CC BY
286
ОБЗОРЫ
DOI: 10.23868/201906013
современное состояние тканевой инженерии для восстановления хрящевой ткани
Е.Е. Бекетов1, Е.В. Исаева1, П.В. Шегай2, С.А. Иванов1, А.Д. Каприн2
1 Медицинский радиологический научный центр им. А.Ф. Цыба — филиал Национального медицинского исследовательского центра радиологии, Обнинск, Россия
2 Национальный медицинский исследовательский центр радиологии, Обнинск, Россия
current state of TissuE ENGINEERING FoR cARTiLAGE REGENERATioN
E.E. Beketov1, E.V. Isaeva1, P.V. Shegay2, S.A. Ivanov1, A.D. Kaprin2
1 A. Tsyb Medical Radiological Research Center, the branch of the National Medical Research Radiological Center, Obninsk, Russia
2 National Medical Research Radiological Center of the Ministry of Health of the Russian Federation, Obninsk, Russia
e-mail: beketov.ee@yandex.ru
Создание биомедицинских клеточных продуктов для восстановления хрящевой ткани — актуальное направление регенеративной медицины. В обзоре описаны основные аспекты, связанные с подбором оптимальных материалов биодегради-руемых носителей и гидрогелей, инкорпорированных в них клеток и других компонентов, обеспечивающих наилучшие условия для восстановления хрящевой ткани. Рассмотрены результаты исследований in vitro и in vivo, а также клинические испытания, зарегистрированные в международном реестре Национальных институтов здравоохранения США (ClinicalTrials.gov).
ключевые слова: регенеративная медицина, хрящевая ткань, хондроциты, ММСК, скаффолд, гидрогель.
Введение
Выделяют три вида хрящевой ткани (гиалиновая, эластическая, волокнистая), различающиеся по биохимическому составу и структуре внеклеточного матрикса, определяющих механические свойства и локализацию каждого вида соединительной ткани в организме [1]. Наиболее распространённым в организме человека является гиалиновый хрящ, механические и функциональные свойства которого [2-4] обусловлены его особой структурой — переплетенными волокнами коллагена II типа в комбинации с высоким содержанием протеогли-канов. Гиалиновый хрящ участвует в образовании носа, трахеи, бронхов и большинства суставов [1].
Патологией суставного хряща в современном мире страдают миллионы людей, особенно в странах с высокой продолжительностью жизни [1, 5]. Риск возникновения повреждения хряща увеличивается при малоподвижном образе жизни и травмах, а также у пожилых людей. Развивающееся при этом воспаление проявляется болью; нарушается нормальное функционирование хрящевой ткани, а высвобождение интерлейкина-1 р и фактора некроза опухоли еще больше ускоряет данный процесс [3, 6, 7], приводит к апоптозу хондроцитов [8]. Таким образом, при прогрессировании заболевания разрушаются все компоненты хрящевой ткани.
Суставной хрящ, образованный высокоспециализированной гиалиновой хрящевой тканью, обладает ограниченной способностью к восстановлению [9, 10]. Потенциал его восстановления у детей и подростков выше, чем у взрослых людей [10]. В процессе старения организма накапливаются эпигенетические и генетические изменения, нарушаются функция митохондрий и межклеточные взаимодействия [10].
тканевая инженерия хрящевой ткани — совокупность динамично развивающихся технологий регенеративной медицины, в основе которых лежит использование
The development of biomedical cell products for damaged cartilage recovery is an important direction of regenerative medicine. The review examines the main issues related to biodegradable tissue scaffold and hydrogel properties: selection of appropriate biomaterials, cells loaded and other supplements that could provide the best conditions for cartilage recovery. The results of in vitro and in vivo studies, as well as clinical trials registered at the National Institutes of Health database (ClinicalTrials.gov), are considered.
Keywords: regenerative medicine, cartilage, chondrocytes, MSC, scaffold, hydrogel.
биомедицинских клеточных продуктов, включающих в себя биодеградируемые носители (на основе твердых материалов и гидрогелей) [11-14]. Тканеинженерные конструкции (ТИК) могут имплантироваться как без клеток, так и трансплантироваться с заключенными в них хондроцитами или мультипотентными мезенхимальными стромальными клетками (ММСК) [15, 16]. Под действием компонентов внеклеточного матрикса ММСК не только пролифе-рируют, но и дифференцируются в хондроциты [14]. Восстановление хрящевой ткани с использованием только клеток без каркаса, удерживающего их вместе, менее перспективно. В этом случае возможна миграция (вымывание) клеточной массы из зоны повреждения [5, 13, 17].
Одна из функций ТИК — удерживать клетки вместе, с тем, чтобы обеспечивать подходящее микроокружение, должный уровень гидратации, по возможности, дополнительно стимулировать их пролиферацию и метаболическую активность [13, 18]. Для того чтобы ТИК соответствовал указанным требованиям, необходим тщательный подбор его компонентов, которые выполняют функцию внеклеточного матрикса, их количественного и качественного состава, обеспечивающего своевременную биодеградацию матрикса. В обзор включены работы, выполненные in vitro и in vivo, опубликованные преимущественно в 2017 и 2018 гг., и клинические исследования, зарегистрированные в международном реестре Национальных институтов здравоохранения США (ClinicalTrials.gov).
Основа тканеинженерных конструкций
Материалы, используемые для создания матрикса ТИК, могут иметь биологическое или синтетическое происхождение [1 8, 1 9]. К первым относят альгинат натрия [20-25], гидроксиапатит [26, 27], желатин [2832], коллаген [33-35], серицин [36], фиброин [37, 38], хитозан [39, 40] и др. Среди искусственно синтезируемых соединений наибольшее распространение получили
полилактид (polylactic acid, PLLA) [28, 41], сополимер молочной и гликолевой кислот (poly(lactic-co-glycolic acid), PLGA) [42-44], полиэтиленгликоль (polyethylene glycol, PEG) [31, 44, 45-47] и др.
Нужно отметить, что указанные соединения не удовлетворяют всему спектру требований, предъявляемых к ТИК [14, 18], поэтому целесообразно использовать их комбинации, что позволяет находить баланс между жесткостью (механической прочностью) структуры матрикса, скоростью его деградации в организме и стимуляцией пролиферации хондроцитов. Так, в случае альгината натрия уже доказана эффективность его сочетания с коллагеном [48], гиалуроновой кислотой [24] и комплексом гидроксиапатита и хитозана [49]. Комбинация хитозана, гиалуроновой кислоты и бесклеточного матрикса (хрящевая ткань, подвергшаяся нескольким циклам заморозки-разморозки и облучению Y-квантами) оказалась эффективной для стимуляции выработки гликозаминогликанов и коллагена после инъекции в коленный сустав крыс [40].
Если в качестве матрикса используется гидрогель, имеет значение концентрация вещества, взятого за основу, в водном растворе, которая может значительно различаться: от 0,5% для гиалуроновой кислоты [50] до 20% для фиброина [37]. В случае наиболее часто применяемого носителя — альгината натрия, обычно используют концентрации от 1,2 до 2,0% [20, 22, 51, 52].
Одним из актуальных с точки зрения клинического применения ТИК является вопрос, связанный с использованием бесклеточных матриксов, полученных из аллогенных тканей. Существует общее мнение о предпочтительном использовании как собственных клеток пациента, так и его же бесклеточного матрикса. Однако экспериментальные данные свидетельствуют об обратном. В одном из исследований [35] с помощью биореактора были получены хрящевые пластинки на основе коллагена I и II типов кролика и крысы, а также их смеси, и хондроцитов кролика, которые были трансплантированы в хирургически созданные дефекты мыщелка коленного сустава кролика. Через 3 мес. можно было наблюдать хорошее сращение ТИК с окружающими не поврежденными тканями независимо от видового происхождения матрикса.
