CC BY
44ISSN 0868-5886
НАУЧНОЕ ПРИБОРОСТРОЕНИЕ, 2016, том 26, № 3, c. 35-43 РАЗРАБОТКА ПРИБОРОВ И СИСТЕМ =
УДК 628.931, 57.043
© Т. Э. Кулешова, М. Н. Блашенков, Д. О. Кулешов, Н. Р. Галль
РАЗРАБОТКА ЛАБОРАТОРНОГО ФИТОТРОНА С ВОЗМОЖНОСТЬЮ ВАРЬИРОВАНИЯ СПЕКТРА ИЗЛУЧЕНИЯ И ДЛИТЕЛЬНОСТИ СУТОЧНОЙ ЭКСПОЗИЦИИ И ЕГО БИОЛОГИЧЕСКОЕ ТЕСТИРОВАНИЕ
Разработан и оттестирован компактный лабораторный фитотрон с программируемым светодиодным источником облучения для изучения влияния физических факторов на растения. Устройство позволяет обеспечить воспроизводимость результатов биофизических исследований и стандартизовать условия роста и развития растений, используемых как объекты исследования. Изучено действие спектра освещения и суточной экспозиции, в том числе в условиях светодефицита, на содержание светочувствительных пигментов в хло-рофитуме хохлатом (Chlorophytum comosum maculatum) и овсе посевном (Avena sativa).
Кл. сл.: спектр освещения, световой день, фитотрон, светодиодный источник освещения, фотосинтетический поток фотонов, содержание хлорофилла, Chlorophytum comosum maculatum, Avena sativa
ВВЕДЕНИЕ
В настоящее время биофизические исследования, относящиеся к воздействию физических факторов на живые системы, выходят на первое место по отношению к традиционным физическим задачам [1]. Одним из наиболее удобных объектов для биофизических исследований являются растения, изучение которых возможно на различных стадиях жизненного цикла. Однако для обеспечения воспроизводимости результатов необходимо обеспечить стандартизацию условий роста и развития растений. Это особенно важно в том случае, если предполагается исследовать отклик живой системы на слабые физические поля: электрические, магнитные, электромагнитные и/или комбинированные. Во многих работах показано, что такие поля способны существенно ускорить или, наоборот, подавить рост живых систем и их регенерацию после повреждений [2, 3], причем они особенно эффективны тогда, когда физиологическое состояние организма далеко от оптимального [4]. Это относится и к растениям, и к животным, и даже к биотестам [5]. В связи с этим встает важная задача получения воспроизводимого референтного состояния растения в условиях стресса, но в пределах лишь функциональной недостаточности, без органических, и тем более анатомических поражений.
Ключевыми параметрами, определяющими функциональное состояние растения, являются световой режим, свойства почвы, режим увлажнения и температура. В мире накоплен огромный объем знаний относительно влияния этих факторов на сельскохозяйственные, декоративные и комнатные растения [7-10]. Подробно изучен спектральный состав света, благоприятно влияющий на рост и развитие растений; имеются данные об оптимальных световых режимах, приводящих к максимальным показателям продуктивности растений [11-13]. Можно считать установленным, что основную роль в освещении играют суммарный суточный фотосинтетический поток фотонов и спектральный состав освещения [14], а остальные факторы носят второстепенный характер.
К сожалению, стандартные теплицы и фитотроны ориентированы в первую очередь на обеспечение максимально благоприятного режима роста и развития растений и малопригодны для создания и воспроизведения системы управляемого стресса. Целью настоящей работы была разработка и тестирование экспериментального лабораторного фитотрона с программируемым светодиодным источником облучения, позволяющим варьировать спектр и длительность светового дня, для изучения влияния неблагоприятных условий освещения на развитие растений.
