для разработки новых стратегий, направленных на ограничение возникновения и распространения резистентности, что требует дополнительных и разносторонних исследований.
Финансовая поддержка. Исследование выполнено при финансовой поддержке РФФИ в рамках научного проекта № 19-315-90036.
Конфликт интересов отсутствует.
Участие авторов. Коменкова Т. С. — поиск и анализ литературы, написание текса; Зайцева Е. А. — написание текста, редактирование, финальное утверждение рукописи.
Residents: a Pilot Study. mSphere 2019; 4 (4): e00463-19. doi:10.1128/mSphere.00463-19
6. Bi R, Qin T, Fan W, Ma P., Gu B. The emerging problem of linezolid-resistant enterococci. J Glob Antimicrob Resist 2018; 13: 11-19. doi: 10.1016/j.jgar.2017.10.018.
7. Mete E, Kaleli 1., Cevahir N, Demir M, Akkaya Y, KiriM SatilmiM O. Evaluation of virulence factors in enterococcus species. Mikrobiyol Bul 2017; 51 (2): 101-114. doi:10.5578/mb.53992 URL
8. Matlou D.P., Bissong M.E.A., Tchatchouang C.K., Adem M.R., Foka F.E.T., Kumar A., et al. Virulence profiles of vancomycin-resistant enterococci isolated from surface and ground water utilized by humans in the North West Province, South Africa: a public health perspective. Environ Sci Pollut Res Int 2019; 26 (15): 15105-15114. doi:10.1007/s11356-019-04836-5 URL
9. Гненная Н.В., Сазыкин И.С., Сазыкина М.А. Механизмы приобретения микроорганизмами резистентности к антибиотикам. Вестник биотехнологии и физико-химической биологии им. Ю. А. Овчинникова. — 2018. — Т. 14. — № 1. — С. 77-85. / Gnennaya N.V., Sazykin I.S., Sazykina M.A. Mekhanizmy priobreteniya mikroorganizmami rezis-tentnosti k antibiotikam. Vestnik Biotekhnologii i Fiziko-Khimicheskoi Biologii imeni Yu.A. Ovchinnikova 2018; 14 (1): 77-85. [in Russian] URL https://elibrary.ru/item.asp?id=36309678
10. Сидоренко С.В., ТишковВ.И. Молекулярные основы резистентности к антибиотикам. Успехи биологической химии. — 2004. — Т. 44 — № 2 — С. 263-306. / Sidorenko S.V., Tishkov V.I. Molekulyarnye osnovy rezistentnosti k antibiotikam. Uspekhi Biologicheskoi Khimii
2004; 44 (2): 263-306. [in Russian] URL https://www.fbras.ru/wp-con-tent/uploads/ 2017/10/sidorenko.pdf
11. Супотницкий М.В. Механизмы развития резистентности к антибиотикам у бактерий. Биопрепараты. — 2011. — № 2 — С. 4-11. / Supotnitskii M.V. Mechanisms of antibiotic resistance in bacteria. Biopreparaty 2011; 2: 4-11 [in Russian] URL https://elibrary.ru/item.asp?id=20370194
12. Holmes A.H., Moore L.S., Sundsjord A, Steinbakk M, Regmi S, Karkey A. et al. Understanding the mechanisms and drivers of antimicrobial resistance. Lancet 2016; 387 (10014): 176-187. doi:10.1016/S0140-6736(15)00473-0
13. Zaman S.B., Hussain M.A., Nye R., Mehta V., Mamun K.T., Hossain N. A Review on Antibiotic Resistance: Alarm Bells are Ringing. Cureus 2017; 9 (6): e1403. doi:10.7759/cureus.1403
14. Munita J.M., Arias C.A. Mechanisms of Antibiotic Resistance. Microbiol Spectr 2016; 4 (2): 10.1128/microbiolspec.VMBF-0016-2015. doi:10.1128/microbiolspec.