Важно заметить, что для восстановления хрящевой ткани возможна трансплантация клеток без матрикса: в течение 8-9 недель культивирования хондроцитов in vitro получают готовые трансплантаты в форме диска [53], размер которых напрямую зависит от размеров культуральной посуды, что обеспечивает достаточную вариабельность такого подхода.
Жесткость, пористость и биодеградация матрикса
Использование одного компонента не всегда позволяет получить матрикс, удовлетворяющий всем требованиям, предъявляемым к ТИК. В случае природных полимеров повышения жесткости можно достичь с помощью эластин-подобных белков [54, 55]. Они поддерживают постоянный уровень жесткости структуры матрикса, обеспечивая возможность изменять концентрацию основного компонента в водном растворе для оптимизации других свойств ТИК. Эластин-подобная добавка используется и в одном из коммерчески доступных скаффолдов — Optimaix-3D (Matricel GmbH, Германия) [48]. Эффективным методом повышения жесткости ТИК является её дополнение фосфатом кальция. Так, показана перспективность использования в регенерации хрящевой ткани композитного скаф-фолда, включающего в себя гранулы фосфата кальция, гиалуроновую кислоту и желатин [56].
Формирование и сохранение заданной геометрической формы ТИК в условиях организма может достигаться не только за счет повышения жесткости. Альтернативный подход — создание ТИК с эффектом памяти [32, 57]. В работе N. Waghmaгe и соавт. (2018) в качестве основы для ТИК были использованы обычная и сульфатирован-ная карбоксиметилцеллюлоза и желатин (в соотношении 1:1:2) [32]. Конструкция размером 5x5x1 мм выдерживала сжатие и скручивание при пропускании через иглу диаметром 2,1 мм (140), не теряя первоначальной формы. Это свойство (в меньшей степени) сохранялось даже при увеличении размера скаффолда в два раза (10x10x1 мм). Продолжает развиваться и подход, предусматривающий использование термочувствительных гидрогелей, которые принимают необходимую форму с учетом анатомии или характера травмы непосредственно в месте введения [31, 44, 58, 59].
Следует отметить, что увеличение концентрации основного компонента ТИК — гидрогеля, обычно используемое для повышения жесткости ТИК, сопровождается повышением его вязкости. Это имеет решающее значение при создании скаффолдов с использованием биопринтинга, поскольку вязкость гидрогеля — фактор, ограничивающий разрешение 30-печати и возможности данного подхода в целом. В работе W. Zhu и соавт. (2018) показано, что добавление к желатину РЕ0 обеспечивает должный уровень жесткости ТИК и значительно более высокое разрешение 30-печати, что, в конечном счете, увеличивает качество получаемых скаффолдов малых размеров и сложность их структуры [60].
Пористость матрикса — базовое свойство, от которого зависит обеспечение клеток средой для диффузии и конвекции питательных веществ и кислорода [19]. В большинстве случаев оптимизация такого параметра требует проработки методики получения скаффолда. В работе Б. МаШск и соавт. (2018) для улучшения пористости матрикса из хитозана, РИД и пектина была использована сублимационная сушка [61]. При этом пористость составила 79-84%; размер пор — 40-170 мкм. Повышение пористости возможно и за счет введения в скаффолд наночастиц. Уже изучена пригодность для этих целей наночастиц размером ~150 нм, состоящих из хондроитин-сульфата. Данный компонент ТИК (размер пор скаффолда ~40 мкм при пористости 58%) обеспечивал хорошую пролиферацию хондроцитов, выработку коллагена II типа и аггреканов, экспрессию маркера дифференцировки в хондроциты БОХ-9 [52]. В случае полимера из РЕ0 и поликапролактона повышения пористости и, как следствие, выживаемости инкорпорированных клеток удалось достичь добавлением полиизопропилакриламида [31, 46]. В целом, в отношении пористости материала можно отметить следующую закономерность: увеличение концентрации основного компонента снижает пористость структуры и размер самих пор, увеличивая время затвердевания и деградации в организме [36, 58]. С точки зрения создания благоприятных условий для инкорпорированных клеток оптимальный размер пор находится в диапазоне 40-175 мкм. Результаты ряда исследований [62-65] свидетельствуют о том, что при этих значениях размера пор происходит активная пролиферация, выработка гликозаминогликанов и, в целом, более высокая метаболическая активность клеток. Излишне большой размер пор сопровождается вымыванием клеток из ТИК [63, 66].
Улучшения пористости ТИК можно достичь за счет использования шелковых волокон — фиброина и сери-цина. Такие сверхтонкие волокна, имитируя оптимальный уровень пористости материала, обеспечивают высокую пролиферацию клеток, активную выработку характерного
для хрящевой ткани коллагена II типа [37]. Тонкие нити, аналогичные шелковым волокнам, могут быть получены из большинства полимеров путем применения электроспиннинга [19, 66], который позволяет создавать скаф-фолды уникальной сложности при помощи вращающегося основания, на которое «нанизывается» полимер [66].
Важное требование, предъявляемое к ТИК — постепенная деградация в организме под действием естественного микроокружения (в первую очередь коллагеназы). Большинство используемых в исследованиях in vitro и in vivo материалов подбираются с учетом этого требования [13, 18]. Однако способность к биодеградации не всегда выражена в должной степени, поэтому требуется оптимизация состава ТИК для сокращения сроков этого процесса. Перспективным является применение олигопирролов — характерных для живых организмов соединений, ускоряющих биодеградацию [58]. С другой стороны, излишне быстрое разрушение скаффолда так же нежелательно, так как собственный внеклеточный матрикс может не успеть сформироваться полностью. Для этого случая уже показана эффективность гидроксибен-зальдегида и полиметилоксазолина, которые замедляют биодеградацию ТИК и обеспечивают, тем самым, продолжение процесса восстановления хрящевой ткани [67].
Тип и количество клеток в ТИК
В литературе описано использование различных типов клеток в зависимости от цели исследования при создании ТИК: хондроцитов кролика [17, 23, 35, 46, 61, 68-70] и человека [31, 34, 36, 41, 48, 51, 53, 63, 64, 71], или ММСК [32, 40, 48, 50, 60, 62, 66, 72, 73], в том числе получаемых из жировой ткани [15, 22, 37, 51, 74] и пуповины новорожденных [36, 75].
Источником хондроцитов может служить хрящ различных органов человека. В работе A. He и соавт. (2018) было проведено сравнение пролиферативной активности клеток, выделенных из хрящевой ткани ушной раковины (эластический хрящ), носа и ребер (гиалиновый хрящ) [53]. Клетки хрящевой ткани ушной раковины были получены в наибольшем количестве из образцов одинакового размера (среди указанных трех источников), а максимальную способность к размножению показали хондроциты носа. Работа W. Chen и соавт. (2018) свидетельствует о том, что пролиферация назальных хондроцитов сопровождается высоким уровнем экспрессии маркеров дифференцировки в хондрогенном направлении: Col2A1, ACAN, SOX-9 [23].
В хрящевой ткани подвижных суставов выделяют несколько зон: поверхностную (10-15% толщины), промежуточную (40-50% толщины) и базальную, которым соответствуют различные типы хондроцитов. Эти зоны формируются под действием трансформирующего фактора роста р-1 (TGF-P1), инсулиноподобного фактора 1, белков BMP-7 и IHH [76]) Шаг в направлении сохранения характерного для нормальной хрящевой ткани пространственного распределения хондроцитов при создании ТИК был сделан L. Yin и соавт. (2018): они разработали методику получения хондроцитов поверхностного (обращенного в полость сустава) слоя хряща с помощью системы микроканалов определенного диаметра и заданной скорости циркуляции питательной среды [77].