ПОСТАНОВКА ЗАДАЧИ
При разработке конструкции устройства, несмотря на его видимую простоту, необходимо было решить следующие задачи. Во-первых, оно должно было содержать несколько ящиков, в каждом из которых можно было бы размещать несколько растений, находящихся в изотермических условиях при одинаковой влажности и под воздействием одинакового или близкого светового потока, т. е. не затеняющих друг друга. Во-вторых, было важно иметь возможность менять суточный фотосинтетический поток фотонов (PPFD — photosynthetic photon flux per day) [15] независимо для каждого ящика в широких пределах, воспроизводимо и с достаточной точностью. В-третьих, должен быть обеспечен легкий доступ к растениям, возможность перемещения их в пределах ящика, визуальный осмотр, перестановка, полив, замер влажности почвы. Задача создания и поддержания искусственного температурного режима не ставилась, т. к. в наших лабораторных помещениях установлены системы климат-контроля.
УСТРОЙСТВО ФИТОТРОНА
Для выполнения перечисленных выше требований фитотрон был организован на базе стандартной лабораторной стойки размерами 500^600x1500 мм. Стойка была разделена перегородками на 4 рабочих ящика по 375 мм высотой (рис. 1), для размещения электроники был установлен дополнительный ящик рядом со стойкой. Для увеличения количества экспериментальных образцов с разными параметрами для тестирования каждый ящик был оснащен дополнительной подвижной светонепроницаемой заслонкой, позволяющей разделить его еще на 2 ящика длиной по 250 мм. Боковые и задняя стенки были термоизолированы экструдированным полистиролом, который был снаружи декорирован пластиком. Изнутри каждый ящик был покрыт слегка гофрированной зеркальной алюминиевой фольгой, которая выполняла роль светоотражателя и электростатического экрана. Передняя стенка каждого ящика закрывалась собственной светонепроницаемой шторой, внутренняя поверхность которой была белого цвета.
Источниками света служили светодиоды марки Jazzway с электрической мощностью 0.24 Вт и светоотдачей порядка 30 %, генерировавшие красный, синий, теплый и холодный белый свет. Светодиоды собирались в блоки площадью 120x200 мм, в которые входило по 15 источников; их комбинация позволяла широко варьировать спектр излучения. Такая компоновка улучшала
£ £
200 мм
Е S о о
"Г,
500 мм
Рис. 1. Вид фитотрона и светодиодного блока с 15 источниками, позволяющими создавать различные спектры излучения
пространственную однородность и исключала возникновение локальных точек перегрева, что является основным недостатком при использовании газосветных ламп высокого давления или мощных светодиодов. Для освещения большей поверхности исследуемого объекта блоки располагались как на верхней крышке ящика, так и на его боковых стенках в равном количестве. Количество блоков в ящике и состав светодиодов в них можно было варьировать в зависимости от того, какой именно фотосинтетический световой поток (PPF — photosynthetic photon flux) [15] и с каким спектром следовало создать. Также каждый ящик был оснащен механическими таймерами для возможности изменения длительности освещения, т. е. светового дня для растений.
Для обеспечения дыхания растений и фотосинтеза, а также для воздухообмена и отвода тепла, выделяемого источником света, каждый ящик был оборудован системой принудительной вентиляции. В углах задней стенки были прорезаны по четыре отверстия диаметром 50 мм каждое, и в них установлены вентиляторы, используемые в кулерах персональных компьютеров. Скорость воздухообмена могла
варьироваться в зависимости от мощности светильника в интервале 5-15 л-с-1.
Температура внутри каждого ящика контролировалась стандартной термопарой от мультиметра UNI-T DT830E. В использованном нами режиме при фотосинтетическом световом потоке PPF в диапазоне от 40 до 190 мкмольм-2с-1, достигаемом при мощности светильника в 15 Вт, температура во всем ящике была постоянной с точностью ± 0.5 градуса, это обеспечивалось вентиляцией со скоростью воздухообмена ~10 л-с-1.
Электрическое питание для светодиодов и вентиляторов подавалась с помощью витых пар таким образом, чтобы они не образовывали петель или контуров во избежание возникновения паразитных электромагнитных полей.
