CC BY
39
УДК.577.352.335:612.35
ПРОДУКТЫ И СУБСТРАТНЫЕ СОСТАВЛЯЮЩИЕ ПЕРЕКИСНОГО ОКИСЛЕНИЯ ЛИПИДОВ ТКАНИ ПЕЧЕНИ ПРИ ВВЕДЕНИИ АЦЕТИЛХОЛИНА IN SITU
В.И.Тиханов1, Н.А.Лосев2, В.АДоровских1, Д.П.Решодько1, И.В.Тиханов3, Р.А.Анохина1, Е.Г.Роговченко4
1Амурская государственная медицинская академия Министерства здравоохранения РФ, 675000, г. Благовещенск, ул. Горького, 95 2НИИ экспериментальной медицины Северо-Западного отделения РАМН, 197376, г. Санкт-Петербург, ул. акад. Павлова, 12 Медико-санитарная часть №78 Федеральной службы исполнения наказаний России,
191014, г. Санкт-Петербург, набережная реки Фонтанки, 36А 4Амурская областная клиническая больница, 675028, г. Благовещенск, ул. Воронкова, 26
РЕЗЮМЕ
Проведены экспериментальные исследования по определению содержания диеновых конъюгатов и гидроперекисей общих липидов печени, малонового диальдегида в гомогенате печени при введении ацетилхолина in situ в ткань печени крыс. В результате исследования установлено, что введение аце-тилхолина in situ в ткань печени в молярной концентрации 1,1*10-3 М увеличивает, а в молярной концентрации 1,1х10-4 М, 1,1х10-5 М, 1,1х10-6 М уменьшает содержание диеновых коньюгатов, метиловых эфиров жирных кислот С20.4 А 5,8,11,14 эй-козатетраеновая (Арахи) и С20 5 А 5,8,11,14,17 -эйкозапентаеновая (Эйкоза). Введение ацетилхо-лина in situ в ткань печени повышает содержание общих гидроперекисей и малонового диальдегида, но снижает содержание а-токоферола.
Ключевые слова: ацетилхолин, диеновая конъюгация, гидроперекиси, малоновый диальдегид, а-токофе-рол, метиловые эфиры жирных кислот.
SUMMARY
LIVER TISSUE LIPID PEROXIDATION PRODUCTS AND SUBSTRATE COMPONENTS AT THE INTRODUCTION OF ACETYLCHOLINE IN SITU
V.I.Tikhanov1, N.A.Losev2, V.A.Dorovskikh1,
D.P.Reshod'ko1, I.V.Tikhanov3, R.A.Anokhina1, E.G.Rogovchenko4
'Amur State Medical Academy, 95 Gor'kogo Str., Blagoveshchensk, 675000, Russian Federation 2Research Institute of Experimental Medicine of Northwest Branch RAMS, 12 akad. Pavlova Str., St. Petersburg, 197376, Russian Federation Medical Care Unit №78 of the Federal Penitentiary Service of Russia, 36А Fontanka River Emb., St. Petersburg, 191014, Russian Federation 4Amur Regional Clinical Hospital, 26 Voronkova Str., Blagoveshchensk, 675028, Russian Federation
The experimental research to determine the content of diene conjugates and common hydroperoxides in the fraction of total lipids of the liver and of malondialde-hyde in liver homogenate was done at the introduction of acetylcholine in situ in the rats liver tissue. It was found out that the introduction of acetylcholine in situ
in liver tissue in the molar concentration of 1.1x10-3 M increases and in the molar concentration of 1.1x10-4 M, 1.1x10-5 M, 1.1x10-6 M reduces the content of diene conjugation and methyl esters of fatty acids C20 4 А 5,8,11,14 eicosatetraenoic (arachi) and C20 5 А 5,8,11,14,17 - eicos-apentaenoic (eicosa). The introduction of acetylcholine in situ in the liver tissue increases the content of total hydroperoxides and malondialdehyde, but reduces the concentration of а-tocopherol.
Key words: acetylcholine, diene conjugation, hydroperoxides, malonic dialdehyde, а-tocopherol, fatty acid methyl esters.
Введение животным фармакологических агентов, накапливающих антихолинэстеразными механизмами эндогенный ацетилхолин (АЦХ) в ткани печени, приводит к изменениям содержания продуктов перекис-ного (свободнорадикального) окисления липидов (ПОЛ) печени в период кратковременной холодовой нагрузки [12].