В качестве альтернативы хондроцитам и ММсК для обеспечения регенерации хрящевой ткани могут быть использованы перициты. В исследованиях in vitro проверена их способность дифференцироваться в хон-дроциты под действием дифенилаланина в альгинатном геле [20]. Процесс усиливался при добавлении в гидрогель серина [20]. Показана перспективность применения
клеток-предшественниц хондроцитов для выработки внеклеточного матрикса [30, 48]. В то же время по этому показателю ММсК были более продуктивными по сравнению с хондроцитами и клетками-предшественницами [30]. Однако в случае ММсК критическое значение имеет возраст донора: чем старше донор, тем ниже темпы пролиферации клеток и их способность к диффе-ренцировке [78]. В меньшей степени это справедливо для хондроцитов. Тем не менее, клетки, полученные от молодых доноров, показывают в среднем более активную продукцию коллагена и аггреканов [79].
Альтернативой традиционным монослойным и суспензионным культурам при наработке необходимого количества клеток для трансплантации служат клеточные сфероиды. В ряде работ [23, 80] было показано, что в состоянии 30-культур клетки имеют большую метаболическую и пролиферативную активность, наблюдается более высокая выработка гликоза-миногликанов. Изменения во взаимодействии между клетками при 30-культивировании особенно важно для ММСК [81]. В этих условиях они в большей степени подвержены дифференцировке в хондроциты [42], в том числе, без дополнительной стимуляции цитокинами [43]. Целесообразность культивирования клеток в состоянии сфероидов или гранул (формируются посредством предварительного центрифугирования) для предотвращения потери клетками фенотипа подтверждена рядом исследований [82-86]. Именно 30-культивирование является более важным фактором по сравнению с дополнением питательной среды компонентами, улучшающими микроокружение (лизат тромбоцитов, хондроитинсульфат) [87].
Следующей задачей при создании ТИК (после определения типа клеток, их источника и метода предварительного культивирования) является выбор концентрации в нем клеток. Скаффолд с малым количеством инкорпорированных клеток со временем слабо заполняется продуцируемым внеклеточным матриксом. Концентрация клеток на уровне 5х104 на 1 мл (мл-1) носителя обеспечивает активную выработку клетками сульфатированных гликозаминогликанов, а ее снижение в пять раз достоверно сопровождается более высокой клеточной пролиферацией, но недостаточной выработкой внеклеточного матрикса [48]. В целом, среди работ, проведенных in vitro и in vivo в последние годы, используемое количество клеток составляло 1х106-1х107 мл-1 и не зависело от типа носителя (скаффолд или гидрогель) и от типа клеток (хондроциты или ММСК). Для скаффолдов количество хондроцитов в ряде исследований варьирует от 3,8х104 клеток в 1 мл носителя (комплекс из хито-зана, PLLA и пектина) [61] до 4,2х108 мл-1 (PLLA) [41]. В гидрогеле количество хондроцитов находится в пределах от 8х103 мл-1 (гидроксипропилметилцеллюлоза) [68] до 1,5х107 мл-1 (желатин-метакрилоил) [30]. В случае ММСК концентрация клеток изменяется от 1,0х106 мл-1 (желатин-метакрилоил) [29] до 4,9х107 мл-1 (коммерческий носитель) [48] для скаффолдов и от 2,5х105 мл-1 (PLGA) [44] до 1,5х107 мл-1 (желатин-метакрилоил) [30] для гидрогелей.
Другим фактором, влияющим на пролиферацию клеток в ТИК, является их пространственное распределение в объеме скаффолда. Доказано, что наибольшая проли-феративная активность клеток и выработка гликозами-ногликанов происходят тогда, когда они или равномерно распределены по объему носителя, или наблюдается их повышенное содержание в местах контакта с окружающей скаффолд здоровой тканью [29].
Есть многочисленные данные, свидетельствующие о возможности восстановления хрящевой ткани с использованием бесклеточных скаффолдов и гидрогелей [49,
59, 69, 88]. Так, в работе A. Sumayya и соавт. (2018) [49] получены положительные результаты по уменьшению воспалительных реакций in vivo в случае бесклеточного скаффолда, включающего в себя альгинат, гидроксиа-патит, хитозан и гетерополисахарид фукоидан (в соотношении 5:5:3:0,1) [49]. Имеются аналогичные результаты для PLGA и сополимера капролактона и PEG [59, 88]. Прямое сравнение регенеративного потенциала клеточных и бесклеточных скаффолдов in vivo проведено M. Sancho-Tello и соавт. (2017) [69]. В качестве основного компонента авторы применяли этилакрилат. Через 3 месяца после имплантации-трансплантации ТИК кроликам достоверных различий в приживаемости бесклеточного скаффолда и трансплантата, содержащего клетки, обнаружено не было. Результаты этих исследований говорят о том, что основа успеха регенерации хрящевой ткани зависит в первую очередь от свойств материала самого скаффолда или гидрогеля.
Дополнительные компоненты ТИК, влияющие
на процессы регенерации хрящевой ткани
Описанные выше характеристики ТИК во многом определяют эффективность процессов регенерации. однако для каждого типа скаффолда или гидрогеля может потребоваться дополнительное изменение состава, которое позволит активизировать пролиферацию или дифференцировку инкорпорированных в него клеток. Так, в случае скаффолда на основе полиэтилентерефталата оказывается эффективным нанесение на поверхность ТИК тонкого слоя карбоно-вой кислоты, которая обеспечивает более интенсивное формирование внеклеточного матрикса и лучшую миграцию хондроцитов в объеме ТИК [89]. В работе по оценке эффективности трансплантации ММСК кроликам было показано, что увеличение концентрации экдистена (20^-гидроксиэкдистерон) в составе ТИК способствовало более активной регенерации хрящевой ткани [90]. Это достигалось за счет стимуляции дифференцировки ММСК в хондроциты, увеличения продукции протеогликанов и уменьшения процессов разрушения костной ткани как за счет уменьшения количества остеокластов, так и за счет снижения активности простагландина E2 [90]. стимуляция восстановительных процессов в хрящевой ткани доказана для хлорогеновой кислоты. Исследование, выполненное in vivo с использованием альгината натрия в качестве основы ТИК, свидетельствует о том, что дополнение скаф-фолда хлорогеновой кислотой стимулирует хондрогенез, способствуя пролиферации хондроцитов и формированию хрящевого матрикса [91].
одной из проблем регенеративной медицины является потеря клетками фенотипа в результате длительного культивирования in vitro для увеличения их количества. Одно из возможных решений указанной проблемы — это применение лизата тромбоцитов в качестве добавки к питательной среде (в том числе как полноценной замены телячьей сыворотки). Лизат тромбоцитов содержит ряд ключевых факторов роста, например, TGF-ß1, FGF и др. [92]. J.G. Sykes и соавт. (2018) продемонстрировали возможность использования лизата тромбоцитов для уменьшения времени удвоения зрелых хондроцитов, но достигнутый эффект был сопряжен с потерей клетками фенотипа по маркеру SOX-9 [86]. Аналогичные результаты были получены и другими авторами [82, 93]. Однако в отношении стволовых клеток (в первую очередь выделенных из жировой ткани человека) лизат тромбоцитов действует более предсказуемо, без подобных негативных эффектов [22, 94]. E. Rederstorff и соавт. (2017) исследовали применимость другого дополнительного компонента — экзополисахарида GY785,
являющегося структурным аналогом гликозаминоглика-нов, и показали, что экзополисахарид GY785 позволяет восстанавливать и поддерживать естественный фенотип хондроцитов, обеспечивая необходимый уровень выработки ими коллагена II типа и аггреканов [68].
Востребованным способом для оптимизации химического состава скаффолда является сульфати-рование. Так как хрящевая ткань сама по себе богата сульфатированными гликозаминогликанами, это позволяет рассматривать данный подход приближенным к естественным условиям функционирования хряща. O. Arlov и соавт. (2017) применили сульфатирование скаффолда на основе альгината натрия и отметили снижение экспрессии и активности интерлейкинов 6 и 8, NF-kB, COX-2 и других цитокинов и регуляторов внутриклеточных процессов, что, по их мнению, указывает на снижение вероятности развития воспалительных реакций [21]. Аналогичный подход был использован для создания скаффолда на основе желатина, при синтезе которого добавляли сульфатированные полисахариды растительного происхождения [32], что, однако, приводило к снижению жесткости ТИК.
