CC BY
475
ОБЗОРЫ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2012 УДК 579.841.1:579.254
А. Н. Маянский1, И. В. Чеботарь1, Е. И. Руднева1, В. П. Чистякова2
pseudoMonas aeruginosa: характеристика биопленочного процесса
1Нижегородская государственная медицинская академия; 2Научный центр здоровья детей РАМН, Москва
В обзоре дается определение биопленочного процесса как одного из типов межклеточного общения бактерий. Приведены современные данные о строении биопленочного матрикса Pseudomonas aeruginosa и генетических механизмах, которые регулируют его образование. Обсуждаются процессы, связанные с активным и пассивным отторжением биопленочных бактерий, способствующие распространению бактерий и их закреплению на новых поверхностях. Подчеркиваются сложность и цепной характер реакций, имеющих отношение к формированию биопленок.
Ключевые слова: биопленки, Pseudomonas aeruginosa
Биопленка как один из типов межклеточного общения бактерий
Биопленка является живым, постоянно обновляющимся сообществом одного или нескольких видов бактерий, закрепившихся на биогенном или абиогенном субстратах и окруженных полимерным матрик-сом, который предохраняет их от вредных воздействий окружающей среды и служит одним из факторов межклеточного общения [2, 3].
Pseudomonas aeruginosa проявляет три вида социально значимого (т. е. связанного с межклеточным общением) поведения на твердых поверхностях. В нем участвуют жгутики (роение; англ. swarming motility), пили IV типа (прерывистое движение; англ. twitching motility) и растворимые продукты, которые образуют внеклеточный биопленочный матрикс [33]. Формирование плоской (недифференцированной) биопленки зависит от выраженной подвижности, которая необходима для образования плотного слоя (англ. mat) сливающихся клеток [25]. Дифференцированная (структурированная) биопленка начинает развиваться с формирования поверхностных агрегатов и эволюционирует в двух направлениях [26]. При первом из них подвижная субпопуляция бактериальных клеток мигрирует на поверхность неподвижных клеток, образуя "шапку", напоминающую строение гриба. Второе направление наблюдается при клональном росте агрегатов, перерастающих в более крупные микроколонии. При выращивании на среде, где единственным источником углерода служит глюкоза, образуется дифференцированная биопленка; присутствие глутамата или сукцината определяет формирование плоской биопленки. Прикрепление бактерий к муцину (его избыток характерен для дыхательных путей больных муковисцидозом) ведет к образованию дифференцированной биопленки. Тот же штамм при закреплении на стеклянной поверхности обеспечивает развитие плоской биопленки [28].
Биопленочный матрикс P. aеruginosa
При образовании биопленки на смену двигательной активности проявляются иные функции, которые обеспечивают продукцию матриксных компонентов. Жгутики важны для образования поверхностного мо-
нослоя биопленки, тогда как пили IV типа участвуют в образовании многоклеточных скоплений (микроколоний), которые формируются на этом монослое [33]. Между биопленочным процессом и роением существует обратная зависимость - чем выше жгутиковая подвижность, тем меньше биопленочная активность [32]. В случае клонов, не образующих биопленку, клетки бактерий внедряются в биопленку позитивных по этому признаку штаммов, обеспечивая свою персистенцию [14].
В колонизации муковисцидозного легкого изначально участвуют немукоидные формы P aeruginosa, которые через месяцы-годы сменяются мукоидными культурами [9]. Мукоидные штаммы секретируют полисахарид (альгинат), который является негативно за-ряженнымкополимеромчастичноО-ацетилированных D-маннуроновой и Z-глюкуроновой кислот. Более 80 % альгинатсодержащих (т. е. мукоидных) штаммов являются мутантами по гену mucA. Ген mucA отвечает за продукцию белка MucA, блокирующего один из альтернативных сигма-факторов (AlgT/AlgU/a22), от которого зависит экспрессия альгинатного оперона. Мутации mucA подавляют связывание MucA с AlgT, обеспечивая альгинатстимулирующий эффект AlgT. Переключение на мукоидный фенотип - адаптивная мера, которая защищает бактерии от фагоцитоза, де-фенсинов, антибиотиков и других антимикробных препаратов [36]. Об адаптивном значении альгината говорит и то, что мукоидную конверсию можно воспроизвести in vitro при контакте с сублетальными дозировками перекиси водорода или активированными нейтрофилами. В лабораторных условиях мукоидные изоляты быстро переключаются на немукоидный фенотип [36].
Альгинат издавна считался главной биопленочной субстанцией P. aeruginosa. Отсюда логично, что его сверхпродукция ведет к значительным изменениям строения биопленки. Штаммы, гиперпродуцирую-щие альгинат, образуют структурированную (дифференцированную) биопленку, которая обретает форму микроколоний, разделенных водными каналами [43]. Кажется удивительным, что ряду авторов не удалось обнаружить морфологических различий между биопленками мукоидных и немукоидных штаммов P. aeruginosa [38].