Прозерин (неостигмин) ускоряет формирование ко-роткоцепочечного альдегида - малонового диальде-гида (МДА) на фоне уменьшения гидроперекисей (ГП), диеновых конъюгатов (ДК) общих липидов (ОЛ) печени [11], способствует переходу жирных кислот (ЖК) из cis- в trans- изомеры [11], увеличивает способность гомогената печени продуцировать активные формы кислорода и приводит к росту содержания метиловых эфиров ЖК (МЭЖК) С20 4 Д 5,8,11,14 - эйко-затетраеновой (Арахи) и С20 5 Д 5,8,11,14,17 -эйкозапентаеновой (Эйкоза) [11].
Результаты экспериментов in vitro показывают: присутствие неостигмина в инкубационной среде при индуцировании неферментативного (аскорбат-зависимого) механизма ПОЛ микросом печени препятствует, а активация ферментативного (NADP • H - зависимого) механизма ПОЛ способствует усилению окисления липидов микросом печени [12].
Сопоставление результатов экспериментов in vivo и in vitro в присутствии неостигмина свидетельствуют о разнонаправленных направлениях в процессе ПОЛ печени. Это заставляет высказывать предположение о влиянии на ПОЛ печени не только составляющих молекулу неостигмина химических структур, но и о возможном воздействии АЦХ через мускарино-чуствительные ацетилхолиновые участки (рецепторы) метаботропных G-белков [19, 26] и никотино-чустви-
тельные лиганд проводящие ацетилхолиновые участки ионных каналов плазматической мембраны гепатоци-тов [1, 22].
Для уточнения вопроса о влиянии АЦХ на выраженность продуктов ПОЛ печени и были проведены эксперименты по введению в ткань печени АЦХ in situ.
Материалы и методы исследования
Исследования проводились на 80 беспородных крысах-самцах массой от 150 до 200 г. Животные содержались в стандартных условиях вивария с соблюдением режима кормления, тепла, без ограничения доступа к питьевой воде. Выбор животных базировался на задачах экспериментов, связанных с феноменом стресса [4, 10].
Протокол экспериментальной части исследования на этапах содержания животных, моделирования патологических процессов и выведения их из опыта соответствовал принципам биологической этики, изложенным в Международных рекомендациях по проведению медико-биологических исследований с использованием животных (1985), Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях (Страсбург, 1986), Приказе МЗ СССР №755 от 12.08.1977 г. «О мерах по дальнейшему совершенствованию организационных форм работы с использованием экспериментальных животных», Приказе МЗ РФ №267 от 19.06.2003 г. «Об утверждении правил лабораторной практики». Исследование одобрено этическим комитетом Амурской государственной медицинской академии.
Канюлированием одной из брыжеечных артерий кишечника с выходом на портальный венозный синус печени добивались прохождения через сосуды печени раствора, содержащего от 10-3 М до 10-6 М АЦХ. Пластиковую трубку гепаринизировали, лигатуру накладывали на стенку сосуда с введённой канюлей и фиксировали. Выход проходящего АЦХ регистрировали через венозный синус правого предсердия миокарда. Синус правого предсердия миокарда животных также предварительно канюлировали, накладывали лигатуру на гепаринизированную стенку венозного синуса и вводимой пластиковой трубки, фиксировали.
Для создания эффективного фильтрационного давления резервуар с находящимся раствором АЦХ поднимали над операционным столиком. По количеству жидкости, выходящей из венозного синуса правого предсердия миокарда, судили о фильтрационном давлении, создаваемом в сосудах печени. Раствор кроме АЦХ содержал 0,85% NaCl, 0,15 M KCl и 0,05 М концентрации раствор пирофосфата.
Тепловой режим ткани печени достигался наложением на поверхность печени марлевого тампона, смоченного тёплым физиологическим раствором с содержанием 0,15 М КС1, в течение 2 часов.
Животные были разделены на 6 групп. В группе 1 (контроль^ сосудистое русло печени животных отмывалось от крови введением тёплого физиологического раствора и 0,15 М р-ра KCl.
В группе 2 (контроль2) кроме удаления крови из сосудистого русла печени, в течение 2 часов (время подобрано экспериментально) проходил раствор, содержащий 0,85% NaCl, 0,15 M KCl и 0,05 М раствор пирофосфата.
