Современные перспективы разработки материалов для стабилизирующих вмешательств на позвоночнике с применением спондилодеза (обзор) Текст научной статьи по специальности «Биотехнологии в медицине»



современные перопекп

для стабилизирующих вмешательств на позвоночнике

DOI: 10.17691/stm2018.10.4.24 УДК 616.711-002-089.844 Поступила 7.08.2018 г.

А.Е. Боков, к.м.н., зав. отделением нейрохирургии Института травматологии и ортог С.Г. Млявых, к.м.н., руководитель Института травматологии и ортопедии; Н.Ю. Широкова, к.б.н., старший научный сотрудник гатологоанатомического отделения; Д.В. Давыденко, к.б.н., научный сотрудник гатологоанатомического отделения; Н.Ю. Орлинская, д.м.н., профессор, главный научный сотрудник, зав. патологоанатомическим отделением

Приволжский исследовательский медицинский университет, гл. Минина и Пожарского, 10/1, Н. Новгород, 603005

Проведена оценка эффективности применения различных пластических материалов, наиболее часто используемых для стабилизирующих вмешательств на позвоночнике с применением спондилодеза; аутотрансплантатов; алло- и ксенотрансплантатов; материалов синтетического и биологического происхождения; факторов роста; мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток; трансплантатов, изготовленных с помощью трехмерного моделирования. Выявленные при анализе литературных данных недостатки и преимущества пластических материалов позволят наметить дальнейшие перспективные пути исследований, учитывать не только свойства биосовместимости и биоинтеграции, но и скорость репаративной регенерациии с трансформацией непосредственно в костную ткань.

Ключевые слова: материалы для костной пластики; спондилодез; регенерация костной ткани; замещение костных дефектов.

Как цитировать: Bokov A.E., Mlyavykh S.G., Shirokova N.Y., Davydenko D.V., Orlinskaya N.Y. Current trends in the development of materialsfor bone grafting and spinal fusion (review). Sovremennye tehnologii v medicine 2018; 10(4): 203-219, https://doi.org/10.17691/ stm2018.10.4.24

English

Current Trends in the Development of Materials for Bone Grafting and Spinal Fusion (Review)

A.E. Bokov, MD, PhD, Head of the Department of Neurosurgery,

Institute of Traumatology and Orthopedics;

S.G. Mlyavykh, MD, PhD, Head of the Institute of Traumatology and Orthopedics;

N.Y. Shirokova, PhD, Senior Researcher, Department of Pathology and Anatomy;

D.V. Davydenko, PhD, Researcher, Department of Pathology and Anatomy;

N.Y. Orlinskaya, MD, DSc, Professor, Chief Researcher, Head of the Department Pathology and Anatomy

Privolzhsky Research Medical University, 10/1 Minin and Pozharsky Square, Nizhny Novgorod,

603005, Russia

The review addresses the currently used materials for spinal stabilization surgery by spinal fusion. Among them: autografts; allo- and xenografts; materials of synthetic and biological origin; growth factors; multipotent mesenchymal stromal cells; grafts made by 3D modeling. We discuss advantages and disadvantages of these materials as reported in the literature; with this analysis, we hope to stimulate further research into the graft biocompatibility and biointegration, especially into the issue of reparative regeneration and graft transformation into the bone tissue.

Key words: materials for bone grafting; spinal fusion; bone regeneration; replacement of bone defects.

Для контактов: Боков Андрей Евгеньевич, e-mail: [email protected]@mail.ru

U>!!Q"!" !

Введение

В последние годы наблюдается рост числа патологий опорно-двигательного аппарата. У пациентов пожилого возраста наиболее часто встречаются дегенеративные заболевания позвоночника, лечение которых возможно только путем операции с применением спондилодеза. Несмотря на развитие медицинских технологий, количество неудачных результатов в этой группе больных остается высоким в связи с псевдоартрозом и дестабилизацией фиксатора [1]. Следующими по частоте возникновения заболеваниями, требующими использования костной пластики, являются травмы скелета, онкологические и инфекционные поражения опорно-двигательного аппарата [1-3]. Образовавшиеся вследствие патологического процесса или травматического повреждения дефекты костной ткани нуждаются в замещении различными материалами для восстановления опороспособности поврежденного сегмента [1]. На сегодняшний день при оперативных вмешательствах с применением костной пластики используют как аутологичные, аллогенные и ксеногенные трансплантаты, так и альтернативные искусственные заместители.

Костная аутопластика остается «золотым стандартом» лечения, поскольку только аутотрансплантаты обладают всеми необходимыми свойствами для наиболее эффективной остеоинтеграции [4, 5]. При этом применение аутотрансплантатов ограничено из-за невозможности получить большое количество материала и осложнений при заборе костной ткани [5]. Так, у пациентов с остеопорозом качество аутотрансплан-татов, как правило, невысокое, а также сообщается о негативных последствиях взятия у них аутотрансплан-татов [6].

Альтернатива костной аутопластике — применение аллогенных и ксеногенных трансплантатов. Одним из наиболее очевидных их недостатков является то, что они могут быть причиной развития клеточно-опосредо-ванной иммунной реакции отторжения или носителями патогенных инфекционных агентов [5, 7]. Кроме того, эти трансплантаты не обладают свойствами остеоге-неза и остеоиндуктивности [5].

Существующие ограничения в применении алло-генных и ксеногенных трансплантатов поддерживают интерес к материалам синтетического и биологического происхождения. Разработаны материалы со сложной внутренней архитектурой (имитирующей трабе-кулярную структуру губчатой кости), способствующей миграции, адгезии, пролиферации и дифференциров-ке предшественников остеобластов. При этом они все еще не обладают свойствами, которые могут обеспечить оптимальную остеоинтеграцию трансплантатов.

Недостатки костно-замещающих материалов послужили причиной развития более амбициозных стратегий, включающих в себя инженерию костной ткани в сочетании с применением клеточных технологий и факторов роста [8-10].

Для оценки качества и эффективности функционирования пластических материалов клиницисты используют в основном рентгенологический метод, а также КТ, МРТ. Это связано прежде всего с тем, что в клинических исследованиях неприемлемо осуществлять забор имплантата вместе с окружающей костной тканью для гистологического изучения. В таких случаях визуализировать регенерацию кости вокруг имплан-тата позволяют указанные методы верификации, которые, однако, лишены возможности идентифицировать тонкие соединительнотканные капсулы, разграничивающие костную ткань и поверхность имплантатов (это приводит к подвижности имплантата), а также оценивать характер остеогенеза с направлением диффе-ренцировки клетки: через остеобластический ряд — непосредственно с формированием молодой костной ткани — или путем энхондрального остеогенеза — через хрящеобразование. Эти процессы остеогене-за характеризуются разными сроками регенерации и, несомненно, влияют на скорость восстановления структуры и функции органа, что имеет большое практическое значение [11]. Единственным достоверным методом верификации факта остеоинтеграции в данном случае является морфологическое исследование с морфометрическим анализом детекции границы кость-имплантат, определяющей прямой контакт костной ткани и поверхности имплантата без разграничивающей соединительнотканной капсулы [12-14].

Известно, что среднее время восстановления костной ткани после образования дефекта составляет 6,6 мес, оно может увеличиваться при наличии таких неблагоприятных факторов, как остеопороз и эндокринная патология, что обусловливает еще более долгий срок реабилитации, который не устраивает ни пациентов, ни докторов. С этой точки зрения представляется актуальным поиск пластических материалов, обладающих не только свойствами биосовместимости и биоинтеграции, но и наибольшей скоростью репаративной регенерации с трансформацией непосредственно в костную ткань.

Аутотрансплантаты

Идеальный костно-пластический материал должен обладать следующими свойствами: остеогенностью, остеоиндуктивностью, остеокондуктивностью и способностью к остеоинтеграции без формирования отграничивающей капсулы вокруг имплантата [5, 15].

Остеогенность — это способность образовывать костную ткань за счет имеющихся в трансплантате остеобластов или дифференцировки клеток-предшественников в остеобласты.

Остеоиндуктивность — возможность индуцировать формирование остеобластов за счет диффе-ренцировки мезенхимальных стволовых клеток и их миграцию из тканей реципиента. Такими свойствами обладают факторы роста BMP-2, BMP-7, TGF-p, IGF, FGF, PDGF [16].

Остеокондуктивность — способность трансплантата стать резорбируемой матрицей, которая благоприятствует врастанию костной ткани и сосудов с границы трансплантат-донорское место. Указанные свойства трансплантата в итоге реализуются в остео-интеграцию — способность сращения с окружающей костной тканью без формирования пограничной капсулы из соединительной ткани, обеспечивая тем самым полное включение трансплантата в структуру кости реципиента [5].

Очевидно, что всеми названными свойствами обладают только аутотрансплантаты: они содержат остеобласты, клетки-предшественники, осуществляющие остеогенез [9, 17]. Живые клетки, сохраняющиеся в аутотрансплантате, синтезируют факторы роста, стимулирующие миграцию клеток-предшественников остеогенеза, рост сосудов и формирование новообразованной кости, что свидетельствует об остеоиндуктивности. Аутотрансплантаты имеют структуру, оптимальную для прорастания клеток, сосудов с последующей перестройкой и остеоинтеграцией. Немаловажно, что аутокость обладает идеальной биологической совместимостью, поскольку не вызывает опосредованного иммунной системой отторжения [18]. Наиболее часто для взятия трансплантатов используют крыло подвздошной кости, лучевую кость, ребро и малоберцовую кость [19-21].

Тем не менее аутологичная костная пластика не лишена недостатков, которые значительно ограничивают ее применение. Известно, что забор аутотранс-плантата является достаточно травматичным оперативным вмешательством, удлиняющим время операции и сопряженным с риском дополнительных осложнений. Так, в литературе описан длительно сохраняющийся болевой синдром в области донорского места, сообщается о формировании гематом, переломе костей таза и лучевой кости, повреждении илиоингвинального нерва, кожного нерва бедра и лучевого нерва, гнойно-воспалительных осложнениях [22-24]. При операциях на позвоночнике также вероятны потеря механической плотности аутотранс-плантата, его частичная резорбция и миграция из сформированного ложа, что, как правило, требует ревизионных оперативных вмешательств [25]. Одним из основных недостатков аутологичной костной пластики является невозможность получить большое количество материала, достаточного для замещения больших костных дефектов [17].

Аллотрансплантаты и ксенотрансплантаты

Учитывая недостатки аутологичной костной пластики, достаточно широкое распространение получили альтернативные методы лечения с применением ал-лотрансплантатов и ксенотрансплантатов.

Аллотрансплантаты — это разновидность костнопластического материала, который получен и используется в пределах одного вида, в то время как

ксенотрансплантаты представляют собой материал, донором которого является организм другого вида [26]. Очевидно, что их продажа как готовых медицинских изделий может позволить преодолеть такой негативный фактор, как недостаточное количество костнопластического материала при аутопластике [27].

Недостатком замещения костных дефектов с применением алло- и ксенотрансплантатов является то, что эти материалы не содержат живых клеток, обладающих способностью к остеогенезу, и имеют меньшую остеоиндуктивность [28]. Обсуждаются потенциальные риски их применения для замещения костной ткани. Если при использовании аллотрансплантатов возможна передача трансмиссивных инфекций, то при применении ксенотрансплантатов — инфицирование зоо-нозными заболеваниями, такими, как прион-инфекция [26, 29-32]. Аллокость и ксенотрансплантаты имеют в своей структуре чужеродные антигены, которые могут быть причиной биологической несовместимости и в итоге привести к отторжению трансплантата [28, 32].

Известно, что остеоинтеграция происходит в 5 стадий: воспаление, реваскуляризация, остеоиндукция (дифференцировка полипотентных клеток в остеобласты) и остеокондукция, которая завершается ремоде-лированием костной ткани [9, 32]. Во время второй и третьей стадий возможна сенсибилизация к антигенам при алло- и ксенотрансплантации; здесь существенное значение имеет, какой тип иммунного ответа разовьется в ответ на применяемый костно-пласти-ческий материал: опосредованный преимущественно Th1- или Т1п2-лимфоцитами [7, 33]. Синтез Th1-лимфоцитами TNF-ß, IFN-y, IL-2 приводит к активации макрофагов. С другой стороны, Т1п2-лимфоциты продуцируют IL-4, IL-6, IL-10, которые не активируют фагоцитоз и способствуют остеоинтеграции.