Впрочем, как оказалось, немукоидные и мутантные штаммы P. aeruginosa с дефектом альгинатных генов сохраняют готовность к образованию биопленки. Это говорит о том, что P. aeruginosa располагает другими генами, которые отвечают за синтез биопленочных полисахаридов, играющих главную роль в биопленочном процессе. Одним из них является ген psl (от англ. polysaccharide synthesis locus), кодирующий
полисахарид с высоким содержанием маннозы [38]. Повреждение функции гена psl нарушает субстратное закрепление бактерий, повреждая межклеточные связи [17, 29]. Продукт гена psl участвует в поддержании структуры сформировавшейся биопленки, определяя строение матрикса [29].
Еще одним компонентом биопленочного матрикса служит полисахарид Pel. Он получил такое название, поскольку необходим для формирования биопленки (пелликулы) на поверхности водной питательной среды, граничащей с воздухом (от англ. pellicule). Pel (полисахарид с высоким содержанием глюкозы) инициирует прикрепление бактерий к субстратной поверхности; его отсутствие компенсируется пилями IV типа [17, 48].
Штаммы P. aeruginosa неодинаково зависят от активности генов psl и pel. Делеция одного из генов pel ведет к выраженному нарушению биопленочного процесса у штамма PA14, тогда как у другого штамма PA O1 потеря Pel-продукции не вызывает различий в образовании биопленки [10]. P aeruginosa образует клоны, дефектные по генам pel и psl, и только те из них, которые имеют двойной дефект по генам pel и psl, не способны к образованию биопленки [17].
Наряду с полисахаридами в образовании биопленки P. aeruginosa участвует ДНК, которая высвобождается при разрушении бактерий (разрушение может быть вызвано активацией профагов) [31] либо секре-тируется из мембранных везикул, входящих в состав биопленки [39]. ДНК выполняет разные функции, которые важны для структурного усиления биопленочного матрикса, а также связаны с повышенной резистентностью бактерий к антибиотикам и другим антимикробным веществам [31, 45]. Молекулы ДНК служат барьером для бета-лактамных антибиотиков, аминогликозидов и катионных белков, связывая их своими анионными концами [31]. Добавление ДНКазы не только ведет к отторжению биопленки, но и значительно ослабляет устойчивость бактерий к антибиотикам [45].
Кроме полисахаридов и ДНК, в формировании биопленки P. aeruginosa участвуют белки. Один из них обнаружен M. Starkey и соавт. [44] и получил название CdrA (от англ. cyclic diguanylate-regulated partner A; его синтез регулируется циклическим ди-ГМФ -см. ниже). Ген cdrA относится к двухгенному оперону, один из компонентов которого отвечает за продукцию белка (CdrB), обеспечивающего секрецию CdrA. CdrA скрепляет нити полисахарида Psl, участвуя в создании стабильной биопленки. Этот процесс блокируется маннозой, которая является ключевым компонентом Psl, т. е. CdrA обладает свойствами лектинов. Следует отметить, что P. aeruginosa располагает двумя дополнительными лектинами - LecA (связывается с D-галактозой) и LecB (имеет сродство к Z-фукозе и в меньшей степени к D-маннозе), которые участвуют в биопленочном процессе, скрепляя матриксные полисахариды. Их продукция контролируется RhlR ^-системой (см. ниже), требует присутствия сигма-фактора RpoS и ряда других регуляторов [15].
Много внимания уделяется рамнолипидам. Они действуют как биосурфактанты, участвуя в образовании каналов и грибоподобных шапок биопленки, отторжении планктонных клеток и защите биопленоч-
ных бактерий от фагоцитов и других эффекторов воспаления [47]. Продукция рамнолипидов кодируется тремя генами (rhlA, B, C) и находится под контролем QS-аутоиндукторов (см. ниже) [13].
Регуляция биопленочного процесса P aeruginosa.
Основу биопленочного матрикса P. aeruginosa составляют полисахариды. Поэтому все, что влияет на их продукцию, действует на биопленочный процесс. Ведущее значение имеют полисахариды Psl и Pel (см. выше), и именно их регуляция играет главную роль в образовании биопленки.
P. aeruginosa обладает двумя основными регуля-торными системами - QS, Lasl/LasR и Rhll/RhlR, которые служат основой социального общения бактерий (QS - quorum sensing) и вместе контролируют работу генов, составляющих более 10% бактериального генома [1, 13]. Их активность определяют два медиатора (аутоиндуктора) - Ж-(3-оксододеканоил)-Х-гомосерин лактон (3-oxo-C12-HSL) и Ж-(бутаноил)-Х-гомосерин лактон (C4-HSL). Первыми о значении QS в биопленочном процессе P. aeruginosa сообщили D. Davies и соавт. [11]. Они показали, что дикие штаммы и мутанты RhlI образуют структурированную биопленку, тогда как мутанты lasI и laslrhll формируют плоскую (недифференцированную) биопленку, которая быстро разрушается сурфактантами. Фармакологическое подавление QS (добавление в среду фуранонов - аналогов сигнальных молекул HSL) ведет к подавлению образования биопленки [20]. Биопленка мутантов lasR/ rhlR более чувствительна к антибиотику тобрамици-ну, чем биопленка дикого штамма [13]. Присутствие в мокроте муковисцидозных больных QS-медиаторов говорит о присутствии в мокроте биопленочных агрегатов P aeruginosa [41].
