CC BY
40УДК: 612.146.2
РОЛЬ ХЛОРНОЙ ПРОВОДИМОСТИ МЕМБРАНЫ В ДЕЙСТВИИ АТФ НА СОСУДЫ БОЛЬШОГО И МАЛОГО КРУГА КРОВООБРАЩЕНИЯ
Смаглий Л. В., Рыдченко В. С., Гусакова С. В., Голованов Е. А, Чибисов Е. E, Горянова А. М, Биру-лина Ю. Г., Ковалев И. В., Петрова И. В., Носарев А. В.
ФГБОУ ВО Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России, 634050, ул. Московский тракт 2, г. Томск, Россия
Для корреспонденции: Смаглий Людмила Вячеславовна, канд. мед. наук, доцент кафедры биофизики и функциональной диагностики ФГБОУ ВО СибГМУ Минздрава России, E-mail: [email protected].
For correspondence: Liudmila V. Smaglii, PhD, Associate Professor, Biophysics and Functional Diagnostics Department, Siberian State Medical University, E-mail: [email protected].
Information about authors:
Smaglii L. V., https://orcid.org/0000-0002-5263-027X Rydchenko V. S., https://orcid.org/0000-0002-0635-6548 Gusakova S. V., https://orcid.org/0000-0001-5047-8668 Golovanov E. A., https://orcid.org/0000-0002-9383-237X Chibisov E. E., https://orcid.org/0000-0001-7384-9134 Goryanova A. M, https://orcid.org/0000-0002-2856-7258 Birulina J. G., https://orcid.org/0000-0003-1237-9786 Kovalev I. V., https://orcid.org/0000-0002-9269-0170 Petrova I. V., https://orcid.org/0000-0001-9034-4226 Nosarev A. V., https://orcid.org/0000-0002-0119-9707.
РЕЗЮМЕ
Цель: исследовали роль хлорных каналов и Na+, K+, 2Cl—котранспорта в регуляции сократительной активности гладкомышечных клеток аорты и легочной артерии крысы аденозин-5'-трифосфатом (АТФ).
Материалы и методы: измерение механического напряжения гладкомышечных клеток при действии АТФ проводили методом механографии (Myobath 11) на кольцевых деэндотелизированных сегментах аорты и легочной артерии крыс-самцов линии Wistar, предсокращенных активатором а1-адренорецепторов фенилэфрином (10 и 100 мкМ, соответственно). Величину механического напряжения оценивали в процентах от контрольного сокращения на действие фенилэфрина. Для изучения хлорной проводимости мембраны использовали неселективный блокатор хлорных каналов SITS и ингибитор Na+,K+,2Cl--котранспорта буметанид.
Результаты: в деэндотелизированных сегментах аорты крысы, предсокращенных фенилэфрином, АТФ (101000 мкМ) оказывал дозозависимое релаксирующее действие. В сегментах легочной артерии, предсокращенных фенилэфрином, АТФ (10-1000 мкМ) вызывал транзиторное увеличение механического напряжения, которое сменялось расслаблением. Буметанид (100 мкМ) и SITS (100 мкМ) снижали релаксирующее действие АТФ в сегментах аорты крысы, но усиливали в сегментах легочной артерии. При этом буметанид, но не SITS, устранял констрикторную фазу АТФ-индуцированного ответа.
Заключение: действие АТФ в сосудистых гладкомышечных клетках, предсокращенных фенилэфрином, опосредовано активацией Na+, K+, 2Cl- -котранспорта и выходящих Cl- токов в легочной артерии, и, вероятно, с их ингибированием в аорте крысы.
Ключевые слова: легочная артерия, аорта, гладкомышечные клетки, Na+, K+, 2Cl--котранспорт, Cl-
ROLE OF TRANSMEMBRANE CHLORINE TRANSPORT IN THE ATP ACTION ON THE RAT AORTA AND PULMONARY ARTERY CONTRACTILITY
Smaglii L. V., Rydchenko V. S., Gusakova S. V., Golovanov E. A., Chibisov E. E., Goryanova A. M, Birulina J. G., Kovalev I. V., Petrova I. V., Nosarev A. V.
Siberian State Medical University, 2, Moskovskii trakt Str., Tomsk, 634055, Russian Federation
SUMMARY
Purpose: the role of chlorine channels and Na+, K+, 2Cl- - cotransport in ATP-dependent regulation of the contractile activity of the rat aorta and pulmonary artery was investigated.
Materials and Methods: Bath organ technique (Myobath II) was used to study mechanical tension of smooth muscle cells under the action of ATP on ring dendothelized segments of the aorta and pulmonary artery of Wistar male rats, pre-contracted with a1-adrenoreceptor agonist phenylephrine (10 and 100 |jM, respectively). The amplitude of the mechanical tension was estimated as a percentage of the control phenylephrine-induced contraction. Non-selective chlorine channels blocker SITS and inhibitor of Na+, K+, 2Cl- - cotransport bumetanide were used to study the chlorine conductivity of the membrane.