Одним из стандартных цитокинов, используемых для индукции регенерации хрящевой ткани, является TGF-pi. Он обеспечивает дифференцировку клеток и ингибирует интерлейкин-1 [32, 95]. В качестве носителя TGF-pi показана возможность применения наносфер, обеспечивающих постоянную концентрацию этого соединения в месте восстановления ткани [60]. Однако TGF-pi вызывает такие побочные эффекты, как синовиальная гиперплазия и фиброз, способствует формированию остеофитов и воспалительных реакций [96].
Как было отмечено выше, добавление соединений, необходимых для активного восстановления ткани, возможно не только непосредственно в скаффолд, но и с помощью вводимых в него наносфер. X. Sun и соавт. (201 7) дополнили скаффолд наносферами из PLGA с картогенином — низкомолекулярным соединением, индуцирующим хондрогенез ММСК [34]. Показана применимость наночастиц на основе хитозана с Nel-подобным белком 1 (NELL1) для пролиферации и дифференцировки ММсК [66].
В исследовании in vitro, проведенном Y. Fujihara и соавт. (2018), была выявлена двоякая роль фактора ингибиро-вания миграции макрофагов (MIF) [41]. Внесение этого регулятора в питательную среду в течение первых пассажей оказывало на хондроциты благоприятное действие, стимулируя их пролиферацию и выработку коллагена II типа. Однако такое культивирование сопровождалось увеличением доли хондроцитов, вырабатывающих MIF. В условиях in vivo накопление MIF приводило в конечном итоге к смене фенотипа окружающих трансплантат макрофагов, которые, в свою очередь, направляли свою активность именно на хондроциты, обладающие фенотипом MIF. Это исследование хорошо иллюстрирует одну из причин возможной неудачной трансплантации хондроцитов. Другой интересный эффект связан с гипоксией, которая развивается в хрящевой ткани в нормальных условиях. Активность некоторых белков, в том числе семейства HIF (факторы, индуцируемые гипоксией), присущих хрящевой ткани, зависит от уровня оксигенации клеток. E. Ozturk и соавт. (2017) показали, что культивирование хондроци-тов в гидрогелях в условиях нормоксии, но с добавлением дефероксамина (стабилизатора HIF) сопровождалось повышением пролиферации хондроцитов, увеличением выработки аггреканов и коллагена [97].
Другой проблемой при имплантации скаффолдов является высокая вероятность развития воспалительной
реакции. В исследовании, проведенном L. Ming и соавт. (2018), её уменьшения удалось достичь с помощью ресвератрола (полифенола естественного происхождения) [28]. Эксперименты на крысах с поврежденным коленным суставом свидетельствуют о том, что имплантация бесклеточного скаффолда на основе PLLA и желатина с добавлением ресвератрола в концентрации 114 мкмоль/л позволяет уже через 3 мес. наблюдать значительное улучшение состояния хрящевой ткани в месте имплантации. В другом исследовании in vivo было показано, что трансплантация скаффолдов на основе PLGA и PEG с ММСК мышам уже к 7 сут. приводит к проявлению выраженного иммунного ответа с воспалительной реакцией, которая длится не более 7 недель [44]. При этом данные гистологического анализа, проведенного на 12 сут., выявили отсутствие выраженной границы между имплантированным скаффолдом и собственной хрящевой тканью уже на этом сроке. Указанное исследование, результат которого можно считать положительным, не уникально. В последние годы оценен широкий спектр материалов скаффолдов по их способности вызывать воспаление в месте введения. Положительные результаты in vivo (в первую очередь при подкожном
введении) получены в экспериментах на мышах [36, 37, 41, 48, 50, 53, 68], кроликах [22, 35, 44, 61, 69, 75], крысах [28, 40, 49] и свиньях [98].
Применение ТИК хряща в клинической практике
В мире на сегодняшний день существует целый ряд коммерческих продуктов, которые могут быть использованы для восстановления хрящевой ткани, среди них Novocart Basic (Tetec AG, Германия), Chondro-Gide (Geistlich Pharma, Швейцария), Optimaix-3D (Matricel GmbH, Германия), CaReS (Arthro Kinetics, Германия), ChondroFiller (Amedrix, Германия) и др. Результаты доклинических исследований D. Studer и соавт. (2016), направленных на прямое сравнение эффектов первых трех коммерческих продуктов, свидетельствуют о том, что скаффолд Optimaix-3D обеспечивал небольшое, но достоверно лучшее распределение клеток по ТИК [48].
Данные о проведенных и проводимых в настоящий момент клинических исследованиях, направленных на восстановление хрящевой ткани с использованием скаффолдов и гидрогелей и зарегистрированных в международном реестре Национальных институтов здравоохранения США (ClinicalTrials.gov.), представлены в таблице.
Таблица. Данные клинических исследований безопасности и эффективности ТИК для восстановления хрящевой ткани
№ NCT (год завершения); основное показание (фаза исследования1)
Кол-во пациентов2; место проведения
Особенности скаффолда или гидрогеля3
Исследования в стадии проведения
NCT01477008 (2019); хрящевые или костно-хрящевые поражения
NCT01656902 (2021); повреждение суставного хряща коленного сустава (III)
NCT01957722 (2021); повреждение суставного хряща бедренной кости (III)
NCT02005861 (2018); остеохондроз
NCT02090140 (2020); дегенеративное поражение суставного хряща коленного сустава
NCT02540811 (2018); травма колена
NCT02659215 (2021); повреждение суставного хряща
NCT02732873 (2021); травма мениска
NCT03321812 (2023); повреждение хрящевой ткани
NCT03696394 (2023);
остеохондральный дефект
92;
15 клинических центров: Тайвань 263;
35 клинических центров: Австрия, Великобритания, Венгрия, Германия, Латвия, Литва, Польша, Франция, Чехия, Швейцария
233;
44 клинических центра: США
140; Италия
90; США
Скаффолд коммерческой марки BiCRI (BioGend Therapeutics Co, Тайвань). Состав не анонсирован
Скаффолд на основе коллагена (NOVOCART 3D, Tetec AG, Германия) с хондроцитами
Скаффолд на основе коллагена (NOVOCART 30, Tetec Д0, Германия) с хондроцитами
Скаффолд на основе коллагена I типа (IOR-G1, №уадепй, Италия) с ММСК
Скаффолд на основе коллагена с ММСК
40; Межклеточный матрикс из кожи
8 клинических центров: свиньи (dCELL ACL, Tissue Regenix,
Великобритания, Испания, Польша Великобритания)
200; Скаффолд на основе бензилового эфира
34 клинических центра: Австрия, гиалуроновой кислоты (Hyalofast, Anika
Венгрия, Италия, США Therapeutics, США/Италия) с ММСК
и гемопоэтическими стволовыми клетками
120;
данные не представлены
60; Китай
15;
Канада
Скаффолд на основе шелковых волокон (FibroFix Meniscal, Orthox, Великобритания)
Декальцифицированная кость (бесклеточный матрикс)
Скаффолд на основе коллагена II типа и межклеточного матрикса (BioCartilage Arthrex, Inc., США)
№ МГГ
(год завершения); Кол-во пациентов2; Особенности скаффолда
основное показание место проведения или гидрогеля3
(фаза исследования1)
Завершенные исследования
N0100314236 (2011); 80; Полимер на основе хитозана
травма колена 18 клинических центров: Испания, с микрофракцией крови пациентов
Канада, Южная Корея (BST-CarGel, Piramal Life Sciences, Индия)
N0100850187 (2010); 6; скаффолд на основе коллагена I типа
остеоартроз коленного сустава (I) Иран и ММСК
N0100958802 (2009); 6; Скаффолд на основе обогащенной
микротия (I) тайвань тромбоцитами плазмы и хондроцитами
N0101041885 (2014); 40; Скаффолд коммерческой марки
поражение суставного хряща 6 клинических центров: Бельгия, INSTRUCT (CellCoTec B.V., Нидерланды)
коленного сустава Великобритания, Польша с хондроцитами. Состав скаффолда
не анонсирован
N0101242618 (2013); 5; Скаффолд на основе коллагена I/III типа
карцинома кожи (I) Швейцария с хондроцитами
N0101282034 (2016); 145; Скаффолд на основе коллагена I типа
поражение коленного сустава (IV) 9 клинических центров: Австрия, и обогащенного магнием гидроксиапатита
Бельгия, Германия, Италия, (MaioRegen, Fin-Ceramica Faenza S.p.A.,
Норвегия, Польша, Швейцария, Италия)
Швеция, Южная Африка
N0101290991 (2012); 1; Скаффолд, состоящий
повреждение суставного хряща Канада из трикальцийфосфатного матрикса
и факторов роста, полученных
из тромбоцитов (Augment Bone Graft, Nova
Scotia Health Authority, Канада)
N0101503970 (2012); 10; Скаффолд на основе коллагена
повреждение хрящевой ткани Мексика c хондроцитами
коленного суставаП, II)
N0101605201 (2018); 18; Скаффолд на основе коллагена I/III типа
поражение хряща, дегенеративное Швейцария с хондроцитами
поражение суставного хряща
коленного сустава (I)
N0101791062 (2016); 2; Скаффолд из межклеточного матрикса
повреждение коленного сустава Германия из кожи свиньи,коллагена и гиалуроновой
кислоты (HYTOP, TRB Chemedica AG,
Германия)
N0101895959 (2017); 12; Бесклеточный гидрогель на основе
остеоартроз коленного сустава (IV) США гиалуроновой кислоты (Euflexxa, Ferring,
США)
NCT01246895 (2014); 67; Полимер на основе хитозана
травма колена 2 клинических центра: Испания, с микрофракцией крови пациентов
Канада (BST-CarGel, Piramal Life Sciences, Индия)
1 Если применимо.