15. Partridge S.R., Kwong S.M., Firth N., Jensen S.O. Mobile Genetic Elements Associated with Antimicrobial Resistance. Clin Microbiol Rev 2018; 31 (4): e00088-17. doi:10.1128/CMR.00088-17
16. Gilmore M.S., Clewell D.B., Ike Y., Shankar N., eds. Enterococci: From Commensals to Leading Causes of Drug Resistant Infection. Boston: Massachusetts Eye and Ear Infirmary; 2014. URL https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK190424/
17. Garcqía-Solache M., Rice L.B. The Enterococcus: a Model ofAdaptability to Its Environment. Clin Microbiol Rev 2019; 32 (2): e00058-18. doi:10.1128/CMR.00058-18
18. Triboulet S., Bougault C.M., Laguri C., Hugonnet J.E., Arthur M., Simorre J.P. Acyl acceptor recognition by Enterococcus faecium L,D-transpeptidase Ldtfm. Mol Microbiol 2015; 98 (1): 90-100. doi:10.1111/mmi.13104
19. Miller W.R., Munita J.M., Arias C.A. Mechanisms of antibiotic resistance in enterococci. Expert Rev Anti Infect Ther 2014; 12 (10): 1221-1236. doi:10.1586/14787210.2014.956092
20. O'Driscoll T., Crank C.W. Vancomycin-resistant enterococcal infections: epidemiology, clinical manifestations, and optimal management. Infect Drug Resist 2015; 8: 217-230. doi:10.2147/IDR.S54125
21. Murray B.E. Beta-lactamase-producing enterococci. Antimicrob Agents Chemother 1992; 36 (11): 2355-2359. doi: 10.1128/aac.36.11.2355 URL https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC284334/pdf/aac00375-0029.pdf
22. Sarti M., Campanile F., Sabia C., Santagati M., Gargiulo R., Stefani S. Polyclonal diffusion of beta-lactamase-producing Enterococcus faecium. J Clin Microbiol 2012; 50 (1): 169-172. doi:10.1128/JCM.05640-11
23. Agarwal J., Kalyan R., Singh M. High-level aminoglycoside resistance and beta-lactamase production in enterococci at a tertiary care hospital in India. Jpn J Infect Dis 2009; 62 (2): 158-159. URL https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/19305061/
24. Hollenbeck B.L., Rice L.B. Intrinsic and acquired resistance mechanisms in enterococcus. Virulence 2012; 3 (5): 421-433. doi:10.4161/viru.21282
25. Arias C.A., Singh K.V., Panesso D., Murray B.E. Time-kill and syner-gism studies of ceftobiprole against Enterococcus faecalis, including beta-lactamase-producing and vancomycin-resistant isolates. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51 (6): 2043-2047. doi:10.1128/AAC.00131-07
26. Munita J.M., BayerA.S., Arias C.A. Evolving resistance among Gram-positive pathogens. Clin Infect Dis 2015; 61: Suppl 2: S48-S57. doi:10.1093/cid/civ523
27. Infante V.H., Conceigao N., de Oliveira A.G., Darini A.L. Evaluation of polymorphisms in pbp4 gene and genetic diversity in penicillin-resistant, ampicillin-susceptible Enterococcus faecalis from hospitals in different states in Brazil. FEMS Microbiol Lett 2016; 363 (7): fnw044. doi:10.1093/femsle/fnw044
28. Rice L.B., Carias L.L., Hutton-Thomas R., Sifaoui F., Gutmann L., Rudin S.D. Penicillin-binding protein 5 and expression of ampicillin resistance in Enterococcus faecium. Antimicrob Agents Chemother 2001; 45 (5): 1480-1486. doi:10.1128/AAC.45.5.1480-1486.2001
29. Arias C.A., Contreras G.A., Murray B.E. Management of multidrug-resist-ant enterococcal infections. Clin Microbiol Infect 2010; 16 (6): 555-562. doi:10.1111/j.1469-0691.2010.03214.x
30. Niu H., Yu H., Hu T., Tian G., Zhang L., Guo X. et al. The prevalence of aminoglycoside-modifying enzyme and virulence genes among enterococci with high-level aminoglycoside resistance in Inner Mongolia, China. Braz J Microbiol 2016; 47 (3): 691-696. doi:10.1016/j.bjm.2016.04.003
31. Chow J.W. Aminoglycoside resistance in enterococci. Clin Infect Dis 2000; 31 (2): 586-589. doi:10.1086/313949