Results: ATP (10-1000 jiM) dose-dependently relaxed endothelium-denuded rat aortic segments pre-contracted with phenylephrine. In the pulmonary artery segments pre-contracted with phenylephrine, ATP (10-1000 jiM) caused a transient increase in mechanical tension followed by relaxation. Bumetanide (100 jiM) and SITS (100 jiM) reduced the
relaxing effect of ATP in rat aortic segments, but increased in the pulmonary artery segments. In this case, bumetanide, but not SITS, eliminated the constriction phase of the ATP-induced response.
Conclusion: ATP action in vascular smooth muscle cells pre-contracted with phenylephrine, is mediated by activation of Na+, K+, 2Cl- - cotransport and Cl currents in the pulmonary artery, and, probably, with their inhibition in the rat
Key words: pulmonary artery, aorta, smooth muscle cells, Na+, K+ 2Cl-cotransport, Cl-
Пуриновые нуклеотиды (АТФ, УТФ и другие) регулируют тонус кровеносных сосудов через пуринергические рецепторы на мембранах эндо-телиальных и гладкомышечных клеток [1]. Источником внеклеточных пуриновых нуклеоти-дов, в частности, АТФ, служат эритроциты, эн-дотелиальные клетки и симпатические нервные окончания. Последние высвобождают АТФ как ко-трансмиттер норадреналина непосредственно вблизи гладкомышечных клеток [2]. Повышение концентрации АТФ в кровотоке вследствие высвобождения его из эритроцитов наблюдается при гипоксии [3], механической деформации при прохождении через капилляры, диаметр которых сравним с размерами эритроцитов [4], за-кислении среды [5] и избыточном парциальном давлении С02 в крови [6], турбулентном токе крови [7], умеренном повышении температуры [8]. В системной циркуляции повышение содержания внеклеточного АТФ сопровождалось повышением кровотока вследствие усиления продукции N0 эндотелиальными клетками и последующим расслаблением гладкомышечных клеток (ГМК) сосудов [9]. По данным 8ра^ие с соавт., этот механизм нарушен у пациентов с первичной ЛГ и характеризуется повышением сопротивления легочных сосудов в отсутствии тяжелых заболеваний дыхательных путей [9].
Сократительная активность ГМК сосудов регулируется трансмембранными токами С1-через специализированные каналы и котран-спортеры, осуществляющие совместный перенос С1- и катионов №+ и К+. У мышей с первичной гипертензией показано увеличение активности №+,К+,2С1- - котранспорта ^КСС1)
[10], тогда как мыши, нокаутированные по гену N^0, характеризуются пониженной величиной кровяного давления и снижением тонуса
[11]. У крыс с легочной гипертензией ингибиро-вание Са2+-активируемых С1- каналов (СаСС) нифлумовой кислотой снижало выраженность гипертрофических изменений в сосудах [12].
Роль хлорной проводимости мембраны в действии АТФ на ГМК кровеносных сосудов практически не изучена. Однако имеются данные об изменении хлорной проводимости мембраны при действии активаторов пуринергических рецепторов в ряде других клеток. На клетках С11 почки собак Ма^п-БагЬу (клетки собирательных канальцев почки) показано, что набухание
клеток при действии АТФ сопровождалось снижением внутриклеточной концентрации K+ и Cl- , которое подавлялось блокатором анионных каналов NPPB и ингибиторами кальций-зависимых калиевых каналов BKCa харибдотоксином, ибериотоксином и паксилином [13]. Также АТФ тразиторно стимулировал объем-чувствительный Na+,K+,2Cl- - котранспорт в клетках C7 и C11 из почки собаки Madin-Darby (MDCK) [14]. Активация объем-чувствительных Cl- каналов под действием АТФ показана в глиальных клетках головного мозга и астроцитах [15], гепато-цитах [16]. В секреторных клетках респираторного эпителия [17], железах подслизистой оболочки трахеи [18], конъктивального эпителия [19, 20], секреторного эпителия слезной железы лошади [21] и придатков крысы [22] активаторы пуринергических рецепторов АТФ и УТФ стимулировали Ca2+-активируемые Cl- каналы (CaCC) за счет увеличения внутриклеточной концентрации Ca2+. В клетках эпителия кишечника мыши УТФ и АТФ стимулирует рецепторы P2Y4, которые стимулируют секрецию Cl- [23].
Приведенные данные позволяют предположить возможное участие транспортеров хлора в регуляции тонуса кровеносных сосудов пуринергическими рецепторами.