2 Планируемое или фактическое на данный момент количество.
3 По предоставленным данным.
Примечание. В таблице не представлены данные исследований, носящих обсервационный характер, преждевременно остановленных (завершенных) и тех, авторы которых своевременно не предоставили информацию о ходе исследования регулирующим органам (имеющие статус состояния «Неизвестно»).
Анализируя данные, представленные в табл., можно констатировать, что большая часть клинических исследований проводится с использованием хондроцитов (20% идущих исследований, 42% — завершенных), ММСК (30 и 8% соответственно), факторов роста и компонентов крови пациентов (33% завершенных). В качестве компонента скаффолдов и гидрогелей чаще всего применяют коллаген (56 и 55%), гиалуроновую
кислоту (11 и 18%) и хитозан (18% завершенных). Большая часть ТИК — коммерчески доступные изделия (80 и 58%).
Основными причинами отмененных или преждевременно завершенных исследований является недостаточное финансирование (N0102981355, N0101977911) и низкие темпы набора пациентов (N0101183637, N0101209390).
В наиболее полном варианте доступны результаты клинических исследований коммерческого продукта BST-CarGel (Piramal Life Sciences, Индия), представляющего собой скаффолд на основе хитозана, содержащий элементы крови пациента, при лечении травм мыщелков бедренной кости [99]. По сравнению со стандартным подходом восстановления хрящевой ткани (микроперфорация кости) были достигнуты более высокие темпы формирования хрящевой ткани при сопоставимом уровне побочных реакций, основными из которых были боль (как в ходе медицинских процедур, так и после них) и тошнота. Можно отметить, что преимущества применения тИК по сравнению со стандартным лечением сохранялись на протяжении 5 лет после трансплантации [100]. Необходимо выделить работу, выполненную в университете Регенсбурга (Германия), где был получен успешный опыт применения скаффолдов на основе коллагена с хондроцитами у пациентов с поражением хрящевой ткани голеностопного сустава [101]. Уже через неделю после трансплантации скаффолда пациенты возобновляли двигательную активность, а через 6 месяцев были сняты ограничения даже по спортивным нагрузкам.
Основная доля доклинических и клинических исследований направлена на восстановление хрящевой ткани подвижных суставов. Одна из немногих работ в другом направлении была связана с созданием и трансплантацией хряща ушной раковины пациентам с микротией [71].
ЛИТЕРАТУРА:
1. Басок Ю.Б., Севастьянов В.И. Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины в лечении дефектов хрящевой ткани суставов. Вестник трансплантологии и искусственных органов 2016; 18(4): 102-22. (Basok, Y.B., Sevastianov V.I. Technology of tissue engineering and regenerative medicine in the treatment of defects of cartilage of the joints. Journal of Transplantology and Artificial Organs 2016; 18(4): 102-22).
2. Greene G.W., Banquy X., Lee D.W. et al. Adaptive mechanically controlled lubrication mechanism found in articular joints. PNAS USA 2011; 108(13): 5255-9.
3. Loeser R.F., Collins J.A., Diekman B.O. Ageing and the pathogenesis of osteoarthritis. Nat. Rev. Rheumatol. 2016; 12(7): 412-20.
4. Loeser R.F., Goldring S.R., Scanzello C.R. et al. Osteoarthritis: a disease of the joint as an organ. Arthritis Rheum. 2012; 64: 1697-707.
5. Божокин М.С., Божкова С.А., Нетылько Г.И. Возможности современных клеточных технологий для восстановления поврежденого суставного хряща (аналитический обзор литературы). Травматология и ортопедия России 2016; 22(3): 122-34. (Bozhokin M.S., Bozhkova S.A., Netylko G.I. Possibilities of modern cellular technologies for the restoration of damaged articular cartilage (analytical review of the literature). Traumatology and Orthopedics of Russia 2016; 22(3): 122-34).
6. Pap T., Korb-Pap A. Cartilage damage in osteoarthritis and rheumatoid arthritis — two unequal siblings. Nat. Rev. Rheumatol. 2015; 11(10): 606-15.
7. Suri S., Walsh D.A. Osteochondral alterations in osteoarthritis. Bone 2012; 51(2): 204-11.
8. Wang T., He C. Pro-inflammatory cytokines: The link between obesity and osteoarthritis. Cytokine Growth Factor Rev. 2018; 44: 38-50.
9. Liu M., Yu X., Huang F. et al. Tissue engineering stratified scaffolds for articular cartilage and subchondral bone defects repair. Orthopedics 2013; 36(11): 868-73.
10. Salzmann G.M., Niemeyer P., Hochrein A. et al. Articular Cartilage Repair of the Knee in Children and Adolescents. Orthop. J. Sports Med. 2018; 6(3): 2325967118760190.
11. Деев Р.В., Исаев АА., Кочиш А.Ю. и соавт. Клеточные технологии в травматологии и ортопедии: пути развития. Гены и Клетки 2007; 2(4): 18-30. (Deev R.V., Isaev AA., Kochish A.Y. et al. Cell technologies in traumatology and orthopedics: development paths. Genes and Cells 2007; 2 (4): 18-30).
12. Копелев П.В., Александрова С.А., Нащекина Ю.А. и соавт. Разработка метода модификации полилактидных скаффолдов хондро-итинсульфатом с целью создания тканеинженерных конструкций для восстановления хрящевой ткани. Бюллетень инновационных технологий 2017; 4(4): 39-43. (Kopelev P.V., Alexandrova S.A., Nashchekina Y.A. et al. Development of a method for modifying polylactide scaffolds with chondroitin sulfate in order to create tissue-engineering structures for the repair of cartilage tissue. Bulletin of Innovative Technologies 2017; 4 (4): 39-43).
13. Jiang Y., Lin H., Tuan R.S. Overview: state of the art and future prospectives for cartilage repair. In: Grassel S., Aszodi A., editors. Cartilage. Volume 3: repair strategies and regeneration. Springer International Publishing AG; 2017. p. 1-34.
