CC BY
98
DOI: 10.23868/202107001
РОЛЬ ТРАНСПОЗОНОВ В СТРУКТУРНОЙ ЭВОЛЮЦИИ ГЕНОМОВ ЭУКАРИОТ
Р.Н. Мустафин Поступила: 10.06.2021
Принята к печати: 21.08.2021
Башкирский государственный медицинский университет, Уфа, оПубликОваН£1 on-line: 30.08.2021
Россия
THE ROLE OF TRANSPOSONS IN THE STRUCTURAL EVOLUTION OF EUKARYOTIC GENOMES R.N. Mustafin
Bashkir State Medical University, Ufa, Russia
e-mail: [email protected]
В обзорной статье приведены работы, доказывающие происхождение центромерных повторов от транспозонов у растений и животных. Мобильные элементы сохраняются в составе центромер, участвуя во взаимодействии с кинетохором. От транспозонов произошли центромерный белок CENP-B, теломераза и теломеры. Описано значение РНК-интерференции для функционирования центромер с участием некодирующих РНК, про-цессированных из их транскриптов. Роль РНК-интерференции с участием происходящих от мобильных элементов некодирующих РНК в регуляции центромер может быть связана с защитными механизмами эукариот против транспозонов, которые стали успешно использоваться в регуляции работы генома. Результатом данного регуляторного механизма могла стать система сегрегации хромосом при митозе эукариотической клетки в связи с глобальной ролью мобильных элементов в управлении функционированием геномов. Действительно, транспозоны эволюционно связаны с вирусами, для которых характерны взаимодействия с тубулином микротрубочек, а геномы бактериофагов кодируют сходный с тубулином белок PhuZ. От транспозонов в эволюции произошли сплайсосомные интроны, эпигенетические и транскрипционные факторы и сайты связывания с ними, некодирующие РНК и белок-кодирующие гены. Это свидетельствует об эволюционном формировании системы регуляции функций клеток с участием транспозонов наряду с ролью мобильных элементов в структурной эволюции геномов.
Ключевые слова: транспозоны (мобильные элементы), повторяющиеся нуклеотидные последовательности, ретроэлемен-ты, сателлиты, центромеры, теломеры.
We presented evidence of the role of transposons in the occurrence of centromeric repeats in plants and animals. During evolution, transposable elements are retained as part of centromeres and participate in interaction with kinetochore. Moreover, the centromere protein CENP-B, telomerase and telomeres were derived from transposons. For the functioning of centromeres, the necessary role of RNA interference was proved. Non-coding RNAs that are processed from centromere transcripts are involved in this process. We assume that this property was acquired due to the protective mechanisms of the hosts against transposons, which have been successfully used for the regulation of genomes. As a result, the universal mechanism of chromosomes during mitosis was formed for all eukaryotes, since transposons play a global role in the structural and functional regulation of genomes. Evolutionary kinship of transposons with viruses, which are characterized by interactions with microtubule tubulin, is proved. Moreover, bacteriophages encode tubulin-like PhuZ protein. In evolution, spliceosomal introns, epigenetic and transcription factors and their binding sites, non-coding RNAs and many protein-coding genes have evolved from transposons. These facts indicate the evolutionary formation of a complex system of regulation of cell functions involving transposons and the role of transposons in the structural evolution of genomes.
Keywords: transposable elements, repetitive nucleotide sequences, retroelement, satellite DNAs, centromeres, telomeres.
Введение
Транспозоны (TEs — transposable elements) и сател-литная ДНК составляют значительную долю геномов эукариот. Сателлитная ДНК представляет собой тан-демно повторяющиеся нуклеотидные последовательности. ТЕ относятся к диспергированным повторам. Эволюция транспозонов и сателлитной ДНК связана со структурными изменениями геномов растений, животных и грибов [1]. В литературе накоплены данные о роли ТЕ в качестве источников сателлитной ДНК и ключевых игроков в эволюционных преобразованиях всех живых организмов. Было доказано, что от ТЕ произошли тан-демные повторы [2-5], теломеры [6, 7], теломераза [8], центромеры [9-14] и центромерный белок CENP-В [15, 16].
TE относятся к элементам, интегрирующимся в ДНК геномов их хозяев [17]. Наиболее полная систематизация эукариотических повторяющихся нуклеотидных последовательностей и TE представлена в базе данных Repbase, согласно которой все TE подразделяются на ретроэле-менты (РЭ) и ДНК-транспозоны. Среди них выделяют LTR РЭ (содержащие LTR — long terminal repeats), non-LTR РЭ (не содержащие LTR), ДНК-транспозоны типа катящегося кольца (гелитроны), ДНК-транспозоны вырезания-вставки и полинтоны. К LTR-РЭ относятся
суперсемейства Gypsy, Copia, BEL, DIRS, ERV1, ERV2, ERV3; non-LTR РЭ представлены кладами CR1, CRE, I, Jockey, L1, NeSL, Penelope, R2, R4, RandI, Rex1, RTE, Tx1, а также суперсемействами неавтономных SINE1, SINE2, SINE3; ДНК-транспозоны вырезания-вставки подразделяются на 15 суперсемейств, включая Mirage, Rehavkus, Nobosib, Kolobok, ISL2EU, Chapaev [18]. Автономные ТЕ перемещаются с использованием их собственных механизмов транспозиции, тогда как неавтономные используют ферменты автономных. Уникальной характеристикой TE является дупликация целевого сайта в области их встраивания [1].
В настоящее время в литературе накоплен обширный материал, свидетельствующий о глобальной роли TE в эволюции всех структурно-функциональных компонентов живых организмов. Сплайсосомные интроны произошли от интронов группы II, которые относятся к TE, способным к самосплайсингу и ретромобиль-ности за счет содержания в своем составе обратной транскриптазы. Консервативный ключевой компонент сплайсосомы Prp8 возник из обратной транскриптазы ТЕ [19]. Источниками энхансеров и сайленсеров сплайсинга, некодирующих РНК (нкРНК) длиной в 10 нуклеотидов, регулирующих использование сайтов связывания за счет взаимодействия с малыми ядерными
рибонуклеопротеинами (РНП) и SR-белками, оказались TE [20]; латентные сайты сплайсинга также образовались из последовательностей ТЕ [21].
Глобальное распространение ТЕ и их сохранение при естественном отборе связано с возможностью регуляции экспрессии белок-кодирующих генов для формирования адаптивных функций в онтогенезе эукариот. Это обусловлено важнейшей ролью ТЕ в качестве источников структурных и функциональных инноваций геномов, так как они участвуют в образовании новых генов путем дупликации существующих [22], непосредственной доместикации генов ТЕ [16], а также экзонизации расположенных в интронах ТЕ [20, 23]. Дупликация — образование копий путем ретротранспозиции белок-кодирующих генов с помощью обратной транскриптазы автономных РЭ. Экзонизацией называется процесс, при котором встроенный в интрон ТЕ распознается сплайсинговой машиной и остается в РНК-транскрипте в качестве экзона, использующегося для новой функции. Таким способом образуются важнейшие белок-кодирую-щие гены, консервативные для большинства таксонов. Экзонизация — механизм сохранения ТЕ в геноме, при котором они трансформируются в гены хозяина и обеспечивают адаптивные свойства [24]. Гены, произошедшие путем экзонизации ТЕ, участвуют в структурных перестройках хроматина [8, 15, 16], регуляции клеточного цикла [25], образовании ацетилтрансферазного комплекса и метилазы гистонов [26].