В зависимости от экспрессии рецепторов макрофаги классифицируются на М1 и М2. М1-макрофаги экспрессируют CD68 и CD80 и продуцируют большое количество провоспалительных цитокинов — IL-12, TNF, в итоге стимулируя воспаление, отграничение трансплантата капсулой из соединительной ткани. М2-макрофаги экспрессируют CD163, стимулируют Т1п2-лимфоциты, продуцируют IL-10, TGF, ингибируя воспалительную реакцию и стимулируя ремоделиро-вание костной ткани [7, 33]. Наличие цитоплазматиче-ских белков и антигенов клеточного ядра активирует иммунный ответ, опосредованный М1-макрофагами и Thl-лимфоцитами. Такой иммунный ответ приводит к отторжению костнозамещающего материала [34, 35].

Для того чтобы избежать отторжения трансплантата, применяют различные методы обработки алло-или ксеноматериала с целью уменьшения нагрузки чужеродными антигенами: замораживание или замораживание с высушиванием [32, 36-38]. Существуют и другие более эффективные способы элиминации ядерными и цитоплазматическими антигенами. Для удаления клеточного материала используют Тритон Х-100, ЭДТА, трипсин, додецилсульфат натрия [39-

41]. Однако эти агенты способны негативно влиять на механические свойства трансплантатов, что может ухудшить результаты таких операций, как спондило-дез, поскольку здесь важна опорная функция применяемых трансплантатов [37, 39, 41, 42].

В попытках избавиться от осложнений при применении аллотрансплантатов пришли к использованию деминерализованного костного матрикса (ДКМ), который содержит протеины, стимулирующие остеогенез [43, 44]. Получают костный матрикс путем деминерализации костной ткани, в которой к концу процесса остается незначительное количество кальцифици-рованной субстанции, но этот материал богат коллагеном 1-го типа и в нем сохраняются факторы роста [45]. Данные об эффективности применения ДКМ в хирургии позвоночника до сих пор различаются вследствие неоднородности, ограничений дизайна исследований и сильно варьирующих характеристик ДКМ, особенно в отношении активности факторов роста [45, 46]. Преимуществами ДКМ являются стерильность и сниженная антигенность [47-49]. Однако у ДКМ присутствует ряд существенных недостатков: он может выступать в качестве аллергена и имеет низкую механическую прочность. Последний фактор не позволяет использовать данный пластический материал в виде опорного имплантата, поэтому ДКМ применяется как остеообразующая добавка [44, 50, 51].

При замещении больших дефектов костной ткани c использованием различных тканеинженерных конструкций одной из основных проблем является обеспечение надлежащей трофики для адекватной остео-интеграции. Это критический этап всей технологии, особенно если в область костного дефекта вносятся жизнеспособные клетки, и без должного кровоснабжения можно ожидать их гибели. Клетки, отдаленные от гемомикроциркуляторного русла более чем на 200-500 мкм, гибнут в ходе эксперимента, а костный матрикс замещается волокнистой соединительной тканью [52]. Для обеспечения трофики в области костной пластики изучается модель артериовенозной петли, состоящей из артериального и венозного сосудов, искусственно анастомозированных аутовеной. Артериовенозная петля, помещенная в центральную часть трансплантата, является источником осевой ва-скуляризации, в результате чего изнутри образуется новая капиллярная сеть — внутренняя васкуляриза-ция, что в сочетании с периферическим ангиогенезом (внешняя васкуляризация) обеспечивает адекватное кровоснабжение, в итоге способствуя выживаемости клеток, входящих в состав имплантатов [53].

Материалы биологического и синтетического происхождения

Недостатки костной пластики с применением ауто-логичного материала, аллотрансплантатов и ксено-трансплантатов являются причиной неослабевающего интереса к разработке синтетических материалов, ко-

торые могли бы стать скаффолдами для замещения костной ткани. Стремление достигнуть таких свойств, как остеоиндукция и остеогенез, служит мощным стимулирующим фактором для поиска решений с применением клеточной и тканевой инженерии [5]. В действительности обработка ксено- и аллотрансплантатов уже может считаться тканевой инженерией, но в настоящее время разработаны и применяются новые методы замещения костной ткани. Современные материалы, которые используют с этой целью, можно классифицировать как имеющие биологическое происхождение (например, коллаген) и синтетические. Биологические материалы, изготовленные из алло-или ксенокости, обладают остеокондуктивностью, ре-зорбируемостью остеокластами в сроки от 4 до 12 мес и замещаются органотипической костной тканью (при аллогенных материалах) или грубоволокнистой соединительной тканью (при ксеногенных материалах) [54]. Для синтетических материалов основной целевой характеристикой является остеокондуктивность со стабильностью химического состава, геометрической формы, структуры и скорости биологической деградации [4].

Биологические материалы. Из материалов, имеющих биологическое происхождение, для регенерации костной ткани чаще всего используют коллаген, хито-зан и альгинат. Доказана эффективность применения коллагеновых трансплантатов с упорядоченным расположением волокон, их способность к пролиферации и дифференцировке клеток в остеобласты [55]. В настоящее время материалы на основе коллагена используют в основном в качестве носителей биологически активных молекул с остеоиндуктивными свойствами [16, 56]. Тем не менее трансплантаты, состоящие только из коллагена, не обладают достаточной прочностью, чтобы служить приемлемым материалом для осуществления костной пластики [5]. С целью улучшения качества костнопластического материала на основе коллагена изучается возможность изготовления композитного материала с добавлением эластина. В исследованиях in vitro доказано, что эластин улучшает не только механические свойства трансплантата, но и остеогенную дифференцировку клеток [57]. Также ведется разработка композитных материалов на основе коллагена, кальция фосфата и минерализованного коллагена, которые по биологическим и физическим свойствам значительно ближе к костной ткани [58, 59]. Для доставки клеток и билогически активных остеоиндуктивных молекул рассматривают возможность использования материалов на основе целлюлозы и коллагена, коллагена и альгината [60, 61].

Переспективным для костной пластики считают хитозан. Он разрешен к применению как гемостати-ческий материал. При деполимеризации хитозана выделяются олигосахариды, обладающие антибактериальным эффектом [62]. Материал устойчив и сохраняет молекулярную структуру в нейтральной среде, но деградирует в кислой среде. Хитозан индуцирует

пролиферацию остеобластов, мезенхимальных клеток, стимулирует неоваскуляризацию [62]. Благодаря положительному заряду этого полимера он может эффективно связывать имеющие преимущественно негативный заряд молекулы факторов роста, постепенно выделяя их в кислой среде [63]. Известно, что уже созданы композитные материалы на основе хитозана и кальция фосфата [63].

В нашей стране доступны такие костнопластические материалы биологического происхождения, как «Остеоматрикс» и «Остеопласт». «Остеоматрикс» (ООО «Конектбиофарм», Россия) представляет собой композицию природных коллагена и гидроксиапати-та с аффинно-связанными сульфатированными гли-козаминогликанами (сГАГ) [64]. «Остеопласт» (НПК «Витафарм», Россия) состоит из недеминерализо-ванного костного коллагена животного происхождения с сГАГ [65]. Благодаря разработанной технологии изготовления эти биоматериалы являются пока единственными, у которых практически полностью сохранена коллагеновая и минеральная структуры природной кости, но при этом они полностью лишены антигенности. После имплантации кроликам этих биоматериалов или их аналогов происходит формирование эктопической кости с последующим заселением ее костным мозгом (модели сегментарной остеотомии выполнены по общепринятым методикам). Процессы ангио- и остеогенеза наиболее выражены у «Остеопласта» с ускоренным созреванием новой костной ткани вокруг зоны имплантата [66].

Синтетические материалы. Наиболее популярными синтетическими материалами являются «Рекост», керамика на основе кальция фосфата и его деривативов — например, chronOS (Synthes, Швейцария), биоактивное стекло, полилактацид и по-ликапролактон триол. Основа материала «Рекост» (Айкон Лаб ГмбХ, Россия) — форполимер, полиол в качестве отвердителя, а также ортофосфат кальция. Готовый «Рекост» имеет пористую микроструктуру [67]. В экспериментальных исследованиях с применением костного цемента «Рекост» [68] учеными из Казани показано восстановление костной ткани путем постепенного замещения цемента грануляционной, а затем соединительной тканью уже на ранних сроках (7-14 дней). При этом практически отсутствует воспалительная реакция с образованием лейкоцитарно-не-кротических масс и травматического отека. Процесс репаративной регенерации ускоряется, о чем свидетельствует трансформация соединительной ткани непосредственно в костную (через 6 нед) без формирования хряща, что зачастую имеет место при заживлении поврежденной кости. К 12 нед у всех животных наблюдается грубоволокнистая костная ткань с участками пластинчатой кости, полностью восполняющая экспериментальный дефект. Таким образом, костный цемент «Рекост» является биоинертным и биодегра-дируемым восстановительным материалом, пригодным для реконструктивно-пластических операций.

С момента изобретения в 1986 г. материалы на основе кальция фосфата получили широкое применение в качестве костного цемента для аугментации костной ткани и как костно-пластический материал. Они просты в обращении, легко моделируются по форме костного дефекта, обладают отличной биологической совместимостью [44]. Тем не менее неудовлетворительная прочность и хрупкость ограничивают применение костно-замещающего материала на основе трикальцийфосфата. Перспективным представляется использование этих синтетических материалов в составе композитных имплантатов [44, 51]. Композитные материалы на основе коллагена и кальция фосфата имитируют минерализованный костный матрикс. Установлено, что композитные трансплантаты на основе синтетических полимеров и кальция фосфата стимулируют не только дифференцировку стволовых клеток в остеобласты, но и пролиферацию клеток и синтез костного матрикса [69]. р-трикальцийфосфат-керамика уже 25 лет используется как костно-заме-щающий материал и пока что считается «золотым стандартом» для искусственной кости [70]. Этот материал — биорезорбируемый, биосовместимый, с хорошей остеокондуктивностью за счет пористой структуры [44, 71, 72]. Сообщающиеся поры материала способствуют колонизации клетками и васкуляриза-ции [41, 73]. Скорость биологической деградации не всегда полностью предсказуема, резорбция кости происходит за счет остеокластов, и через 13-20 нед она замещается новообразованной костью [74, 75]. Тем не менее р-трикальцийфосфат-керамика уступает по механическим свойствам губчатой кости, что необходимо учитывать при ее применении [47]. Недостатки в-трикальцийфосфат-керамики частично устранены добавлением гидроксиапатита. С его помощью получают двухфазный кальция фосфат, который сочетает достоинства двух компонентов: более медленную резорбцию и большую механическую прочность (как у гидроксиапатита) и более быстрое прорастание новообразованной костью, чем при использовании только гидроксиапатита [76, 77].

Биоактивное стекло является относительно новой разработкой и разрешено в настоящее время к применению только в стоматологии. Этот материал на 45% состоит из оксида кремния, на 24,5% — из оксида кальция, 24,5% приходится на оксид динатрия и 6% — на пирофосфат [78]. Биоактивное стекло характеризуется хорошей биологической совместимостью, но не обладает оптимальными механическими свойствами, поэтому чаще всего его используют в комбинации с коллагеном и фибрином. Известно, что биоактивное стекло увеличивает механическую прочность имплантатов из коллагена [79]. Доказано, что материалы на основе биоактивного стекла являются остеоиндук-тивными и способствуют дифференцировке мезен-химальных стволовых клеток в остеобласты [80]. Эффективность биологически активного стекла уступает результатам применения аутотрансплантатов при

спондилодезе, однако оно обладает антибактериальным эффектом, механизм действия которого сильно отличается от антибактериальных препаратов [81-83]. В связи с этим вероятно, что биоактивное стекло будет востребовано для замещения костных дефектов у пациентов с остеомиелитом, особенно в условиях растущей резистентности бактерий к антибактериальным препаратам [81].

Перспективной считается разработка материалов на основе лактацида, полигликолевой кислоты и по-лилактид-ко-гликолида [44, 84]. Полигликолевая кислота и полилактацид — полимеры с кристаллической структурой. При кополимеризации этих мономеров снижается степень кристаллизации, что облегчает гидратацию и деградацию полимера. Варьируя соотношение мономеров, расположение стереоизомеров и изменяя молекулярную массу полимера, можно получить материалы с повторяющимися контролируемыми параметрами в отношении способности к биодеградации, которая будет происходить за период от нескольких недель до нескольких месяцев [4, 85, 86]. Лактацид является более гидрофобным, чем полигликолевая кислота, и увеличение его содержания в полимере приводит к замедлению деградации. В течение последних 30 лет разрабатываются трехмерные пористые скаффолды на основе этого полимера.