Данное клиническое испытание не представлено в табл., так как не было зарегистрировано в международном реестре Национальных институтов здравоохранения США. В качестве скаффолда была использована композиция из поликапролактона (внутренний слой) и PGA (внешний слой) с инкорпорированными хондроцитами. По мнению авторов работы, 2,5-летние результаты следует считать положительными как с точки зрения приживаемости трансплантата, так и с эстетической точки зрения.
Заключение
Проведенный анализ новых исследований в области технологий восстановления поврежденной хрящевой ткани свидетельствует о том, что эта область биологии и медицины является одной из наиболее актуальных и перспективных. Активно проводится не только синтез и изучение новых материалов для ТИК, но и их клиническая апробация.
В целом, если рассматривать использованные в обзоре публикации как репрезентативную выборку работ по регенерации хрящевой ткани, необходимо отметить, что половина из них (по месту работы первых авторов) относится к исследовательским коллективам из Азии (Гонконг, Китай, Сингапур, Тайвань, Южная Корея, Япония). Наибольший вклад вносит Китай (25% работ). Около четверти работ выполнялись под эгидой европейских центров (включая Россию); часть работ связана с научными центрами из США, Ирана и Индии.
14. Ma Q., Tian T., Liu N. et al. Application of stem cells and the factors influence their differentiation in cartilage tissue engineering. In: Lin Y., editor. Cartilage regeneration. Springer International Publishing AG; 2017; Chapter 1. p. 1-20.
15. Коржикова С.В., Фролов Е.В., Тепляшин З.А. и соавт. Перспективы клинического применения мультипотентных мезенхимных стро-мальных клеток для регенерации хрящевой гиалиновой ткани. Биомедицина 2017; 2: 23-32. (Korzhikova S.V., Frolov E.V., Teplyashin Z.A. et al. Prospects for the clinical use of multipotent mesenchymal stromal cells for the regeneration of cartilage hyaline tissue. Biomedicine 2017; 2: 23-32).
16. Чайлахян Р.К., Шехтер А.Б., Тельпухов В.И. и соавт. Восстановление неполнослойных повреждений гиалинового хряща суставов кроликов трансплантацией мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга. Вестник травматологии и ортопедии им. Н.Н. Приорова 2015; 1: 23-7. (Chaylakhyan R.K., Shekhter A.B., Telpukhov V.I. et al. Restoration of the incomplete damage of hyaline cartilage of the joints of rabbits by transplantation of multipotent mesenchymal stromal bone marrow cells. Bulletin of Traumatology and Orthopedics. N.N. Priorov 2015; 1: 23-7).
17. Копелев П.В., Нащекина Ю.А., Александрова С.А. Оценка жизнеспособности хондроцитов кролика при культивировании на поли-лактидных скаффолдах, предназначенных для тканевой инженерии хрящевой ткани. Бюллетень инновационных технологий 2017; 2(2): 31-5. (Kopelev P.V., Nashchekina Y.A., Aleksandrova S.A. Evaluation of the viability of rabbit chondrocytes when cultivated on polylactide scaffolds intended for tissue engineering of cartilage tissue. Bulletin of Innovative Technologies 2017; 2(2): 31-5).
18. Skardal A. Bioprinting essentials of cell and protein viability. In: Atala A., Yoo J.J., editors. Essentials of 3D biofabrication and translation. Elsevier Inc.; 2017; Chapter 1. p. 1-17.
19. Hussey G.S., Dziki J.L., Badylak S.F. Extracellular matrix- based materials for regenerative medicine. Nature Reviews. Materials 2018; 3: 159-73.
20. Alakpa E.V., Jayawarna V., Burgess K.E.V. et al. Improving cartilage phenotype from differentiated pericytes in tunable peptide hydrogels. Sci. Rep. 2017; 7(1): 6895.
21. Arlov O., Steinwachs M., Skjak-Braek G. et al. Biomimetic sulphated alginate hydrogels suppress IL-1 p-induced inflammatory responses in human chondrocytes. Eur. Cell. Mater. 2017; 33: 76-89.
22. Beigi M.H., Atefi A., Ghanaei H.R. et al. Activated platelet-rich plasma improves cartilage regeneration using adipose stem cells encapsulated in a 3D alginate scaffold. J. Tissue. Eng. Regen. Med. 2018; 12(6): 1327-37.
23. Chen W., Li C., Peng M. et al. Autologous nasal chondrocytes delivered by injectable hydrogel for in vivo articular cartilage regeneration. Cell Tissue Bank 2018; 19(1): 35-46.
24. Park H., Lee H.J., An H. et al. Alginate hydrogels modified with low molecular weight hyaluronate for cartilage regeneration. Carbohydr. Polym. 2017; 162: 100-7.
25. Ruvinov E., Cohen S. Alginate biomaterial for the treatment of myo-cardial infarction: progress, translational strategies, and clinical outlook: From ocean algae to patient bedside. Adv. Drug Deliv. Rev. 2016; 96: 54-76.
26. Сергеева Н.С., Комлев В.С., Свиридова И.К. Некоторые физико-химические и биологические характеристики трехмерных конструкций на основе альгината натрия и фосфатов кальция, полученных методом 30-печати и предназначенных для реконструкции костных дефектов. Гены и Клетки 2015; 10(2): 39-45. (Sergeeva N.S., Komlev V.S., Sviridova I.K. Some physico-chemical and biological characteristics of three-dimensional structures based on sodium alginate and calcium phosphates, obtained by 3D printing and intended for the reconstruction of bone defects. Genes and cells 2015; 10(2): 39-45).
27. Gao C., Deng Y., Feng P. et al. Current progress in bioactive ceramic scaffolds for bone repair and regeneration. Int. J. Mol. Sci. 2014; 15: 4714-32.
28. Ming L., Zhipeng Y., Fei Y. et al. Microfluidic-based screening of res-veratrol and drug-loading PLA/Gelatine nano-scaffold for the repair of cartilage defect. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 2018; 46 Suppl 1: 336-46.
29. Mouser V.H.M., Dautzenberg N.M.M., Levato R. et al. Ex vivo model unravelling cell distribution effect in hydrogels for cartilage repair. ALTEX 2018; 35(1): 65-76.
30. Otto I.A., Levato R., Webb W.R. et al. Progenitor cells in auricular cartilage demonstrate cartilage-forming capacity in 3D hydrogel culture. Eur. Cell. Mater. 2018; 35:132-50.
31. Saghebasl S., Davaran S., Rahbarghazi R. et al. Synthesis and in vitro evaluation of thermosensitive hydrogel scaffolds based on (PNIPAAm-PCL-PEG-PCL-PNIPAAm)/Gelatin and (PCL-PEG-PCL)/Gelatin for use in cartilage tissue engineering. J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 2018; 29(10): 1185-206.
32. Waghmare N.A., Arora A., Bhattacharjee A. et al. Sulfated polysaccharide mediated TGF-p1 presentation in pre-formed injectable scaffolds for cartilage tissue engineering. Carbohydr. Polym. 2018; 193: 62-72.
33. Horbert V., Xin L., Foehr P. et al. In vitro analysis of cartilage regeneration using a collagen type I hydrogel (CaReS) in the bovine cartilage punch model. Cartilage 2018; 10(3): 346-63.
34. Sun X., Wang J., Wang Y. et al. Collagen-based porous scaffolds containing PLGA microspheres for controlled kartogenin release in cartilage tissue engineering. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 2017; 46(8): 1957-66.
35. Wang K.H., Wan R., Chiu L.H. et al. Effects of collagen matrix and bioreactor cultivation on cartilage regeneration of a full-thickness critical-size knee joint cartilage defects with subchondral bone damage in a rabbit model. PLoS One 2018; 13(5): e0196779.