В связи с этим исследовали роль хлорных каналов и Na+, K+, 2Cl- - котранспорта в регуляции сократительной активности сосудистых ГМК сосудов системного (аорта крысы) и легочного кругов кровообращения, поскольку регу-ляторные механизмы в них имеют ряд различий.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Оценка сократительной активности гладкомышечных сегментов аорты крысы.
Объектом исследования служили кольцевые деэндотелизированные сегменты, полученные из легочной артерии и грудного отдела аорты крыс-самцов линии Wistar. Животных умерщвляли методом цервикальной дислокации под глубоким наркозом (Nembutal, 70 мг/кг, вну-трибрюшинно). Величину механического напряжения (МН) сегментов измеряли методом механографии с использованием четырехка-нальной механографической установки Myobath II и аппаратно-программного обеспечения LAB-TRAX-4/16 (World Precision Instruments, Германия). Сегменты аорты фиксировали в аэриру-
емых камерах, заполненных физиологическим раствором Кребса (120.4 мМ NaCl, 5.9 мМ KCl, 2.5 мМ CaCl2, 1.2 мМ MgCl2, 5.5 мМ глюкозы, 15 мМ NH2C(CH2OH)3, рН=7.35-7.40) и инкубировали при 37°C в течение 40-50 мин. Сокращение сегментов вызывали гиперкалиевым раствором Кребса (эквимолярное замещение 30 мМ NaCl на KCl), а также активатором а1-адренорецепто-ров фенилэфрином (ФЭ, Sigma-Aldrich, США). В сегментах аорты крысы сокращение вызывали действием 10 мкМ ФЭ, в сегментах легочной артерии - 100 мкМ ФЭ. Амплитуды сократительных ответов рассчитывали в процентах от контрольных сокращений на 30 мМ KCl или ФЭ.
Для исследования роли хлорной проводимости мембраны использовали ингибитор Na+, K+, 2Cl- - котранспорта буметанид (Sigma-Aldrich, США), который блокирует транспорт ионов хлора, приводя к снижению его внутриклеточной концентрации, и неселективный блокатор хлорных каналов SITS (Sigma-Aldrich, США). Матричные растворы буметанида (10 мМ) и SITS (10 мМ) готовили разведением в ДМСО.
Статистическую обработку результатов выполняли в программе Statistica 7.0 for Windows фирмы Statsoft. Достоверность различий определяли с помощью U-критерия Манна-Уитни для двух независимых выборок и Т-критерия Вилкоксона - для зависимых выборок. Данные представлены в виде медианы и квартелей (Q1; Q3). Достоверными считали различия при значении р<0,05.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Исследование хлорной проводимости мембраны в гладкомышечных клетках аорты крысы
При добавлении к деэндотелизированным сегментам аорты, предсокращенным ФЭ (10 мкМ), АТФ в концентрациях 10 мкМ, 50 мкМ, 100 мкМ, 500 мкМ и 1000 мкМ наблюдалось дозозависимое снижение МН сосудов до 87,9 (86,3; 89,7) %, 29,9 (23,8; 46,3) %. 17,4 (15,9; 22,0) %. 16,47 (13,8; 19,3) % и 5,10 (2,6; 9,7) % (p < 0,05, n = 8), относительно контрольного фенилэф-рин-индуцированного сокращения (Рис. 1А).
Предобработка сегментов аорты крысы буметанидом (100 мкМ) в течение 15 минут не влияла на действие 10 мкМ АТФ, но статистически значимо снижала величину расслабления на действие 50 - 1000 мкМ АТФ (p < 0,05; n = 6) по сравнению с данными, полученными в отсутствие ингибитора (табл. 1).
Блокатор Cl- каналов SITS (10 мкМ) изменял действие 50 мкМ, 100 мкМ и 500 мкМ АТФ на констрикторное (табл 1).
Исследование хлорной проводимости мембраны в гладкомышечных клетках легочной ар-
терии крысы. Добавление АТФ (10, 50, 100, 500, 1000 мкМ) к сегментам легочной артерии, пред-сокращенным фенилэфрином (100 мкМ), приводило к развитию транзиторных сократительных ответов, амплитудой 108,1 (106,3; 111,6) %, 112,1 (102,4; 126,0) %, 113,8 (110,1; 120,3) %; 123,5 (118,1; 135,3) %; 113,7 (109,6; 124,2) % (p < 0,05, n = 6), соответственно (Рис. 1Б).
Предобработка сегментов легочной артерии ингибитором Na+, K+, 2Cl- - котран-спорта буметанидом (100 мкМ, 30 мин) подавляла констрикторное действие АТФ (рис. 3А), при этом 500 и 1000 мкМ АТФ расслабляли сегменты до 21,1 (16,6; 21,6) % и 15,1 (10,9; 16,6) %, соответственно (p < 0,05, n=6) (табл. 2).
