CC BY
12
DOI: 10.24412/2074-5036-2023-4-61-65 УДК 619:579.842.14:637.001.53:616-079.4
Ключевые слова: сальмонелла, идентификация, дифференциация, тест-системы, биосенсоры
Key words: Salmonella, identification, differentiation, test-systems, biosensors
Прунтова О. В., Шадрова Н. Б.
СОВРЕМЕННЫЕ МЕТОДЫ ИНДИКАЦИИ И ДИФФЕРЕНЦИАЦИИ БАКТЕРИЙ РОДА SALMONELLA (обзор литературы)
MODERN METHODS FOR SALMONELLA IDENTIFICATION AND DIFFERENTIATION
(literature review)
ФГБУ «Федеральный центр охраны здоровья животных» Адрес: 600901, Россия, г. Владимир, мкр. Юрьевец
Federal Centre for Animal Health, Federal Governmental Budgetary Institution Address: 600901, Russia, Vladimir, Yur 'evets
Прунтова Ольга Владиславовна, доктор биологических наук, профессор, главный научный сотрудник.
E-mail: pruntova@arriah.ru. orcid.org/0000-0003-3143-7339
Pruntova Оlga Vladislavovna, Doctor of Biological Sciences, Professor, Chief Researcher.
E-mail: pruntova@arriah.ru. orcid.org/0000-0003-3143-7339 Шадрова Наталия Борисовна, кандидат биологических наук, зав. отделом.
E-mail: shadrova@arriah.ru. orcid.org/0000-0001-7510-1269.
Shadrova Natalia Borisovna, PhD of Biological Science, Head of the Laboratory.
E-mail: shadrova@arriah.ru. orcid.org/0000-0001-7510-1269.
Аннотация. В обзоре представлен анализ научных публикаций о современных методах выявления, дифференциации и количественного определения бактерий рода Salmonella в патологическом материале и продуктах животного происхождения. Бактерии рода Salmonella находятся на втором месте среди патогенов, вызывающих вспышки желудочно-кишечных инфекций у сельскохозяйственных животных и человека в Российской Федерации (РФ), странах Европы и Северной Америки. В связи с этим быстрое обнаружение сальмонелл имеет решающее значение для предотвращения вспышек сальмонеллеза и минимизации случаев сальмонеллезоносительства. Выбор метода индикации и идентификации сальмонелл определяется целью исследования. Так при расследовании вспышек сальмонеллеза, с целью определения источника инфекции, путей передачи, установления родства между выявленными штаммами, выявления мутаций в популяции сальмонелл необходимо детальное изучение ферментативных, антигенных, патогенных, молекулярно-генетических и других свойств бактерий. Для этого в настоящее время применяют методы молекулярной гибридизации, полимеразную цепную реакцию, секвенирование и другие. Все методы наряду с несомненными достоинствами обладают и некоторыми недостатками. В последнее десятилетие исследователями разработаны альтернативные методы, основанные, в частности, на специфических биосенсорах. Все молекулярно-генетические методы позволяют выявлять различия генома сальмонелл, что важно для характеристики их популяций, выявления мутаций, приводящих к разным фенотипическим проявлениям (например, антибиотикорезистентности), установления родственных взаимосвязей между штаммами при выяснении причин вспышек сальмонеллеза. При анализе и систематизации сведений по методам индикации сальмонелл было показано, что в дополнение к вышеназванным, в последние годы были разработаны новые перспективные методы с использованием биосенсоров, которые в перспективе могут стать реальной альтернативой для быстрого выявления сальмонелл в патологическом материале и продукции животного происхождения. Summary. Scientific publications on the development of modern methods for Salmonella detection, differentiation and quantification in pathological materials and products of animal origin were analyzed in the review. Salmonella are ranked the second among the pathogens causing gastrointestinal infections in livestock animals and in humans in the Russian Federation (RF), European and North American countries. Therefore, rapid Salmonella detection is of crucial importance for prevention of salmonellosis outbreaks and Salmonella-carrier status in livestock holdings and for consumer safety ensuring. The choice of methods to be used for Salmonella detection and identification depends on the aim of the study. Thus, investigation of salmonellosis outbreaks aimed at searching for the infection source, transmission routes, determination of the relationship between detected strains, detection of mutations in Salmonella populations requires