ТЕСТИРОВАНИЕ И КАЛИБРОВКА СВЕТОДИОДНЫХ БЛОКОВ
Для экспериментального определения абсолютной величины фотосинтетического потока фотонов в ящике фитотрона и его пространственного распределения были измерены усредненные по всему объему фитотрона электромагнитные спектры излучения от используемых экспериментальных искусственных источников света с помощью переносного спектрометра Ocean Optics USB 4000-UV-VIS-ES с интегрирующей сферой ISP-R, присоединенной через волоконно-оптический кабель. Угол сбора сферы составлял порядка 120 градусов, сфера располагалась в разных точках ящика и ориентировалась под разными углами относительно его входной стенки. При расположении сферы не ближе 70 мм к стенке разброс измеренных ин-тенсивностей не превышал 10 %, что позволяло считать распределение излучения изотропным.
Для оптимизации спектра источника был изготовлен специальный тестовый блок из одинакового количества красных, синих, холодных и теплых белых светодиодов, часть из них затемнялась, и измерялся спектр излучения, который оптимизировался под номинальный спектр поглощения хлорофилла [16]. Это было необходимо, поскольку реальная светоотдача коммерческих светодиодов может значительно отличаться от номинальной от партии к партии. Наиболее близким к оптимальному спектром обладал блок, содержащий 9 красных, 3 синих и 3 холодных белых светодиода.
Было также необходимо провести измерение абсолютной величины светового потока для калибровки светодиодных блоков. В качестве стандарта с достоверно известной световой отдачей и спектром была выбрана лампа
накаливания с мощностью 40 Вт, которая помещалась по центру ящика и питалась стабильным напряжением 220 В; для нее был также измерен спектр с применением того же прибора.
Темп фотосинтеза при низкой освещенности в первом приближении пропорционален концентрации светопоглощающих пигментов и числу фотонов с длинами волн в интервале между 350 и 750 нм, т. е. фотосинтетическому световому потоку; обычные энергетические и светотехнические единицы плохо подходят для его характеризации. Величина фотосинтетического потока фотонов обычно выражается в микромолях в секунду на м2 или микромолях в день на м2 — PPF и PPFD соответственно. Величина PPFD получается из величины PPF просто умножением на 84000, т. е. на количество секунд в календарных сутках.
Расчет плотности фотосинтетического потока фотонов PPF осуществлялся по следующему алгоритму. Пусть имеется спектр зависимости числа излучаемых фотонов п в относительных единицах от длины волны X в м. Возьмем в качестве калибровочного источника света лампу накаливания с известной полной мощностью Р = = 40 Вт (эффективность светоотдачи т = 1.9 %) и измерим для нее спектр излучения п(Х) в тех же относительных единицах. Тогда для получения значения PPF для экспериментальной лампы нужно выполнить следующие шаги.
1) Перевести интенсивность излучения из относительных единиц счета фотонов в относительные энергетические единицы _ДА)
f № =
n(!)hc
где И — постоянная Планка 6.625-10~34 Джс; с — скорость света 3-108 м-с-1.
2) Рассчитать коэффициент к(Х) перевода полученной интенсивности в относительных энергетических единицах в Вт
k (Л) = -
Pmf (!)
<•750 ,
Lf (Л)ЙЛ
где т — время интегрирования, с.
3) Используя полученный коэффициент к(Х), можно перевести исходную спектральную зависимость интенсивности У(Х) в относительных единицах от длины волны в м в интенсивность F(X), выраженную в системных энергетических величинах — Вт.
4) Рассчитать полную величину фотосинтетического потока фотонов PPF, мкмольм-2с-1,
(•750
I" F(Л)dЛ ррр ___
ShcNA '
где S — площадь освещаемой поверхности, м2, ^ = 6.023^ 1017 мкмоль 1 — число Авогадро.
Такой же расчет можно применить для получения значения РРБ для экспериментальных светодиодных источников, используя приборный коэффициент перевода к(Х), вычисленный из данных для лампы накаливания, т. к. мощность и коэффициент светоотдачи для лампы, сконструированной из разных светодиодов, как правило, неизвестны.