Несмотря на относительно хорошую биологическую совместимость, материалы на основе полилактид-ко-гликолида обладают слабой остеокондуктивностью вследствие гидрофобности, препятствующей адгезии клеток и пролиферации [78]. Полилактид-ко-гликолид усиливает воспалительный ответ за счет выделения кислых продуктов деградации, которые способны препятствовать колонизации клетками [78, 4]. Тем не менее продукты деградации этого полимера являются естественными метаболитами и не обладают цито-токсическим эффектом [4]. Кроме того, трансплантаты из полилактид-ко-гликолида имеют субоптимальные механические свойства, что затрудняет применение этих материалов, если важна опороспособность трансплантатов. Для того чтобы устранить недостатки остеокондуктивности этого материала, его часто используют в сочетании с другими биополимерами — коллагеном, желатином, хитозаном, а для улучшения механических свойств добавляют поликапролактон [84, 87]. С этой целью применяют также керамику и биоактивное стекло, разрабатывают биологически активные покрытия [84].

Большинство из изученных синтетических материалов не обладают всеми свойствами, оптимальными для эффективного замещения костной ткани [4, 5, 78, 79, 84, 88]. Их улучшение возможно за счет разработки композитных материалов. Известно, что материалы на основе кальция фосфата и коллагена, кальция фосфата и полилактид-ко-гликолида обладают лучшими механическими свойствами и более выраженной остеокондуктивностью. Тем не менее в настоящее время доказано, что так же значимы пористость, размеры

пор и их соединенность, скорость деградации материала, его гидрофильность [84, 89]. Гидрофобность материалов затрудняет формирование колоний клеток в трансплантате, препятствует прорастанию трансплантата сосудами и новообразованной костной тканью. При оперативных вмешательствах на позвоночнике важна опороспособность трансплантатов. Резистентность кортикальной кости человека варьирует в пределах 90-230 МПа, в то время как резистентность губчатой кости к компрессионным нагрузкам — от 2 до 90 МПа [89]. При недостаточной механической прочности не происходит эффективного распределения нагрузки между металлоконструкцией, фиксирующей поврежденный сегмент, и трансплантатом. Это может привести или к поломке, или к расшатыванию фиксатора. Избыточная твердость фиксатора способна замедлять сращение и вызывать резорбцию костной ткани вокруг трансплантата [90]. Наличие пор обеспечивает необходимую остеокондуктивность и биорезорбируемость искусственных материалов, применяющихся для костной пластики. В эксперименте с кальцийфосфатными материалами доказано, что макропоры размером 100-300 мкм больше всего способствуют прорастанию трансплантата костной тканью [5, 89-92]. Если поры имеют меньший размер (менее 75 мкм), то они часто прорастают неминерализованной костной тканью или даже фиброзной костной тканью [89]. Интересно, но таких закономерностей не выявлено в эксперименте на пористых титановых имплантатах [93], из чего следует, что размер пор для каждого материала должен быть определен отдельно и универсальных параметров нет. Наилучшими свойствами обладают материалы с соединяющимися порами, такие поры — ключевое условие для прорастания костной ткани [94]. С другой стороны, материалы с не-соединяющимися порами на более длительное время удерживают остеогенные клетки, что может приводить к более быстрому заполнению пор новообразованной костной тканью [89]. Поры способствуют прорастанию костной ткани в трансплантат, но пористая структура материала ослабляет его механическую прочность. Для разработки эффективного материала необходим рациональный баланс между пористостью и механической прочностью [89].

При разработке трансплантата для костной пластики на основе синтетических материалов остро встает вопрос получения изделий со стандартными свойствами (пористость, механическая прочность, сроки деградации) [4, 5, 95], особенно если планируется их промышленный выпуск. Достигнуть стандартной пористости, стандартного состава, структуры и механической прочности можно только с помощью 3D-печати. Другие ранее применявшиеся способы, такие как формирование губки, вспенивание материала, существенно уступают ей по эффективности [95]. В настоящее время растет производство костно-замещающих материалов, полученных методом стреолитографии, наплавления, селективного лазерного спекания и

3D-печати, которые позволяют получать в том числе имплантаты с индивидуальными свойствами [96-99]. Созданы и применяются композитные материалы на основе полимеров, биоактивного стекла, трикаль-цийфосфатов и коллагена [4]. При всех достоинствах композитных материалов, полученных с помощью аддитивных технологий, нерешенной остается проблема васкуляризации трансплантата, в связи с чем предлагается использовать их или с факторами роста, или с применением клеточных технологий.

Клеточные технологии

В настоящее время очевидно, что улучшить остео-индуктивность и остеогенные свойства костно-за-мещающих материалов можно только применением клеточных технологий. Ключевая роль в регенерации костной ткани отводится стволовым клеткам — это гетерогенная популяция клеток, которые находятся в крови, жировой ткани, крови пуповины и костном мозге [100]. Стволовые клетки мигрируют в область активного воспалительного процесса в ответ на выделяющиеся хемокины и участвуют в процессе регенерации [101, 102]. При их применении происходит модуляция иммунного ответа — снижение секреции IL-1-p, IL-6, TNF-a, причем стволовые клетки не влияют на синтез IL-10 и IL-13 [103]. Такие клетки способны ингибиро-вать иммунный ответ, являясь супрессорами для дендритных клеток, а также функцию натуральных киллеров, что в итоге может уменьшить иммунную реакцию на трансплантат [104, 105]. Доказано, что в условиях гипоксии и при воздействии различных провоспали-тельных факторов в области повреждения активируется синтез стволовыми клетками таких биологически активных молекул, как эпителиальный фактор роста EGF, фактор роста фибробластов FGF и инсулинопо-добный фактор роста IGF, которые замедляют апоптоз клеток и стимулируют неоангиогенез [106]. Доказано, что при применении стволовых клеток в месте сращения перелома, смоделированного у лабораторных животных, происходит увеличение костной мозоли за счет усиления остеогенеза и хондрогенеза [103]. Эти клетки стимулируют интрамембранозный остеогенез, а если применяется хондрогенная дифференцировка воздействием TGF-p, то наблюдается энхондральное окостенение в новообразованной костной ткани [102]. Аллогенные стволовые клетки способствуют образованию спондилодеза, не вызывая побочных эффектов [107, 108]. Трансплантаты из гидроксиапатита, три-кальцийфосфата в сочетании со стволовыми клетками успешно используют при реконструкции краниофа-циальных и критических дефектов длинной трубчатой кости у животных [108-120]. Клеточные технологии еще не одобрены для клинического применения в большинстве стран, поэтому встречается мало сообщений об успешном замещении у пациентов костного дефекта трансплантатом со стволовыми клетками [108, 121, 122].

Несмотря на обнадеживающие результаты, остается открытым вопрос в отношении эффективности и безопасности методик с примененим стволовых клеток, о возможных иммунных реакциях при использовании аллогенных стволовых клеток [102]. Есть данные о том, что пролиферация стволовых клеток может стать неконтролируемой, а мезенхимальные стволовые клетки — туморогенными [123]. Встречаются сообщения о формировании саркомы в области воспринимающего ложа предположительно за счет супрессии противоопухолевого иммунитета [124]. В связи с этим в настоящее время считаются перспективными работы, направленные на изучение дифференцировки стволовых клеток в остеогенном или хондрогенном направлении [96].

Факторы роста

Для улучшения остеоиндуктивных свойств костно-замещающих материалов исследуют возможность применения факторов роста, однако полученные результаты неоднородны. Наиболее изученные факторы роста — bone morphogenetic protein 2 (BMP-2), BMP-7, fibroblast growth factor (FGF), platelet-derived growth factor (PDGF), transforming growth factor beta 3 (TGF-P3), vascular endothelial growth factor (VEGF), insulin-like growth factor (IGF) [16].

Костные морфогенетические белки представляют собой многофункциональные ростовые факторы, оказывающие значительное воздействие на рост, дифференцировку и апоптоз различных типов клеток, включая остеобласты, эпителиальные и нервные клетки, хондробласты [125, 126]. Также эти белки ускоряют дифференцировку мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток в остеобласты и хондробласты, увеличивают синтез остеокальцина, ускоряют синтез коллагена, повышают активность щелочной фосфатазы, стимулируют синтез внеклеточного матрикса и его последующую минерализацию [127]. В настоящее время открыто 20 разновидностей ВМР, но только у BMP-2, -4, -6, -7 выявлены значительные остеоиндуктивные свойства [128, 129]. Под влиянием BMP-2 и BMP-7 происходит усиление остеогенеза в 1,2-21,0 и 1,1-95,0 раза соответственно, однако оптимальная концентрация этих факторов роста неизвестна: разброс применяемых в экспериментах доз варьировался от 5 до 100 мкг для BMP-2 и от 100 мкг до 3,5 мг для BMP-7 [16]. Выявлено, что совместное действие BMP-2 и BMP-7 синергично, в этом случае остеогенез усиливается в 1,5 раза по сравнению с моделями, в которых каждый фактор применялся по отдельности. При одновременном применении VEGF и BMP-2 улучшается регенерация костной ткани, так как первый фактор стимулирует неоангиогенез, а второй — остеогенную дифференцировку клеток [16]. В качестве носителей для BMP на сегодняшний день используют различные материалы, такие как деминерализованный костный мат-

рикс, коллагеновые губки, хитозан, желатин, гидрок-сиапатит. Носители обеспечивают не только доставку ВМР в место их биологического действия, но и сохранение остеоиндукторов в зоне воздействия в течение длительного периода времени, необходимого для формирования новой кости [62, 129, 130]. При планировании лечения пациента с использованием ВМР следует учитывать возраст реципиента, поскольку он напрямую влияет на биологический потенциал многих факторов роста. Остеоиндуктивная способность BMP снижается как минимум в 2 раза у пожилых пациентов, следовательно, требуются более высокие дозы, чтобы вызвать ощутимый стимулирующий эффект на образование костной ткани [131, 132].

В клинических исследованиях по применению ре-комбинантного человеческого BMP-2 при спондилоде-зе на уровне поясничного и шейного отделов сообщается об эффективности этого фактора, превышающей даже использование аутотрансплантатов [133-136]. Тем не менее частота осложнений составляет 11%, а выявляемость злокачественных опухолей — 3,4%, также отмечены иммунные реакции на BMP-2, случаи почечной недостаточности и наджелудочковой аритмии [137-139]. BMP-2 рекомендован к применению в спинальной хирургии для ускорения формирования костного блока. Клинических данных в отношении BMP-7 недостаточно для каких-либо выводов [140].

Определенный интерес как потенциальный фактор, стимулирующий регенерацию костной ткани, вызывает FGF-2. Его доза в экспериментах варьировала от 0,01 до 200 мкг. Было выявлено, что под воздействием этого фактора роста происходит усиление остеогенеза в 1,1-16,4 раза [16]. Эффект дозозависим, предполагаемый механизм действия FGF-2 — неоангиогенез и оссификация, однако некоторые авторы считают, что этот фактор роста фибробластов в большей степени влияет на хондрогенез, чем на остеогенез [16, 140, 141]. Воздействие FGF-2 на остеогенез сильнее, чем FGF-1, но при постоянном поступлении фактора в область остеогенеза его эффективность снижается. Совместное применение BMP-2 и FGF-2 снижает эффективность первого: фактор роста фибробластов тормозит остеогенез [16].

Предполагается, что PDGF может регенерировать костную ткань как митоген. Он способен быть хемо-аттрактантом для стволовых клеток и стимулировать секрецию факторов роста макрофагами [142-144]. PDGF усиливает регенерацию в области костного дефекта в эксперименте в 1,4-2,4 раза, применяемые при этом дозы — 0,01-80,0 мкг [16]. При высоких дозах отмечено, что в некоторых случаях снижается костная плотность в области остеогенеза, также отмечено, что в некоторых случаях не происходит сращения перелома при совместном применении PDGF и VEGF [16]. При сочетании PDGF и BMP-2 последний усиливает остеогенез, предположительно этот фактор необходим для энхондрального окостенения [16]. Тем не менее опубликованы данные, не под-

тверждающие значимого влияния PDGF на регенерацию костной ткани [145].

TGF-p — один из важнейших факторов остеогенеза, но его роль неоднозначна. Как правило, действие фактора способствует формированию хряща с последующим окостенением. Изолированное применение TGF-p3 приводит к повышению интенсивности остеогенеза в 1,75-3,0 раза. Иногда происходит формирование хряща без увеличения костной массы. Существенно повышает эффективность TGF-p его совместное применение с ВМР-2 или стволовыми клетками, тогда интенсивность остеогенеза увеличивается в 5 раз [16]. Известно, что TGF-p1 улучшает синтез м-РНК-маркеров остеобластов и щелочной фосфатазы стволовых клеток мышей, но тормозит экспрессию остеокальцина [146, 147]. Его эффекты зависят как от плотности клеток, так и от стадии диф-ференцировки; эффект является дозозависимым и имеет двухфазное действие [148-151]. Однократное воздействие TGF-p1 в дозе 1 нг/мл приводит к диф-ференцировке остеобластов, повторное — тормозит дифференцировку [152, 153]. Основной механизм ингибирования при повторном воздействии — снижение синтеза ^-1 [153]. Если добавить 200 нг/мл экзогенного ^-1, то это восстановит синтез щелочной фосфатазы остеобластами, таким образом устранится вызванная TGF-p1 супрессия [153].