К QS предложено относить системы, реагирующие не только на плотность бактериальной популяции, но и на условия, сигнализирующие о стрессовых ситуациях, с которыми сталкиваются бактерии. Неслучайно внимание исследователей привлекают негативные QS-регуляторы, которые снижают продукцию QS-аутоиндукторов и их взаимодействие с генетическими мишенями [40]. Негативные регуляторы могут влиять на индивидуальные клетки, осуществляя автономный контроль за QS-регулонами на уровне клеточных клонов, выводя их из-под влияния QS-медиаторов, действующих на популяционном уровне [40]. Один из регуляторных белков альгинатной системы AlgR (он отвечает за усиленную продукцию альгината) выступает как транскрипционный регулятор, блокирующий экспрессию Rhl QS-системы и тормозящий образование биопленки P. aeruginosa на позднем (3-суточном) сроке ее развития [30]. Следует помнить и об инактивации QS-медиаторов самими клетками P aeruginosa и другими бактериями, а также секреторными продуктами хозяина [22, 51].
Напомним и о дополнительной QS-системе P. aeruginosa - PQS (от англ. Pseudomonas quinolone signal), которая способна обеспечить независимый эффект на биопленочный процесс. Для PQS QS-системы характерен свой сигнальный медиатор - 2-гептил-3-гидрокси-4(1Н)-хинолон [13].
Вместе с тем получено немало данных, которые говорят против связи QS с факторами биопленочного процесса. Их взаимоотношения зависят от массы со-
бытий, таких как источники анаболических и катабо-лических факторов, стадии роста, природа штамма и его регуляторов и пр.
Полагают, что ацилгомосериновые QS-лактоны усиливают острую псевдомонадную инфекцию. Их влияние существенно слабеет при развитии биопленки, т. е. хронической инфекции [42]. Многими работами показано участие QS при остром инфекционном процессе, однако потеря корреляций между QS-фенотипом и хронической инфекцией (например, при муковисцидозе) говорит об обратном [50]. Высказано предположение о том, что факторы, обеспечивающие вирулентность при острой и хронической (биопленочной) инфекции P. aeruginosa, регулируются в обратной последовательности [18]. T. Bjarnsholt и соавт. [9] показали, что генетическая основа QS P. aerugonosa при легочном муковисцидозе теряется (из-за мутаций в генах lasI-lasR и rhlI-rhlR) в среднем через 12-17 лет, т. е. на поздних стадиях хронической инфекции.
Кроме классических QS-систем, у P aeruginosa имеются и другие сигнальные факторы, которые работают по принципу QS, определяя внутривидовые и межвидовые контакты. Они способны влиять на экспрессию генов, необходимых для острой или хронической инфекции, минуя классические QS-системы. Одним из элементов (они получили название диффузионных сигнальных факторов, DSF), которые, подобно QS, обеспечивают взаимодействие между бактериальными клетками, являются ненасыщенные жирные кислоты [12, 37]. Показано, что цис-11-метил-2-додециноевая кислота Stenotrophomonas maltophilia (этот вид участвует в колонизации респираторного эпителия больных муковисцидозом; ранее его относили к роду псевдомонад) усиливает биопленочный процесс P. aeruginosa [37]. Это объясняется тем, что P. aeruginosa имеет сенсорный рецептор для DSF S. maltophila, пересылая сигнал на хромосомные гены, от которых зависит экспрессия эффекторных белков. Сходный рецептор обнаружен и у других бактерий, что предполагает их чувствительность к DSF-сигналам, исходящим от неродственных бактерий [37].
P. aeruginosa располагает множеством двухкомпо-нентных систем и растворимых медиаторов, которые сигнализируют об окружающей среде и внутриклеточном гомеостазе. Часть из них включаются в работу, связанную с регуляцией биопленочного процесса. A. Goodman и соавт. [18] сообщили о двухкомпонент-ной системе retS (от англ. regulator of exopolysaccharide and type III secretion), которая отвечает за синтез сенсорного регулятора RetS. Этот белок влияет на экспрессию приблизительно 400 генов, включая гены, отвечающие за вирулентность P. aeruginosa. Белок RetS оказывает влияние на активность генов psl и pel биопленочного матрикса. Мутации гена retS усиливали образование биопленки, способствуя хронической инфекции. Авторы связывают это с действием RetS на многокомпонентную сигнальную систему GacS/GasA/RsmA, которая противоположно влияет на острую и хроническую инфекции. I. Ventre и соавт. [49] обнаружили у P. aeruginosa систему регуляции генов, которая обеспечивает переключение фенотипа с острой на хроническую (биопленочную) инфекцию. Она начинается с сенсорной гистидинкиназы LadS (от
англ. lost adherence sensor) и, действуя через тандем GacS/GacA, вызывает продукцию небольшой молекулы РНК (RsmZ), которая, работая по принципу антисмыслового механизма, подавляет гены, кодирующие острую инфекцию, одновременно активируя гены psl и pel, необходимые для образования биопленки. LadS действует в противовес RetS-системе, инактивация которой ведет к усилению активности генов psl и pel, необходимых для построения биопленки. Полагают, что сенсоры RetS и LadS формируют регуляторную сеть, которая является новой системой QS [49].