От ТЕ в эволюции произошли транскрипционные факторы. Например, гены FHY3 и FAR1, регулирующие восприятие света у арабидопсиса, образовались от древней Mutator-подобной транспозазы [27]. От транспозонов Pogo произошли семейства белков CENP-B, участвующих в функционировании центромер, и белок PSQ, регулирующий развитие яичников; от Tc1 — белок PAX6, управляющий развитием головного мозга и органов восприятия; от PIF/Harbinger — семейство белков Myb/SANT, а от P-element — семейство белков THAP (оба эти семейства регулируют клеточный цикл и апоптоз); от hAT — белок DREf, влияющий на диффе-ренцировку и пролиферацию клеток [28]. Доказано, что из транскриптов ТЕ образуются некодирующие РНК (нкРНК), включая микроРНК, малые интерферирующие РНК (миРНК) [29] и PIWI-взаимодействующие РНК (пиРНК) [30], которые участвуют в регуляции экспрессии генов. При этом пиРНК могут регулировать сплайсинг пре-мРНК самих ТЕ в различных клетках [31]. Созданы базы данных: MDTEDB — о микроРНК, транскрибируемых из ТЕ [32], и PlaNC-TE — о нкРНК у растений [33]. Образованные из транскриптов транспозонов нкРНК регулируют экспрессию белок-кодирующих генов на посттранскрипционном и транскрипционном уровнях [34] за счет гомологии с их нуклеотидными последовательностями. Это обусловлено возникновением белок-кодирующих генов от ТЕ в эволюции [16, 20, 22, 23]. Транскрипционная регуляция связана с влиянием некоторых генов и нкРНК на ДНК-метилтрансферазы, гистоновые метилтрансферазы, деацетилазы и демети-лазы [35, 36]. Таким образом, ТЕ оказывают глобальное влияние на структурные преобразования геномов эукариот, неотделимо связанные с функциональными перестройками, причиной которых является использование геномами хозяев ТЕ в качестве источников возникновения регуляторных структур геномов (промоторов, энхансеров, сайленсеров, инсуляторов) [37]. ТЕ стали основой ключевых структурных преобразований геномов эукариот, влияющих на изменения количества хромосом, расположения и состава центромер и теломер, генов
и повторяющихся в них нуклеотидных последовательностей. Такие структурные преобразования возможны благодаря консервативным свойством ТЕ создавать регуляторные системы для взаимодействия с функциональными элементами ДНК посредством своих транс-криптов и продуктов их процессинга [29, 35, 36].
Роль транспозонов в возникновении теломер и теломеразы
Предполагают, что возникновение хромосом эука-риот было обусловлено стабилизацией линейных хромосом при помощи ТЕ с образованием прото-теломер. Последовательности, расположенные рядом с прото-теломерами, стали мишенями для новых молекул цито-склета на основе тубулина, превращаясь в ходе эволюции в протоцентромеры [38]. Теломеры содержат очень схожие по длине и составу тандемные повторы у большинства эукариот и поддерживаются специализированным клеточным ферментом теломеразой [39]. Тандемными повторами называют короткие некодирующие повторяющиеся нуклеотидные последовательности, которые составляют основу сателлитной ДНК в составе теломер и центромер, микросателлитов (включают простые ди-и пента-нуклеотидные повторы с общей длиной в сотни п. н.) и минисателлитов (единицы длиной в 30-35 п. н. с консервативными коровыми последовательностями в 10-15 п. н. и общей длиной от 1000 до 1500 п. н.) [40]. У каждого вида определенные сателлиты различаются по длине мономеров и особенностям их нуклеотидных последовательностей [6]. Важную роль в возникновении сателлитной ДНК от ТЕ сыграла способность транспозо-нов к сайт-специфический транспозиции [5].
В эволюции теломераза произошла от обратной транскриптазы ТЕ [39], что говорит об участии транспо-зонов в возникновении и структурной эволюции эукариот в связи с наличием специфических повторов и их поддержанием на концах хромосом. Обратная транскрип-таза LINE-1 сходна с теломеразой, а у дрозофилы потеря теломеразы в эволюции привела к ее замещению ретро-элементами HeT-A (Healing Transposon), TART (Telomere Associated Retrotransposon) и TAHRE (Telomere Associated and HeT-A Related), целевая ретротранспо-зиция которых способствует удлинению теломер [41]. Выявлена схожесть эпигенетических меток ДНК теломер и LTR в виде триметилирования лизина 9 гистона Н3 (H3K9me3) и лизина 20 гистона Н4 (H4K20me3) [42]. Ретроэлемент Terminon, размеры единиц которого могут быть более 40000 п. н., со сложной структурой и множеством ко-ориентированных ORF (открытых рамок считывания), имеет на своих 5' и 3' концах теломерные повторы, что указывает на его возможное первичное возникновение на концах хромосом [7].
ТЕ могли участвовать во взаимосвязях центромер и теломер в эволюции. Так, в центромерной области хромосомы у цветкового растения Arabidopsis thaliana был выявлен класс тандемных повторов, содержащий дегенеративные мотивы теломерных последовательностей, вблизи которых расположены ТЕ [43]. Центромер-специфические повторяющиеся нуклеотид-ные последовательности длиной 1 55 п. н. заканчивают одну пару теломер левого конца короткого плеча телоцентрической хромосомы у насекомого Chironomus pallidivittatus. На расстоянии нескольких тысяч п. н. от этих повторов находится транскрипционно-активная ORF. Продукты ORF сходны с транспозазой ДНК-связывающими и эндонуклеазными мотивами, которые могли произойти в эволюции от ТЕ. Они фланкированы
инвертированными повторами и содержат CENP-B бокс, подверженный рекомбинации, что может свидетельствовать о функциональной взаимосвязи ORF с центромер-ной областью [44].
Теломеры эукариот, подобно центромерным и пери-центромерным областям, также транскрибируются ДНК-зависимой РНК-полимеразой II в теломерные длинные нкРНК (TERRA—telomeric repeat-containing RNA) — интегральные компоненты теломерного гетерохроматина [6]. Данное свойство может быть связано с происхождением теломер от ТЕ и с сохранением консервативных способностей транспозонов к саморегуляции процессирован-ными продуктами собственной транскрипции. В эволюции из теломерных повторов и субтеломерных областей древних эукариот могли произойти центромеры [38, 45]. В центромерных и перицентромерных областях хромосом позвоночных обнаруживаются блоки интерстициальных тандемных повторов теломер TTAGGG [46]. Теломераза используется для восстановления центромер поврежденных голоцентрических хромосом [47], а теломеры участвуют в регуляции функционирования центромер во время мейоза [48].