Значимый фактор для дифференцировки остеобластов, а также для роста кости — ^-1. Он вырабатывается остеоцитами и зрелыми остеобластами, депонируется в кости, высвобождается по мере резорбции. Цитокин не вызывает остеогенную дифференцировку стволовых клеток, но усиливает функцию зрелых остеобластов [153, 154]. ^-1 связан с модулированием механотрансдукции в костной ткани [154]; повышение синтеза фактора роста является ранним ответом костной ткани на механическую нагрузку. При гиперсекреции ^-1 у трансгенных мышей происходит повышенный остеогенез в ответ на механическую нагрузку [155-157]. При отсутствии нагрузки на кость введение ^-1 не приводит к повышенному остеогенезу [158, 159]. Повреждение в гене IGF-1 остеобластов значительно снижает остеогенез в ответ на механическую нагрузку [159]. Роль цитокина для костной пластики исследована в экспериментах на животных; ^-1 совместно с PDGF положительно влиял на интеграцию имплантатов [160].

Опубликовано немало работ, посвященных возможности применения цитокинов группы VEGF для улучшения костной регенерации. Ведущими звеньями патогенеза при повреждении костной ткани являются некроз и гипоксия. VEGF необходим для формирования нормальной сосудистой сети в местах повреждения ткани [161]. При введении имплантатов с VEGF в область костного дефекта усиливается васкуляризация и происходит увеличение костной массы в 1,6-2,0 раза [161]. С другой стороны, есть сообщения о том, что происходит лишь усиле-

ние ангиогенеза без увеличения костной массы [16]. Вероятная причина таких противоположных результатов — кинетика высвобождения VEGF из носителя. Необходимо медленное и длительное высвобождение VEGF, иначе возможно формирование капилляров без связи с сосудистым руслом или образование ангиом при гиперстимуляции [162].

Гомолог VEGF — плацентарный фактор роста (PIGF) — также рассматривают как фактор с потенциальным влиянием на регенерацию костной ткани. Есть данные, подтверждающие его важность в четырех ключевых процессах восстановления кости. Прежде всего PlGF необходим для эффективной инициации воспалительного процесса и ангиогенеза в ответ на повреждение. Во-вторых, он влияет на пролиферацию и дифференциацию мезенхимальных клеток-предшественников. В-третьих, стимулирует образование хряща опосредованно с помощью цепочек матричных металлопротеиназ. В-четвертых, PIGF обязателен для оптимального ремоделирования вновь образованной кости [163]. PlGF рассматривают и как аутокринный регулирующий фактор стволовых клеток. При его секреции в низких концентрациях (20 нг/мл) повышается остеогенная дифференцировка, а при более высоких — 50 нг/мл — индуцируется остеокластогенез и ангиогенез. Таким образом обеспечиваются предпосылки для процессов костного ремоделирования и репарации [164]. В исследованиях in vitro также доказан факт хемотаксиса мезенхимальных клеток-предшественников в ответ на PLGF [163, 164]. Выявлено, что PLGF значительно усиливает остеоиндуктивный эффект BMP-2 [165].

Перспективы разработки костно-замещающих материалов

В связи с большой частотой травматических повреждений, распространенностью дегенеративной и воспалительной патологии опорно-двигательного аппарата интерес к костной пластике и замещению дефектов костной ткани продолжает расти. Известно, что перечисленные группы заболеваний являются частыми причинами временной и стойкой нетрудоспособности, следовательно, трудно переоценить негативные социально-экономические последствия этих патологий [1, 2, 3, 55]. При замещении костного дефекта аутопластика остается «золотым стандартом» лечения, поскольку только такие трансплантаты обладают оптимальными остеогенностью, остеоин-дуктивностью и остеокондуктивностью, обеспечивая наиболее эффективную остеоинтеграцию [5]. При всех достоинствах костная аутопластика имеет и свои ограничения, прежде всего связанные с травматич-ностью взятия аутотрансплантатов и невозможностью обеспечить достаточное количество материала для замещения больших костных дефектов [51, 166]. Аллотрансплантаты и ксенотрансплантаты очень сильно уступают аутокости по способности к остеоин-

теграции, так как они фактически представляют собой только матрицу, соответствующую по структуре костной ткани, которая не содержит ни факторов роста, ни живых клеток [5, 88]. Кроме того, существуют риски применения аллогенной и аутогенной кости в связи с возможной трансмиссией инфекций, ксеногенных и аллогенных материалов — в связи с биологической несовместимостью [51, 88].

Указанные факторы мотивируют поиск новых решений. В настоящее время предложено большое количество синтетических и имеющих биологическое происхождение материалов [5]. Доказано, что идеальный материал должен обладать достаточной механической прочностью, гидрофильностью, биологической совместимостью, кроме того, желательны остеоиндуктивные и остеогенные свойства. Фактически ни один из материалов не обладает оптимальным сочетанием таких свойств. В связи с этим перспективным направлением стала разработка композитных трансплантатов, которые сочетали бы достоинства нескольких материалов [5, 167]. Следующей проблемой, с которой сталкиваются производители костно-замещающих материалов, является разработка имплантатов с воспроизводимыми стандартными свойствами, такими, как скорость биологической деградации и механическая прочность [167]. Кроме того, необходимо определить и стандартные размеры пор у имплантатов, которые способствовали бы прорастанию сосудов и новообразованной костной ткани [89]. Такие материалы могут быть созданы при помощи аддитивных технологий, и в литературе неоднократно сообщается об успешном доклиническом испытании подобных трансплантатов [4, 5].

Оптимальные физические свойства, биодеградиру-емость и структура, приближающаяся к костной ткани, еще недостаточны для эффективной остеоинтеграции. Для того чтобы придать остеогенные свойства трансплантатам, разрабатываются клеточные технологии с применением стволовых клеток. Получены результаты, которые свидетельствуют о перспективности этого направления [1, 5, 106, 168]. Доказано, что даже аспират аутологичного костного мозга придает остеогенные свойства трансплантатам, ускоряя формирование костного блока [47]. Получены положительные результаты как в моделях спондилодеза у животных, так и в моделях замещения костных дефектов свода черепа и длинных трубчатых костей. С другой стороны, если планируется использовать аутологич-ные клетки, то необходима дополнительная операция по забору жировой ткани или костного мозга, что может лимитировать их применение. Установлено, что аллогенные стволовые клетки эффективны для увеличения регенерации костной ткани при костной пластике, однако иммунная реакция на них является предметом изучения [102]. Обсуждаются риски применения клеточных технологий на основе стволовых клеток — их туморогенность [123, 124]. Дополнительным фактором, ограничивающим применение стволовых клеток,

является отсутствие нормативов и правовой базы, которые регламентировали бы их использование.

С целью усиления остеоиндуктивных свойств трансплантатов перспективной представляется возможность применения цитокинов и факторов роста, но это направление мало изучено и данные литературы иногда рознятся вплоть до взаимоисключающих фактов [16]. Проблемой исследований в этой области является неоднородность дизайнов. Дозы цитокинов и факторов роста отличаются, сроки вывода животных из эксперимента также разные [16]. Установлено, что факторы роста и цитокины участвуют в сложных процессах, результативность их воздействия может отличаться в зависимости от принимаемой дозы, микроокружения и стадии остеогенеза. Ярким примером этих особенностей служат данные, накопленные по влиянию на остеогенез TGF-ß и PLGF [152, 153, 164]. Наиболее изучены перспективы применения BMP-2 для регенерации костной ткани, но нет однозначного мнения в отношении безопасности его применения. Имеющиеся противоречия в результатах исследований свидетельствуют лишь о том, что это еще начало пути развития тканевых технологий.

Заключение

Следует считать неоспоримым фактом, что только сочетание аддитивных технологий, обеспечивающих производство композитных биодеградируемых материалов, с клеточными и тканевыми технологиями способно приблизить современные трансплантаты к желаемым параметрам в отношении остеоиндуктивности, остеокондуктивности, остеогенности и опороспособно-сти. Несмотря на обилие исследований и предлагаемых подходов, метод создания оптимально пригодных для практического применения тканеинженерных конструкций пока не найден. Тем не менее накопленные в этой области знания свидетельствуют о том, что такие разработки являются наиболее перспективными для достижения результата — получение трансплантата, максимально приближенного по срокам регенерации и характеристикам к нативной кости.

Финансирование исследования. Исследование выполнено в рамках гранта Российского научного фонда «Гибридные органические материалы для синтеза персонифицированных костнозамещающих им-плантатов с использованием аддитивных технологий» (проект №18-13-00434).

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие конфликтов интересов, о которых необходимо сообщить.

Литература/References

1. Werner B.C., Li X., Shen F.H. Stem cells in preclinical spine studies. Spine J 2014; 14(3): 542-551, https://doi. org/10.1016/j.spinee.2013.08.031.

2. Amin S., Achenbach S.J., Atkinson E.J., Khosla S.,

Melton L.J. 3rd. Trends in fracture incidence: a population-based study over 20 years. J Bone Miner Res 2014; 29(3): 581-589, https://doi.org/10.1002/jbmr.2072.

3. van Vugt T.A., Geurts J., Arts J.J. Clinical application of antimicrobial bone graft substitute in osteomyelitis treatment: a systematic review of different bone graft substitutes available in clinical treatment of osteomyelitis. Biomed Res Int 2016; 2016: 6984656, https://doi.org/10.1155/2016/6984656.

4. Gremare A., Guduric V., Bareille R., Heroguez V., Latour S., L'heureux N., Fricain J.C., Catros S., Le Nihouannen D. Characterization of printed PLA scaffolds for bone tissue engineering. J Biomed Mater Res A 2018; 106(4): 887-894, https://doi.org/10.1002/jbm.a.36289.

5. Oryan A., Alidadi S., Moshiri A., Maffulli N. Bone regenerative medicine: classic options, novel strategies, and future directions. J Orthop Surg Res 2014; 9(1): 18, https://doi. org/10.1186/1749-799X-9-18.

6. Ehrler D.M., Vaccaro A.R. The use of allograft bone in lumbar spine surgery. Clin Orthop Relat Res 2000; 371: 38-45, https://doi.org/10.1097/00003086-200002000-00005.

7. Badylak S.F., Gilbert T.W. Immune response to biologic scaffold materials. Semin Immunol 2008; 20(2): 109-116, https://doi.org/10.1016/j.smim.2007.11.003.

8. Brydone A.S., Meek D., Maclaine S. Bone grafting, orthopaedic biomaterials, and the clinical need for bone engineering. Proc Inst Mech Eng H 2010; 224(12): 1329-1343, https://doi.org/10.1243/09544119jeim770.

9. Athanasiou V.T., Papachristou D.J., Panagopoulos A., Saridis A., Scopa C.D., Megas P. Histological comparison of autograft, allograft-DBM, xenograft, and synthetic grafts in a trabecular bone defect: an experimental study in rabbits. Med Sci Monit 2010; 16(1): BR24-31.

10. Parikh S.N. Bone graft substitutes: past, present, future. J Postgrad Med 2002; 48(2): 142-148.

11. Рерих B.B., Аветисян A.P., Зайдман A.M., Ластев-ский А.Д., Батаев В.А., Никулина А.А. Остеоинтеграция гидроксиапатитовых гранул в телах поясничных позвонков в эксперименте. Хирургия позвоночника 2013; 4: 43-51. Rerikh V., Avetisyan A., Zaidman A., Lastevsky A., Bataev V., Nikulina A. Experimental osseointegration of hydroxyapatite granules in the lumbar vertebral bodies. Hirurgia pozvonocnika 2013; 4: 43-51, https://doi.org/10.14531/ss2013A43-51.

12. Becker S., Maissen O., Ponomarev I., Stoll T., Rahn B., Wilke I. Osteopromotion by a beta-tricalcium phosphate/bone marrow hybrid implant for use in spine surgery. Spine 2006; 31(1): 11-17, https://doi.org/10.1097/01. brs.0000192762.40274.57.