На фоне действия неселективного бло-катора хлорных каналов SITS (100 мкМ) последовательное добавление возрастающих концентраций АТФ приводило к дозоза-висимому расслаблению сегментов (табл. 2), однако двухфазность действия высоких концентраций АТФ сохранялась (рис. 3Б).
ОБСУЖДЕНИЕ
АТФ является основным медиатором пури-нергической сигнальной системы, который неселективно активирует P2X и P2Y рецепторы. При исследовании роли хлорного транспорта в расслаблении СГМК аорты крысы блокирование хлорных каналов неселективным ингибитором SITS изменяло действие АТФ на кон-стрикторное. Это позволяет предположить их участие в АТФ-индуцированном расслаблении СГМК аорты крысы. Ингибитор Na+,K+,2Cl-- котранспорта также снижал расслабление на действие АТФ. В работах, проведенных на клетках собирательных трубочек почки собаки Madin-Darby (MDCK) линий C7 и C11 первоначальная активация NKCC1 аденозин-5'-трифосфатом сменялась полным ингибиро-ванием его активности [14, 24, 25]. Предположительно, ингибирование NKCC1 может быть опосредовано специфическим сигнальным каскадом, активируемым рецепторами P2Y1 [13, 24], и опосредуемым, по разным данным, увеличением [Ca2+]i, цАМФ, фосфолипазой С (PLC) и фосфолипазой A2 (PLA2), простаглан-дин синтазой, протеинкиназами С и A [26, 27].
В легочной артерии АТФ, напротив, вызывал развитие транзиторных констрикторных ответов, которые подавлялись ингибитором NKCC буметанидом. Эти данные указывают на то, что действие АТФ на тонус кровеносных сосудов может зависеть от отдела сосудистого русла. Известно, что NKCC способствует накоплению Cl- в цитоплазме клетки. В ГМК это приводит к увеличению [Cl-]i до значений, превышающих
1,25 0,5 0,75 1,0 и
Время, часы Время, часы
Рисунок 1. Влияние АТФ (10-1000 мкМ) на механическое напряжение деэндотелизированных сегментов аорты (А) и легочной артерии (Б) крысы, предсокращенных фенилэфрином. По оси ординат - механическое напряжение (мН), по оси абсцисс - время (часы). Стрелками показано добавление АТФ
(10-1000 мкМ).
250
я" 200 т
О 10 50 100 500 1000
Концентра пня АТФ, мкМ
Рисунок 2. Влияние АТФ на механическое напряжение деэндотелизированных сегментов аорты крысы, предсокращенных фенилэфрином (10 мкМ), в присутствии буметанида (2), SITS (3) и в отсутствии ингибиторов (1). По оси ординат - механическое напряжение (%), по оси абсцисс - концентрация АТФ (мкМ). * - статистически значимые различия по сравнению с данными, полученными в отсутствии
ингибиторов (p < 0,05).
Таблица 1
Влияние ингибиторов хлорного транспорта на сократительную активность гладкомышечных клеток
аорты крысы в присутствии АТФ
Добавки Концентрация АТФ, мкМ
10 50 100 500 1000
АТФ (контроль) 87,9 (86,3; 89,7) 29,9 (23,8; 46,3) 17,4 (15,9; 22,0) 16,5 (13,8; 19,3) 5,1 (2,6; 9,7)
+ буметанид (10 мкМ) 83,3 (76,9; 89,7) 77,1* (69,2; 87,2) 70,8* (61,5; 84,6) 39,0* (32,3; 52,3) 12,9* (6,2; 25,6)
+ SITS (100 мкМ) 79,8 (78,7; 82,4) 132,2* (131,4; 158,2) 165,2* (163,3; 199,0) 109,6* (105,6; 112,7) 37,5* (30,0; 51,4)
Примечание: величины механического напряжения (%) сегментов аорты крысы при добавлении АТФ (10 - 1000 мкМ) представлены как медиана и квартили ^1; Q3). * - достоверные отличия от действия АТФ в отсутствии ингибиторов, р < 0.05 (п = 8).
Рисунок 3. Влияние буметанида (100 мкМ) (А) и SITS (100 мкМ) (Б) на действие АТФ (10 - 1000 мкМ) в деэндотелизированных сегментах легочной артерии крысы, предсокращенных фенилэфрином (100 мкМ). По оси ординат - механическое напряжение (мН), по оси абсцисс - время (часы). Стрелками показано добавление АТФ (10-1000 мкМ).