Еще в 1997 г. было высказано предположение, что теломераза эукариот произошла от обратной транс-криптазы non-LTR РЭ [49]. Филогенетический анализ доменов обратной транскриптазы подтвердил это предположение [50]. Более того, для двукрылых насекомых характерны неканонические теломеры [51], так как тело-мераза была потеряна еще до разделения в эволюции насекомых на двукрылых (Diptera) и блох (Siphonaptera) около 260 млн лет назад. Она была заменена ретро-элементами, которые стали успешно использоваться для поддержания и удлинения теломер [52] c активным участием пиРНК [53]. Кроме того, около 30% событий ретротранспозиций LINE1 ретроэлементов, независимых от эндонуклеазы, способствуют инсерциям, расположенным в непосредственной близости с 5'-TTAGGG-3' повторами теломер человека. Было обнаружено сходство между механизмами ретротранспозиции LINE1 ретроэ-лементов, не имеющих фермента эндонуклеазы, и действием теломеразы: в обоих процессах используется 3'-OH для праймирования обратной транскриптазы либо на концах хромосом, либо в областях внутренних повреждений ДНК [54].
Роль транспозонов в возникновении центромер
Центромеры расположены в первичных перетяжках хромосом и необходимы для их правильной сегрегации. Они служат сайтами для сборки кинетохора при митозе и мейозе. Основными ДНК-компонентами центромер являются сателлитная ДНК и ТЕ [55]. Сателлитная ДНК центромер — самый распространенный класс тандемных повторов [1]. Биоинформационный анализ высококо-пийных тандемных последовательностей показал, что наиболее часто встречающиеся из них расположены в областях центромер большинства из 282 изученных видов животных (204 вида) и растений (78 видов) и обладают сходными типами эволюции [56]. Для сателлитов центромер характерно последовательное расположение мономеров в виде тандемных массивов размерами до нескольких млн п. н. Длина мономеров варьирует от 150-180 до 300-360 п. н. Важно отметить, что ДНК длиной 150 п. н. соответствует обороту ДНК вокруг нуклеосомы. В ходе эволюции разнообразие семейств сателлитов быстро менялось, приводя к образованию видоспецифичных повторов. Однако некоторые из них сохранялись в течение длительных эволюционных
периодов [1, 6]. Например, CENP-B бокс — мотив длиной 17 п. н. в центромерных альфа-сателлитах, связывающийся с белком CENP-B, найден у млекопитающих, насекомых, моллюсков и нематод [6].
Центромеры состоят из последовательностей со сравнительно низкой степенью консервативности, которые связаны с консервативными для разных видов кинетохорными белками. Во взаимодействии центромер-ной ДНК с кинетохором важную роль играет эпигенетическая регуляция [57]. Высококонсервативные функции центромер коррелируют с модификациями варианта гистона Н3 (CENH3 растений и CENP-A у животных и грибов), фосфорилированием триптофана 133 гистона Н2А и фосфорилированием серина 10 гистона Н3 [55]. Специализированный компонент центромерных нукле-осом, CENP-A (CENH3), является фундаментальной эпигенетической меткой для определения локализации кинетохора [58, 59].
ТЕ выявляют в центромерах грибов, животных [60] и растений [61]. Так, в составе центромер ячменя, пшеницы и ржи был обнаружен центромер-специфичный РЭ (ЦСРЭ), относящийся к LTR-РЭ суперсемейства ретротранспозонов gypsy. ЦСРЭ характеризуются наличием специфических повторов в доменах интегразы, которые могут нацеливать их встраивание в геном, главным образом, в функциональные центромеры. Более того, ЦСРЭ играют важную роль в эволюционных преобразованиях за счет рекомбинации с другими ТЕ генома [61]. ТЕ и сателлитная ДНК центромер сходны также по особенностям нуклеотидных последовательностей и структурной организации, что указывает на взаимосвязи в их эволюции, влияющие на архитектонику и функции генома. Распространенной характеристикой центромер растений является одновременное наличие сателлитов и ТЕ. В центромерах различных видов трав группа ЦСРЭ Ty3/gypsy сосуществует с сателлитами, ЦСРЭ взаимодействуют с белком CENH3, что говорит об их активном участии в функциях центромер [1 ]. В исследованиях на кукурузе и пшенице было показано, что ЦСРЭ используются в динамических изменениях центромер и в формировании кинетохора [62, 63].
У кукурузы тандемные повторы CRM1TR и CRM4TR произошли от ЦСРЭ подсемейств CRM1 и CRM4 [4]. Источниками возникновения сателлитов центромер являются не только РЭ, но и другие ТЕ. Еще в 1 999 г. было показано, что сателлитная ДНК, локализованная в перицентромерных областях генома цветкового растения Arabidopsis thaliana, имеет значительное сходство с 5'UTR ДНК-транспозона En/Spm-like, который мог быть источником возникновения таких последовательностей в эволюции [64]. Кроме типичных LTR-РЭ, в центромерах хромосом у летучих мышей было обнаружено массивное накопление LINE1-ретроэлементов [13]; у растений — тандемные массивы участков гелитронов, большинство из которых перераспределяются с другими повторами в центромерах [1 2], а у морских беспозвоночных — группа ТЕ CMITE, сходная с MITE, от которых произошла сателлитная ДНК центромер [3].
В центромерах хромосом грибов выявлены локусы, богатые LTR-РЭ, которые поддерживают структуры повторяющихся нуклеотидных последовательностей в данных областях [14]. В то же время обнаружена взаимосвязь центромер геномов грибов (дрожжей) не только с РЭ, но и с генами, характеризующимися кластерной организацией. К ним относятся гены, кодирующие 5S субъединицу рибосомальной РНК (рРНК) и транспортные РНК (тРНК), транскрибирующиеся при помощи Pol-III [65]. Центромерные сателлиты длиной 250 п. н.
в геноме травянистого растения Aegilops speltoides имеют высокую степень сходства с РЭ Ty3/gyspy-like [66]. У морских китообразных Cetaceans определена значительная гомология перицентромерных сателлитов с 3'UTR ретроэлемента LINE1 [9]. У Drosophila virilis выявлено выраженное сходство нуклеотидных последовательностей LTR-РЭ pDv с центромерными сателлитами семейства pvB370 [67]. У устриц консервативные центромерные сателлиты, подобные CENP-B последовательности млекопитающих, произошли от древнего ТЕ, который генерировал единицы сателлитной ДНК [15]. Филогенетический анализ показал, что в возникновении тандемных повторов внутри альфа-блока геномов человека и шимпанзе ключевую роль сыграли дупликации таких ТЕ, как Alu и ERVK9 [2]. Центромеры гиббонов содержат повторы, состоящие из единиц длиной 35-50 п. н., сходных с последовательностями VNTR транспозонов SVA, LAVA, PVA [10].
Анализ нуклеотидных последовательностей геномов животных и растений показал, что центромерная сателлитная ДНК произошла от РЭ путем незаконной рекомбинации с последующей амплификацией путем генной конверсии. Например, у кукурузы сателлиты CRM1TR и CRM4TR проявляют сходство с РЭ на 97%. Центромерная сателлитная ДНК картофеля также сходна с РЭ и сохраняет структурные особенности типичных LTR-РЭ [11]. Предполагают, что через центромеры ТЕ могут участвовать в центромерном конфликте, когда ТЕ активно внедряются в домены центромер, хотя точные механизмы данного явления остаются неясными [68]. Взаимодействие ЦСРЭ с кинетохором [69] говорит об участии ТЕ в необходимом для осуществления митоза функционировании центромер. Было показано, что в ходе хромосомных перестроек некоторые РЭ, расположенные вблизи бывших центромер, встраиваются во вновь образованные центромеры [55]. При этом ТЕ являются ключевыми регуляторами эпигенетических процессов, которые влияют на сборку функциональных центромер [70].