13. Daculsi G., Uzel A.P., Weiss P., Goyenvalle E., Aguado E. Developments in injectable multiphasic biomaterials. The performance of microporous biphasic calcium phosphate granules and hydrogels. J Mater Sci Mater Med 2009; 21(3): 855-861, https://doi.org/10.1007/s10856-009-3914-y.

14. Uchida A., Araki N., Shinto Y., Yoshikawa H., Kurisaki E., Ono K. The use of calcium hydroxyapatite ceramic in bone tumour surgery. J Bone Joint Surg Br 1990; 72(2): 298-302, https://doi.org/10.1302/0301-620x.72b2.2155908.

15. Albrektsson T., Johansson C. Osteoinduction, osteoconduction and osseointegration. Eur Spine J 2001; 10(Suppl 2): S96-S101, https://doi.org/10.1007/s005860100282.

16. Gothard D., Smith E.L., Kanczler J.M., Rashidi H., Qutachi O., Henstock J., Rotherham M., El Haj A., Shakesheff K.M., Oreffo R.O. Tissue engineered bone using

select growth factors: a comprehensive review of animal studies and clinical translation studies in man. Eur Cell Mater 2014; 28: 166-207, https://doi.org/10.22203/ecm.v028a13.

17. Pape H.C., Evans A., Kobbe P. Autologous bone graft: properties and techniques. J Orthop Trauma 2010; 24(Suppl 1): S36-S40, https://doi.org/10.1097/bot.0b013e3181cec4a1.

18. Greenwald A.S., Boden S.D., Goldberg V.M., Khan Y., Laurencin C.T., Rosier R.N.; American Academy of Orthopaedic Surgeons. The Committee on Biological Implants. Bone-graft substitutes: facts, Actions, and applications. J Bone Joint Surg Am 2001; 83-A(Suppl 2 Pt 2): 98-103, https://doi. org/10.2106/00004623-200100022-00007.

19. Mauffrey C., Madsen M., Bowles R.J., Seligson D. Bone graft harvest site options in orthopaedic trauma: a prospective in vivo quantification study. Injury 2012; 43(3): 323-326, https:// doi.org/10.1016/j.injury.2011.08.029.

20. Iyer R.R., Tuite G.F., Meoded A., Carey C.C., Rodriguez L.F. A modified technique for occipitocervical fusion using compressed iliac crest allograft results in a high rate of fusion in the pediatric population. World Neurosurg 2017; 107: 342-350, https://doi.org/10.1016/j.wneu.2017.07.172.

21. Goyal T., Sankineani S.R., Tripathy S.K. Local distal radius bone graft versus iliac crest bone graft for scaphoid nonunion: a comparative study. Musculoskelet Surg 2013; 97(2): 109-114, https://doi.org/10.1007/s12306-012-0219-y.

22. Ebraheim N.A., Elgafy H., Xu R. Bone-graft harvesting from iliac and fibular donor sites: techniques and complications. J Am Acad Orthop Surg 2001; 9(3): 210-218, https://doi. org/10.5435/00124635-200105000-00007.

23. Kim D.H., Rhim R., Li L., Martha J., Swaim B.H., Banco R.J., Jenis L.G., Tromanhauser S.G. Prospective study of iliac crest bone graft harvest site pain and morbidity. Spine J 2009; 9(11): 886-892, https://doi.org/10.1016/j. spinee.2009.05.006.

24. Christensen B.B. Autologous tissue transplantations for osteochondral repair. Dan Med J 2016; 63(4): B5236.

25. Dimar J.R. 2nd, Glassman S.D., Burkus J.K., Pryor P.W., Hardacker J.W., Carreon L.Y. Two-year fusion and clinical outcomes in 224 patients treated with a singlelevel instrumented posterolateral fusion with iliac crest bone graft. Spine J 2009; 9(11): 880-885, https://doi.org/10.1016/j. spinee.2009.03.013.

26. Zamborsky R., Svec A., Bohac M., Kilian M., Kokavec M. Infection in bone allograft transplants. Exp Clin Transplant 2016; 14(5): 484-490.

27. Müller M.A., Frank A., Briel M., Valderrabano V., Vavken P., Entezari V., Mehrkens A. Substitutes of structural and non-structural autologous bone grafts in hindfoot arthrodeses and osteotomies: a systematic review. BMC Musculoskelet Disord 2013; 14(1): 59, https://doi. org/10.1186/1471-2474-14-59.

28. Smith C.A., Richardson S.M., Eagle M.J., Rooney P., Board T., Hoyland J.A. The use of a novel bone allograft wash process to generate a biocompatible, mechanically stable and osteoinductive biological scaffold for use in bone tissue engineering. J Tissue Eng Regen Med 2015; 9(5): 595-604, https://doi.org/10.1002/term.1934.

29. Kim Y., Rodriguez A.E., Nowzari H. The risk of prion infection through bovine grafting materials. Clin Implant Dent Relat Res 2016; 18(6): 1095-1102, https://doi.org/10.1111/ cid.12391.

30. Mirabet V., Álvarez M., Luis-Hidalgo M., Galán J., Puig N., Larrea L., Arbona C. Detection of hepatitis B

virus in bone allografts from donors with occult hepatitis B infection. Cell Tissue Bank 2017; 18(3): 335-341, https://doi. org/10.1007/s10561-017-9644-3.

31. Ward W.G., Heise E., Boles C., Kiger D., Gautreaux M., Rushing J., Smith B.P., Bullard D. Human leukocyte antigen sensitization after structural cortical allograft implantations. Clin Orthop Relat Res 2005; 435: 31-35, https://doi.org/10.1097/01. blo.0000165848.43820.98.

32. Gomes K.U., Carlini J.L., Biron C., Rapoport A., Dedivitis R.A. Use of allogeneic bone graft in maxillary reconstruction for installation of dental implants. J Oral Maxillofac Surg 2008; 66(11): 2335-2338, https://doi. org/10.1016/j.joms.2008.06.006.

33. Allman A., McPherson T., Badylak S., Merrill L., Kallakury B., Sheehan C., Raeder R., Metzger D. Xenogeneic extracellular matrix grafts elicit a TH2-restricted immune response. Transplantation 2001; 71(11): 1631-1640, https:// doi.org/10.1097/00007890-200106150-00024.

34. Brown B.N., Valentin J.E., Stewart-Akers A.M., McCabe G.P., Badylak S.F. Macrophage phenotype and remodeling outcomes in response to biologic scaffolds with and without a cellular component. Biomaterials 2009; 30(8): 1482-1491, https://doi.org/10.1016Zj.biomaterials.2008.11.040.

35. Valentin J.E., Stewart-Akers A.M., Gilbert T.W., Badylak S.F. Macrophage participation in the degradation and remodeling of extracellular matrix scaffolds. Tissue Eng Part A 2009; 15(7): 1687-1694, https://doi.org/10.1089/ten. tea.2008.0419.

36. Keating J.F., McQueen M.M. Substitutes for autologous bone graft in orthopaedic trauma. J Bone Joint Surg Br 2001; 8 3(1): 3-8, https://doi.org/10.1302/0301-620x.83b1.11952.

37. Malinin T., Temple H.T. Comparison of frozen and freeze-dried particulate bone allografts. Cryobiology 2007; 55(2): 167-170, https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2007.05.007.

38. Kurien T., Pearson R.G., Scammell B.E. Bone graft substitutes currently available in orthopaedic practice: the evidence for their use. Bone Joint J 2013; 95-B(5): 583-597, https://doi.org/10.1302/0301-620x.95b5.30286.

39. Elder B.D., Eleswarapu S.V., Athanasiou K.A. Extraction techniques for the decellularization of tissue engineered articular cartilage constructs. Biomaterials 2009; 30(22): 37493756, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.03.050.

40. Vavken P., Joshi S., Murray M.M. TRITON-X is most effective among three decellularization agents for ACL tissue engineering. J Orthop Res 2009; 27(12): 1612-1618, https:// doi.org/10.1002/jor.20932.

41. Gui L., Chan S.A., Breuer C.K., Niklason L.E. Novel utilization of serum in tissue decellularization. Tissue Eng Part C Methods 2010; 16(2): 173-184, https://doi.org/10.1089/ten. tec.2009.0120.

42. Fölsch C., Mittelmeier W., Bilderbeek U., Timmesfeld N., von Garrel T., Matter P.H. Effect of storage temperature on allograft bone. Transfus Med Hemother 2012; 39(1): 36-40, https://doi.org/10.1159/000335647.

43. Sandhu H.S., Khan S.N., Suh D.Y., Boden S.D. Demineralized bone matrix, bone morphogenetic proteins, and animal models of spine fusion: an overview. Eur Spine J 2001; 10(Suppl 2): S122-S131, https://doi.org/10.1007/ s005860100303.

44. Fernandez de Grado G., Keller L., Idoux-Gillet Y., Wagner Q., Musset A.M., Benkirane-Jessel N., Bornert F., Offner D. Bone substitutes: a review of their characteristics, clinical use, and perspectives for large bone defects

management. J Tissue Eng 2018; 9: 2041731418776819, https://doi.org/10.1177/2041731418776819.

45. Miyazaki M., Tsumura H., Wang J.C., Alanay A. An update on bone substitutes for spinal fusion. Eur Spine J 2009; 18(6): 783-799, https://doi.org/10.1007/s00586-009-0924-x.

46. Buser Z., Brodke D.S., Youssef J.A., Rometsch E., Park J.B., Yoon S.T., Wang J.C., Meisel H.J. Allograft versus demineralized bone matrix in instrumented and noninstrumented lumbar fusion: a systematic review. Global Spine J 2018; 8(4): 396-412, https://doi.org/ 10.1177/2192568217735342.

47. Cornell C.N., Lane J.M. Current understanding of osteoconduction in bone regeneration. Clin Orthop Relat Res 1998; 355(Suppl): S267-S273, https://doi.org/10. 1097/00003086-199810001-00027.

48. Кирилова И.А. Деминерализованный костный трансплантат как стимулятор остеогенеза: современные концепции. Хирургия позвоночника 2004; 3: 105-110. Kirilova I.A. Demineralized bone graft as an osteogenesis stimulator: current literature review. Hirurgia pozvonocnika 2004; 3: 105-110.

49. Ivchenko V.K., Fadeev G., Pikaliuk V.S., Opalinskaia L. The stimulation of reparative regeneration with demineralized bone matrix in puncture osteoplasty operations for bone cysts in children. Vestnik hirurgii im. I.I. Grekova 1994; 153(7-12): 83-86.

50. Kinney R.C., Ziran B.H., Hirshorn K., Schlatterer D., Ganey T. Demineralized bone matrix for fracture healing: fact or fiction? J Orthop Trauma 2010; 24(Suppl 1): S52-S55, https://doi.org/10.1097/bot.0b013e3181d07ffa.

51. Campana V., Milano G., Pagano E., Barba M., Cicione C., Salonna G., Lattanzi W., Logroscino G. Bone substitutes in orthopaedic surgery: from basic science to clinical practice. J Mater Sci Mater Med 2014; 25(10): 24452461, https://doi.org/10.1007/s10856-014-5240-2.

52. Folkman J., Hochberg M. Self-regulation of growth in three dimensions. J Exp Med 1973; 138(4): 745-753, https:// doi.org/10.1084/jem.138.4.745.

53. Lokmic Z., Stillaert F., Morrison W.A., Thompson E.W., Mitchell G.M. An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct. FASEB J 2007; 21(2): 511-522, https://doi. org/10.1096/fj.06-6614com.

54. Bigham A.S., Dehghani S.N., Shafiei Z., Torabi Nezhad S. Xenogenic demineralized bone matrix and fresh autogenous cortical bone effects on experimental bone healing: radiological, histopathological and biomechanical evaluation. J Orthop Traumatol 2008; 9(2): 73-80, https://doi. org/10.1007/s10195-008-0006-6.

55. Pastorino L., Dellacasa E., Scaglione S., Giulianelli M., Sbrana F., Vassalli M., Ruggiero C. Oriented collagen nanocoatings for tissue engineering. Colloids Surf B Biointerfaces 2014; 114: 372-378, https://doi.org/10.1016/j. colsurfb.2013.10.026.

56. Hamilton P.T., Jansen M.S., Ganesan S., Benson R.E., Hyde-Deruyscher R., Beyer W.F., Gile J.C., Nair S.A., Hodges J.A., Gr0n H. Improved bone morphogenetic protein-2 retention in an injectable collagen matrix using bifunctional peptides. PLoS One 2013; 8(8): e70715, https://doi. org/10.1371/journal.pone.0070715.