Таблица 2
Влияние ингибиторов хлорного транспорта на сократительную активность гладкомышечных клеток
легочной артерии крысы в присутствии АТФ
Добавки Концентрация АТФ, мкМ
10 50 100 500 1000
АТФ (контроль) 108,1 (106,3; 111,6) 112,1 (102,4; 126,0) 113,8 (110,1; 120,3) 123,5 (118,1; 135,3) 113,7 (109,6; 124,2)
+ буметанид (100 мкМ) 97,5* (93,3; 101,4) 99,4 (94,6; 104,5) 99,7* (95,8; 102,3) 21,1* (16,6; 21,6) 15,1* (10,9; 16,6)
+ SITS (100 мкМ) 96,6 (84,2; 110,9) 89,4* (75,2; 104,5) 74,3* (62,2; 87,2) 11,1* (4,0; 28,0) 12,9* (6,4; 22,6)
Примечание: величины механического напряжения (%) сегментов легочной артерии крысы при добавлении АТФ (10 - 1000 мкМ) представлены как медиана и квартили ^1; Q3). * - достоверные отличия от действия АТФ в отсутствии ингибиторов, р < 0.05 (п = 6).
равновесный потенциал для Cl- (ECl), открытию хлорных каналов, утечке хлора и деполяризации мембраны ГМК [28]. Буметанид, подавляя транспорт ионов хлора NKCC в ГМК, предотвращает последующую деполяризацию, приводящую к открытию потенциал-зависимых Са2+ каналов, входу Са2+ и развитию сокращения ГМК. Исчезновение констрикции на действие АТФ в присутствии буметанида свидетельствует о вовлечении NKCC в развитие транзиторного сокращения. Роль данного механизма также подтверждается усилением АТФ-индуцированного расслабления в присутствии блокатора d- каналов: накопление Cl- в цитоплазме ГМК гиперполяризует мембрану и способствует их расслаблению. Исследований влияния активаторов пу-ринергических рецепторов на активность NKCC в сосудистых ГМК не проводилось. В исследованиях, проведенных на других клетках, получены
противоречивые данные. Так, в работе Shin Ji-Hyun с соавт. (2004) на эпителиальных клетках слизистой носа человека показано, что аппликация АТФ стимулировала активность NKCC базолатеральной мембраны клеток, причем увеличение [Ca2+]i потенцировало этот эффект [29].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
АТФ, действуя на фоне сокращения, вызванного активацией а1-адренорецепторов, вызывает расслабление деэндотелизирован-ных сегментов аорты крысы, которое подавлялось в присутствии блокатора хлорных каналов. В то же время АТФ вызывает развитие транзиторных сократительных ответов в сегментах легочной артерии, предсокращенных фенилфэрином, которое устранялось инги-бированием NKCC и хлорных каналов. Таким образом, действие АТФ на сосудистые ГМК,
предсокращенные фенилэфрином, опосредовано активацией Na+, K+, 2Cl- -котранспорта и выходящих Cl- токов в легочной артерии, и, вероятно, с их ингибированием в аорте крысы.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.
Conflict of interest. The authors have no conflict of interests to declare.
Источник финансирования: Исследование выполнено при финансовой поддержке РФФИ (№ 18-44-703008, 18-44700009, 18-315-00296) и администрации Томской области (договор № 18-10),
Соответствие принципам этики: исследование проводилось с соблюдением принципов гуманности, изложенных в директивах Европейского сообщества (86/609/ЕЕС) и Хельсинкской декларации.
ЛИТЕРАТУРА
1. Burnstock G. Purinergic signalling: past, present and future. Braz J Med Biol Res. 2009;42(1):3-8.
2. Burnstock G. Physiology and pathophysiology of purinergic neurotransmission. Physiol Rev. 2007;87:659-797. doi:10.1152/physrev.00043.2006.
3. Sprague R. S., Ellsworth M. L. Erythrocyte derived ATP and perfusion distribution: role of intracellular and intracellular communication. Microcirculation. 2012;19: 430-439. doi: 10.1111/j.1549-8719.2011.00158.x
4. Sprague R. S., Ellsworth M. L., Stephenson A. H., Lonigro A. J. ATP: the red blood cell link to NO and local control of the pulmonary circulation. Am. J. Physiol. 1996;271:H2717-H2722. doi: 10.1152/ ajpheart.1996.271.6.H2717.
5. Ellsworth M. L., Forrester T., Ellis C. G., Dietrich H. H. The erythrocyte as a regulator of vascular tone. Am. J. Physiol. 1995;269:H2155-H2161. doi: 10.1152/ ajpheart.1995.269.6.H2155.
6. Bergfeld G. R., Forrester T. Release of ATP from human erythrocytes in response to brief period of hypoxia and hypercapnia. Cardiovasc. Res. 1992;26:40-47.
7. Wan J., Ristenpart W. D., Stone H. A. Dynamics of shear induced ATP release from red blood cells.Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998;105:16432-16437. doi.org/10.1073/ pnas.0805779105.
8. Kalsi K. K., Gonzalez-Alonso J. Temperature dependent release of ATP from human erythrocytes: mechanism for the control of local tissue perfusion. Exp. Physiol. 2012; 97:419-432. doi: 10.1113/ expphysiol.2011.064238.