Роль транспозонов в возникновении центромерного белка CENP-B
Еще в 1996-1997 гг. были опубликованы работы об эволюционной роли белка транспозазы ТЕ в происхождении центромерного белка CENP-B [71, 72]. ТЕ служат также источниками нуклеотидных последовательностей центромер, которые взаимодействуют с CENP-B белком [6]. В 1997 г. была выявлена значительная гомология белка CENP-B высших эукариот с белком Abp1p грибов, взаимодействущим с сайтами коровой ДНК центромеры хромосомы у дрожжей Schizosaccharoyces pombe. Сверхэкспрессия, а также инактивация гена abpl изменяют митотическую хромосомную стабильность и вызывают дефекты в мейозе [60]. Белок Abp1 играет важную роль в предотвращении полномасштабной транскрипции генома, при которой образуются загадочные нестабильные транскрипты (CUT — cryptic unstable transcripts). Потеря белка Abp1 приводит к накоплению CUT, происходящих главным образом от РЭ и повторов рДНК, и способствует одновременно с дерепрессией РЭ увеличению размера ядрышка [73].
Происхождение центромерного белка
CENP-B от транспозазы ТЕ [71, 72], а также взаимосвязь ЦСРЭ с кинетохором [62, 63, 70], говорит об участии ТЕ в сегрегации хромосом при митозе эукариот. Способность ТЕ взаимодействовать с кинетохором могла появиться при взаимопревращениях вирусов
и ТЕ в эволюции [74]. Образование в эволюции эндогенных вирусов из экзогенных было связано с динамической посттранскрипционной и посттрансляционной регуляцией функциональных РНК и белков вирусов, которые использовались их хозяевами для управления механизмами сегрегации хромосом при митозе. Так, бактериофаги 9KZ и фРАЗ кодируют сходный с тубулином белок PhuZ, собираюшийся в биполярные веретена, характеризующиеся динамической нестабильностью [75]. Это свойство могло быть основой для возникновения митоза, для которого необходимы движения и сегрегация хромосом при помощи митотических веретен, состоящих из биполярного массива микротрубочек. Микротрубочки состоят из гетеродимеров а/р-тубулина, образующих полые филаменты, связываясь латерально и головой к хвосту. In vivo тубулин в микротрубочках подвергается посттрансляционным модификациям, и различие изо-форм обеспечивает механизм движения микротрубочек и связанных с ними белков [76]. Вирусные белки, подобно тубулину, характеризуются посттрансляционными модификациями, что связано с эффектом защитных реакций хозяев против патогенов [77]. В ходе эволюции взаимопревращения ТЕ и вирусов могли привести к кооптированию тубулина для клеточных функций. Еще в 1989 г. было обнаружено, что у одноклеточных эукариот Trypanosoma brucei гены, кодирующие а- и р-тубулин, расположены в одном кластере, и примыкающая к З'-концу этого кластера нуклеотидная последовательность обладает высокой степенью сходства с РЭ RTnL [78]. В дальнейшем было доказано, что RTnL, обозначаемый как TRS/ ingi, расположен в одном и том же хромосомном локусе различных видов подрода трипаносом Trypanozoon [79]. Кроме того, было показано, что ацетилированный а-тубулин способствует репликации вируса парагриппа III типа [80]; белок оболочки вирусов Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) также взаимодействует с а-тубулином, что ведет к деполимеризации микротрубочек [81]; оболочечный гликопротеин gp120 вируса иммунодефицита человека (HIV) вызывает гибель нейронов, взаимодействуя с р-3 тубулином, главным компонентом микротрубочек нейронов [82]. Была выявлена роль микротрубочек для эффективного формирования капсида во время репликации вируса гепатита В [83], а также для облегчения взаимосвязей между отдельными сегментами РНК вируса гриппа А [84]. Описанные взаимосвязи вирусов с тубулином могут иметь отношение к участию ТЕ в сегрегации хромосом [62, 63, 70], поскольку ТЕ и вирусы имеют эволюционное родство [74].
Взаимосвязь центромер и транспозонов с РНК-интерференцией
Хотя первоначально сателлиты считались транскрип-ционно инертными, появляется все больше исследований, доказывающих их транскрипционную активность [6]. Оказалось, что нкРНК, происходящие из транскриптов сателлитной ДНК, играют роль в создании гетерохроматинового состояния в центромерах и теломерах [85]. Данные нкРНК влияют на функционирование центромер, а также участвуют в элонгации, кэпировании и репликации теломер [6]. Имеется множество примеров пластичности центромер растений и животных, наиболее яркий из которых — неоцентромеры, не имеющие гомологии с нормальными центромерами, но образующие полностью функциональные кинетохоры. Объяснения механизмов пластичности центромер сфокусировано на эпигенетике, структурном коде и широкомасштабных
эффектах РНК при сайленсинге генов и модификации хроматина. При этом РНК является ключевым эпигенетическим посредником для организации хроматина, необходимым для сегрегации хромосом [86].
В геномах млекопитающих были выявлены единицы транскрипции, состоящие из нуклеотидных последовательностей сателлитов и РЭ, которые связываются с белками центромер и служат источниками нового класса малых РНК [85]. Количество данных о том, что сателлиты являются транскрипционно активными у позвоночных,беспозвоночных и растений, все увеличивается. Например, было обнаружено, что у человека 98% генома экспрессируется, и большая часть образуемых транскриптов представлены как нкРНК, которые вовлечены не только в поддержание гетерохроматина, сборку центромер и кинетохора, но и в генную регуляцию [6]. Возможным объяснением возникновения этих механизмов может быть происхождение центромер от ТЕ [2, 4, 9-14], поскольку ТЕ — универсальные единицы саморегуляции и эпигенетических процессов в эволюции и онтогенезе [74].
ЦСРЭ участвуют в организации и функции центромер-ного хроматина при помощи РНК-интерференции (РНКи). Например, у риса посевного (Oryza sativa subsp. japónica) выявлено, что хроматин, сформированный с помощью ЦСРЭ, сильно обогащен гистоном H3K9me2, а ЦСРЭ транскрибируется в клетках корней, листьев и метелок с образованием малых нкРНК [87]. Транскрипты цен-тромерных сателлитов играют важную роль в функционировании центромер путем разграничения доменов, составляющих кинетохор, за счет РНК-интерференции с рекрутированием ферментов модификаций гистонов и создания гетерохроматиновых участков. При исследовании влияния нкРНК на центромеры в геномах сумчатых показано значение эпигенетических факторов (гистоновых деацетилаз, белков группы Polycomb и белков с доменами SET) в регуляции функционирования центромер [88]. ТЕ в структуре гетерохроматина центромер делают их «липкими» для связывания сестринских хроматид. Сформированный гетерохроматин центромер зависит от РНК-интерференции, при отсутствии компонентов которой (белков-аргонавтов (Ago), белков дайсера Dicer (Dcr), РНК-зависимой РНК-полимеразы Rdp1, белка РНК-индуцированного транскрипционного комплекса сайленсинга — Tas3) увеличивается скорость потери хромосом и появляются специфические дефекты митоза с отставанием хромосом в поздней анафазе. Подобно центромерам, LTR-РЭ тоже упаковываются в зависимый от РНК-интерференции (с участием Ago1, Dcr1, Rdp1, Tas3) гетерохроматин с метилированным лизином 9 гистона Н3 [70].