Интенсивность излучения от трех блоков, расположенных на верхней и боковых стенках, выраженная в числе фотонов фотосинтетического диапазона во всем объеме каждого ящика фитотрона, составляла 135 ±20 мкмольм-2с-1, что соответствует 4.5 Вт для экспериментального светодиодного источника излучения, и 87 ±15 мкмольм-2с-1 для нормировочного источника — лампы накаливания с выходной мощностью излучения 0.76 Вт. Увеличивая количество блоков и мощность светодиодов, можно было легко добиваться стандартно используемой величины РРБ в 300-600 мкмольм- с- без перегрева ящика.
ТЕСТИРОВАНИЕ ФИТОТРОНА
Нами было предложено, в согласии с [17], использовать содержание хлорофилла и его молекулярных форм в листьях как меру ответа
организма растения на величину суммарной суточной экспозиции растений и спектра освещения. В качестве опытных растений были взяты хлорофитум хохлатый (Chlorophytum comosum maculatum) и овес посевной (Avena sativa). Растения выращивали в почвенной культуре при 21-22 °С и влажности воздуха 7580 %. Все хлорофитумы брались от одного родителя и выращивались до начала эксперимента в теплице в одинаковых горшках с одним и тем же грунтом, при дневном свете с дополнительным искусственным освещением лампой накаливания. С помощью таймеров для каждого ящика фитоторона устанавливалась длительность суточного освещения (9, 3, 1 и 0.25 ч), в остальное время хлорофитумы находились в темноте. В случае экспериментов с овсом, наоборот, длительность суточного освещения была одинаковой, а спектр освещения различался от ящика к ящику.
Для измерений спектральной оптической плотности использовался спектрофотометр JEANWAY 6305. Оптическая плотность образца нормировалась на чистый растворитель для каждого измерения, которые проводились в кварцевых кюветах объемом 3 мл.
Измерение поглощения хлорофилла от тестовых растений проводилось без предварительного разделения на фракции. Экстракция пигментов из отобранных 100 мг листьев проводилась в 10 мл 100 % ацетонитрила в течение 30 мин в затемненных условиях для предотвращения деградации хлорофилла, после чего образец фильтровался и использовался для измерений.
Рис. 2. Изменение полного количества светочувствительных пигментов, содержащихся в листьях исследуемого растения, в зависимости от срока выдержки растения на свету в течение 9, 3, 1 и 0.25 ч в сутки. 1 — контроль, 2 — третий день эксперимента,, 3 — шестой день эксперимента, 4 — девятый день эксперимента
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Исследование роли суточной экспозиции проводилось с применением трех светодиодных блоков в каждом ящике по методике, описанной выше. Хлорофитумы помещались в экспериментальный фитотрон и освещались в течение 9, 3, 1 и 0.25 ч в сутки, остальное время растения находились в темноте. Измерения содержания хлорофилла проводили до начала эксперимента и каждые последующие 3 дня в течение 12 дней. Доля листьев, забираемая от каждого из растений для измерений, составляла порядка 5 % от его суммарной лиственной массы.
На рис. 2 представлены зависимости полного количества светочувствительных пигментов, содержащихся в листьях исследуемых растений — каротиноидов, хлорофилла а и хлорофилла Ь, — от срока выдержки растений в условиях светодефицита. Как видно, все четыре растения демонстрируют качественно схожее поведение: резкий рост количества хлорофилла на 3 и 6 днях эксперимента по сравнению с содержанием хлорофилла 31 отн. ед. до начала эксперимента, которое затем снижается и стабилизируется к девятому дню. Наиболее сильно указанный эффект проявляется в условиях наибольшего светодефицита, т. е. минимального из использованных величин PPFD. Зрительно хлорофитумы остаются неизменными: нет ни увеличения, ни уменьшения длины листьев, ни изменения их формы.