36. Qi C., Liu J., Jin Y. et al. Photo-crosslinkable, injectable sericin hydrogel as 3D biomimetic extracellular matrix for minimally invasive repairing cartilage. Biomaterials 2018; 163: 89-104.
37. Ribeiro V.P., da Silva Morais A., Maia F.R. et al. Combinatory approach for developing silk fibroin scaffolds for cartilage regeneration. Acta Biomater. 2018; 72: 167-81.
38. Wang Y., Kim H.J., Vunjak-Novakovic G. et al. Stem cell-based tissue engineering with silk biomaterials. Biomaterials 2006; 27: 6064-82.
39. Baranwal A., Kumar A., Priyadharshini A. et al. Chitosan: An undisputed bio- fabrication material for tissue engineering and biosensing applications. Int. J. Biol. Macromol. 2018; 110: 110-23.
40. Liu C., Liu D., Wang Y. et al. Glycol chitosan/oxidized hyaluronic acid hydrogels functionalized with cartilage extracellular matrix particles and incorporating BMSCs for cartilage repair. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 2018; 46 Suppl 1: 721-32.
41. Fujihara Y., Hikita A., Takato T. et al. Roles of macrophage migration inhibitory factor in cartilage tissue engineering. J. Cell. Physiol. 2018; 233(2): 1490-9.
42. Paduszynski P., Aleksander-Konert E., Zajdel A. et al. Changes in expression of cartilaginous genes during chondrogenesis of Wharton's jelly mesenchymal stem cells on three-dimensional biodegradable poly(L-lactide-co-glycolide) scaffolds. Cell. Mol. Biol. Lett. 2016; 21: 14.
43. Sonomoto K., Yamaoka K., Kaneko H. et al. Spontaneous differentiation of human mesenchymal stem cells on poly-lactic-co-glycolic acid nano-fiber scaffold. PLoS One 2016; 11(4): e0153231.
44. Zhang Y., Zhang J., Chang F. et al. Repair of full-thickness articular cartilage defect using stem cell-encapsulated thermogel. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 2018; 88: 79-87.
45. Cruz-Acuna R., Garcia A.J. Synthetic hydrogels mimicking basement membrane matrices to promote cell- matrix interactions. Matrix Biol. 2017; 57-58: 324-33.
46. Park J.S., Woo D.G., Sun B.K. et al. In vitro and in vivo test of PEG/ PCL-based hydrogel scaffold for cell delivery application. J. Control. Release 2007; 124(1-2): 51-9.
47. Zhu J. Bioactive modification of poly(ethylene glycol) hydrogels for tissue engineering. Biomaterials 2010; 31: 4639-56.
48. Studer D., Cavalli E., Formica F.A. et al. Human chondroprogenitors in alginate-collagen hybrid scaffolds produce stable cartilage in vivo. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017; 11(11): 3014-26.
49. Sumayya A.S., Muraleedhara Kurup G. Biocompatibility of subcu-taneously implanted marine macromolecules cross-linked bio-composite scaffold for cartilage tissue engineering applications. J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 2018; 29(3): 257-76.
50. Feng Q., Lin S., Zhang K. et al. Sulfated hyaluronic acid hydrogels with retarded degradation and enhanced growth factor retention promote hMSC chondrogenesis and articular cartilage integrity with reduced hypertrophy. Acta Biomater. 2017; 53: 329-42.
51. Debnath T., Shalini U., Kona L.K. et al. Development of 3D alginate encapsulation for better chondrogenic differentiation potential than the 2D pellet system. J. Stem Cell Res. Ther. 2015; 5(4): 1000276.
52. Radhakrishnan J., Subramanian A., Sethuraman S. Injectable glycosaminoglycan-protein nano-complex in semi-interpenetrating networks: A biphasic hydrogel for hyaline cartilage regeneration. Carbohydr. Polym. 2017; 175: 63-74.
53. He A., Xia H., Xiao K. et al. Cell yield, chondrogenic potential, and regenerated cartilage type of chondrocytes derived from ear, nasoseptal, and costal cartilage. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2018; 12(4): 1123-32.
54. Zhu D., Wang H., Trinh P. et al. Elastin-like protein-hyaluronic acid (ELP-HA) hydrogels with decoupled mechanical and biochemical cues for cartilage regeneration. Biomaterials 2017; 127: 132-40.
55. Cipriani F., Kruger M., de Torre I .G. et al. Cartilage Regeneration in Preannealed Silk Elastin-Like Co-Recombinamers Injectable Hydrogel Embedded with Mature Chondrocytes in an Ex Vivo Culture Platform. Bio-macromolecules 2018; 19(11): 4333-47.
56. Jung A., Makkar P., Amirian J. et al. A novel hybrid multichannel biphasic calcium phosphate granule-based composite scaffold for cartilage tissue regeneration. J. Biomater. Appl. 2018; 32(6): 775-87.
57. Jiang L.B., Su D.H., Liu P. et al. Shape-memory collagen scaffold for enhanced cartilage regeneration: native collagen versus denatured collagen. Osteoarthritis Cartilage 2018; 26(10): 1389-99.
58. Kashi M., Baghbani F., Moztarzadeh F. et al. Green synthesis of degradable conductive thermosensitive oligopyrrole/chitosan hydrogel intended for cartilage tissue engineering. Int. J. Biol. Macromol. 2018; 107(Pt B): 1567-75.
59. Zhou T., Li X., Li G. et al. Injectable and thermosensitive TGF-ß1-loaded PCEC hydrogel system for in vivo cartilage repair. Sci. Rep. 2017; 7(1): 10553.
60. Zhu W., Cui H., Boualam B. et al. 3D bioprinting mesenchymal stem cell-laden construct with core-shell nanospheres for cartilage tissue engineering. Nanotechnology 2018; 29(18): 185101.
61. Mallick S.P., Singh B.N., Rastogi A. et al. Design and evaluation of chi-tosan/poly(l-lactide)/pectin based composite scaffolds for cartilage tissue regeneration. Int. J. Biol. Macromol. 2018; 112: 909-20.
62. Копелев П.В., Нащекина Ю.А., Александрова С.А. Сравнительный анализ трехмерных полилактидных скаффолдов различной пористости, предназначенных для восстановления хрящевой ткани. Бюллетень инновационных технологий 2018; 3(7): 25-31. (Kopelev P.V., Nashchekina Y.A., Aleksandrova S.A. Comparative analysis of three-dimensional polylactide scaffolds of various porosities, designed to restore cartilage tissue. Bulletin of Innovative Technologies 2018; 3(7): 25-31).
63. Ahn C.B., Kim Y., Park S.J. et al. Development of arginine-glycine-aspartate-immobilized 3D printed poly(propylene fumarate) scaffolds for cartilage tissue engineering. J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 2018; 29(7-9): 917-31.
64. Naranda J., Susec M., Maver U. et al. Polyester type polyHIPE scaffolds with an interconnected porous structure for cartilage regeneration. Sci. Rep. 2016; 6: 28695.
65. Nava M.M., Draghi L., Giordano C. et al. The effect of scaffold pore size in cartilage tissue engineering. J. Appl. Biomater. Funct. Mater. 2016; 14(3): e223-9.
66. Wang C., Hou W., Guo X. et al. Two-phase electrospinning to incorporate growth factors loaded chitosan nanoparticles into electrospun fibrous scaffolds for bioactivity retention and cartilage regeneration. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 2017; 79: 507-15.
67. Morgese G., Cavalli E., Rosenboom J.G. et al. Cyclic Polymer Grafts That Lubricate and Protect Damaged Cartilage. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2018; 57(6): 1621-6.
68. Rederstorff E., Rethore G., Weiss P. et al. Enriching a cellulose hydrogel with a biologically active marine exopolysaccharide for cell-based cartilage engineering. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017; 11(4): 1152-64.
69. Sancho-Tello M., Forriol F., Martin de Llano J.J. et al. Biostable scaffolds of polyacrylate polymers implanted in the articular cartilage induce hyaline-like cartilage regeneration in rabbits. Int. J. Artif. Organs 2017; 40(7): 350-7.