Транспозиционная активность ЦСРЭ способствует высокой эволюционной динамике изменений центромер путем создания новых инсерций, а также незаконной и неравной рекомбинации. Предполагают, что основанная на промоторах ЦСРЭ транскрипция является необходимым условием для замены гистона Н3 на специфический для центромер вариант гистона CENH3 у растений. ЦСРЭ являются важными детерминантами для структуры центромер, так как РНК-компонент центромерного хроматина, например, у кукурузы, содержит транскрипты ЦСРЭ [87]. РНК участвуют в самых разнообразных механизмах модификации хроматина, от крупномасштабных структурных перестроек до тонких локальных эффектов. В частности, ЦСРЭ и сателлиты кукурузы не только транскрибируются, но около половины их РНК-продуктов тесно связаны с CENH3. Данные одноцепочечные РНК длиной от 40 до 200 нуклеотидов участвуют в образовании
комплексов центромер-кинетохор [89]. Регуляция про-цессинга данного класса малых нкРНК, названных сгаэ^НК, может служить неотъемлемым компонентом эпигенетических механизмов создания центромер [59].
Характерной чертой ТЕ является способность к саморегуляции процессированными продуктами собственной транскрипции [31, 35, 90]. Это связано с тем, что первичный транскрипт ТЕ может обрабатываться как сплай-сосомой с образованием мРНК, транслируемой в функциональные белки, так и системой РНК-интерференции с формированием нкРНК [30, 32, 33]. Последние, в свою очередь, вызывают интерференцию самих ТЕ и генов, содержащих гомологичные нуклеотидные последовательности [35]. Данное свойство служит универсальным способом динамичной эпигенетической регуляции геномов эукариот в эволюции, так как ТЕ участвуют в эволюции белок-кодирующих генов [8, 15, 16, 20, 22-26]. Сходной с ТЕ способностью к саморегуляции процесси-рованными продуктами собственной транскрипции обладает сателлитная ДНК центромер [59], что подтверждается ее происхождением от ТЕ в эволюции [2, 4, 9-14]. Отсутствие или малое количество ТЕ в центромерах некоторых видов говорит о механизмах очистки геномов от транспозонных нуклеотидных последовательностей. При этом сохраняются функционально важные последовательности, транскрипты которых обеспечивают правильное функционирование центромер в системе РНК-интерференции под регуляторным влиянием эпигенетических факторов [87, 89].
Роль транспозонов в возникновении кластеров генов
Еще в 1984 г. Барбара Мак Клинток первой показала, что ТЕ у кукурузы могут индуцировать крупные хромосомные преобразования, включая дупликации, делеции, инверсии и транслокации при средовых стрессорных воздействиях [91]. Размеры и типы изменений зависят от локализации и ориентации ТЕ. Единый локус, содержащий различные ТЕ, может продуцировать практически неограниченное количество геномных перестроек [92]. Данные процессы бывают адаптивными, так как происходящие под влиянием ТЕ структурные изменения геномов могут быть не только вредными, но и полезными (т. е. способствовать выживанию особей]. Это связано с возникновением от ТЕ новых белок-кодирующих генов, повторов и регуляторных нуклеотидных последовательностей. Можно предположить, что при возникновении жизни взаимосвязь мира РНК и ДНК с белками была обусловлена необходимостью оптимизации защитных систем от инсерционного мутагенеза с использованием белковых ферментов, что стало основой для отбора механизмов взаимодействия способов амплификации полимеров аминокислот и нуклеотидов. При этом была сформирована система трансляции, основные компоненты которой могли произойти от ТЕ, так как самые древние консервативные РНК (мяРНК, мяоРНК, рРНК, тРНК), подобно ТЕ, подвергаются неслучайному процессингу. Образуемые при этом нкРНК используются системой РНК-интерференции для сайленсинга ТЕ в геноме [93, 94]. Многие 1_ТП-РЭ используют тРНК хозяев в качестве праймера для инициирования синтеза ДНК [93]. Механизмы контроля геномами хозяев собственных структурных преобразований, в которых участвуют процессированные компоненты системы трансляции, вероятно, связаны с ТЕ, способными к сайт-специфической интеграции. Так, некоторые ТЕ специфически инсертируют в область мультигенных
рДНК. Транспозоны MITE и Pokey, а также ретроэлемент R2 встраиваются в специфические сайты 28S рДНК [95]. От ТЕ произошли гены белков ацетилтрансферазного комплекса гистонов HDP1 и HDP2 и организующие хроматин инсуляторы [96], от транспозазы Hsmar1 — ген гистоновой метилтрансферазы SETMAR [26, 97]. Возникающие при помощи TE ретрогены [22] фланкированы нуклеотидными последовательностями РЭ, что используется для их участия в новых регуляторных сетях, находящихся под контролем ТЕ.
Одомашнивание транспозонов геномами может быть адаптивным механизмом, необходимым для выживания организмов, так как использование ТЕ для нужд хозяев стимулируется воздействиями стрессоров. В ходе эволюции одомашненные гены TE значительно мутируют и не могут быть идентифицированы в качестве производных TE. Благодаря новым технологиям секвенирования для идентификации остатков TE, удалось обнаружить, что ТЕ составляют значительно большую часть геномов, чем считалось ранее [98]. ТЕ выявляются даже в геномах грибов, размеры которых значительно меньше других эукариот. При исследовании 59 видов грибов обнаружено более 66 500 разных РЭ со значительной вариабельностью у различных представителей [99]. У грибов также активно функционирует система РНК-интерференции с участием белков Argonaute и Dicer как для сайленсинга имеющихся ТЕ, в том числе РЭ, так и для регуляции экспрессии генов [100]. У 1730 видов грибов выявлено почти 70 000 отдельных семейств ДНК-ТЕ [99].
Значение ТЕ в образовании белок-кодирующих генов и способность ТЕ в ходе эволюции образовывать тандем-ные повторы [2-5] позволяет предположить возникновение от ТЕ генов гистонов и рРНК. По аналогии с сател-литной ДНК, причиной образования кластеров генов может являться рекомбинация с другими TE генома [61], в том числе незаконная рекомбинация с последующей амплификацией путем генной конверсии [11, 87]. Одним из подтверждений данного предположения служит доказанная роль происхождения от ТЕ гена CENP-B [71, 72] и специфичность инсерций определенных ТЕ в область генов рДНК [95]. Гены гистонов [101] и рДНК [102] расположены кластерами, тандемно повторяясь и даже перераспределяясь между собой у некоторых видов [102, 103], что может быть связано с незаконной
ЛИТЕРАТУРА [REFERENCES]:
1. Mestrovic N., Mravinac B., Pavlek M. et al. Structural and functional liaisons between transposable elements and satellite DNAs. Chromosome Res. 2015; 23: 583-96.