detailed genotype study. The following methods are currently used for these purposes: molecular hybridization, restriction analysis, polymerase chain reaction, sequencing and others. All methods, along with their undoubted advantages, also have some drawbacks. Alternative methods based, in particular, on specific biosensors have been developed by researches in last decade. The review was aimed at analysis and systematization of scientific publication data on development ofmodern methods for Salmonella detection, differentiation and quantification in animal products. All directions in the research and development of new tests-systems for Salmonella detection, identification and differentiation in animal products are described in the paper. All molecular genetic methods allow detection of differences in Salmonella genome that is essential for the population characterization, detection of the mutations resulting in various
phenotypic manifestations (for example, antimicrobial resistance), determination of the relationship between the strains during salmonellosis outbreak investigation aimed at searching for the outbreak causes. Analysis and systematization of the data on methods for Salmonella detection has showed that in addition to the abovementioned methods new promising methods using biosensors have been recently developed that in the future can become a potential alternative for the rapid and inexpensive Salmonella detection in pathological materials and animal products.
Бактерии рода Salmonella и, в частности, се-роварианты Salmonella еnteritidis (S. еnteritidis) и Salmonella typhimurium (S. typhimurium) находятся на втором месте среди патогенов, вызывающих вспышки желудочно-кишечных инфекций у сельскохозяйственных животных и человека [21, 22]. У сельскохозяйственных животных, являющихся носителями сальмонелл, симптомы саль-монеллеза проявляются только при заражении специфичными для конкретного вида животных серовариантами, например, для крупного рогатого скота - S. dublin, для свиней - S. choleraesuis, для кур - S. pullorum и S. gallinarum. При инфицировании животных неспецифичными для них серовариантами сальмонелл, животные становятся бессимптомными бактерионосителями, способными контаминировать продукты животноводства, объекты внешней среды и корма [1, 2]. В связи с этим быстрое обнаружение сальмонелл, как в патологическом материале, так и в продуктах животного происхождения имеет решающее значение для предотвращения вспышек сальмо-неллеза и сальмонеллоносительства в животноводческих хозяйствах и обеспечения безопасности потребителей продукции животноводства. Большое разнообразие серовариантов сальмонелл затрудняет их дифференциацию, заставляет определять широкий набор биохимических признаков и подтверждать их молекулярно-гене-тическими методами. Выбор метода дифференциации зависит от целей испытания [1]. Так для определения видовой или серовариантной принадлежности сальмонелл используют традиционные методы, основанные на биохимических и антигенных свойствах бактерий [1]. В то время, как при расследовании вспышек сальмонеллеза, с целью определения источника инфекции, путей передачи, установления родства между выявленными изолятами, выявления мутаций в популяции сальмонелл необходимо детальное изучение генотипа. Для этого в настоящее время применяют методы молекулярной гибридизации, полиме-разную цепную реакцию (ПЦР) и секвенирова-ние [8, 9]. ПЦР особенно широко используют для прямого обнаружения генома микроорганизмов, так как это один из самых чувствительных на сегодняшний день методов. Все перечисленные методы обладают некоторыми недостатками, например, требуют обязательного этапа инкубации испытуемых образцов в среде обогащения для
получения концентрации бактерий, достаточной для индикации и получения чистой культуры сальмонелл. Для преодоления этих трудностей в последнее десятилетие исследователями разработаны альтернативные методы, основанные, в частности, на специфических биорецепторах [26, 27]. Цель этого обзора состояла в анализе и систематизации данных научных публикаций о разработке современных методов для обнаружения, дифференциации и количественного определения сальмонелл в патологическом материале и продуктах животного происхождения.