A. Bazire и соавт. [8] изучили влияние фактора AlgU (он известен также как AlgT) на продукцию биопленки немукоидных штаммов P. aeruginosa. Белок AlgU является альтернативным сигма-фактором (5Б/ S22), который при взаимодействии с альгинатным опе-роном обеспечивает продукцию мукоидного фенотипа. Анти-сигма-фактор MucA является блокатором AlgU, гарантируя развитие немукоидного (безальги-натного) типа P aeruginosa (см. выше). Мутант algU обнаружил резкое снижение биопленочного процесса. Дефект был связан с нарушением синтеза ключевого матриксного полисахарида Psl и лектиновых белков LecA и LecB. Избыточная продукция AlgU повышает экспрессию оперона psl и ведет к усилению биопленочного процесса. Это говорит о значении гена algU не только для регуляции альгинатных генов, но и для общего контроля за биопленочным матриксом.
Образование биопленки P. aeruginosa зависит также от кластера генов cupA (от англ. chaperone-usher pathway) [46], стимуляция которого временно усиливает адгезию бактерий. Гены cupA находятся под негативным контролем транскрипционного регулятора MvaT. Мутации гена mvaT сопровождаются усилением биопленочного процесса, тогда как восстановление нормального фенотипа (введение в бактерии плазмиды с полноценным геном mvaT) угнетает образование биопленки P. aeruginosa.
Y. Irie и соавт. [21] считают, что есть по крайней мере два уровня регуляции продукции Psl - контроль на уровне транскрипции и контроль на уровне трансляции. Транскрипционный регулятор RpoS (он является альтернативным о-фактором) позитивно влияет на экспрессию генов psl после завершения активного роста культуры. Другим сигналом, действующим на трансляционном уровне, является белок RsmA. Он улавливает факторы внешней среды, контролирующие экспрессию генов rsmA. RsmA связывается с psl-мРНК, лишая ее способности к взаимодействию с рибосомами. Это нарушает продукцию одного из белков, необходимых для синтеза полисахарида Psl.
O. Petrova и соавт. [34] поддерживают идею о том, что образование биопленки бактериями P. aeruginosa имеет собственную программу стадийного развития. Они описали три новые двухкомпо-нентные системы (bfiS, bfmS, mifR), которые координируют процессы фосфорилирования на разных стадиях биопленочного процесса. Их активация обеспечивает переход от обратимого прикрепления к трем более поздним стадиям биопленки - необратимой адгезии (BfiRS) и фазам зрелой биопленки (BfmRS, MifRS). Мутационное нарушение bfiS, bfmS, mifR приводило к возвращению биопленок на более ранний период развития.
На продукцию матриксных компонентов P. aeruginosa позитивно влияет циклический дигуани-лат (ц-ди-ГМФ). Чем выше внутриклеточный уровень ц-ди-ГМФ, тем активнее образование биопленки. Низкий уровень ц-ди-ГМФ усиливает подвижность бактерий, повышая способность к планктонному образу жизни [44]. Продукция полисахаридов Pel/ Psl регулируется белками с дигуанилатциклазной и фосфодиэстеразной активностью, контролирующими внутриклеточный уровень ц-ди-ГМФ [19]. Все это говорит о том, что биопленочные процессы находятся под прицелом взаимосвязанных сетей, которые запускаются общими регуляторами.
Регуляция отторжения биопленки P. aeruginosa.
Высвобождение биопленочных бактерий может быть активным и пассивным. Активное отторжение связано с процессами, протекающими в самих бактериях, тогда как пассивное совершается под влиянием внешних факторов - тока жидкости, недостатка или внезапного избытка питательных веществ, присутствия конкурентных бактерий и фагоцитирующих клеток, вмешательства человека (добавление ЭДТА, антисептиков, антибиотиков, детергентов и пр.) и т. д.
Отторжение происходит тремя основными путями - эрозией, сбрасыванием и дисперсионным распылением клеток [23]. Эрозия означает постоянное высвобождение единичных клеток или небольших клеточных кластеров на протяжении всего биопленочного цикла. Под сбрасыванием понимается внезапное отторжение больших клеточных пластов на поздних стадиях биопленочного процесса. Распыление, или дисперсия, подразумевает быстрое высвобождение бактериальных клеток из пустых полостей, которые образуются внутри биопленочных микроколоний. Эрозия и сбрасывание могут быть активными или пассивными; распыление/дисперсия - всегда активный процесс, требующий подключения внутренних ресурсов бактерий.