По изменению формы полученных спектров поглощения (рис. 3) можно сказать, какой из пигментов (хлорофилл а или Ь) синтезируется в большей степени в зависимости от условий эксперимента. Это позволило использовать неразделенный спектр и делать на его основании выводы не только об общем количестве пигмента, но и о его фракционном составе. Измеренный спектр неразделенной смеси демонстрирует все особенности, присущие отдельным компонентам: максимумы при 660 и 430 нм соответствуют максимумам для хлорофилла а и каротиноидов, плечи при 640 и 460 нм соответствуют максимуму поглощения хлорофилла Ь.
Отметим, что по мере выдерживания растений в условиях светодефицита изменяется не только площадь под спектрами, но и форма спектров поглощения. Так, возрастает относительный вклад плеча на длине волны 460 нм по сравнению с основным пиком при длине волны 430 нм в спектрах поглощения выделенного хлорофилла. Это говорит о нарастающем увеличении концентрации хлорофилла Ь по сравнению с хлорофиллом а в листьях растений. Можно предположить, что увеличение количества хлорофилла Ь
400
450
500 550 600 650 Длина !!'_.ШЫ,ИЧ
700
750
I I 7
550
650
700
Да.
нна волны, нм
750
Рис. 3. Спектры общей фракции хлорофилла. Спектры а, б, в получены последовательно с интервалом в 3 дня для хлорофитумов, освещаемых в течение 15 мин (1), 9 ч (2), 1 ч (3), 3 ч (4) в сутки, и для контрольного растения (5)
в темно-адаптированном хлоропласте расширяет поглощаемый пигментом спектр длин волн.
Исследование роли спектра облучения проводилось с использованием овса посевного на стадии прорастания семян. Были посажены семена овса, и горшки помещены в фитоторон. Каждый ящик разделялся подвижной перегородкой. Источники освещения содержали по 15 светодиодов, причем конструктивно они выполнены так, чтобы можно было освещать большую поверхность растений, т. е. содержали загнутые концы 50^120 мм под углом 30°, основная часть составляла 100^120 мм. Всего было сделано 6 светодиодных ламп с различающимися спектрами
в
Рис. 4. Спектры поглощения хлорофилла для растений, освещаемых: 1 — теплыми белыми светодиодами, 2 — синими свето-диодами, 3 — сине-бело-красными светодиодами, 4 — холодными белыми светодиодами, 5 — красно-синими светодиодами, 6 — красными светодиодами, 7 — лампой накаливания 40 Вт
освещения, для каждого из которых была посчитана величина РРБ, данные представлены в таблице (см. Приложение).
После выдержки растений в фитотороне в течение 9 дней, проводилось экстрагирование хлорофилла и измерялись спектры его поглощения (рис. 4). Полученные формы кривых поглощения светочувствительных пигментов листьев качественно остаются практически одинаковы для всех режимов освещения, но амплитуды пиков при длине волны 430 нм и 660 нм — максимумах поглощения хлорофилла, различаются. Так, амплитуда пика при длине волны 430 нм лежит в интервале от 0.8 до 0.25 единиц оптической плотности. Амплитуда пика при 660 нм пропорциональна амплитуде коротковолнового пика и составляет примерно 50 % от него, за исключением случая освещения растений лампой накаливания, когда амплитуда этого пика даже несколько превышает пик при длине волны 430 нм.
Значения площадей под спектрами поглощения, отражающие содержание хлорофилла в овсе посевном, освещаемом в течение 9 дней источниками освещения с различным соотношением светодиодов, т. е. с различными спектральными характеристиками, составили (в отн. ед.):
Для теплых белых светодиодов — 5;
Для синих — 4.3;
Для холодных белых — 3.6;
Для красных — 2.4;
Для сине-красных — 2.5;
Для сине-бело-красных — 4.4;
Для лампы накаливания — 2.