Преимущества и недостатки традиционных методов обнаружения и дифференциациии сальмонелл. Традиционные методы выделения и дифференциации сальмонелл включают посев образцов для предварительного обогащения в забуференную пептонную воду, пересев на селективную среду с последующим выделением чистой культуры, определение биохимических свойств и установление сероварианта [5]. Бактериологический анализ - это единственный метод, позволяющий выделить жизнеспособные бактерии в чистой культуре и определить их феноти-пические признаки, но это трудоемкий анализ, требующий от 3 до 7 суток. Другие недостатки традиционных методов выделения и дифференциации бактерий связаны с риском микробной контаминации, которая может приводить к инги-бированию роста выявляемых бактерий [12].
Иммунологические и иммунохимические методы. Иммунологические и иммунохимические методы, основанные на специфическом связывании антигенов и антител, были разработаны для обнаружения сальмонелл несколько десятилетий назад и в настоящее время широко используются при создании экспресс-тест-систем и автоматических анализаторов для выявления антигенов [13]. Для выявления и дифференциации сальмонелл наиболее широко используют различные варианты иммуноферментного анализа (ИФА) [24]. Кроме ИФА, используют такие иммунохимические методы, как проточно-инъекционный им-муноанализ, иммунохроматографический стрип-тест и иммуномагнитную сепарацию. Предел обнаружения сальмонелл в тест-системах ИФА, находится в диапазоне от 104 до 105 КОЕ/мл с временем анализа 24-48 часов из-за необходимости этапа предварительного обогащения образцов [6, 13, 30]. Иммуномагнитная сепарация
бактериальных клеток основана на использовании микросфер диаметром около 50 нм, покрытых моноклональными антителами (МАТ), специфичными поверхностному антигену сальмонелл. Этот метод позволяет осуществлять быстрое и прямое специфическое выделение максимального числа целевых клеток. В настоящее время на основе иммуномагнитной сепарации разработаны тест-системы для выявления S. ^oleraesuis и других серовариантов сальмонелл [28, 30].
Молекулярно-генетические методы выявления и дифференциации сальмонелл основаны на анализе структуры ДНК посредством гибридизации, секвенирования и рестрикции нуклеиновых кислот. Эти методы подразделяют на: плазмид-ный анализ, электрофорез в пульсирующем поле, мультилокусное секвенирование фрагментов и полногеномное секвенирование. Ни один из этих методов не может быть реализован без ПЦР, в ходе которой при помощи ДНК-полимеразы и праймеров многократно копируется специфическая последовательность ДНК [7, 15]. Высокая чувствительность реакции, возможность быстрой детекции ДНК микроорганизма без этапа обогащения являются факторами, обуславливающими целесообразность использования метода ПЦР при исследовании патологического материала, а также для идентификации изоля-тов сальмонелл [15]. В настоящее время сальмонеллы обнаруживают с помощью классической ПЦР, ПЦР в реальном времени (ПЦР-РВ), мультиплексной ПЦР и ПЦР с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР), иногда в сочетании с другими методами, такими как иммуномагнитная сепарация [3, 20]. В настоящее время разработана тест-система с использованием прайме-ров ST11 и ST15 для амплификации фрагмента ДНК (429 п. н.), специфичного для бактерий рода Salmonella [15, 18, 20]. Использование предварительного и селективного обогащения на этапе пробоподготовки позволило достичь 100 %-й специфичности этой тест-системы. В то время как отсутствие селективного обогащения снижало чувствительность данной тест-системы до 85 %. S. Aabo, O. F. Rasmussen и M. S. Myint, Y. J. Johnson с соавторами показали, что для выявления сальмонелл с помощью ПЦР при пределе обнаружения 100 КОЕ/мл необходим этап предварительного обогащения в течение 12 ч. [16]. Кроме того, была разработана тест-система ПЦР для выявления и дифференциации S. entreritidis, S. gallinarum, S. pullorum, S. typhimurium. В этой тест-системе для каждого образца проводили селективное обогащение в бульоне Раппопорта-Вассилиадиса с последую-