9. Sprague R. S., Ellsworth M. L., Stephenson A. H., Lonigro A. J. Participation of cAMP in a signal-transduction pathway relating erythrocyte deformation to ATP release. Am J Physiol Cell Physiol. 2001;281(4): 1158-64. doi:10.1152/ajpcell.2001.281.4.C1158.
10. Orlov S. N., Koltsova S. V., Kapilevich L. V., Gusakova S. V., Dulin N. O. NKCC1 and NKCC2: The
pathogenetic role of cation-chloride cotransporters in hypertension. Genes Dis. 2015;2(2):186-196. doi: 10.1016/j.gendis.2015.02.007.
11. Meyer J. W., Flagella M., Sutliff R. L., Lorenz J. N., Nieman M. L. Decreased blood pressure and vascular smooth muscle tone in mice lacking basolateral Na(+)-K(+)-2Cl(-) cotransporter. Am. J. Physiol. 2002;283:H1846-H1855. doi: 10.1152/ajpheart.00083.2002.
12. Wang K., Ma J., Pang Y., Lao J., Pan X. et al. Niflumic acid attenuated pulmonary artery tone and vascular structural remodeling of pulmonary arterial hypertension induced by high pulmonary blood flow in vivo. J Cardiovasc Pharmacol. 2015;66:383-391. doi: 10.1097/ FJC.0000000000000291.
13. Koltsova S. V., Platonova A., Maksimov G. V., Mongin A. A., Grygorczyk R. et al. Activation of P2Y receptors causes strong and persistent shrinkage of C11-MDCK renal epithelial cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2011;301(2):403-12. doi: 10.1152/ajpcell.00018.2011.
14. Akimova O. A., Grygorzcyk A., Bundey R. A., Bourcier N., Gekle M., Insel P. A., Orlov S. N. Transient activation and delayed inhibition of Na+, K+, Cl- cotransport in ATP-treated C11-MDCK cells involve distinct P2Y receptor subtypes and signaling mechanisms. J Biol Chem. 2006;281:31317-31325. doi: 10.1074/jbc. M602117200.
15. Mongin A. A., Kimelberg H. K. ATP regulates anion channel-mediated organic osmolyte release from cultured rat astrocytes via multiple Ca2+-sensitive mechanisms. Am J Physiol Cell Physiol. 2005;288:204-213. doi: 10.1152/ajpcell.00330.2004
16. Wang Y., Roman R., Lidofsky S. D., Fitz J. G. Autocrine signaling through ATP release represents a novel mechanism for cell volume regulation. Proc Natl Acad Sci USA. 1996;93:12020-12025
17. Kunzelmann K., Schreiber R, Cook D. Mechanisms for the inhibition of amiloride-sensitive Na+ absorption by extracellular nucleotides in mouse trachea. Pflugers Arch. 2002;444:220-226. doi: 10.1007/s00424-002-0796-y
18. Yamaya M., Sekizawa K., Kakuta Y., Ohrui T., Sawai T. et al. P2u-purinoceptor regulation of chloride secretion in cultured human tracheal submucosal glands. Am J Physiol. 1996;270:L979-L984. doi.org/10.1152/ ajplung.1996.270.6.L979
19. Murakami T., Fujihara T., Nakamura M., Nakata K. P2Y(2) receptor stimulation increases tear fluid secretion in rabbits. Curr Eye Res. 2000;21:782-787.
20. Murakami T., Fujihara T., Horibe Y., Nakamura M. Diquafosol elicits increases in net Cl) transport through P2Y2 receptor stimulation in rabbit conjunctiva. Ophthalmic Res. 2004;36:89-93. doi: 10.1159/000076887
21. Wong C. H., Ko W. H. Stimulation of Cl) secretion via membrane-restricted Ca2+ signaling mediated by P2Y receptors in polarized epithelia. J Biol Chem. 2002;277:9016- 9021. doi: 10.1074/jbc.M111917200
22. Wong P. Y. Control of anion and fluid secretion by apical P2-purinoceptors in the rat epididymis. Br J Pharmacol. 1988;95:1315-1321.
23. Ghanem E., Robaye B., Leal T., Leipziger J., Van D. W. et al. The role of epithelial P2Y2 and P2Y4 receptors in the regulation of intestinal chloride secretion. Br J Pharmacol. 2005;146:364-369. doi: 10.1038/ sj.bjp.0706353
24. Brindikova T. A., Bourcier N., Torres B., Pchejetski D., Gekle M., Maximov G. V., Montminy V., Insel P. A., Orlov S. N., Isenring P. Purinergic-induced signaling in C11-MDCK cells inhibits the secretory Na-K-Cl cotransporter. Am J Physiol Cell Physiol. 2003; 285:1445-1453, doi: 10.1152/ajpcell.00386.2002
25. Orlov S. N., Dulin N. O., Gagnon F., Gekle M., Douglas J. G., Schwartz J. H., Hairnet P. Purinergic regulation of Na+,K+,Cl- cotransport and MAP kinases is limited to C11-MDCK cells resembling intercalated cells from collecting ducts. J Membr Biol. 1999; 172:225-234.