57. Amruthwar S.S., Janorkar A.V. In vitro evaluation of elastin-like polypeptide-collagen composite scaffold for bone tissue engineering. Dent Mater 2013; 29(2): 211-220, https:// doi.org/10.1016/j.dental.2012.10.003.

58. Thula T.T., Rodriguez D.E., Lee M.H., Pendi L., Podschun J., Gower L.B. In vitro mineralization of dense collagen substrates: a biomimetic approach toward the development of bone-graft materials. Acta Biomater2011; 7(8): 3158-3169, https://doi.org/10.1016/j.actbio.2011.04.014.

59. Inzana J.A., Olvera D., Fuller S.M., Kelly J.P., Graeve O.A., Schwarz E.M., Kates S.L., Awad H.A. 3D printing of composite calcium phosphate and collagen scaffolds for bone regeneration. Biomaterials 2014; 35(13): 4026-4034, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.01.064.

60. Perez R.A., Kim M., Kim T.H., Kim J.H., Lee J.H., Park J.H., Knowles J.C., Kim H.W. Utilizing core-shell fibrous collagen-alginate hydrogel cell delivery system for bone tissue engineering. Tissue Eng Part A 2014; 20(1-2): 103-114, https://doi.org/10.1089/ten.tea.2013.0198.

61. Aravamudhan A., Ramos D.M., Nip J., Harmon M.D., James R., Deng M., Laurencin C.T., Yu X., Kumbar S.G. Cellulose and collagen derived micro-nano structured scaffolds for bone tissue engineering. J Biomed Nanotechnol 2013; 9(4): 719-731, https://doi.org/10.1166/jbn.2013.1574.

62. LogithKumar R., KeshavNarayan A., Dhivya S., Chawla A., Saravanan S., Selvamurugan N. A review of chitosan and its derivatives in bone tissue engineering. Carbohydr Polym 2016; 151: 172-188, https://doi. org/10.1016/j.carbpol.2016.05.049.

63. Venkatesan J., Anil S., Kim S.K., Shim M.S. Chitosan as a vehicle for growth factor delivery: various preparations and their applications in bone tissue regeneration. Int J Biol Macromol 2017; 104(Pt B): 1383-1397, https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2017.01.072.

64. Лекишвили М.В., Балберкин А.В., Колондаев А.Ф., Васильев М.Г., Баранецкий А.Л., Буклемишев Ю.В. Первый опыт применения в клинике костной патологии биокомпозиционного материала «Остеоматрикс». Вестник травматологии и ортопедии им. Н.Н. Приорова 2002; 4: 80-83. Lekishvili M.V., Balberkin A.V., Kolondaev A.F., Vasil'ev M.G., Baranetskiy A.L., Buklemishev Yu.V. The first experience of using the Osteomatrix biocomposite material in the bone pathology clinic. Vestnik travmatologii i ortopedii im. N.N. Priorova 2002; 4: 80-83.

65. Дунаев М.В., Китаев В.А., Матавкина М.В., Дружинин А.Е., Бубнов А.С. Сравнительный анализ и клинический опыт использования остеопластических материалов на основе недеминерализованного костного коллагена и искусственного гидроксиапатита при закрытии костных дефектов в амбулаторной хирургической стоматологии. Вестник Российской академии медицинских наук 2014; 69(7-8): 112-120. Dunaev M.V., Kitaev V.A., Mаtavkina M.V., Druzhinin A.E., Bubnov A.S. Comparative analysis and clinical experience with osteoplastic materials materials based on non-demineralized bone collagen and artificial hydroxylapatite at the close of bone defects in ambulatory surgical dentistry. Vestnik Rossiiskoi akademii meditsinskikh nauk 2014; 69(7-8): 112-120, https://doi. org/10.15690/vramn.v69i7-8.1117.

66. Сирак С.В., Козиева И.Э., Мартиросян А.К. Клинико-экспериментальное использование остеопластических материалов в сочетании с электомагнитным излучением для ускорения регенерации костных дефектов челюстей. Фундаментальные исследования 2013; 5-2: 389-393. Sirak S.V., Kazieva I.E., Martirosyan A.K. Clinical and experimental use osteoplastic materials combined with electromagnetic radiation to speed up the regeneration of

bone defects jaw. Fundamental'nye issledovaniya 2013; 5-2: 389-393.

67. Красножен В.Н., Покровская Е.М., Михалин А.Н. Клиническое обоснование применения полимерных имплантов в восстановлении костных дефектов околоносовых пазух. Российская ринология 2013; 21(2): 12-13. Krasnozhen V.N., Pokrovskaya E.M., Mikhalin A.N. The clinical rationale for the use of polymeric implant in the reconstruction of bone defects of the paranasal sinuses. Rossiyskaya rinologiya 2013; 21(2): 12-13.

68. Покровская Е.М. Использование полимерных им-плантов в реконструктивной хирургии околоносовых пазух (экспериментальное исследование). Известия Самарского научного центра Российской академии наук. Социальные, гуманитарные, медико-биологические науки 2014; 16(5-4): 1415-1417. Pokrovskaya E.M. Using the polymeric implants in reconstructive surgery of paranasal sinuses (experimental research). Izvestiya Samarskogo nauchnogo tsentra Rossiyskoy akademii nauk. Sotsial'nye, gumanitarnye, mediko-biologicheskie nauki 2014; 16(5-4): 1415-1417.

69. Patlolla A., Arinzeh T.L. Evaluating apatite formation and osteogenic activity of electrospun composites for bone tissue engineering. Biotechnol Bioeng 2014; 111(5): 10001017, https://doi.org/10.1002/bit.25146.

70. Galois L., Mainard D., Delagoutte J.P. Beta-tricalcium phosphate ceramic as a bone substitute in orthopaedic surgery. Int Orthop 2002; 26(2): 109-115, https://doi.org/10.1007/ s00264-001-0329-x.

71. Gaasbeek R.D., Toonen H.G., van Heerwaarden R.J., Buma P. Mechanism of bone incorporation of betaTCP bone substitute in open wedge tibial osteotomy in patients. Biomaterials 2005; 26(33): 6713-6719, https://doi. org/10.1016/j.biomaterials.2005.04.056.

72. Koerten H.K., van der Meulen J. Degradation of calcium phosphate ceramics. J Biomed Mater Res 1999; 44(1): 78-86, https://doi.org/10.1002/(sici)1097-4636(199901)44:1<78::aid-jbm9>3.0.co;2-6.

73. Malhotra A., Habibovic P. Calcium phosphates and angiogenesis: implications and advances for bone regeneration. Trends Biotechnol 2016; 34(12): 983-992, https://doi.org/10.10167j.tibtech.2016.07.005.

74. Bohner M. Calcium orthophosphates in medicine: from ceramics to calcium phosphate cements. Injury 2000; 31(Suppl 4): 37-47, https://doi.org/10.1016/s0020-1383(00)80022-4.

75. Chazono M., Tanaka T., Komaki H., Fujii K. Bone formation and bioresorption after implantation of injectable beta-tricalcium phosphate granules-hyaluronate complex in rabbit bone defects. J Biomed Mater Res A 2004; 70(4): 542549, https://doi.org/10.1002/jbm.a.30094.

76. Spivak J.M., Hasharoni A. Use of hydroxyapatite in spine surgery. Eur Spine J 2001; 10(Suppl 2): S197-S204, https://doi.org/10.1007/s005860100286.

77. Bansal R., Patil S., Chaubey K.K., Thakur R.K., Goyel P. Clinical evaluation of hydroxyapatite and P-tricalcium phosphate composite graft in the treatment of intrabony periodontal defect: a clinico-radiographic study. J Indian Soc Periodontol 2014; 18(5): 610-617, https://doi. org/10.4103/0972-124x.142455.

78. Rahaman M.N., Day D.E., Bal B.S., Fu Q., Jung S.B., Bonewald L.F., Tomsia A.P. Bioactive glass in tissue engineering. Acta Biomater 2011; 7(6): 2355-2373, https://doi. org/10.1016/j.actbio.2011.03.016.

79. El-Fiqi A., Lee J.H., Lee E.J., Kim H.W. Collagen hydrogels incorporated with surface-aminated mesoporous nanobioactive glass: improvement of physicochemical stability and mechanical properties is effective for hard tissue engineering. Acta Biomater 2013; 9(12): 9508-9521, https:// doi.org/10.1016/j.actbio.2013.07.036.

80. Silva A.R., Paula A.C., Martins T.M., Goes A.M., Pereria M.M. Synergistic effect between bioactive glass foam and a perfusion bioreactor on osteogenic differentiation of human adipose stem cells. J Biomed Mater Res A 2014; 102(3): 818-827, https://doi.org/10.1002/jbm.a.34758.

81. van Gestel N.A., Geurts J., Hulsen D.J., van Rietbergen B., Hofmann S., Arts J.J. Clinical applications of S53P4 bioactive glass in bone healing and osteomyelitic treatment: a literature review. Biomed Res Int 2015; 2015: 684826, https://doi.org/10.1155/2015/684826.

82. Leppäranta O., Vaahtio M., Peltola T., Zhang D., Hupa L., Hupa M., Ylänen H., Salonen J.I., Viljanen M.K., Eerola E. Antibacterial effect of bioactive glasses on clinically important anaerobic bacteria in vitro. J Mater Sci Mater Med 2008; 19(2): 547-551, https://doi.org/10.1007/s10856-007-3018-5.

83. Zhang D., Leppäranta O., Munukka E., Ylänen H., Viljanen M.K., Eerola E., Hupa M., Hupa L. Antibacterial effects and dissolution behavior of six bioactive glasses. J Biomed Mater Res A 2010; 93(2): 475-483, https://doi.org/10.1002/ jbm.a.32564.

84. Félix Lanao R.P., Jonker A.M., Wolke J.G., Jansen J.A., van Hest J.C., Leeuwenburgh S.C. Physicochemical properties and applications of poly(lactic-co-glycolic acid) for use in bone regeneration. Tissue Eng Part B Rev 2013; 19(4): 380-390, https://doi.org/10.1089/ten.teb.2012.0443.

85. Yoshioka T., Kawazoe N., Tateishi T., Chen G. In vitro evaluation of biodegradation of poly (lactic-co-glycolic acid) sponges. Biomaterials 2008; 29(24-25): 3438-3443, https:// doi.org/10.1016/j.biomaterials.2008.04.011.

86. Félix Lanao R.P., Leeuwenburgh S.C., Wolke J.G., Jansen J.A. In vitro degradation rate of apatitic calcium phosphate cement with incorporated PLGA microspheres. Acta Biomater2011; 7(9): 3459-3468, https://doi.org/10.1016/j. actbio.2011.05.036.

87. Wang J., Yu X. Preparation, characterization and in vitro analysis of novel structured nanofibrous scaffolds for bone tissue engineering. Acta Biomater 2010; 6(8): 3004-3012, https://doi.org/10.10167j.actbio.2010.01.045.

88. Polo-Corrales L., Latorre-Esteves M., Ramirez-Vick J.E. Scaffold design for bone regeneration. J Nanosci Nanotechnol 2014; 14(1): 15-56, https://doi.org/10.1166/jnn.2014.9127.

89. Hannink G., Arts J.J. Bioresorbability, porosity and mechanical strength of bone substitutes: what is optimal for bone regeneration? Injury 2011; 42(Suppl 2): S22-S25, https:// doi.org/10.1016/j.injury.2011.06.008.

90. Neman J., Hambrecht A., Cadry C., Jandial R. Stem cell-mediated osteogenesis: therapeutic potential for bone tissue engineering. Biologies 2012; 6: 47-57, https://doi. org/10.2147/btt.s22407.

91. Karageorgiou V., Kaplan D. Porosity of 3D biomaterial scaffolds and osteogenesis. Biomaterials 2005; 26(27): 54745491, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2005.02.002.

92. Tsuruga E., Takita H., Itoh H., Wakisaka Y., Kuboki Y. Pore size of porous hydroxyapatite as the cell-substratum controls BMP-induced osteogenesis. J Biochem 1997; 121(2): 317-324, https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a021589.

93. Itälä A.I., Ylänen H.O., Ekholm C., Karlsson K.H., Aro H.T. Pore diameter of more than 100 micron is not requisite for bone ingrowth in rabbits. J Biomed Mater Res 2001; 58(6): 679-683, https://doi.org/10.1002/jbm.1069.

94. Blokhuis T.J., Termaat M.F., den Boer F.C., Patka P., Bakker F.C., Haarman H.J. Properties of calcium phosphate ceramics in relation to their in vivo behavior. J Trauma 2000; 48(1): 179-186, https://doi.org/10.1097/00005373-200001000-00037.