щей экстракцией ДНК и ПЦР-амплификацией. Предел обнаружения составлял 2 КОЕ/мл для ^ typhimurium, 8 КОЕ/мл для enteritidis, 1,1*103 КОЕ/мл для gallinarum и 1,8*105 КОЕ/мл для ри11огит. Аналогично была разработана тест-система ПЦР для специфического обнаружения двадцати сероваров сальмонелл с использованием гена энтеротоксина сальмонелл фп), предел обнаружения которой составил 1 КОЕ/г образца [16]. Для обнаружения сальмонелл был разработан набор праймеров с использованием генов вирулентности sipB и sipC. Предел обнаружения в этой тест-системе составил 10 КОЕ/г, время инкубации в среде обогащения от 6 до 18 часов. В 2000-х годах для выявления жизнеспособных клеток был разработан вариант ПЦР, названный v-PCR, который объединяет классическую ПЦР и количественную ПЦР (qPCR) с использованием интеркалирующих красителей. Метод v-PCR основан на способности красителей проникать только в клетки с нарушенной мембраной и внутри погибших клеток ковалентно связываться с ДНК, вызывая фотоактивацию. Это связывание необратимо и ингибирует амплификацию ДНК только погибших бактерий, а ДНК живых определяют в ПЦР [8]. Главное ограничение для широкого использования метода v-PCR состоит в неполном исключении погибших микроорганизмов, что приводит к ложноположительным результатам реакции [8]. Полногеномное сек-венирование изменило подход к лабораторной диагностике инфекционных болезней и к методам выявления и дифференциации микроорганизмов, в том числе и сальмонелл [29]. Этот метод основан на использовании генетических различий сероваров 5. еМепса и возможности количественно оценивать наличие смешанных культур бактерий в естественных условиях и их выживание в лимфатической системе животных для прогнозирования их зоонозного потенциала.
Биосенсоры. В течение последних двадцати лет перспективными инструментами для клинической диагностики и анализа продукции животного происхождения стали биосенсоры. Биосенсор - это аналитический инструмент, состоящий из двух элементов: распознающего элемента - биорецептора, который способен специфически взаимодействовать с целевой молекулой, и преобразователя, который трансформирует биологическую реакцию в измеряемый сигнал. В качестве биорецептора используют биокатализаторы, которые воздействуют на молекулу-мишень (ферменты, целые клетки, орга-неллы и т.д.), или некаталитические соединения
(антигены, антитела, нуклеиновые зонды, апта-меры или другие), которые используются для простого связывания молекулы-мишени. Биорецептор должен обладать высокой специфичностью и чувствительностью по отношению к своей мишени, чтобы обеспечить ответ за короткое время и обычно иммобилизован на поверхности датчика. В зависимости от метода передачи сигнала, биосенсоры подразделяют на три основные категории: оптические, электрохимические и массочувствительные сенсоры. Биосенсоры просты в использовании, универсальны, недороги, портативны и позволяют проводить детекцию в режиме реального времени. Более того их можно использовать в грязной (нестерильной) среде с минимальной подготовкой образца [4, 11, 19, 26]. В основном, в биосенсорах для обнаружения сальмонелл используют антитела в качестве распознающего элемента, но в настоящее время все больше и больше устройств разрабатывается на основе нуклеиновых кислот, а точнее ДНК-аптамеров [17, 20]. Требования к биосенсорам для обнаружения бактерий состоят в следующем: они должны иметь предел обнаружения 1 микробная клетка в объеме образца от 1 до 100 мл и обладать специфичностью. Время анализа должно составлять от 5 до 10 минут для одного теста. В идеале биосенсор для выявления сальмонелл должен различать живые и мертвые клетки, выявлять и дифференцировать бактерии без предварительного обогащения. Однако биосенсоры, описанные на сегодняшний день в литературе, не отвечают всем этим требованиям. Поверхностный плазмонный резонанс (ПНР) - это оптический метод обнаружения взаимодействия двух различных молекул, в котором одна из них подвижна, а другая закреплена на тонкой золотой пленке. Для обнаружения S. typhimurium в продуктах птицеводства был разработан оптический биосенсор поверхностного плазмонного резонанса (ППС). Этот ППС-биосенсор позволяет обнаружить S. typhimurium на уровне 1^106 КОЕ/мл в продуктах птицеводства [3, 10].