Видно, что освещение в условиях дефицита синего света, т. е. коротковолновых фотонов, приводит к относительно меньшему количеству хлорофилла в листьях растений, чем при более сбалансированном освещении. Особенно благоприятным является облучение лампой со спектральным составом света, в котором присутствуют как синие, так и красные компоненты. Таким образом, оказалось, что оптимальным с точки зрения количества хлорофилла является спектр, близкий к спектру его поглощения. Это позволяет предложить принцип построения светодиодного источника света для использования в сельскохозяйственном производстве в условиях уменьшенного светосинтетического потока.
КРАТКИЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ
Разработанный экспериментальный лабораторный фитотрон позволяет проводить эксперименты в отношении роли суточной экспозиции, величин фотосинтетического потока РРБ и спектра освещения. Использованные источники света можно легко перестраивать под требуемую задачу. В фитотроне приняты специальные меры для уменьшения возможного влияния электромагнитных полей, создаваемых цепями питания, на рост и развитие экспериментальный растений, что делает его особенно пригодным для биофизических исследований.
ПРИЛОЖЕНИЕ
Фотометрические величины и электромагнитные спектры излучения для экспериментальных светодиодных ламп
Цветовая характеристика и количество светодиодов в источнике освещения
Электромагнитный спектр излучения
Плотность фотосинтетического потока фотонов РРБ, мкмольм-2с-1
1
Теплые белые (2700 К), 15 шт.
190 ±30
Синие, 15 шт.
44 ±7
0.8
Холодные белые (5000 К), 15 шт.
175 ±27
2.9
Красные, 15 шт.
40 ±6
0.6
2
3
4
3
(Продолжение)
1
Синие, 6 шт.; Красные, 9 шт.
Синие, 3 шт.; Белые, 3 шт.; Красные, 6 шт.
71 ±11
71 ±11
1.2
1.1
3
4
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Glaser R. Physical factors of the environment // Biophysics. Springer, Berlin, Heidelberg, 2012. P. 245-332.
2. Бучаченко А.Л. Магнитно-зависимые молекулярные и химические процессы в биохимии, генетике и медицине // Успехи химии. 2014. Т. 83, №. 1. С. 1-12.
3. Бинги В.Н., Савин А.В. Физические проблемы действия слабых магнитных полей на биологические системы // Успехи физических наук. 2003. Т. 173, №. 3. С. 265-300.
4. Гедерим В.В., Соколовский В.В., Горшков Э.С., Шаповалов С.Н., Трошичев О.А. Периодические изменения некоторых гематологических показателей, характеризующих процесс адаптации в организме человека и вариации гравитационного поля // Биофизика. 2001. Т. 46, № 5. С. 833-834.
5. Соколовский В.В. Тиолдисульфидная система в реакции организма на факторы окружающей среды. СПб.: Наука, 2008. 112 с.
6. Тихомиров А.А., Шарупич В.П., Лисовский Г.М. Светокультура растений: биофизические и биотехнологические основы. Учебное пособие для вузов. Новосибирск: Изд-во СО РАН, 2000. 213 с.
7. Спиваков Д.С., Мынбаев К.Д. Светодиодные нанотех-нологии в биологии и медицине. Учебное пособие. СПб.: НИУИТМО, 2013. 139 с.
8. Massa G.D., Kim H.H., Wheeler R.M., Mitchell C.A. Plant productivity in response to LED lighting // HortScience. 2008. Vol. 43, no. 7. P. 1951-1956.
9. Olle M., Virsile A. The effects of light-emitting diode lighting
on greenhouse plant growth and quality // Agricultural and food science. 2013. Vol. 22, no. 2. P. 223-234.
10. Folta K.M., Childers K.S. Light as a growth regulator: controlling plant biology with narrow-bandwidth solidstate lighting systems // HortScience. 2008. Vol. 43, no. 7. P. 1957-1964.
11. Протасова Н.Н. Светокультура как способ выявления потенциальной продуктивности растений // Физиология растений. 1987. Т. 34, №. 4. С. 51.