26. Insel P. A., Ostrom R. S., Zambon A. C., Hughes R. J., Balboa M. A. et al. P2Y receptors of MDCK cells: epithelial cell regulation by extracellular nucleotides. Clin Exp Pharmacol Physiol. 2001;28:351-354.
27. Schwiebert E.M., Zsembery A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim Biophys Acta. 2003;1615:7-32.
28. Anfinogenova Y.J., Baskakov M.B., Kovalev I.V., Kilin A.A., Dulin N.O. et al. Cell-volume-dependent vascular smooth muscle contraction: role of Na+, K+, 2Cl-cotransport, intracellular Cl- and L-type Ca2+ channels. Pflugers Archiv : Scientific Journal. 2004;449(1):42-55. doi: 10.1007/s00424-004-1316-z
29. Shin J.-H., Namkung W., Choi J.Y., Yoon J.-H., Lee M.G. Purinergic Stimulation Induces Ca2+-dependent Activation of Na+-K+-2Cl-Cotransporter in Human Nasal Epithelia. The Journal of Biological Chemistry. 2004;279:18567-18574. doi: 10.1074/jbc.M400639200
REFERENCES
1. Burnstock G. Purinergic signalling: past, present and future. Braz J Med Biol Res. 2009;42(1):3-8.
2. Burnstock G. Physiology and pathophysiology of purinergic neurotransmission. Physiol Rev. 2007;87:659-797. doi: 10.1152/physrev.00043.2006.
3. Sprague R. S., Ellsworth M. L. Erythrocyte derived ATP and perfusion distribution: role of intracellular and intracellular communication. Microcirculation. 2012; 19: 430-439. doi: 10.1111/j.1549-8719.2011.00158.x
4. Sprague R. S., Ellsworth M. L., Stephenson A. H., Lonigro A. J. ATP: the red blood cell link to NO and local control of the pulmonary circulation. Am. J. Physiol. 1996;271: H2717-H2722. doi: 10.1152/ ajpheart.1996.271.6.H2717.
5. Ellsworth M. L., Forrester T., Ellis C. G., Dietrich H. H. The erythrocyte as a regulator of vascular tone. Am. J. Physiol. 1995;269:H2155-H2161. doi: 10.1152/ ajpheart.1995.269.6.H2155.
6. Bergfeld G. R., Forrester T. Release of ATP from human erythrocytes in response to brief period of hypoxia and hypercapnia. Cardiovasc. Res. 1992;26:40-47.
7. Wan J., Ristenpart W. D., Stone H. A. Dynamics of shear induced ATP release from red blood cells.Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998;105:16432-16437. doi.org/10.1073/ pnas.0805779105.
8. Kalsi K. K., Gonzalez-Alonso J. Temperature dependent release of ATP from human erythrocytes: mechanism for the control of local tissue perfusion. Exp. Physiol. 2012; 97: 419-432. doi: 10.1113/ expphysiol.2011.064238.
9. Sprague R. S., Ellsworth M. L., Stephenson A. H., Lonigro A. J. Participation of cAMP in a signal-transduction pathway relating erythrocyte deformation to ATP release. Am J Physiol Cell Physiol. 2001; 281 (4): C1158-64. doi: 10.1152/ajpcell.2001.281.4.C1158.
10. Orlov S. N., Koltsova S. V., Kapilevich L. V., Gusakova S. V., Dulin N. O. NKCC1 and NKCC2: The pathogenetic role of cation-chloride cotransporters in hypertension. Genes Dis. 2015;2(2):186-196. doi: 10.1016/j.gendis.2015.02.007.
11. Meyer J. W., Flagella M., Sutliff R. L., Lorenz J. N., Nieman M. L. Decreased blood pressure and vascular smooth muscle tone in mice lacking basolateral Na(+)-K(+)-2Cl(-) cotransporter. Am. J. Physiol. 2002;283:H1846-H1855. doi: 10.1152/ajpheart.00083.2002.
12. Wang K., Ma J., Pang Y., Lao J., Pan X. et al. Niflumic acid attenuated pulmonary artery tone and vascular structural remodeling of pulmonary arterial hypertension induced by high pulmonary blood flow in vivo. J Cardiovasc Pharmacol. 2015;66:383-391. doi: 10.1097/ FJC.0000000000000291.
13. Koltsova S. V., Platonova A., Maksimov G. V., Mongin A. A., Grygorczyk R. et al. Activation of P2Y receptors causes strong and persistent shrinkage of C11-MDCK renal epithelial cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2011;301(2):403-12. doi: 10.1152/ajpcell.00018.2011.