Сенсоры, основанные на флуоресцентном резонансном переносе энергии (ФРПЭ) позволяют измерить расстояние между двумя хромофорами (пара донор-акцептор). Такие тест-системы применяют для обнаружения S. typhimurium с помощью оптоволоконного датчика ФРПЭ с использованием антител к Salmonella. Связывание S. typhimurium вызывает конформационные изменения антител, что приводит к уменьшению расстояния между донором и акцептором и увеличению флуоресценции. Предел обнаружения
этого ФРПЭ-сенсора составляет 103 КОЕ/мл [3, 10].
Биосенсоры химической люминесценции, основаны на измерении света, излучаемого во время реакции биохемилюминесценции. Их основное преимущество связано с высокой вероятностью определения свечения во время химической реакции [23, 25]. Недавно было подтверждено использование иммуносенсоров, основанных на системах светомикроскопической визуализации, для быстрого обнаружения Salmonella в продуктах птицеводства с пределом обнаружения 103 КОЕ/25 г образца [14].
Заключение
Современные методы, используемые для выявления и дифференциации бактерий рода Salmonella в патологическом материале и продуктах животного происхождения, включают методы золотого стандарта - это традиционные микробиологические методы, молекулярно-гене-тические и иммунологические методы. Все мо-лекулярно-генетические методы позволяют выявлять различия в геномах сальмонелл, что важно для характеристики их популяций, выявления мутаций, приводящих к разным фенотипическим проявлениям (например, антибиотикорезистент-ности), установления родства между штаммами при выяснении причин вспышек сальмонеллеза. В последние годы были разработаны новые перспективные методы с использованием биосенсоров, которые в перспективе могут стать реальной альтернативой для быстрого и недорогого обнаружения сальмонелл в патологическом материале и продукции животного происхождения.
Список литературы
1. Егорова С. А. Современные методы субтипирования сальмонелл при расследовании вспышек сальмонеллеза. / С. А. Егорова, К. В. Кулешов, Л. А. Кафтырева // Иммунопатология, аллергология, инфектология, 2019, 3:36-42 (doi: 10.14427/jipai.2019.3.33).
2. Семина А. Н. Спектр циркулирующих серовариантов сальмонелл в птицеводческих хозяйствах. /А. Н. Семина // Международный вестник ветеринарии, 2019, 4:9-13 (doi: 10.17238/issn2072-2419.2019.4.9).
3. Abdelhaseib M. U. Fiber optic and light scattering sensors: Complimentary approaches to rapid detection of Salmonella enterica in food samples. / M. U. Abdelhaseib, A. K. Singh, M. Bailey, M. Singh, T. El-Khateib, A. K. Bhunia // Food Control, 2016, 61:135-145 (doi: 10.1016/j.foodcont.2015.09.031).
4. Bahadir E. B. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. / E. B. Bahadir, M. K. Sezginturk // Trends in Analytical Chemistry, 2016, 82: 286-306 (doi: 10.1016/j.trac.2016.06.006).
5. Carrique-Mas J. J. Sampling and bacteriological detection of Salmonella in poultry and poultry premises: a review / J. J. Carrique-Mas, R. H. Davies // Revue Scientifique et Technique (International Office of Epizootics), 2008, 27(3):665-677 (doi: 10.20506/rst.27.3.1829).