2. Kulski J.K., Anzai T., Inoko H. ERVK9, transposons and the evolution of MHC class I duplicons within the alpha-block of the human and chimpanzee. Cytogenet. Genome Res. 2005; 110: 181-92.
3. Wang S., Zhang L., Meyer E. et al. Characterization of a group of MITEs with unusual features from two coral genomes. PLoS ONE 2010; 5: e10700.
4. Sharma A., Wolfgruber T.K., Presting G.G. Tandem repeats derived from centromeric retrotransposons. BMC Genomics 2013; 14: 142.
5. McGurk M.P., Barbash D.A. Double insertion of transposable elements provides a substrate for the evolution of satellite DNA. Genome Res. 2018; 28: 714-25.
6. Biscotti M.A., Canapa A., Forconi M. et al. Transcription of tandemly repetitive DNA: functional roles. Chromosome Res. 2015; 23: 463-77.
7. Arkhipova I.R., Yushenova I.A., Rodriguez F. Giant Reverse Transcrip-tase-Encoding Transposable Elements at Telomeres. Mob. Biol. Evol. 2017; 34: 2245-57.
8. Kopera H.C., Moldovan J.B., Morrish T.A. et al. Similarities between long interspersed element-1 (LINE-1) reverse transcriptase and telomerase. PNAS USA 2011; 108: 20345-50.
9. Wong L.H., Choo K.H. Evolutionary dynamics of transposable elements at the centromere. Trends Genet. 2004; 20: 611-6.
10. Hara T., Hirai Y., Jahan I. et al. Tandem repeat sequences evolutionary related to SVA-type retrotransposons are expanded in centromere
рекомбинацией с другими ТЕ в геноме. ТЕ не встраиваются в геном равномерно, их особенности вставок в специфические локусы значительно различаются. Например, ДНК-транспозон под названием Sleeping Beauty перемещается исключительно в динуклеотиды ТА (главным образом в составе генов), а LTR-РЭ встраиваются в сайты TTAA преимущественно CpG-островков, стартовых сайтов транскрипции и активно транскрибируемых областей [17]. Эти данные, а также способность ТЕ к локус-специфической интеграции [61], в частности, в области центромер [1 04], свидетельствуют о роли ТЕ в создании тандемно повторяющихся специфических нуклеотидных последовательностей и даже целых генов, участвующих в важнейших адаптивных процессах, следовательно, ТЕ могли быть использованы в ходе эволюции консервативных кластеров генов [11, 105].
Заключение
ТЕ играют ключевую роль в структурной эволюции геномов эукариот путем создания и изменения тандем-ных повторов теломер и центромер, что отражается в количестве и особенностях строения хромосом. Благодаря свойству ТЕ образовывать тандемные повторы, возникли специфичные для эукариот хромосомы, а также способность к митозу и мейозу, что обусловлено регуляторной ролью нкРНК, образованных при процессинге транскриптов ТЕ и произошедших от них центромер. Анализ литературных данных о значении ТЕ в возникновении белок-кодирующих генов, регуляторных и повторяющихся нуклеотидных последовательностей свидетельствует о том, что источниками структурных изменений геномов могли служить ТЕ. Это связано с их участием в функциональных преобразованиях за счет влияния на регуляцию геномов с использованием системы РНК-интерференции для управления экспрессией генов и функционированием центромер и теломер. Возникновение в эволюции белка CENP-В и сателлитов центромер от ТЕ, а также участие ЦСРЭ во взаимодействиях с кинетохором доказывают ключевую роль ТЕ в возникновении митоза. Сделано предположение, что одним из условий для сегрегации хромосом при митозе были взаимопревращения вирусов и ТЕ, в ходе которых были одомашнены их белки, характеризующиеся посттрансляционными модификациями.
region of the western hoolock gibbon, a small ape. J. Hum. Genet. 2012; 57: 760-5.
11. Han J., Masonbrink R.E., Shan W. et al. Rapid proliferation and nucleolar organizer targeting centromeric retrotransposons in cotton. Plant J. 2016; 88: 992-5.
12. Xiong W., Dooner H.K., Du C. Rolling-circle amplification of centro-mericHelitrons in plant genomes. The Plant Journal 2016; 88: 1038-45.
13. de Sotero-Caio C.G., Cabral-de-Mello D.C., Calixto M.D.S. et al. Centromeric enrichment of LINE-1 retrotransposons and its significance for the chromosome evolution of Phyllostomid bats. Chromosome Res. 2017; 25: 313-25.
14. Yadav V., Sun S., Billmyre R.B. et al. RNAi is a critical determinant of centromere evolution in closely related fungi. PNAS USA 2018; 115: 3108-13.
15. Lopez-Flores I., de la Herran R., Garrido-Ramos M.A. et al. The molecular phylogeny of oysters based on a satellite DNA related to transposons. Gene 2004; 339: 181-8.
16. Volff J.N. Turning junk into gold: domestication of transposable elements and the creation of new genes in eukaryotes. BioEssays 2006; 28: 913-22.
17. de Jong J., Wessels L.F.A., van Lohuizen M. et al. Applications of DNA integrating elements: Facing the bias bully. Mobile Genetic Elements 2015; 4: 1-6.
18. Kapitonov V.V., Jurka J. A universal classification of eukaryotic transposable elements implemented in Repbase. Nat. Rev. Genet. 2008; 9: 411-2.
19. Galej W.P., Oubridge C., Newman A.J. et al. Crystal structure of Prp8 reveals active site cavity of the spliceosome. Nature 2013; 493: 638-43.
20. Nozu K., Lijima K., Igarashi T. et al. A birth of bipartite exon by intragenic deletion. Mol. Genet. Genomic Med. 2017; 5: 287-94.
21. Mersch B., Sela N., Ast G. et al. SERpredict: detection of tissue-or tumor-specific isoforms genetated through exonization of transposable elements. BMC Genet. 2007; 8: 78.
22. Tan S., Cardoso-Moreira M., Shi W. et al. LTR-mediated retroposi-tion as a mechanism of RNA-based duplication in metazoans. Genome Res. 2016; 26: 1663-75.
23. Hadjiargyrou M., Delihas N. The Intertwining of Transposable Elements and Non-Coding RNAs. Int. J. Mol. Sci. 2013; 14: 13307-28.
24. Jiang F., Zhang J., Liu Q. et al. Long-read direct RNA sequencing by 5'-Cap capturing reveals the impact of Piwi on the widespread exonization of transposable elements in locusts. RNA Biol. 2019; 16: 950-9.
25. Sinzelle L., Izsvak Z., Ivics Z. Molecular domestication of transposable elements: From detrimental parasites to useful host genes. Cell. Mol. Life Sci. 2009; 66: 1073-93.
26. Shaheen M., Williamson E., Nickoloff J. et al. Metnase/SETMAR: a domesticated primate transposase that enhances DNA repair, replication, and decatenation. Genetica 2010; 138: 559-66.
27. Lin R., Ding L., Casola C. et al. Transposase-derived transcription factors regulate light signaling in Arabidopsis. Science 2007; 318: 1302-5.
28. Feschotte C. The contribution of transposable elements to the evolution of regulatory networks. Nat. Rev. Genet. 2008; 9: 397-405.