Высвобождение клеток прежде всего связано с повреждением биопленочночного матрикса. Это происходит под влиянием детергентов, хелатирующих агентов, при внезапном снижении или увеличении источников питания, дефиците кислородзависимого дыхания, действии ферментов, повреждающих целостность полимерного матрикса. Мукоидные штаммы P. aeruginosa секретируют альгинатлиазу, которая разрушает альгинат (один из матриксных полисахаридов мукоидных штаммов), обеспечивая сбрасывание свободных бактерий и делая их более чувствительными к антибиотикам [5]. Пассивное отторжение зависит от действия искусственно добавляемых ферментов, которые повреждают биопленочный матрикс P. aeruginosa. К ним относятся ДНКаза и полисаха-ридные лиазы, которые разрушают матриксные компоненты, способствуя отторжению биопленки [4, 45].
Образованию биопленки P aeruginosa препятствует ряд D-аминокислот (D-тирозин, D-лейцин, D-триптофан, D-метионин) [27]. Действуя в комплексе, они блокируют биопленочный процесс, вызывая пассивное отторжение биопленки. Полагают, что эффект зависит от включения D-аминокислот в пептидные цепи пептидогликана (вместо концевого D-аланина), что препятствует формированию адгезивных связей с субстратом.
В биопленке и бульонных культурах P. aeruginosa обнаружена цис-2-дециноевая кислота, которая вызывает разрушение матрикса и дисперсионное отторжение биопленки не только гомологичных, но и филогенетически отдаленных видов бактерий (Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes, Bacillus subtilis) [12].
Отторжение биопленки P. aeruginosa, напоминающее распыление/дисперсию, резко усиливается в присутствии ЭДТА - хелатирующего агента, связывающего двухвалентные металлы [6]. Добавление магния, кальция или железа сглаживает антибиопле-ночный эффект ЭДТА.
Механизм дисперсии не совсем понятен. Показано, что процесс распыления у lasl/rhl QS-мутантов существенно снижен [35]. Добавление QS-аутоиндукторов (C4-HSL или PQS) к биопленкам "диких" штаммов P. aeruginosa вызывает дисперсию клеток [16]. Разрушение бактериальными гидролазами экзополисахарида Psl ведет к образованию пустых пространств в центре биопленочных микроколоний и высвобождению планктонных клеток [29]. Формирование полостей связано со сложной дифференцировкой, включая запрограммированный (подобно апоптозу высших клеток) лизис бактерий внутри микроколоний [35]. Причиной гибели может быть повышенная экспрессия гидролаз, которые возбуждаются при активации про-фагов P. aeruginosa. Дисперсия связана с появлением подвижных клеток. Большинство авторов считают, что жгутики необходимы для превращения биопленочных бактерий в планктонные клетки.
Интересную гипотезу о механизмах дисперсии выдвинули N. Barraud и соавт. [7]. Согласно их данным, пусковым сигналом распыления у P. aeruginosa служит оксид азота. Он образуется внутри многослойной биопленки и служит одним из факторов дисперсии. Мутант, у которого отсутствовала нитрат-редуктаза (фермент, необходимый для продукции окиси азота), не способен осуществлять распыление. Добавление нитропруссида натрия (донор окиси азота) в сублетальной концентрации (25-500 нМ) вело к распылению биопленки и значительно повышало эффективность антимикробных препаратов. Оксид азота взаимодействует с одним из сенсорных рецепторов (BdlA) P. aeruginosa, который вовлекает в реакцию фосфодиэстеразу. Это ведет к снижению внутриклеточного уровня ц-ди-ГМФ, что способствует ослаблению адгезивных реакций, восстановлению фимбриальных функций и распылительному отторжению биопленки [7].
Дискутируется вопрос о том, способны ли мукоид-ные штаммы P. aeruginosa к распылению/дисперсии биопленочных клеток. B. Purevdorj-Gage и соавт. [35] не удалось воспроизвести феномен дисперсии у му-коидного штамма P. aeruginosa. Это не было связано с вязкостью альгинатной слизи, задерживающей высвобождение подвижных бактерий из микроколоний. По другим данным, мукоидные штаммы были способны к дисперсионному отторжению, однако к этому были готовы не все штаммы [24].
Добавление рамнолипидов или абиогенных сур-фактантов (додецилсульфат натрия) вызывало образование центральных полостей в микроколониях био-
пленки P. aeruginosa, как в случаях дисперсии [19]. Полагают, что секреция рамнолипидов регулируется каким-то центральным механизмом (или механизмами). В частности, показана зависимость рамнолипид-ных генов от rhl QS, которые отвечают за продукцию аутоиндуктора C4-HSL [19].