95. Qi X., Pei P., Zhu M., Du X., Xin C., Zhao S., Li X., Zhu Y. Three dimensional printing of calcium sulfate and mesoporous bioactive glass scaffolds for improving bone regeneration in vitro and in vivo. Sci Rep 2017; 7(1): 42556, https://doi.org/10.1038/srep42556.

96. Lee J.W., Kang K.S., Lee S.H., Kim J.Y., Lee B.K., Cho D.W. Bone regeneration using a microstereolithography-produced customized poly(propylene fumarate)/diethyl fumarate photopolymer 3D scaffold incorporating BMP-2 loaded PLGA microspheres. Biomaterials 2011; 32(3): 744752, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.09.035.

97. Wiria F.E., Leong K.F., Chua C.K., Liu Y. Poly-epsilon-caprolactone/hydroxyapatite for tissue engineering scaffold fabrication via selective laser sintering. Acta Biomater 2007; 3(1): 1-12, https://doi.org/10.1016/j.actbio.2006.07.008.

98. Fielding G.A., Bandyopadhyay A., Bose S. Effects of silica and zinc oxide doping on mechanical and biological properties of 3D printed tricalcium phosphate tissue engineering scaffolds. Dent Mater 2012; 28(2): 113-122, https://doi.org/10.10167j.dental.2011.09.010.

99. Park S.A., Lee S.H., Kim W.D. Fabrication of porous polycaprolactone/hydroxyapatite (PCL/HA) blend scaffolds using a 3D plotting system for bone tissue engineering. Bioprocess Biosyst Eng 2011; 34(4): 505-513, https://doi. org/10.1007/s00449-010-0499-2.

100. Lieder R., Sigurjonsson O.E. The effect of recombinant human interleukin-6 on osteogenic differentiation and YKL-40 expression in human, bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Biores Open Access 2014; 3(1): 2934, https://doi.org/10.1089/biores.2013.0035.

101. Bueno E.M., Glowacki J. Cell-free and cell-based approaches for bone regeneration. Nat Rev Rheumatol 2009; 5(12): 685-697, https://doi.org/10.1038/nrrheum.2009.228.

102. Kiernan C.H., Wolvius E.B., Brama P.A.J., Farrell E. The immune response to allogeneic differentiated mesenchymal stem cells in the context of bone tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev 2018; 24(1): 75-83, https://doi.org/10.1089/ten.teb.2017.0175.

103. Granero-Molto F., Weis J.A., Miga M.I., Landis B., Myers T.J., O'Rear L., Longobardi L., Jansen E.D., Mortlock D.P., Spagnoli A. Regenerative effects of transplanted mesenchymal stem cells in fracture healing. Stem Cells 2009; 27(8): 1887-1898, https://doi.org/10.1002/stem.103.

104. Bartholomew A., Polchert D., Szilagyi E., Douglas G.W., Kenyon N. Mesenchymal stem cells in the induction of transplantation tolerance. Transplantation 2009; 87 (9 Suppl): S55-S57, https://doi.org/10.1097/ tp.0b013e3181a287e6.

105. Le Blanc K., Frassoni F., Ball L., Locatelli F., Roelofs H., Lewis I., Lanino E., Sundberg B., Bernardo M.E., Remberger M., Dini G., Egeler R.M., Bacigalupo A., Fibbe W., Ringdén O.; Developmental Committee of the European Group for Blood and Marrow Transplantation. Mesenchymal stem cells for treatment of steroid-resistant, severe, acute

graft-versus-host disease: a phase II study. Lancet 2008; 371(9624): 1579-1586, https://doi.org/10.1016/s0140-6736 (08)60690-x.

106. Qin Y., Guan J., Zhang C. Mesenchymal stem cells: mechanisms and role in bone regeneration. Postgrad Med J 2014; 90(1069): 643-647, https://doi.org/10.1136/ postgradmedj-2013-132387.

107. Tang Z.B., Cao J.K., Wen N., Wang H.B., Zhang Z.W., Liu Z.Q., Zhou J., Duan C.M., Cui F.Z., Wang C.Y. Posterolateral spinal fusion with nano-hydroxyapatite-collagen/ PLA composite and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells in a rabbit model. J Tissue Eng Regen Med 2012; 6(4): 325-336, https://doi.org/10.1002/term.445.

108. Lee T.H., Huang Y.H., Chang N.K., Lin W.C., Chien P.W., Su T.M., Hsieh D.J., Lee T.C. Characterization and spinal fusion effect of rabbit mesenchymal stem cells. BMC Res Notes 2013; 6(1): 528, https://doi.org/10.1186/1756-0500-6-528.

109. Liu G., Zhao L., Zhang W., Cui L., Liu W., Cao Y. Repair of goat tibial defects with bone marrow stromal cells and beta-tricalcium phosphate. J Mater Sci Mater Med 2008; 19(6): 2367-2376, https://doi.org/10.1007/s10856-007-3348-3.

110. Giannoni P., Mastrogiacomo M., Alini M., Pearce S.G., Corsi A., Santolini F., Muraglia A., Bianco P., Cancedda R. Regeneration of large bone defects in sheep using bone marrow stromal cells. J Tissue Eng Regen Med 2008; 2(5): 253-262, https://doi.org/10.1002/term.90.

111. Dumas A., Moreau M.F., Gherardi R.K., Basle M.F., Chappard D. Bone grafts cultured with bone marrow stromal cells for the repair of critical bone defects: an experimental study in mice. J Biomed Mater Res A 2009; 90(4): 1218-1229, https://doi.org/10.1002/jbm.a.32176.

112. Xu J.Z., Qin H., Wang X.Q., Zhou Q., Luo F., Hou T.Y., He Q.Y. Repair of large segmental bone defects using bone marrow stromal cells with demineralized bone matrix. Orthop Surg 2009; 1(1): 34-41, https://doi.org/10.1111/ j.2757-7861.2008.00007.x.

113. Nair M.B., Varma H.K., Menon K.V., Shenoy S.J., John A. Reconstruction of goat femur segmental defects using triphasic ceramic-coated hydroxyapatite in combination with autologous cells and platelet-rich plasma. Acta Biomater 2009; 5(5): 1742-1755, https://doi.org/10.1016/j.actbio.2009.01.009.

114. Chang S.C., Lin T.M., Chung H.Y., Chen P.K., Lin F.H., Lou J., Jeng L.B. Large-scale bicortical skull bone regeneration using ex vivo replication-defective adenoviral-mediated bone morphogenetic protein-2 gene-transferred bone marrow stromal cells and composite biomaterials. Neurosurgery 2009; 65(6 Suppl): 75-81, https://doi. org/10.1227/01.neu.0000345947.33730.91.

115. Chang S.C., Chung H.Y., Tai C.L., Chen P.K., Lin T.M., Jeng L.B. Repair of large cranial defects by hBMP-2 expressing bone marrow stromal cells: comparison between alginate and collagen type I systems. J Biomed Mater Res A 2010; 94(2): 433-441, https://doi.org/10.1002/jbm.a.32685.

116. Xiao C., Zhou H., Ge S., Tang T., Hou H., Luo M., Fan X. Repair of orbital wall defects using biocoral scaffolds combined with bone marrow stem cells enhanced by human bone morphogenetic protein-2 in a canine model. Int J Mol Med 2010; 26(4): 517-525, https://doi.org/10.3892/ ijmm_00000494.

117. Zhou H., Deng Y., Bi X., Xiao C., Wang Y., Sun J., Gu P., Fan X. Orbital wall repair in canines with beta-tricalcium phosphate and induced bone marrow stromal cells. J Biomed

Mater Res B Appl Biomater 2013; 101(8): 1340-1349, https:// doi.org/10.1002/jbm.b.32951.

118. Gardel L., Afonso M., Frias C., Gomes M., Reis R. Assessing the repair of critical size bone defects performed in a goat tibia model using tissue-engineered constructs cultured in a bidirectional flow perfusion bioreactor. J Biomater Appl 2014; 29(2): 172-185, https://doi.org/10.1177/0885328213519351.

119. Fernandes M.B., Guimaräes J.A., Casado P.L., Cavalcanti Ados S., Gongalves N.N., Ambrösio C.E., Rodrigues F., Pinto A.C., Miglino M.A., Duarte M.E. The effect of bone allografts combined with bone marrow stromal cells on the healing of segmental bone defects in a sheep model. BMC Vet Res 2014; 10(1): 36, https://doi.org/10.1186/1746-6148-10-36.

120. Ronca A., Guarino V., Raucci M.G., Salamanna F., Martini L., Zeppetelli S., Fini M., Kon E., Filardo G., Marcacci M., Ambrosio L. Large defect-tailored composite scaffolds for in vivo bone regeneration. J Biomater Appl 2014; 29(5): 715-727, https://doi.org/10.1177/0885328214539823.

121. Quarto R., Mastrogiacomo M., Cancedda R., Kutepov S.M., Mukhachev V., Lavroukov A., Kon E., Marcacci M. Repair of large bone defects with the use of autologous bone marrow stromal cells. N Engl J Med 2001; 344(5): 385-386, https://doi.org/10.1056/ nejm200102013440516.

122. Marcacci M., Kon E., Moukhachev V., Lavroukov A., Kutepov S., Quarto R., Mastrogiacomo M., Cancedda R. Stem cells associated with macroporous bioceramics for long bone repair: 6- to 7-year outcome of a pilot clinical study. Tissue Eng 2007; 13(5): 947-955, https://doi.org/10.1089/ten.2006.0271.

123. Tolar J., Nauta A.J., Osborn M.J., Panoskaltsis Mortari A., McElmurry R.T., Bell S., Xia L., Zhou N., Riddle M., Schroeder T.M., Westendorf J.J., Mclvor R.S., Hogendoorn P.C., Szuhai K., Oseth L., Hirsch B., Yant S.R., Kay M.A., Peister A., Prockop D.J., Fibbe W.E., Blazar B.R. Sarcoma derived from cultured mesenchymal stem cells. Stem Cells 2007; 25(2): 371-379, https://doi.org/10.1634/ stemcells.2005-0620.

124. Tasso R., Augello A., Carida' M., Postiglione F., Tibiletti M.G., Bernasconi B., Astigiano S., Fais F., Truini M., Cancedda R., Pennesi G. Development of sarcomas in mice implanted with mesenchymal stem cells seeded onto bioscaffolds. Carcinogenesis 2009; 30(1): 150-157, https://doi. org/10.1093/carcin/bgn234.

125. Hustedt J.W., Jegede K.A., Badrinath R., Bohl D.D., Blizzard D.J., Grauer J.N. Optimal aspiration volume of vertebral bone marrow for use in spinal fusion. Spine J 2013; 13(10): 1217-1222, https://doi.org/10.1016/j. spinee.2013.07.435.

126. Liu H.C., E L.L., Wang D.S., Su F., Wu X., Shi Z.P., Lv Y., Wang J.Z. Reconstruction of alveolar bone defects using bone morphogenetic protein 2 mediated rabbit dental pulp stem cells seeded on nano-hydroxyapatite/collagen/poly(L-lactide). Tissue Eng Part A 2011; 17(19-20): 2417-2433, https://doi.org/10.1089/ten.tea.2010.0620.

127. Lavery K., Swain P., Falb D., Alaoui-lsmaili M.H. BMP-2/4 and BMP-6/7 differentially utilize cell surface receptors to induce osteoblastic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J Biol Chem 2008; 283(30): 20948-20958, https://doi.org/10.1074/jbc. m800850200.

128. Egermann M., Lill C.A., Griesbeck K., Evans C.H., Robbins P.D., Schneider E., Baltzer A.W. Effect of BMP-2 gene

transfer on bone healing in sheep. Gene Ther 2006; 13(17): 1290-1299, https://doi.org/10.1038/sj.gt.3302785.

129. Lee S.S., Huang B.J., Kaltz S.R., Sur S., Newcomb C.J., Stock S.R., Shah R.N., Stupp S.I. Bone regeneration with low dose BMP-2 amplified by biomimetic supramolecular nanofibers within collagen scaffolds. Biomaterials 2013, 34(2): 452-459, https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2012.10.005.

130. Yang F., Wang J., Hou J., Guo H., Liu C. Bone regeneration using cell-mediated responsive degradable PEG-based scaffolds incorporating with rhBMP-2. Biomaterials 2013; 34(5): 1514-1528, https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2012.10.058.

131. Cha J.K., Lee J.S., Kim M.S., Choi S.H., Cho K.S., Jung U.W. Sinus augmentation using BMP-2 in a bovine hydroxyapatite/collagen carrier in dogs. J Clin Periodontol 2014; 41(1): 86-93, https://doi.org/10.1111/jcpe.12174.