32. Shete V., Grover N., Kumar M. Analysis of Aminoglycoside Modifying Enzyme Genes Responsible for High-Level Aminoglycoside Resistance among Enterococcal Isolates. J Pathog 2017; 2017: 3256952. doi:10.1155/2017/3256952
33. Решедько Г.ХЗначение ферментативной модификации аминогли-козидов в развитии резистентности у бактерий. Клиническая мик-
робиология и антимикробная химиотерапия. — 1999. — Т.1 — №1 С.40-50. /Reshedko G.K. Znachenie fermentativnoi modifikatsii aminoglikozidov v razvitii rezistentnosti u bakterii. Klinicheskaya Mikrobiologiya i Antimikrobnaya Khimioterapiya. 1999; 1(1): 40-50 [in Russian].] URL https://cmac-journal.ru/publication/1999/1/cmac-1999-t01-n1-p040/cmac-1999-t01-n1-p040.pdf
34. Kobayashi N., Alam M., Nishimoto Y., Urasawa S., Uehara N., Watanabe N. Distribution of aminoglycoside resistance genes in recent clinical isolates of Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium and Enterococcus avium. Epidemiol Infect 2001; 126 (2): 197-204. doi:10.1017/s0950268801005271
35. Watanabe S., Kobayashi N., Quiñones D., Nagashima S., Uehara N., Watanabe N. Genetic diversity of enterococci harboring the high-level gentamicin resistance gene aac(6')-Ie-aph(2'')-Ia or aph(2'')-Ie in a Japanese hospital. Microb Drug Resist 2009; 15 (3): 185-194. doi:10.1089/mdr.2009.0917
36. El-Mahdy R., Mostafa A., El-Kannishy G. High level aminoglycoside resistant enterococci in hospital-acquired urinary tract infections in Mansoura, Egypt. Germs 2018; 8 (4): 186-190. doi:10.18683/germs.2018.1145
37. Padmasini E., Padmaraj R., Ramesh S.S. High level aminoglycoside resistance and distribution of aminoglycoside resistant genes among clinical isolates of Enterococcus species in Chennai, India. ScientificWorldJournal 2014; 2014: 329157. doi:10.1155/2014/329157
38. Wright G.D., Thompson P.R. Aminoglycoside phosphotransferases: proteins, structure, and mechanism. Front Biosci 1999; 4: D9-D21. doi:10.2741/wright
39. Amini F., Krimpour H.A., Ghaderi M., Vaziri S., Ferdowsi S., Azizi M. et al. Prevalence of aminoglycoside resistance genes in Enterococcus strains in Kermanshah, Iran. Iran J Med Sci 2018; 43 (5): 487-493.
40. Economou V., Sakkas H., Delis G., Gousia P. Antibiotic resistance in ente-rococcus spp. friend or foe? Foodborne Pathogens and Antibiotic Resistance. John Wiley & Sons, Inc.; 2017; 365-395. URL https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/9781119139188.ch16
41. Alcock B P. et al. 2020. CARD 2020: antibiotic resistome surveillance with the Comprehensive Antibiotic Resistance Database. Nucleic Acids Research, 48, D517-D525. doi: 10.1093/nar/gkz935.
42. Abdelkareem M.Z., Sayed M., Hassuna N.A., Mahmoud M.S., Abdelwahab S.F. Multi-drug-resistant Enterococcus faecalis among Egyptian patients with urinary tract infection. J Chemotherapy 2017; 29 (2): 74-82. doi:10.1080/1120009X.2016.1182358
43. Donabedian S.M., Thal L.A., Hershberger E. et al. Molecular characterization of gentamicin-resistant Enterococci in the United States: evidence of spread from animals to humans through food. J Clin Microbiol 2003; 41 (3): 1109-1113. doi:10.1128/jcm.41.3.1109-1113.2003
44. Светоч Э.А., Теймуразов М.Г., Тазина О.И., Абаимова А.А., Лев А.И., Асташкин Е.И. и др. Антибиотикорезистентность культур Enterococcus spp., выделенных от промышленной птицы в 2013-2016 гг. в хозяйствах Российской Федерации, и детекция у них генов резистентности к ванкомицину. Альманах клинической медицины. — 2017. — № 45 (2) — С. 138-146. / Svetoch E.A., Teymurazov M.G., Tazina O.I., Abaimova A.A., Lev A.I., Astashkin E.I. et al. Antibacterial resistance of Enterococcus spp. isolated from commercial poultry of the Russian Federation farms in 2013-2016, and identification of vancomycin resistance genes. Almanac of Clinical Medicine 2017; 45 (2): 138-146. [in Russian]. doi.org/10.18786/2072-0505-2017-45-2-138-146