Действительно, процесс активного отторжения бактерий должен иметь специальные механизмы. Один из них описан Y. Dong и соавт. [16]. Авторы обнаружили у P. aеruginosa двухкомпонентную систему генов bqsS-bqsR (от англ. biofilm quorum sensing), отвечающую за синтез сенсорного рецептора BqsS и регуляторного белка BqsR. Мутации в bqsS-bqsR-системе вызывали снижение распыления, провоцируя рост биопленки. Полагают, что эффект связан с ослаблением контроля QS-систем, которые обеспечивают продукцию QS-сигналов C4-HSL и PQS. Снижая их синтез, bqS-bqsR ослабляют продукцию рамнолипи-дов, которые необходимы для усиления активного отторжения биопленки. Это одна из многих двухкомпо-нентных систем P. aeruginosa, которые участвуют в регуляции биопленочного процесса.
Существенную роль в активном отторжении биопленки играет внутриклеточный вторичный посредник - ц-ди-ГМФ. Он регулирует переход от биопленочного состояния к планктонному [23]. Высокий уровень ц-ди-ГМФ сопровождается повышенной продукцией матриксных полисахаридов и снижением подвижности, тогда как низкий уровень ц-ди-ГМФ вызывает противоположный эффект, индуцируя распыление биопленки P. aeruginosa. Одной из причин может быть воздействие сигналов, исходящих от сенсорного рецептора наружной мембраны BdlÄ (от англ. biofilm dispersion locus), который служит одним из регуляторов внутриклеточной концентрации ц-ди-ГМФ [23].
заключение
Образование биопленки является одним из адаптивных механизмов поверхностного существования бактерий. Клетки получают здесь возможность для обмена сигналами о внешней среде, создавая группы бактерий, связанные между собой внеклеточным ма-триксом. Формирование матрикса является суммарным актом, который начинается тотчас после закрепления клеток на биопленочном субстрате. Матрикс является не только преградой для вредных агентов, но и используется как фактор социального общения, передающий информацию (в том числе генетическую) между бактериальными клетками. Он служит для выведения отходов биопленочных бактерий, их снабжения питательными веществами, отторжения планктонных клеток, обеспечивая тем самым распространение бактерий на новые поверхности. Образование матрикса P. aeruginosa связано с участием внеклеточных полисахаридов, лектиновых белков и хромосомной ДНК, которая выделяется при "альтруистическом самоубийстве" бактериальных клеток. Попытки связать образование биопленок с классическими QS-аутоиндукторами не увенчались успехом. P. aeruginosa обладает массой других систем и медиаторов, контролирующих множество генов, в том числе гены, которые способны обеспечить регуляцию биопленочного процесса. Выяснение этих фак-
торов должно способствовать поиску лекарственных средств, предназначенных для борьбы с хроническими биопленочными инфекциями.
Сведения об авторах:
Маянский А. Н. - проф., зав. каф. микробиологии и иммунологии, Нижегородская государственная медицинская академия, e-mail:[email protected].
Чеботарь И. В. - доц. каф. микробиологии и иммунологии, Нижегородская государственная медицинская академия.
Руднева Е. И. - ассистент кафедры микробиологии и иммунологии, Нижегородская государственная медицинская академия.
Чистякова В. П. - аспирант, Научный центр здоровья РАМН.
Работа выполнялась на кафедре микробиологии и иммунологии Нижегородской государственной медицинской академии.
ЛИТЕРАТУРА
1. Гинцбург А. Л., Ильина Т. С., РомановаЮ. М. // Журн. микроби-ол. - 2003. - № 5. - С. 86-93.
2. Маянский А. Н., Чеботарь И. В. // Журн. микробиол. - 2011. - №
1. -С. 101-108.
3. РомановаЮ. М., Гинцбург А. Л. // Журн. микробиол. - 2011. - № 3.- С. 99-109.
4. Степанова Т. А., Романова Ю. М., Алексеева Н. В. // Лаборатория. - 2010. - № 1.- С. 44-49.
5. Alkawash M. A., Soothill J. S, Schiller N. L. // APMIS. - 2006. - Vol. 114, N 2. - P. 131-138.
6. Banin E., Brady K. M., GreenbergE. P. // Appl. Environ. Microbiol.
- 2006. - Vol. 72, N 3. - P. 2064-2069.
7. Barraud N., Schleheck D., Klebensberger J. et al. // J. Bacteriol. -2009. - Vol. 191, N 23. - P. 7333-7342.
8. Bazire A., ShioyaK., Soum-SouteraE. et al. // J. Bacteriol. - 2010. -Vol. 192, N 12. - P. 3001-3010.
9. Bjarnsholt T., Jensen P. O., Phipps R. et al. // PLoS One. - 2010. -Vol. 5, N 4. - P. e10115.
10. Colvin K. M., Gordon V. D., Murakami K. et al. // PLoS Pathog. -2011. - Vol. 7, N 1. - P. e1001264.
11. Davies D. G., ParsekM. R., Pearson J. P. et al. // Science. - 1998. -Vol. 280, № 5361. - P. 295-298.
12. Davies D. G., Marques C. N. // J. Bacteriol. - 2009. - Vol. 191, № 5. - P. 1393-1403.
13. De Kievit T. R. // Environ. Microbiol. - 2009. - Vol. 11, №2. - P. 279-288.
14. DeligianniE., PattisonS., BerrarD. et al. // BMC Microbiol. - 2010.
- Vol. 10. - P. 38-51.