12. Шибаева Т.Г., Марковская Е.Ф. Влияние круглосуточного освещения на состояние фотосинтетического аппарата и рост растений огурца Cucumis sativus L. на ранних этапах онтогенеза // Труды Карельского научного центра РАН. 2012. №. 2. C. 162-166.
13. Pfeiffer N.E. Anatomical study of plants grown under glasses transmitting light of various ranges of wave lengths // Botanical Gazette. 1928. P. 427-436. Doi: 10.1086/333854.
14. Cathey H.M., Campbell L.E. Light and lighting systems for horticultural plants // Horticultural Reviews. 1980. Vol. 2. P. 491-537. Doi: 10.1002/9781118060759.ch10.
15. Ritchie R.J. Modelling photosynthetic photon flux density and maximum potential gross photosynthesis // Photosyn-thetica. 2010. Vol. 48, no. 4. P. 596-609. Doi: 10.1007/ s11099-010-0077-5.
16. Бриттон Г. Биохимия природных пигментов. М.: Мир, 1986. 422 c.
17. Дымова О.В., Гриб И., Головко Т.К., Стржалка К. Состояние пигментного аппарата зимне- и летнезеленых листьев теневыносливого растения Ajuga reptans // Физиология растений. 2010. Т. 57, № 6. C. 809-818.
ISSN0868-5886 NAUCHNOE PRIBOROSTROENIE, 2016, Vol. 26, No. 3, pp. 35-43
Физико-технический институт им. А. Ф. Иоффе РАН, г. Санкт-Петербург (Кулешова Т.Э., Галль Н.Р.)
Контакты: Кулешова Татьяна Эдуардовна, OOO "Кристалл Техносервиc", г. Санкт-Петербург www piter m@bk rn
(Блашенков М.Н.)
Институт аналитического приборостроения РАН, г. Санкт-Петербург (Кулешов Д. О., Галль Н.Р.)
Материал поступил в редакцию 16.05.2016
DEVELOPMENT AND BIOLOGICAL TESTING OF THE LABORATORY PHYTOTRON WITH POSSIBILITY OF VARYING THE EMISSION SPECTRA AND THE DAILY EXPOSURE
T. E. Kuleshova \ M. N. Blashenkov2, D. O. Kuleshov3, N. R. Gall1,3
1Ioffe Physical Technical Institute of the RAS, Saint-Petersburg, Russia 2Inc. "Kristall Tehnoservis", Saint-Petersburg, Russia 33Institute for Analytical Instrumentation of RAS, Saint-Petersburg, Russia
A compact laboratory phytotron with programmable LED light source has been designed and tested to study the influence of physical factors on plants. The instrument is aimed on getting reproducible results for plant study in wide range of the PPF from 10-600 ^mol/(m2s) with possibility to change the daily exposure time and light spectrum from monochromatic, red or blue, or to nearly white. Its main aim is to standardize growth conditions and development of plants, to use than as reproducible samples for biophysical studies. The method of absolute measurement of PPF has been developed using light measurement by integrating sphere. The effect of emission spectrum and daily exposure has been shown on the light-sensitive pigments content in Chlorophytum comosum maculatum and Avena sativa by measuring with optical spectrometer. Spectrum providing maximal absorption by chlorophyll has been used in experiments, as the most suitable for plant growth.
Keywords: emission spectrum, daylight, phytotron, LED light source, photosynthetic photon flux, chlorophyll,
Chlorophytum comosum maculatum, Avena sativa
REFERENСES
1. Glaser R. Physical factors of the environment. Biophysics, Springer, Berlin, Heidelberg, 2012, pp. 245-332.
2. Buchachenko A.L. [Magnetic and dependent molecular and chemical processes in biochemistry, genetics and medicine]. Uspekhi himii [Achievements of chemistry], 2014, vol. 83, no. 1, pp. 1-12. (In Russ.).
3. Bingi V.N., Savin A.V. [Physical problems of action of weak magnetic fields on biological systems]. Uspekhi fizi-cheskih nauk [Achievements of physical sciences], 2003, vol. 173, no. 3, pp. 265-300. (In Russ.).