45. Courvalin P. Vancomycin resistance in gram-positive cocci. Clin Infect Dis 2006; 42 Suppl 1: S25-S34. doi:10.1086/491711
46. Evers S., Quintiliani R. Jr., Courvalin P. Genetics of glycopeptide resistance in enterococci. Microb Drug Resist 1996; 2 (2): 219-223. doi:10.1089/mdr.1996.2.219
47. Sun M., Wang Y., Chen Z., Zhu X., Tian L., Sun Z.The first report of the vanC1 gene in Enterococcus faecium isolated from a human clinical specimen. Mem Inst Oswaldo Cruz 2014; 109 (6): 712-715. doi:10.1590/0074-0276140019
48. Nishiyama M., Iguchi A., Suzuki Y. Identification of Enterococcus faecium and Enterococcus faecalis as vanC-type Vancomycin-Resistant Enterococci (VRE) from sewage and river water in the provincial city of Miyazaki, Japan. J Environ Sci Health A Tox Hazard Subst Environ Eng 2015; 50 (1): 16-25. doi:10.1080/10934529.2015.964599
49. Bert F., Leflon-Guibout V., Le Grand J., Bourdon N., Nicolas-Chanoine M.H. Emergence d'enterocoque dependant de la vancomycine á la suite d'un traitement par glycopeptide: cas clinique et revue. Pathol Biol (Paris) 2009; 57 (1): 56-60. [in French] doi:10.1016/j.patbio.2008.07.017
50. Prevost M., Van Belle D., Tulkens P.M., Courvalin P., Van Bambeke F. Modeling of Enterococcus faecalis D-alanine:D-alanine ligase: structure-based study of the active site in the wild-type enzyme and in glycopeptide-dependent mutants. J Mol Microbiol Biotechnol 2000; 2 (3): 321-330. URL https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/10937441/
51. Silverman J.A., Perlmutter N.G., Shapiro H.M. Correlation of daptomycin bactericidal activity and membrane depolarization in Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47 (8): 2538-2544. doi:10.1128/aac.47.8.2538-2544.2003
52. Mishra N.N., Bayer A.S., Tran T.T., Shamoo Y., Mileykovskaya E., Dowhan W. et al. Daptomycin resistance in enterococci is associated with distinct alterations of cell membrane phospholipid content. PLoS One 2012; У (8): e43958. doi:10.1371/journal.pone.0043958
53. Arias C.A., Panesso D., McGrath D.M. et al. Genetic basis for in vivo dap-tomycin resistance in enterococci. N Engl J Med 2011; З65 (10): 892-900. doi:10.1056/NEJMoa1011m
54. Khan A., Davlieva M., Panesso D., Rincon S., Miller W.R., Diaz L. et al. Antimicrobial sensing coupled with cell membrane remodeling mediates antibiotic resistance and virulence in Enterococcus faecalis [published online ahead of print, 2019 Dec 9]. Proc Natl Acad Sci USA 2019; 116 (52): 26925-269З2. doi:10.10У3/pnas.191б03У11б
55. Munita J.M., Tran T.T., Diaz L. et al. A liaF codon deletion abolishes dap-tomycin bactericidal activity against vancomycin-resistant Enterococcus faecalis. Antimicrob Agents Chemother 201З; 5У (6): 28З1-28ЗЗ. doi:10.1128/AAC.00021-B
56. Bender J.K., Cattoir V., Hegstad K., Sadowy E., Coque T.M., Westh H. et al. Update on prevalence and mechanisms of resistance to linezol-id, tigecycline and daptomycin in enterococci in Europe: Towards a common nomenclature. Drug Resist Updat 2018; 40: 25-З9. doi:10.1016/j.drup.2018.10.002
5У. Beganovic M., Luther M.K., Rice L.B., Arias C.A., Rybak M.J., LaPlante K.L. A review of combination antimicrobial therapy for Enterococcus fae-calis bloodstream infections and infective endocarditis. Clin Infect Dis 2018; 6У (2): З0З-З09. doi:10.1093/cid/ciy064