29. Gim J., Ha H., Ahn K. et al. Genome-Wide Identification and Classification of microRNAs derived from repetitive elements. Genomic. Inform. 2014; 12: 261-7.
30. Ozata D.M., Gainetdinov I., Zoch A. et al. PIWI-interacting RNAs: small RNAs with big functions. Nat. Rev. Genet. 2019; 20: 89-108.
31. Barry G. Small RNAs and Transposable Elements Are Key Components in the Control of Adaptive Evolution in Eukaryotes. Bioessays 2018; 40: e1800070.
32. Wei G., Qin S., Li W. et al. MDTE DB: a database for microRNAs derived from Transposable element. IEEE/ACM Trans. Comput. Biol. Bioin-form. 2016; 13: 1155-60.
33. Pedro D.L.F., Lorenzetti A.P.R., Domingues D.S. et al. PlaNC-TE: a comprehensive knowledgebase of non-coding RNAs and transposable elements in plants. Database (Oxford) 2018; 2018: 1-7.
34. McCue A.D., Slotkin R.K. Transposable element small RNAs as regulators of gene expression. Trends Genet. 2012; 28: 616-23.
35. Samantarrai D., Dash S., Chhetri B. et al. Genomic and epigenomic cross-talks in the regulatory landscape of miRNAs in breast cancer. Mol. Cancer Res. 2013; 11: 315-28.
36. Xu C., Tian J., Mo B. SiRNA-mediated DNA methylation and H3K9 dimethylation in plants. Protein Cell 2013; 4: 656-63.
37. Schrader L., Schmitz J. The impact of transposable elements in adaptive evolution. Mol. Ecol. 2018; 28: 1537-49.
38. Slijepcevic P. Mechanisms of the Evolutionary Chromosome Plasticity: Integrating the "Centromere-from-Telomere" Hypothesis with Telomere Length Regulation. Cytogenet. Genome Res. 2016; 148: 268-78.
39. Garavis M., Gonzalez C., Villasante A. On the origin of the eukaryotic chromosome: the role of noncanonical DNA structures in telomere evolution. Genome Biol. Evol. 2013; 5: 1142-50.
40. Padeken J., Zeller P., Gasser S.M. Repeat DNA in genome organization and stability. Curr. Opin. Genet. Dev. 2015; 31: 12-9.
41. Casacuberta E. Drosophila: Retrotransposons Making up Telomeres. Viruses 2017; 9: pii: E192.
42. Mikkelsen T.S., Ku M., Jaffe D.B. Genome-wide maps of chromatin state in pluripotent and lineage-committed cells. Nature 2007; 448: 553-60.
43. Richards E.J., Goodman H.M., Ausubel F.M. The centromere region of Arabidopsis thaliana chromosome 1 contains telomere-similar sequences. Nucleic Acids Res. 1991; 19: 3351-7.
44. Rosen M., Castillejo-Lopez C., Edstrom J.E. Telomere terminating with centromere-specific repeats is closely associated with a transposon derived gene in Chironomus pallidivittatus. Chromosoma 2002; 110: 532-41.
45. Villasante A., Abad J.P., Mendez-Logo M. Centromeres were derived from telomeres during the evolution of the eukaryotic chromosome. PNAS USA 2007; 104: 10542-7.
46. Bolzan A.D. Interstitial telomeric sequences in vertebrate chromosomes: Origin, function, instability and evolution. Mutat. Res. 2017; 3: 51-65.
47. Jankowska M., Fuchs J., Klocke E. et al. Holokinetic centromeres and efficient telomere healing enable rapid karyotype evolution. Chromosoma 2015; 124: 519-28.
48. Klutstein M., Fennell A., Farnandez-Alvarez A. et al. The telomere bouquet regulates meiotic centromere assembly. Nat. Cell Biol. 2015; 17: 458-69.
49. Lingner J., Hughes T.R., Shevchenko A. et al. Reverse transcriptase motifs in the catalytic subunit of telomerase. Science 1997; 276: 561-7.
50. Malik H.S., Burke W.D., Eickbush T.H. The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements. Mol. Biol. Evol. 1999; 16: 793-5.
51. Martinez-Guitarte J.L., de la Fuente M., Morcillo G. Telomeric tran-scriptome from Chironomus riparius (Diptera), a species with noncanonical telomeres. Insect Mol. Biol. 2014; 23: 367-80.
52. Mason J.M., Randall T.A., CapkovaFrydrychova R. Telomerase lost. Chromosoma 2016; 125: 65-73.
53. Radion E., Morgunova V., Ryazansky S. et al. Key role of piRNAs in telomeric chromatin maintenance and telomere nuclear positioning in Drosophila germline. Epigenetics Chromatin 2018; 11: 40.
54. Morrish T.A., Garcia-Perez J.L., Stamato T.D. et al. Endonuclease-independent LINE-1 retrotransposition at mammalian telomeres. Nature 2007; 446: 208-12.
55. Guo X., Su H., Shi Q. et al. De Novo Centromere Formation and Centromeric Sequence Expansion in Wheat and its Wide Hybrids. PLoS Genet. 2016; 12: e1005997.
56. Melters D.P., Bradnam K.R., Young H.A. et al. Comparative analysis of tandem repeats from hundreds of species reveals unique insights into centromere evolution. Genome Biol. 2013; 14: R10.
57. Kanizay L., Dawe R.K. Centromeres: long intergenic spaces with adaptive features. Funct. Integr. Genomics 2009; 9: 287-92.
58. Hayden K.E., Willard H.F. Composition and organization of active centromere sequences in complex genomes. BMC Genomics 2012; 13: 324.
59. Carone D.M., Zhang C., Hall L.E. et al. Hypermorphic expression of centromeric retroelement-encoded small RNAs impairs CENP-A loading. Chromosome Res. 2013; 21: 49-62.
60. Halverson D., Baum M., Stryker J. et al. A centromere DNA-binding protein from fission yeast affects chromosome segregation and has homol-ogyto human CENP-B.J. Cell Biol. 1997; 136: 487-500.
61. Sharma A., Presting G.G. Evolution of centromeric retrotransposons in grasses. Genome Biol. Evol. 2014; 6: 1335-52.
62. Wolfgruber T.K., Sharma A., Schneider K.L. et al. Maize centromere structure and evolution: Sequence analysis of centromeres 2 and 5 reveals dynamic loci shaped primarily by retrotransposons. PLoS Genet. 2009; 5: 13-6.
63. Li B., Choulet F., Heng Y. et al. Wheat centromeric retrotrans-posons: the new ones take a major role in centromeric structure. Plant J. 2013; 73: 952-65.
64. Kapitonov V.V., Jurka J. Molecular paleontology of transposable elements from Arabidopsis thaliana. Genetica 1999; 107: 27-37.
65. Kim K.D., Tanizawa H., Iwasaki O. et al. Centromeric motion facilitates the mobility of interphase genomic regions in fission yeast. J. Cell Sci. 2013; 126: 5271-83.
66. Cheng Z.J., Murata M. A centromeric tandem repeat family originating from a part of Ty3/gypsy-retroelement in wheat and its relatives. Genetics 2008; 164: 665-72.