6. Cho I.-H. In-situ immuno-gold nanoparticle network ELISA biosensors for pathogen detection. / I.-H. Cho, J. Irudayaraj // International Journal of Food Microbiology, 2013, 164(1):70-75 (doi: 10.1016/j. ijfoodmicro.2013.02.025).
7. De Boer R. F. Improved detection of five major gastrointestinal pathogens by use of a molecular screening approach. / R. F. De Boer, A. Ott, B. Kesztyus, A. M. D. Kooistra-Smid // Journal of Clinical Microbiology, 2010, 48(11):4140-4146 (doi: 10.1128/JCM.01124-10).
8. Dinh Thanh M. Improved sample treatment protocol for accurate detection of live Salmonella spp. in food samples by viability PCR. / M. Dinh Thanh, G. Agusti, A. Mader, B. Appel, F. Codony // PLoS ONE, 2017, 12(12): e0189302 (doi: 10.1371/journal.pone.0189302).
9. Fang Z. Lateral flow biosensor for DNA extraction-free detection of Salmonella based on aptamer mediated strand displacement amplification. / Z. Fang, W. Wu, X. Lu, L. Zeng // Biosensors and Bioelectronics, 2014, 56:192-197 (doi: 10.1016/j.bios.2014.01.015).
10. Ko S. A novel FRET-based optical fiber biosensor for rapid detection of Salmonella typhimurium. / S. Ko, S. A. Grant // Biosensors and Bioelectronics, 2006, 21(7):1283-1290 (doi: 10.1016/j.bios.2005.05.017).
11. Lafleur J. P. Recent advances in lab-on-a-chip for biosensing applications. / J. P. Lafleur, A. Jonsson, S. Senkbeil, J. P. Kutter // Biosensors and Bioelectronics, 2016, 76:213-233 (doi: 10.1016/j.bios.2015.08.003).
12. Li L. The importance of the viable but non-culturable statein human bacterial pathogens./ L. Li, N. Mendis, H. Trigui, J. D. Oliver, S. P. Faucher // Front in Microbiology, 2014, 5: 258 (doi: 10.3389/fmicb.2014.00258).
13. Magliulo M. A rapid multiplexed chemiluminescent immunoassay for the detection of Escherichia coli O157:H7, Yersinia enterocolitica, Salmonella typhimurium and Listeria monocytogenes pathogen bacteria. / M. Magliulo, P. Simoni, M. Guardigli, E. Michelini, M. Luciani, R. Lelli, A. Roda // Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007, 55(13): 4933-4939 (doi: 10.1021/jf063600b).
14. Moongkarndi P. Evaluation of an immunochromatographic assay for rapid detection of Salmonella enterica serovars Typhimurium and Enteritidis. / P. Moongkarndi, E. Rodpai, S. Kanarat // Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2011, 23(4):797-801 (doi: 10.1177/1040638711408063).
15. Mothershed E. A. Nucleic acid-based methods for the detection of bacterial pathogens: Present and future considerations for the clinical laboratory. / E. A. Mothershed, A. M. Whitney // Clinica Chimica Acta, 2006, 363(1-2): 206-220 (doi: 10.1016/j.cccn.2005.05.050).
16. Myint M. S. The effect of pre-enrichment protocol on the sensitivity and specificity of PCR for detection of naturally contaminated Salmonella in raw poultry compared to conventional culture. / M. S. Myint, Y. J. Johnson, N. L. Tablante, R. A. Heckert // Food Microbiology, 2006, 23(6): 599-604 (doi: 10.1016/j.fm.2005.09.002).
17. Oh J.-H. Immunosensors combined with a light microscopic imaging system for rapid detection of Salmonella. / J.-H. Oh, M.-K. Park // Food Control, 2016, 59:780-786 (doi: 10.1016/j.foodcont.2015.07.007).