58. Cavaco L.M., Bernal J.F., Zankari E., Leon M., Hendriksen R.S., Perez-Gutierrez E. et al. Detection of linezolid resistance due to the optrA gene in Enterococcus faecalis from poultry meat from the American continent (Colombia). J Antimicrob Chemother 201У; У2 (З): 6У8-68З. doi:10.1093/jac/dkw490
59. Diaz L., Kiratisin P., Mendes R.E., Panesso D., Singh K.V., Arias C.A. Transferable plasmid-mediated resistance to linezolid due to cfr in a human clinical isolate of Enterococcus faecalis. Antimicrob Agents Chemother 2012; 56 (У): З91У-З922. doi:10.1128/AAC.00419-12
60. Klupp E.M., Both A., Belmar Campos C. et al. Tedizolid susceptibility in linezolid- and vancomycin-resistant Enterococcus faecium isolates. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2016; З5 (12): 195У-1961. doi:10.1007/s10096-016-2У4У-0
61. Chen H., Wu W., Ni M., Liu Y., Zhang J., Xia F. et al. Linezolid-resistant clinical isolates of enterococci and Staphylococcus cohnii from a multicen-tre study in China: molecular epidemiology and resistance mechanisms. Int J Antimicrob Agents 201З; 42 (4): З1У-З21. doi:10.1016/j.ijantim-icag.20B.06.008
62. Schwarz S., Werckenthin C., Kehrenberg C. Identification of a plasmid-borne chloramphenicol-florfenicol resistance gene in Staphylococcus sciuri. Antimicrob Agents Chemother 2000; 44 (9): 25З0-25ЗЗ. doi:10.1128/aac.44.9.2530-2533.2000
63. Long K.S., Poehlsgaard J., Kehrenberg C., Schwarz S., Vester B. The Cfr rRNA methyltransferase confers resistance to Phenicols, Lincosamides, Oxazolidinones, Pleuromutilins, and Streptogramin A antibiotics. Antimicrob Agents Chemother 2006; 50 (У): 2500-2505. doi:10.1128/AAC.00m-06
64. Lazaris A., Coleman D.C., Kearns A.M., Pichon B., Kinnevey P.M., Earls M.R. et al. Novel multiresistance cfr plasmids in linezolid-resistant methi-cillin-resistant Staphylococcus epidermidis and vancomycin-resistant Enterococcus faecium (VRE) from a hospital outbreak: co-location of cfr and optrA in VRE. J Antimicrob Chemother 2017; 72 (12): З252-З25У. doi:10.1093/jac/dkx292
65. Cercenado E. Enterococcus: resistencias fenotéÍpicas y genotÍpicas y epidemiología en España. Enferm Infecc Microbiol Clin 2011; 29: Suppl 5: 59-65. (in Spanish) doi:10.1016/S0213-005X(11)У0045-3
66. Zhang Y., Dong G., Li J., Chen L., Liu H., Bi W. et al. A high incidence and coexistence of multiresistance genes cfr and optrA among linezol-id-resistant enterococci isolated from a teaching hospital in Wenzhou, China. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2018; ЗУ (8): 1441-1448. doi:10.1007/s10096-018-3269-8
67. Deshpande L.M., Ashcraft D.S., Kahn HP., Pankey G., Jones R.N., Farrell D.J. et al. Detection of a new cfr-Like gene, cfr(B), in Enterococcus faecium isolates recovered from human specimens in the United States as part of the SENTRY Antimicrobial Surveillance Program. Antimicrob Agents Chemother 2015; 59 (10): 6256-6261. doi:10.1128/AAC.01473-15
68. Bender J.K., Fleige C., Klare I., Fiedler S., Mischnik A., Mutters N.T. et al. Detection of a cfr(B) variant in German Enterococcus faecium clinical isolates and the impact on linezolid resistance in Enterococcusspp. PLoS One 2016; 11 (11): e0167042. doi:10.1371/journal.pone.0167042
69. Inkster T., Coia J., Meunier D., Doumith M., Martin K., Pike R. et al. First outbreak of colonization by linezolid- and glycopeptide-resistant Enterococcus faecium harbouring the cfr gene in a UK nephrology unit. J Hosp Infect 2017; 97 (4): З9У-402. doi:10.1016/j.jhin.201У.0У.003
70. Morroni G., Brenciani A., Antonelli A., D'Andrea M.M., Pilato V.Di., Fioriti S. et al. Characterization of a multiresistance plasmid carrying the optra and cfr resistance genes from an Enterococcus faecium clinical isolate. Front Microbiol 2018; 9: 2189. doi:10.3389/fmicb.2018.