4. Gederim V.V., Sokolovskij V.V., Gorshkov EH.S., Sha-povalov S.N., Troshichev O.A. [Periodic changes of some hematologic indicators characterizing process of adaptation in a human body and a variation of a gravitational field]. Biofizika [Biophysics], 2001, vol. 46, no. 5,
pp. 833-834. (In Russ.).
5. Sokolovskij V.V. Tioldisulfidnaya sistema v reakcii orga-nizma na faktory okruzhayushchej sredy [Tioldisulfidny system in reaction of an organism to environment factors]. Saint-Petersburg, Nauka Publ., 2008. 112 p. (In Russ.).
6. Tichomirov A.A., Sharupich V.P., Lisovskiy G.M. Sveto-kul'tura rasteniy: biofizicheskie i biotechnologicheskie os-novy. Uchebnoe posobie dlya vuzov [Lightcultural of plants: biophysical and biotechnological bases. Manual for higher education institutions]. Novosibirsk, SO RAN Publ., 2000. 213 c. (In Russ.).
7. Spivakov D.S., Mynbaev K.D. Svetodiodnye nanotechno-logii v biologii i medizine. Uchebnoe posobie [LED nano-technologies in biology and medicine. Manual]. Saint-Petersburg: NIUITMO Publ., 2013. 139 c. (In Russ.).
8. Massa G.D., Kim H.H., Wheeler R.M., Mitchell C.A. Plant productivity in response to LED lighting.
HortScience, 2008, vol. 43, no. 7, pp. 1951-1956.
9. Olle M., Virsile A. The effects of light-emitting diode lighting on greenhouse plant growth and quality. Agricultural andfood science, 2013, vol. 22, no. 2, pp. 223-234.
10. Folta K.M., Childers K.S. Light as a growth regulator: controlling plant biology with narrow-bandwidth solidstate lighting systems. HortScience, 2008, vol. 43, no. 7, pp. 1957-1964.
11. Protasova N.N. [Lightcultural as method of detection of potential productivity of plants]. Fiziologiya rastenij [Phytophysiology], 1987, vol. 34, no. 4, pp. 51. (In Russ.).
12. Shibaeva T.G., Markovskaya E.F. [Influence of the round-the-clock lighting on a condition of the photosynthetic device and growth of plants of a cucumber of Cucumis sati-vus L. at early stages of ontogenesis]. Trudy Karel'skogo nauchnogo centra Rossijskoj akademii nauk [Proc. of the Karelian scientific center of the Russian Academy of Sciences]. Petrozavodsk, 2012, no. 2, pp. 162-166.
13. Pfeiffer N.E. Anatomical study of plants grown under glasses transmitting light of various ranges of wave
Contacts: Kuleshova Tat'yana Eduardovna, www.piter.ru@bk.ru
lengths. Botanical Gazette, 1928, pp. 427-436. Doi: 10.1086/333854.
14. Cathey H.M., Campbell L.E. Light and lighting systems for horticultural plants. Horticultural Reviews, 1980, vol. 2, pp. 491-537. Doi: 10.1002/9781118060759.ch10.
15. Ritchie R.J. Modelling photosynthetic photon flux density and maximum potential gross photosynthesis. Photosyn-thetica, 2010, vol. 48, no. 4, pp. 596-609. Doi: 10.1007/ s11099-010-0077-5.
16. Britton G. Biochimiya prirodnych pigmentov [Biochemistry of natural pigments]. Moscow: Mir Publ., 1986. 422 p. (In Russ.).
17. Dymova O.V., Grib I., Golovko T.K., Strzhalka K. [Condition of the pigmentary device of winter - and the letne-zelenykh leaves of a shade-enduring plant Ajuga reptans]. Fiziologiya rastenij [Russian Journal of Plant Physiology], 2010, vol. 57, no. 6, pp. 809-818. (In Russ.).
Article received in edition: 16.05.2016
HAYHHOE OTHEOPOCTPOEHHE, 2016, tom 26, № 3