15. Diggle S. P., Stacey R. E., Dodd C. et al. // Environ. Microbiol. -2006. - Vol. 8, № 6. - P. 1095-1104.
16. Dong Y. H., ZhangX. F., An S. W. et al. // Commun. Integrat. Biol. -2008. - Vol. 1, № 1. - P. 88-96.
17. Friedman L., KolterR. // J. Bacteriol. - 2004. - Vol. 186, № 14. - P. 4457-4465.
18. Goodman A., Kulasekara B., Rietsch A. et al. // Dev. Cell. - 2004. -Vol. 7, № 5. - P. 745-754.
19. Harmsen M., Yang L., Pamp S. J., Tolker-Nielsen T. // FEMS Immunol. Med. Microbiol. - 2010. - Vol. 59, № 3. - P. 253-268.
20. HentzerM., RiedelK., Rasmussen T. B. et al. // Microbiology. - 2002.
- Vol. 148, № 1. - P. 87-102.
21. Irie Y., Starkey M., EdwarsA. N. et al. // Mol. Microbiol. - 2010. -Vol. 78, № 1. - P. 158-172.
22. JuhasM., EberlL., TummlerB. // Environ. Microbiol. - 2005. - Vol. 7, № 4. - P. 459-471.
23. Kaplan J. B. // J. Dent. Res. - 2010. - Vol. 89, N 3. - P. 205-218.
24. Kirov S. M., Webb J. S., O'may C. Y. et al. // Microbiology. - 2007. -Vol. 153, N 10. - P. 3264-3274.
25. Klausen M., Aaes-Jorgensen A., Molin S., Tolker-Nielsen T. // Mol. Microbiol. - 2003. - Vol. 50, № 1. - P. 61-68.
26. Klausen M., Gjermansen M., Kreft J. U., Tolker-Nielsen T. // FEMS Microbiol. Lett. - 2006. - Vol. 261, № 1. - P. 1-11.
27. Kolodkin-Gal I., Romero D., Cao S. et al. // Science. - 2010. - Vol.
328, № 5978. - P. 627-629.
28. Landry R. M, An D., Hupp J. T. et al. // Mol. Microbiol. - 2006. -Vol. 59, № 1. - P. 142-151.
29. MaL., ConoverM, LuH. et al. // PLoS Pathog. - 2009. - Vol. 5, № 3.e1000354.
30. MoriciL. A., Carterson A., Wagner V. E. et al. // J. Bacteriol. - 2007.
- Vol. 189, № 21. - P. 7752-7764.
31. Mulcahy H., Charron-Mazenod L., Lewenza S. // PLoS Pathog. -2008. - Vol. 4, № 11. e1000213.
32. Murray T., Ledizet M., Kazmierczak B. I. // J. Med. Microbiol. -2010. - Vol. 59, № 5. - P. 511-520.
33. O'Toole G. A. // Microbe. - 2008. - Vol. 3, № 2. - P. 65-71.
34. Petrova O. E, Sauer K. // PLoS Pathog. - 2009. - Vol. 5, № 11. e1000668.
35. Purevdorj-Gage B., Costerton W. J., Stoodley P. // Microbiology. -2005. - Vol. 151, № 5. - P. 1569-1579.
36. Ramsey D. M., WozniakD. J. // Mol. Microbiol. - 2005. - Vol. 56, № 2. - P. 309-322.
37. RyanR. P., Fouhy Y., GarciaB. F. et al. // Mol. Microbiol. - 2008. -Vol. 68, № 1. - P. 75-86.
38. Ryder C., ByrdM., Wozniak D. // Curr. Opin. Microbiol. - 2007. -Vol. 10, № 6. - P. 644-648.
39. Schooling S. R., Hubley A., Beveridge T. J. // J. Bacteriol. - 2009. -Vol. 191, № 13. - P. 4097-4102.
40. SiehnelR., TraxierB., An D. D. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.
- 2010. - Vol. 107, № 17. - P. 7916-7921.
41. Singh P. K., Schaefer A. L., ParsekM. R. et al. // Nature. - 2000. -Vol. 407, N 6805. - P. 762-764.
42. Smith R. S., Harris S. G., Phipps R., Iglewski B. // J. Bacteriol. -2002. - Vol. 184, № 4. - P. 1132-1139.
43. Stapper A. P., Narasimhan G., Ohman D. E. // J. Med. Microbiol. -2004. - Vol. 53. - P. 679-690.
44. Starkey M., Hickman J. H., Ma L. et al. // J. Bacteriol. - 2009. - Vol. 191, № 11. - P. 3492-3503.
45. Tetz G. V., Artemenko N. K., Tetz V. V. // Antimicrob. Agents
Chemiother. - 2009. - Vol. 53, N 3. - P. 1204-1208.