70. Щелкунова Е.И., Воропаева А.А., Корель А.В. и соавт. Заселение деминерализованного костного матрикса клетками хондрогенного ряда. Комплексные проблемы сердечно-сосудистых заболеваний 2018; 2: 102-11. (Schelkunova E.I., Voropaeva A.A., Korel A.V. et al. Settling of demineralized bone matrix cells of the chondrogenic series. Complex Problems of Cardiovascular Diseases 2018; 2: 102-11).
71. Zhou G., Jiang H., Yin Z. et al. In vitro regeneration of patient-specific ear-shaped cartilage and its first clinical application for auricular reconstruction. EBioMedicine 2018; 28: 287-302.
72. Gao G., Hubbell K., Schilling A.F. et al. Bioprinting cartilage tissue from mesenchymal stem cells and PEG hydrogel. Methods Mol. Biol. 2017; 1612: 391-8.
73. Ghosh P., Gruber S.M.S., Lin C.Y. et al. Microspheres containing decellularized cartilage induce chondrogenesis in vitro and remain functional after incorporation within a poly(caprolactone) filament useful for fabricating a 3D scaffold. Biofabrication 2018; 10(2): 025007.
74. Севастьянов В.И., Басок Ю.Б., Григорьев А.М. и соавт. Применение технологии тканевой инженерии для формирования хрящевой ткани человека в проточном биореакторе. Вестник трансплантологии и искусственных органов 2017; 3: 81-92. (Sevastyanov V.I., Basok Y.B., Grigoriev A.M. et al. The use of tissue engineering technology for the formation of human cartilage tissue in a flow bioreactor. Bulletin of Transplantology and Artificial Organs 2017; 3: 81-92).
75. Park Y.B., Ha C.W., Kim J.A. et al. Single-stage cell-based cartilage repair in a rabbit model: cell tracking and in vivo chondrogenesis of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells and hyaluronic acid hydrogel composite. Osteoarthritis Cartilage 2017; 25(4): 570-80.
76. Moeinzadeh S., Monavarian M., Kader S. et al. Sequential zonal chon-drogenic differentiation of mesenchymal stem cells in cartilage matrices. Tissue Eng. Part A. 2018; 25(3-4): 234-47.
77. Yin L., Wu Y., Yang Z. et al. Characterization and application of size-sorted zonal chondrocytes for articular cartilage regeneration. Biomaterials 2018; 165: 66-78.
78. Fehrer C., Lepperdinger G. Mesenchymal stem cell aging. Exp. Gerontol. 2005; 40(12): 926-30.
79. Pestka J.M., Bode G., Salzmann G. et al. Clinical outcomes after cell-seeded autologous chondrocyte implantation of the knee: when can success or failure be predicted? Am. J. Sports Med. 2014; 42(1): 208-15.
80. Stuart M.P., Matsui R.A.M., Santos M.F.S. et al. Successful low-cost scaffold-free cartilage tissue engineering using human cartilage progenitor cell spheroids formed by micromolded nonadhesive hydrogel. Stem Cells Int. 2017; 2017: 7053465.
81. Yamagata K., Nakayamada S., Tanaka Y. Use of mesenchymal stem cells seeded on the scaffold in articular cartilage repair. Inflamm. Regen. 2018; 38: 4.
82. Hildner F., Eder M.J., Hofer K. et al. Human platelet lysate successfully promotes proliferation and subsequent chondrogenic differentiation of adipose-derived stem cells: a comparison with articular chondrocytes. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2015; 9(7): 808-18.
83. Nguyen V.T., Cancedda R., Descalzi F. Platelet lysate activates quiescent cell proliferation and reprogramming in human articular cartilage: Involvement of hypoxia inducible factor 1. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2018; 12(3): e1691-703.
84. Li F., Truong V.X., Fisch P. et al. Cartilage tissue formation through assembly of microgels containing mesenchymal stem cells. Acta Biomater. 2018; 77: 48-62.
85. Liu Q., Wang J., Chen Y. et al. Suppressing mesenchymal stem cell hypertrophy and endochondral ossification in 3D cartilage regeneration with nanofibrous poly(l-lactic acid) scaffold and matrilin-3. Acta Biomater. 2018; 76: 29-38.
86. Sykes J.G., Kuiper J.H., Richardson J.B. et al. Impact of human platelet lysate on the expansion and chondrogenic capacity of cultured human chondrocytes for cartilage cell therapy. Eur. Cell. Mater. 2018; 35: 255-67.
87. Santo V.E., Popa E.G., Mano J.F. et al. Natural assembly of platelet lysate-loaded nanocarriers into enriched 3D hydrogels for cartilage regeneration. Acta Biomater. 2015; 19: 56-65.
88. Toyokawa N., Fujioka H., Kokubu T. et al. Electrospun synthetic polymer scaffold for cartilage repair without cultured cells in an animal model. Arthroscopy 2010; 26(3): 375-83.
89. Cools P., Mota C., Lorenzo-Moldero I. et al. Acrylic acid plasma coated 3D scaffolds for cartilage tissue engineering applications. Sci. Rep. 2018; 8(1): 3830.
90. Sawada Y., Sugimoto A., Osaki T. et al. Ajuga decumbens stimulates mesenchymal stem cell differentiation and regenerates cartilage in a rabbit osteoarthritis model. Exp. Ther. Med. 2018; 15(5): 4080-8.
91. Cheng X., Li K., Xu S. et al. Applying chlorogenic acid in an alginate scaffold of chondrocytes can improve the repair of damaged articular cartilage. PLoS One 2018; 13(4): e0195326.
92. Burnouf T., Strunk D., Koh M.B. et al. Human platelet lysate: Replacing fetal bovine serum as a gold standard for human cell propagation? Biomaterials 2016; 76: 371-87.
93. Pereira R.C., Scaranari M., Benelli R. et al. Dual effect of platelet lysate on human articular cartilage: a maintenance of chondrogenic potential and a transient proinflammatory activity followed by an inflammation resolution. Tissue Eng. Part A 2013; 19(11-12): 1476-88.
94. Gilbertie J.M., Long J.M., Schubert A.G. et al. Pooled platelet-rich plasma lysate therapy increases synoviocyte proliferation and hyaluronic acid production while protecting chondrocytes from synoviocyte-derived inflammatory mediators. Front. Vet. Sci. 2018; 5: 150.
95. Blaney Davidson E.N., van der Kraan P.M., van den Berg W.B. TGF-beta and osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage 2007; 15(6): 597-604.
96. Shen J., Li S., Chen D. TGF-ß signaling and the development of osteoarthritis. Bone Res. 2014; 2. pii: 14002.
97. Ozturk E., Hobiger S., Despot-Slade E. et al. Hypoxia regulates RhoA and Wnt/ß-catenin signaling in a context-dependent way to control re-differentiation of chondrocytes. Sci. Rep. 2017; 7(1): 9032.
98. Xue J., He A., Zhu Y. et al. Repair of articular cartilage defects with acellular cartilage sheets in a swine model. Biomed. Mater. 2018; 13(2): 025016.
99. Stanish W.D., McCormack R., Forriol F. et al. Novel scaffold-based BST-CarGel treatment results in superior cartilage repair compared with microfracture in a randomized controlled trial. J. Bone Joint Surg. Am. 2013; 95(18): 1640-50.
100. Shive M.S., Stanish W.D., McCormack R. et al. BST-CarGel treatment maintains cartilage repair superiority over microfracture at 5 years in a multicenter randomized controlled trial. Cartilage 2015; 6(2): 62-72.
101. Anders S., Goetz J., Schubert T. et al. Treatment of deep articular talus lesions by matrix associated autologous chondrocyte implantation-results at five years. Int. Orthop. 2012; 36(11): 2279-85.
Поступила: 18.102018