18. Oliveira S. D. Detection and identification of salmonellas from poultry-related samples by PCR. / S. D. Oliveira, L. R. Santos, D. M. T. Schuch, A. B. Silva,
C. T. P. Salle, C. W. Canal // Veterinary Microbiology, 2002, 87(1):25-35 (doi: 10.1016/s0378-1135(02)00028-7).
19. Palchetti I. Electroanalytical biosensors and their potential for food pathogen and toxin detection. / I. Palchetti, M. Mascini // Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2008, 391(2):455-471 (doi: 10.1007/s00216-008-1876-4).
20. Perry L. Application of multiplex polymerase chain reaction to the detection of pathogens in food. / L. Perry, P. Heard, M. Kane, H. Kim, S. Savikhin, W. Domínguez, B. Applegate // Journal of Rapid Methods and Automation in Microbiology, 2007, 15(2):176-198 (doi: 10.1111/J.1745-4581.2007.00083.X).
21. RASFF - The Rapid Alert System for Food and Feed -Annual Report 2019. Luxembourg: Publications Office of the European Union, 2020. Режим доступа: https://www. reading.ac.uk/foodlaw/pdf/2020-Commission-RASFF-Report-2019.pdf. Дата обращения: 27.06.2022.
22. RASFF - The Rapid Alert System for Food and Feed -Annual Report 2020. Luxembourg: Publications Office of the European Union, 2021. Режим доступа: https:// ec.europa.eu/food/system/files/2021-08/rasff_pub_annual-report_2020.pdf. Дата обращения: 27.06.2022.
23. Roda A. Progress in chemical luminescence-based biosensors: A critical review. / A. Roda, M. Mirasoli, E. Michelini, M. Di Fusco, M. Zangheri, L. Cevenini, B. Roda, P. Simoni // Biosensors and Bioelectronics, 2016, 76:164-179 (doi: 10.1016/j.bios.2015.06.017).
24. Schneid A. dos S. Evaluation of an indirect ELISA for the detection of Salmonella in chicken meat. / A. Schneid dos S., K. L. Rodrigues, D. Chemello, E. C. Ton-do, M. A. Z. Ayub, J. A. G. Aleixo // Brazilian Journal of Microbiology, 2006, 37(3):350-355 (doi: 10.1590/S1517-83822006000300027).
25. Setterington E. B. Electrochemical biosensor for rapid and sensitive detection of magnetically extracted bacterial pathogens. / E. B. Setterington, E. C. Alocilja // Biosensors, 2012, 2(1):15-31 (doi: 10.3390/bios2010015).
26. Sharma H. Review of biosensors for foodborne pathogens and toxins. / H. Sharma, R. Mutharasan // Sensors and Actuators B: Chemical, 2013, 183:535-549 (doi: 10.1016/j.snb.2013.03.137).
27. Shinde S. B. Recent trends in in-vitro nanodiagnostics for detection of pathogens. / S. B. Shinde, C. B. Fernandes, V. B. Patravale // Journal of Controlled Release, 2012, 159(2):164-180 (doi: 10.1016/j.jconrel.2011.11.033).
28. Velusamy V. An overview of foodborne pathogen detection: In the perspective of biosensors. / V. Velusamy, K. Arshak, O. Korostynska, K. Oliwa, C. Adley // Biotechnology Advances, 2010, 28(2): 232-254 (doi: 10.1016/j.biotechadv.2009.12.004).
29. Vohra P. Quantifying the survival of multiple Salmonella enterica serovars in vivo via massively parallel whole-genome sequencing to predict zoonotic risk. / P. Vohra, M. Bugarel, F. H. Turner, G. Loneragan, J. Hope, J. P. Hopkins, M. Stevens // Applied and Environmental Microbiology, 2018, 84(4): e02262-17 (doi: 10.1128/ AEM.02262-17).
30. Xia S. Developing a novel immunochromatographic test strip with gold magnetic bifunctional nanobeads (GMBN) for e_cient detection of Salmonella choleraesuis in milk. / S. Xia, Z. Yu, D. Liu, C. Xu, W. Lai // Food Control, 2016, 59:507-512 (doi: 10.1016/j.foodcont.2015.06.028).