67. Heikkinen E., Launonen V., Muller E. et al. The pvB370 BamHI satellite DNA family of the Drosophila virilis group and its evolutionary relation to mobile dispersed genetic pDv elements. J. Mol. Evol. 1995; 41: 604-14.
68. Klein S.J., O'Neill R.J. Transposable elements: genome innovation, chromosome diversity, and centromere conflict. Chromosome Res. 2018; 26: 5-23.
69. Zhong C.X., Marshall J.B., Topp C. et al. Centromeric retroelements and satellites interact with maize kinetochore protein CENH3. Plant Cell 2002; 14: 2825-36.
70. Allshire R.C. RNA interference, heterochromatin, and centromere function. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2004; 69: 389-95.
71. Smit A.F., Riggs A.D. Tiggers and DNA Transposon Fossils in the Human Genome. PNAS USA 1996; 93: 1443-8.
72. Kipling D., Warburton P.E. Centromeres, CENP-B and Tigger too. Trends Genet. 1997; 13: 141-5.
73. Daulny A., Mejia-Ramirez E., Reina O. et al. The fission yeast CENP-B protein Abp1 prevents pervasive transcription of repetitive DNA elements. Biochim. Biophys. Acta 2016; 1859: 1314-21.
74. Koonin E.V., Krupovic M. Polintons, virophages and transpovirons: a tangled web linking viruses, transposons and immunity. Curr. Opin. Virol. 2017; 25: 7-15.
75. Chaikeeratisak V., Nguyen K., Egan M.E. et al. The Phage Nucleus and Tubulin Spindle Are Conserved among Large Pseudomonas Phages. Cell Rep. 2017; 20: 1563-71.
76. Ferreira L.T., Figueiredo A.C., Orr B. et al. Dissecting the role of the tubulin code in mitosis. Methods Cell Biol. 2019; 144: 33-74.
77. Chiang C., Gack M.U. Post-translational Control of Intracellular Pathogen Sensing Pathways. Trends Immunol. 2017; 38: 39-52.
78. Affolter M., Rindisbacher L., Braun R. The tubulin gene cluster of Try-panosomabrucei starts with an intact beta-gene and ends with a truncated beta-gene interrupted by a retrotransposon-like sequence. Gene 1989; 80: 177-83.
79. Braun R., Behrens K., Glauser A. et al. Evolution of the retrotransposons TRS/ingi and of the tubulin genes in trypanosomes. Acta Trop. 1992; 52: 175-87.
80. Zhang S., Jiang Y., Cheng Q. et al. Inclusion Body Fusion of Human Parainfluenza Virus Type 3 Regulated by Acetylated a-Tubulin Enhances Viral Replication. J. Virol. 2017; 91: pii: e01802-16.
81. Zhang M., Zakhartchouk A. Porcine reproductive and respiratory syndrome virus envelope (E) protein interacts with tubulin. Vet. Microbiol. 2017; 211: 51-7.
82. Avdoshina V., Taraballi F., Dedoni S. et al. Identification of a binding site of the human immunodeficiency virus envelope protein gp120 to neuro-nal-specific tubulin. J. Neurochem. 2016; 137: 287-98.
83. Iwamoto M., Cai D., Sugiyama M. et al. Functional association of cellular microtubules with viral capsid assembly supports efficient hepatitis B virus replication. Sci. Rep. 2017; 7: 10620.
84. Nturibi E., Bhagwat A.R., Coburn S. et al. Intracellular Colocalization of Influenza Viral RNA and Rab11A Is Dependent upon Microtubule Filaments. J. Virol. 2017; 91: e01179-98.
85. Carone D.M., Longo M.S., Ferreri G.C. et al. A new class of retroviral and satellite encoded small RNAs emanates from mammalian centromeres. Chromosoma 2009; 118: 113-25.
86. Dawe R.K. RNA interference, transposons, and the centromere. Plant Cell 2003; 15: 297-301.
87. Neumann P., Yan H., Jiang J. The centromeric retrotransposons of rice are transcribed and differentially processed by RNA interference. Genetics 2007; 176: 749-61.
88. O'Neill R.J., Carone D.M. The role of ncRNA in centromeres: a lesson from marsupials. Prog. Mol. Subcell. Biol. 2009; 48: 77-101.
89. Topp C.N., Zhong C.X., Dawe R.K. Centromere-encoded RNAs are integral components of the maize kinetochore. PNAS USA 2004; 101: 15986-91.
90. Cho J. Transposon-Derived Non-coding RNAs and Their Function in Plants. Front. Plant Sci. 2018; 9: 600.
91. McClintock B. The significance of responses of the genome to challenge. Science 1984; 226: 792-801.
92. Zhang J., Yu C., Krishnaswamy L. et al. Transposable elements as catalysts for chromosome rearrangements. Methods Mol. Biol. 2011; 701: 315-26.
93. Schorn A.J., Gutbrod M.J., LeBlanc C. et al. LTR-Retrotransposon Control by tRNA-Derived Small RNAs. Cell 2017; 170: 61-71.
94. Schorn A.J., Martienssen R. Tie-Break: Host and Retrotransposons Play tRNA. Trend. Cell Biol. 2018; 28: 793-806.
95. Elliott T.A., Stage D.E., Crease T.J. et al. In and out of the rRNA genes: characterization of Pokey elements in the sequenced Daphnia genome. Mob. DNA 2013; 4: 20.
96. Duan C.G., Wang X., Pan L. et al. A pair of transposon-derived proteins function in a histone acetyltransferase complex for active DNA demethylation. Cell Res. 2017; 27: 226-40.
97. Cordaux R., Udit S., Batzer M.A. et al. Birth of a chimeric primate gene by capture of the transposase gene from a mobile element. PNAS USA 2006; 103: 8101-6.
98. Goerner-Potvin P., Bourque G. Computational tools to unmask transposable elements. Nat. Rev. Genet. 2018; 19: 688-704.
99. Muszewska A., Hoffman-Sommer M., Grynberg M. LTR Retrotransposons in Fungi. PLoS One 2011; 6: e29425.
100. Hu Y., Stenlid J., Elfstrand M. et al. Evolution of RNA interference proteins dicer and Argonaute in Basidomycota. Mycologia 2013; 105: 1489-98.
101. Marzluff W.F., Koreski K.P. Birth and Death of Histone mRNAs. Trends Genet. 2017; 33: 745-59.
102. Roehrdanz R., Heilmann L., Senechal P. et al. Histone and ribo-somal RNA repetitive gene clusters of the boll weevil are linked in a tandem array. Insect Mol. Biol. 2010; 19: 463-71.
103. Piscor D., Parise-Maltempi P.P. Chromosomal mapping of H3 histone and 5S rRNA genes in eight species of Astyanax (Pisces, Characiformes) with different diploid numbers: syntenic conservation of repetitive genes. Genome 2016; 59: 167-72.
104. Birchler J.A., Presting G.G. Retrotransposon insertion targeting: a mechanism for homogenization of centromere sequences on nonhomolo-gous chromosomes. Genes Dev. 2012; 26: 638-40.
105. Neumann P., Navratilova A., Koblizkova A. et al. Plant centromeric retrotransposons: a structural and cytogenetic perspective. Mob. DNA 2011; 2: 4.