71. Bonilla H, Huband M.D., Seidel J., Schmidt H, Lescoe M., McCurdy S.P. et al. Multicity outbreak of linezolid-resistant Staphylococcus epidermidis associated with clonal spread of a cfr-containing strain. Clin Infect Dis 2010; 51 (7): 796s800. doi:10.1086/656281
72. Argudin M.A., Youzaga S., Dodemont M., Heinrichs A., Roisin S., Deplano A. et al. Detection of optrA-positive enterococci clinical isolates in Belgium. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2019; 38 (5): 985-987. doi:10.1007/s10096-019-03504-3
73. Brenciani A., Fioriti S., Morroni G., Cucco L., Morelli A., Pezzotti G. et al. Detection in Italy of a porcine Enterococcus faecium isolate carrying the novel phenicol-oxazolidinone-tetracycline resistance gene poxtA. J Antimicrob Chemother 2019; 74 (3): 817-818. doi:10.1093/jac/dky505
74. Marco F., Dowzicky M.J. Antimicrobial susceptibility among important pathogens collected as part of the Tigecycline Evaluation and Surveillance Trial (T.E.S.T.) in Spain, 2004-2014. J Glob Antimicrob Resist 2016; 6: 50-56. doi:10.1016/j.jgar.2016.02.005 URL
75. Werner G., Gfrörer S., Fleige C., Witte W., Klare I. Tigecycline-resistant Enterococcus faecalis strain isolated from a German intensive care unit patient. J Antimicrob Chemother 2008; 61 (5): 1182-1183. doi:10.1093/jac/dkn065
76. Cordina C., Hill R., Deshpande A., Hood J., Inkster T. Tigecycline-resistant Enterococcus faecalis associated with omeprazole use in a surgical patient. J Antimicrob Chemother 2012; 67 (7): 1806-1807. doi:10.1093/jac/dks122
77. Freitas A.R., Novais C., Correia R., Monteiro M., Coque T.M., Peixe L. Non-susceptibility to tigecycline in enterococci from hospitalised patients, food products and community sources. Int J Antimicrob Agents 2011; 38 (2): 174-176. doi:10.1016/j.ijantimicag.2011.04.014
78. Dabul A.N.G., Avaca-Crusca J.S., Navais R.B., Merlo T.P., Van Tyne D., Gilmore M.S. et al. Molecular basis for the emergence of a new hospital endemic tigecycline-resistant Enterococcus faecalis ST103 lineage. Infect Genet Evol 2019; 67: 23-32. doi:10.1016/j.meegid.2018.10.018
79. WoZniak-Biel A., Bugla-Ploskomka G., Burdzy J., Korzekwa K., Ploch S., Wieliczko A. Antimicrobial resistance and biofilm formation in Enterococcus spp. isolated from humans and turkeys in Poland. Microb Drug Resist 2019; 25 (2): 277-286. doi:10.1089/mdr.2018.0221
80. Demirgül F., Tuncer Y. Detection of antibiotic resistance and resistance genes in enterococci isolated from sucuk, a traditional turkish dry-fermented sausage [published correction appears in Korean J Food Sci Anim Resour 2017; 37 (6): 963. Korean J Food Sci Anim Resour 2017; 37 (5): 670-681. doi:10.5851/kosfa.2017.37.5.670
81. Agers0 Y., Pedersen A.G., Aarestrup F.M. Identification ofTn5397-like and Tn916-like transposons and diversity of the tetracycline resistance gene tet(M) in enterococci from humans, pigs and poultry. J Antimicrob Chemother 2006; 57 (5): 832-839. doi:10.1093/jac/dkl069
82. Burdett V. Tet(M)-promoted release of tetracycline from ribosomes is GTP dependent. J Bacteriol 1996; 178 (11): 3246-3251. doi:10.1128/ jb.178.11.3246-3251.1996
83. Fiedler S., Bender J.K., Klare I., Halbedel S., Grohmann E., Szewzyk U. et al. Tigecycline resistance in clinical isolates of Enterococcus faecium is mediated by an upregulation of plasmid-encoded tetracycline determinants tet(L) and tet(M). J Antimicrob Chemother 2016; 71 (4): 871-881. doi:10.1093/jac/dkv420
84. Aarestrup F.M., Agerso Y., Gerner-Smidt P., Madsen M., Jensen L.B. Comparison of antimicrobial resistance phenotypes and resistance genes in Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium from humans in the community, broilers, and pigs in Denmark. Diagn Microbiol Infect Dis 2000; 37 (2): 127-137. doi:10.1016/s0732-8893(00)00130-9