46. ValletI., Diggle S. P., Stacey R. E. et al. // J. Bacteriol. - 2004. - Vol. 186, № 9. - P. 2880-2890.
47. Van GennipM., ChristensenL. D., AlhedeM. et al. // APMIS. - 2009. - Vol. 117, № 7. - P. 537-546.
48. VasseurP., Vallet-Geby I., Soscia C. et al. // Microbiology. - 2005. -Vol. 151, N 3. - P. 985-997.
49. Ventre I., Goodman A. L., Vallet-Gely I. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2006. - Vol. 103, № 1. - P. 171-176.
50. Winstanley C, Fothergill J. L. // FEMS Microbiol. Lett. - 2009. -Vol. 290, № 1. - P. 1-9.
51. Yang F., Wang L. H., Wang J. et al. // FEBS Lett. - 2005. - Vol. 579, № 17. - P. 3713-3717.
Поступила 29.07.11
PSEUDOMONAS AERUGINOSA: CHARACTERISTICS OF BIOFILM PROCESS
A. N. Mayansky1, I. V. Chebotar1, E. I. Rudneva1, V. P. Chistyakova2
1 Nizhny Novgorod State Medical Academy, Nizhny Novgorod, Russia
1 Scientific Center for Children's Health, Russian Academy of Medical Sciences, Moscow, Russia
Definition of the biofilm process as one of the types of intercellular bacterial communications is presented. The modern data concerning the structure of the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix and genetic mechanisms necessary for its production are described. Active and passive rejections of biofilm bacteria, which are the basis of bacterial spreading to new surfaces, are discussed. The complexity and chain type of the reactions associated with biofilm formation are emphasized.
Key words: biofilm, Pseudomonas aeruginosa
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2012 УДК 578.821:615.277.3
Г. В. Кочнева1'2, Г. Ф. Сиволобова1'2, К. В. Юдина1'2, И. В. Бабкин3, П. М. Чумаков1,4,5, С. В. Нетесов1
онколитические поксвирусы
1ГОУ ВПО Новосибирский государственный университет; 2ФГУН Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии "Вектор"; 3Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, Новосибирск; 4ГУ Институт молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН, Москва; 5Cleveland Clinic Foundation, США
Обзор включает современные данные по отбору и конструированию поксвирусов, способных специфически лизировать клетки опухолей разного генеза, индуцировать противоопухолевый иммунитет и апоптоз малигнизированных клеток. Работа ведется в нескольких направлениях: аттенуация вирусов, встройка генов иммуномодулирующих белков, встройка генов противоопухолевых белков. Наибольший вклад в аттенуацию вируса вносят гены тимидинкиназы и вирусного ростового фактора, инактивация которых приводит к неспособности вируса реплицироваться в неделящихся клетках и тем самым способствует повышению селективности в отношении опухолевых клеток. Среди иммуномодулирующих белков наиболее перспективными в онколитической виротерапии оказались интерлейкины 2, 12 и гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор. Для адресного апоптоза опухолевых клеток описана попытка использования гена белка р53, экспрессируемого вирусом осповакцины. Наиболее перспективным представляется использование двойных и тройных вирусных рекомбинантов, несущих гены разнонаправленного действия. Обнадеживающие результаты были получены при использовании вируса осповакцины в онкотерапии с помощью пролекарств и ингибиторов ангиогене-за. В настоящее время два штамма поксвирусов проходят третью стадию клинических испытаний в качестве противоопухолевых препаратов в США.
Ключевые слова: осповакцина, тимидинкиназа, интерлейкины, белокр53, вирусный рекомбинант, ингибитор ангиогенеза
Введение
Онкологические заболевания уже давно являются второй по значимости причиной смертности в развитых странах, что делает необходимым поиск новых, более специфичных к опухолевым клеткам лекарственных препаратов. Способность вирусов специфично убивать раковые клетки (прямой лизис, апоптоз, экспрессия токсичных для клеток белков, индукция противоопухолевого иммунитета) была обнаружена более 100 лет назад [33]. Термин "онколитические вирусы" был введен для вирусов, которые в ходе своей репликации могут прямым или непрямым способом избирательно убивать раковые клетки. Как со временем выяснилось, это свойство внутренне присуще многим вирусам, причем оно может быть усилено путем генетических манипуляций [4, 52, 72]. В настоящее время наряду с другими вирусными семействами значительное внимание уделяется использованию потенциальных возможностей вирусов семейства Poxviridae в борьбе с онкологическими заболеваниями [38, 39], о чем и пойдет речь в настоящем обзоре.
Семейство Poxviridae входит в надсемей-ство крупных нуклеоцитоплазматических ДНК-