14. Akimova O. A., Grygorzcyk A., Bundey R. A., Bourcier N., Gekle M., Insel P. A., Orlov S. N. Transient activation and delayed inhibition of Na+, K+, Cl- cotransport in ATP-treated C11-MDCK cells involve distinct P2Y receptor subtypes and signaling mechanisms. J Biol Chem. 2006; 281: 31317-31325. doi: 10.1074/jbc. M602117200.
15. Mongin A. A., Kimelberg H.K. ATP regulates anion channel-mediated organic osmolyte release from cultured rat astrocytes via multiple Ca2+-sensitive mechanisms. Am J Physiol Cell Physiol. 2005; 288: C204-C213. DOI: 10.1152/ajpcell.00330.2004.
16. Wang Y., Roman R., Lidofsky S. D., Fitz J. G. Autocrine signaling through ATP release represents a novel mechanism for cell volume regulation. Proc Natl Acad Sci USA. 1996; 93: 12020-12025.
17. Kunzelmann K., Schreiber R, Cook D. Mechanisms for the inhibition of amiloride-sensitive Na+ absorption by extracellular nucleotides in mouse trachea.
Pflugers Arch. 2002; 444: 220-226. doi: 10.1007/s00424-002-0796-y.
18. Yamaya M., Sekizawa K., Kakuta Y., Ohrui T., Sawai T. et al. P2u-purinoceptor regulation of chloride secretion in cultured human tracheal submucosal glands. Am J Physiol. 1996;270:L979-L984. doi.org/10.1152/ ajplung.1996.270.6.L979
19. Murakami T., Fujihara T., Nakamura M., Nakata K. P2Y(2) receptor stimulation increases tear fluid secretion in rabbits. Curr Eye Res. 2000;21:782-787.
20. Murakami T., Fujihara T., Horibe Y., Nakamura M. Diquafosol elicits increases in net Cl) transport through P2Y2 receptor stimulation in rabbit conjunctiva. Ophthalmic Res. 2004;36:89-93. doi: 10.1159/000076887.
21. Wong C.H., Ko W.H. Stimulation of Cl) secretion via membrane-restricted Ca2+ signaling mediated by P2Y receptors in polarized epithelia. J Biol Chem. 2002;277:9016- 9021. doi: 10.1074/jbc.M111917200.
22. Wong P.Y. Control of anion and fluid secretion by apical P2-purinoceptors in the rat epididymis. Br J Pharmacol. 1988;95:1315-1321.
23. Ghanem E., Robaye B., Leal T., Leipziger J., Van D.W. et al. The role of epithelial P2Y2 and P2Y4 receptors in the regulation of intestinal chloride secretion. Br J Pharmacol. 2005;146:364-369. doi: 10.1038/ sj.bjp.0706353.
24. Brindikova T. A., Bourcier N., Torres B., Pchejetski D., Gekle M., Maximov G. V., Montminy V., Insel P. A., Orlov
S. N., Isenring P. Purinergic-induced signaling in C11-MDCK cells inhibits the secretory Na-K-Cl cotransporter. Am J Physiol Cell Physiol. 2003; 285:1445-1453, doi: 10.1152/ajpcell.00386.2002.
25. Orlov S. N., Dulin N. O., Gagnon F., Gekle M., Douglas J. G., Schwartz J. H., Hamet P. Purinergic regulation of Na+,K+,Cl- cotransport and MAP kinases is limited to C11-MDCK cells resembling intercalated cells from collecting ducts. J Membr Biol. 1999; 172:225-234.
26. Insel P. A., Ostrom R. S., Zambon A.C., Hughes R. J., Balboa M. A. et al. P2Y receptors of MDCK cells: epithelial cell regulation by extracellular nucleotides. Clin Exp Pharmacol Physiol. 2001;28:351-354.
27. Schwiebert E. M., Zsembery A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim Biophys Acta. 2003;1615:7-32.
28. Anfinogenova Y.J., Baskakov M.B., Kovalev I.V., Kilin A.A., Dulin N.O. et al. Cell-volume-dependent vascular smooth muscle contraction: role of Na+, K+, 2Cl-cotransport, intracellular Cl- and L-type Ca2+ channels. Pflugers Archiv : Scientific Journal. 2004;449 (1):42-55. doi: 10.1007/s00424-004-1316-z.
29. Shin J.-H., Namkung W., Choi J.Y., Yoon J.-H., Lee M.G. Purinergic Stimulation Induces Ca2+-dependent Activation of Na+-K+-2Cl-Cotransporter in Human Nasal Epithelia. The Journal of Biological Chemistry. 2004;279:18567-18574. doi: 10.1074/jbc.M400639200