85. Ridenhour M.B., Fletcher H.M., Mortensen J.E., Daneo-Moore L. A novel tetracycline-resistant determinant, tet(U), is encoded on the plasmid pKq10 in Enterococcus faecium. Plasmid 1996; 35 (2): 71-80. doi:10.1006/plas.1996.0009
86. Weigel L.M., Donlan R.M., Shin D.H. et al. High-level vancomycin-resistant Staphylococcus aureus isolates associated with a polymicro-bial biofilm. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51 (1): 231-238. doi:10.1128/AAC.00576-06
87. Caryl J.A., Cox G., Trimble S., O'Neill A.J.«tet(U)» is not a tetracycline resistance determinant. Antimicrob Agents Chemother 2012; 56 (6): 3378-3379. doi:10.1128/AAC.05957-11
88. Grossman T.H. Tetracycline antibiotics and resistance. Cold Spring Harb Perspect Med 2016; 6 (4): a025387. doi:10.1101/cshperspect.a025387
89. Said H.S., Abdelmegeed E.S. Emergence of multidrug resistance and extensive drug resistance among enterococcal clinical isolates in Egypt. Infect Drug Resist 2019; 12:1113-1125. doi:10.2147/IDR.S189341
90. Zilhao R., Papadopoulou B., Courvalin P. Occurrence of the Campylobacter resistance gene tetO in Enterococcus and Streptococcus spp. Antimicrob Agents Chemother 1988; 32 (12): 1793-1796. doi:10.1128/aac.32.12.1793
91. Singh K.V., Weinstock G.M., Murray B.E. An Enterococcus faecalis ABC homologue (Lsa) is required for the resistance of this species to clin-damycin and quinupristin-dalfopristin. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46 (6): 1845-1850. doi:10.1128/aac.46.6.1845-1850.2002
92. Horaud T, Le Bouguenec C, Pepper K. Molecular genetics of resistance to macrolides, lincosamides and streptogramin B (MLS) in streptococci. J Antimicrob Chemother. 1985;16 Suppl A: 111-135. doi:10.1093/jac/16.suppl_a.111
93. Portillo A., Ruiz-Larrea F, Zarazaga M, Alonso A., Martinez J.L., Torres C. Macrolide resistance genes in Enterococcus spp. Antimicrob Agents Chemother 2000; 44 (4): 967-971. doi:10.1128/aac.44.4.967-971.2000
94. Leavis H.L., Willems R.J., Top J., Bonten M.J. High-level ciprofloxacin resistance from point mutations in gyrA and parC confined to global hospital-adapted clonal lineage CC17 of Enterococcus faecium. J Clin Microbiol 2006; 44 (3): 1059-1064. doi:10.1128/JCM.44.3.1059-1064.2006
95. Onodera Y, Okuda J., Tanaka M, Sato K. Inhibitory activities of quinolones against DNA gyrase and topoisomerase IV of Enterococcus
faecalis. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46 (6): 1800-1804. doi:10.1128/aac.46.6.1800-1804.2002
96. Yasufuku T., Shigemura K, Shirakawa T., Matsumoto M, Nakano Y., Tanaka K. et al. Mechanisms of and risk factors for fluoroquinolone resistance in clinical Enterococcus faecalis isolates from patients with urinary tract infections. J Clin Microbiol 2011; 49 (11): 3912-3916. doi:10.1128/JCM.05549-11
97. Lynch C, Courvalin P., Nikaido H. Active efflux of antimicrobial agents in wild-type strains of enterococci. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41 (4): 869-871. URL https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/arti-cles/ PMC163815/pdf/410869.pdf
98. Arsène S., Leclercq R. Role of a qnr-like gene in the intrinsic resistance of Enterococcus faecalis to fluoroquinolones. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51 (9): 3254-3258. doi:10.1128/AAC.00274-07
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:
Коменкова Татьяна Сергеевна — аспирант Центральной научно-исследовательской лаборатории ФГБОУ ВО «Тихоокеанский государственный медицинский университет» Минздрава России, Владивосток. ОКСГО: 0000-0001-58410369 КеБеагеИегГО: 0-1100-2017 eLIBRЛRY 8РШ-код: 1830-1879
Зайцева Елена Александровна — д. м. н., доцент, вед ущий научный сотрудник Центральной научно-исследовательской лаборатории ФГБОУ ВО «Тихоокеанский государственный медицинский университет» Минздрава России, Владивосток. ORCID: 0000-0002-2625-8275 ReseaгcheгID: ЛЛЕ-5268-2019 eLIBRARY 8РШ-код: 4617-8685