132. Jang J.W., Yun J.H., Lee K.I., Jang J.W., Jung U.W., Kim C.S., Choi S.H., Cho K.S. Osteoinductive activity of biphasic calcium phosphate with different rhBMP-2 doses in rats. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol 2012; 113(4): 480-487, https://doi.org/10.10167j.tripleo.2011.04.013.

133. Schwender J.D., Holly L., Rouben D.P., Foley K.T. Minimally invasive transforaminal lumbar interbody fusion (TLIF): technical feasibility and initial results. J Spinal Disord Tech 2005; 18(S1): S1-S6, https://doi.org/10.1097/01. bsd.0000132291.50455.d0.

134. Lewandrowski K.U., Nanson C., Calderon R. Vertebral osteolysis after posterior interbody lumbar fusion with recombinant human bone morphogenetic protein 2: a report of five cases. Spine J 2007; 7(5): 609-614, https://doi. org/10.1016/j.spinee.2007.01.011.

135. Shields L.B., Raque G.H., Glassman S.D., Campbell M., Vitaz T., Harpring J., Shields C.B. Adverse effects associated with high-dose recombinant human bone morphogenetic protein-2 use in anterior cervical spine fusion. Spine 2006; 31(5): 542-547, https://doi.org/10.1097/01. brs.0000201424.27509.72.

136. Vaidya R., Weir R., Sethi A., Meisterling S., Hakeos W., Wybo C.D. Interbody fusion with allograft and rhBMP-2 leads to consistent fusion but early subsidence. J Bone Joint Surg Br 2007; 89(3): 342-345, https://doi. org/10.1302/0301-620x.89b3.18270.

137. Mesfin A., Buchowski J.M., Zebala L.P., Bakhsh W.R., Aronson A.B., Fogelson J.L., Hershman S., Kim H.J., Ahmad A., Bridwell K.H. High-dose rhBMP-2 for adults: major and minor complications: a study of 502 spine cases. J Bone Joint Surg Am 2013; 95(17): 1546-1553, https://doi. org/10.2106/jbjs.l.01730.

138. Moshel Y.A., Hernandez E.I., Kong L., Liu C., Samadani U. Acute renal insufficiency, supraventricular tachycardia, and confusion after recombinant human bone morphogenetic protein-2 implantation for lumbosacral spine fusion. J Neurosurg Spine 2008; 8(6): 589-593, https://doi. org/10.3171/spi/2008/8/6/589.

139. Fu R., Selph S., McDonagh M., Peterson K., Tiwari A., Chou R., Helfand M. Effectiveness and harms of recombinant human bone morphogenetic protein-2 in spine fusion: a systematic review and meta-analysis. Ann Intern Med 2013; 158(12): 890-902, https://doi.org/10.7326/0003-4819-158-12-201306180-00006.

140. Guo X., Zheng Q., Kulbatski I., Yuan Q., Yang S., Shao Z., Wang H., Xiao B., Pan Z., Tang S. Bone regeneration

with active angiogenesis by basic fibroblast growth factor gene transfected mesenchymal stem cells seeded on porous beta-TCP ceramic scaffolds. Biomed Mater 2006; 1(3): 93-99, https://doi.org/10.1088/1748-6041/1Z3/001.

141. Maehara H., Sotome S., Yoshii T., Torigoe I., Kawasaki Y., Sugata Y., Yuasa M., Hirano M., Mochizuki N., Kikuchi M., Shinomiya K., Okawa A. Repair of large osteochondral defects in rabbits using porous hydroxyapatite/ collagen (HAp/Col) and fibroblast growth factor-2 (FGF-2). J Orthop Res 2010; 28(5): 677-686, https://doi.org/10.1002/ jor.21032.

142. Hollinger J.O., Hart C.E., Hirsch S.N., Lynch S., Friedlaender G.E. Recombinant human platelet-derived growth factor: biology and clinical applications. J Bone Joint Surg Am 2008; 90(Suppl 1): 48-54, https://doi.org/10.2106/ jbjs.g.01231.

143. Lieberman J.R., Daluiski A., Einhorn T.A. The role of growth factors in the repair of bone. Biology and clinical applications. J Bone Joint Surg Am 2002; 84(6): 1032-1044, https://doi.org/10.2106/00004623-200206000-00022.

144. Graham S., Leonidou A., Lester M., Heliotis M., Mantalaris A., Tsiridis E. Investigating the role of PDGF as a potential drug therapy in bone formation and fracture healing. Expert Opin Investig Drugs 2009; 18(11): 1633-1654, https:// doi.org/10.1517/13543780903241607.

145. Luvizuto E.R., Tangl S., Dobsak T., Reich K., Gruber R., Sonoda C.K., Okamoto R. Effect of recombinant PDGF-BB on bone formation in the presence of p-tricalcium phosphate and bovine bone mineral matrix: a pilot study in rat calvarial defects. BMC Oral Health 2016; 16(1): 52, https://doi. org/10.1186/s12903-016-0210-3.

146. Zhao L., Jiang S., Hantash B.M. Transforming growth factor p1 induces osteogenic differentiation of murine bone marrow stromal cells. Tissue Eng Part A 2010; 16(2): 725-733, https://doi.org/10.1089/ten.tea.2009.0495.

147. Kwok S., Partridge N.C., Srinivasan N., Nair S.V., Selvamurugan N. Mitogen-activated protein kinase-dependent inhibition of osteocalcin gene expression by transforming growth factor-p1. J Cell Biochem 2009; 106(1): 161-169, https://doi.org/10.1002/jcb.21991.

148. Zhang H., Ahmad M., Gronowicz G. Effects of transforming growth factor-p1 (TGF-p1) on in vitro mineralization of human osteoblasts on implant materials. Biomaterials 2003; 24(12): 2013-2020, https://doi.org/10.1016/ s0142-9612(02)00616-6.

149. Alliston T., Choy L., Ducy P., Karsenty G., Derynck R. TGF-p-induced repression of CBFA1 by Smad3 decreases cbfa1 and osteocalcin expression and inhibits osteoblast differentiation. EMBO J 2001; 20(9): 2254-2272, https://doi. org/10.1093/emboj/20.9.2254.

150. Kaji H., Naito J., Sowa H., Sugimoto T., Chihara K. Smad3 differently affects osteoblast differentiation depending upon its differentiation stage. Horm Metab Res 2006: 38(11): 740-745, https://doi.org/10.1055/s-2006-955085.

151. Centrella M., Ji C., Casinghino S., McCarthy T.L. Rapid flux in transforming growth factor-p receptors on bone cells. J Biol Chem 1996; 271(31): 18616-18622, https://doi. org/10.1074/jbc.271.31.18616.

152. Ochiai H., Yamamoto Y., Yokoyama A., Yamashita H., Matsuzaka K., Abe S., Azuma T. Dual nature of TGF-p1 in osteoblastic differentiation of human periodontal ligament cells. J Hard Tissue Biol 2010; 19(3): 187-191, https://doi. org/10.2485/jhtb.19.187.

153. Ochiai H., Okada S., Saito A., Hoshi K., Yamashita H., Takato T., Azuma T. Inhibition of insulin-like growth factor-1 (IGF-1) expression by prolonged transforming growth factor-ß1 (TGF-ß1) administration suppresses osteoblast differentiation. J Biol Chem 2012; 287(27): 22654-22661, https://doi. org/10.1074/jbc.m111.279091.

154. Lau K.H., Kapur S., Kesavan C., Baylink D.J. Up-regulation of the Wnt, estrogen receptor, insulin-like growth factor-I, and bone morphogenetic protein pathways in C57BL/6J osteoblasts as opposed to C3H/HeJ osteoblasts in part contributes to the differential anabolic response to fluid shear. J Biol Chem 2006; 281(14): 9576-9588, https://doi. org/10.1074/jbc.M509205200.

155. Lean J.M., Mackay A.G., Chow J.W., Chambers T.J. Osteocytic expression of mRNA for c-fos and IGF-I: an immediate early gene response to an osteogenic stimulus. Am J Physiol 1996; 270(6 Pt1): 937-945, https://doi.org/10.1152/ ajpendo.1996.270.6.e937.

156. Kawata A., Mikuni-Takagaki Y. Mechanotransduction in stretched osteocytes — temporal expression of immediate early and other genes. Biochem Biophys Res Commun 1998; 246(2): 404-408, https://doi.org/10.1006/bbrc.1998. 8632.

157. Reijnders C.M., Bravenboer N., Tromp A.M., Blankenstein M.A., Lips P. Effect of mechanical loading on insulin-like growth factor-I gene expression in rat tibia. J Endocrinol 2007; 192(1): 131-140, https://doi.org/10.1677/ joe.1.06880.

158. Sakata T., Wang Y., Halloran B.P., Elalieh H.Z., Cao J., Bikle D.D. Skeletal unloading induces resistance to insulin-like growth factor-I (IGF-I) by inhibiting activation of the IGF-I signaling pathways. J Bone Miner Res 2004; 19(3): 436446, https://doi.org/10.1359/jbmr.0301241.

159. Kesavan C., Wergedal J.E., Lau K.H., Mohan S. Conditional disruption of IGF-I gene in type 1alpha collagen-expressing cells shows an essential role of IGF-I in skeletal anabolic response to loading. Am J Physiol Endocrinol Metab 2011; 301(6): E1191-E1197, https://doi.org/10.1152/ ajpendo.00440.2011.

160. Sheng M.H., Lau K.H., Baylink D.J. Role of osteocyte-derived insulin-like growth factor i in developmental growth, modeling, remodeling, and regeneration of the bone. J Bone Metab 2014; 21(1): 41-54, https://doi.org/10.11005/ jbm.2014.21.1.41.

161. Geiger F., Lorenz H., Xu W., Szalay K., Kasten P., Claes L., Augat P., Richter W. VEGF producing bone marrow stromal cells (BMSC) enhance vascularization and resorption of a natural coral bone substitute. Bone 2007; 41(4): 516-522, https://doi.org/10.1016/j.bone.2007.06.018.

162. Wernike E., Montjovent M.O., Liu Y., Wismeijer D., Hunziker E.B., Siebenrock K.A., Hofstetter W., Klenke F. VEGF incorporated into calcium phosphate ceramics promotes vascularisation and bone formation in vivo. Eur Cell Mater 2010; 19: 30-40, https://doi.org/10.22203/ecm. v019a04.

163. Maes C., Coenegrachts L., Stockmans I., Daci E., Luttun A., Petryk A., Gopalakrishnan R., Moermans K., Smets N., Verfaillie C., Carmeliet P., Bouillon R., Carmeliet G. Placental growth factor mediates mesenchymal cell development, cartilage turnover, and bone remodeling during fracture repair. J Clin Invest 2006; 116(5): 1230-1242, https:// doi.org/10.1172/jci26772.

164. McCoy R.J., Widaa A., Watters K.M., Wuerstle M.,

Stallings R.L., Duffy G.P., O'Brien F.J. Orchestrating osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells — identification of placental growth factor as a mechanosensitive gene with a pro-osteogenic role. Stem Cells 2013; 31(11): 2420-2431, https:// doi.org/10.1002/stem.1482.

165. Liu Y., Deng L.Z., Sun H.P., Xu J.Y., Li Y.M., Xie X., Zhang L.M., Deng F.L. Sustained dual release of placental growth factor-2 and bone morphogenic protein-2 from heparin-based nanocomplexes for direct osteogenesis. Int J Nanomedicine 2016; 11: 1147-1158, https://doi.org/10.2147/ ijn.s100156.

166. Kadam A., Millhouse P.W., Kepler C.K., Radcliff K.E., Fehlings M.G., Janssen M.E., Sasso R.C., Benedict J.J., Vaccaro A.R. Bone substitutes and expanders in spine surgery:

a review of their fusion efficacies. Int J Spine Surg 2016; 10: 33, https://doi.org/10.14444/3033.

167. Ghassemi T., Shahroodi A., Ebrahimzadeh M.H., Mousavian A., Movaffagh J., Moradi A. Current concepts in scaffolding for bone tissue engineering. Arch Bone Jt Surg 2018; 6(2): 90-99.

168. Chen W., Liu X., Chen Q., Bao C., Zhao L., Zhu Z., Xu H.H.K. Angiogenic and osteogenic regeneration in rats via calcium phosphate scaffold and endothelial cell co-culture with human bone marrow mesenchymal stem cells (MSCs), human umbilical cord MSCs, human induced pluripotent stem cell-derived MSCs and human embryonic stem cell-derived MSCs. J Tissue Eng Regen Med 2018; 12(1): 191-203, https://doi. org/10.1002/term.2395.