В группах животных 3, 4, 5, 6 (табл.1, 2, 3, 4, 5) к обозначенному составу раствора добавлялся АЦХ в молярной концентрации от 1,1х10-3 М до 1,1Х10-6 М.
Нейтральные классы липидов печени экстрагировали методом Фолча [2, 20] экстракция полярных липидов достигалось методом Блайя - Дайлера [15] с последующим объединением липидов и выпариванием растворителя из фракции ОЛ на роторном испарителе. В основе метода определения ДК и ГП ЖК лежали методы, описанные И.Д.Стальной и Л.А.Романовой [6, 8]. Маркёром короткоцепочечных альдегидов в ткани печени служил МДА [14], определяемый в водной фазе гомогената печени по реакции с 2-тиобарбитуровой кислотой и образованием триметинового комплекса, регистрируемого в спектре поглощения 532 нм [7]. Содержание а-токоферола в ОЛ печени оценивали по цветной реакции с дипиридилом [3]. МЭЖК определяли методом газовой хроматографии с применением колонки ДВ-23, для определения полярных соединений [16]. Режим прогрева колонки подбирался с условием оптимального режима выхода МЭЖК [17].
Статистическую обработку результатов проводили методом ANOVA с применением непараметрического дисперсионного анализа (W.H.Kruskal., W.A.Wallis), парного критерия Манна-Уитни (Mann-Whitney U-test) Количественные значения представлены в виде медианы (Me) и интерквартильного интервала (Q1 и Q3 ), где Q1 - 5 перцентиль^3 - 95 перцентиль [5].
Результаты исследования и их обсуждение
Установлено, что АЦХ мольной концентрации 1,1х 10-3 М увеличивает выраженность ДК ОЛ печени при сравнении с группой животных контроль2 на 7,7% (табл. 1). Мольная концентрация АЦХ 1,1х10-4 М in situ не вызывает увеличение содержания ДК, а в концентрации 1,1х 10-5 М и 1,1х10-6 М АЦХ достоверно снижает содержание ДК на 10,6 и 34,1%, соответственно (табл. 1).
Таким образом, АЦХ мольной концентрации 1,1х10-3 М способствует увеличению содержания ДК, определяемых в ОЛ печени, а АЦХ мольной концентрации 1,1х10-4М - 1,1х10-6 М приводит к снижению содержания ДК (табл.1).
По данным литературы, основными субстратами с оптимальным числом и конфигурацией двойных связей в алифатической цепочке ЖК, обеспечивающих ПОЛ в ткани печени, являются ЖК С20 , в том числе С20 4 А 5,8,11,14 эйкозатетраеновая (Арахи) и С20 5 А 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновая (Эйкоза) [9, 21, 23].
Результаты экспериментов показывают - АЦХ мольной концентрации 1,1х10-3 М приводит к увеличению содержания МЭЖК С20 4 А 5,8,11,14 эйкозатетрае-новой (Арахи) и С20 5 А 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой (Эйкоза) ЖК в 1,27 и 1,21 раза, соответственно (табл. 2).
Уменьшение молярной концентрации АЦХ, проходящего по сосудистому руслу ткани печени in situ, сопровождается снижением содержания МЭЖК С20 4 Д
5,8,11,14 эйкозатетраеновой (Арахи) и С2
5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой печени (табл. 2, 3).
Д
(Эйкоза) ЖК в ОЛ
Таблица 1
Диеновые коньюгаты общих липидов печени (нмоль/ мл гомогената) после введения ацетилхолина in situ
в мольной концентрации 1,1*10-3 М - 1,1х10-6 М
Группа 1 (контроль^ интактные (n=6) Группа 2 (контроль2) 0,85% NaCl, 0,15 M KCl, 0,05 М р-р пирофосфата (n=6) Группа 3 (опыт1) АЦХ 1,1х10-3М (n=6) Группа 4 (опыт2) АЦХ 1,1х10-4М (n=6) Группа 5 (опыт3) АЦХ 1,1х10-5М (n=6) Группа 6 (опыт4) АЦХ 1,1х10-6М (n=6)
303,6 [298,3; 310,1] 285,4 [275,4; 294,6] р2-1=0,0027 307,5 [298,0; 314,0] р3 =0,332* р3 2=0,0011 282,5 [270,3; 293,9] р4-1=0,00547 р4-2=0,0641* р44-3-2=0,000252 257,9 [249,8; 266,5] р5 j=0,000237 f>5 2=0,00119 р^-3=0,0427 р5-4=0,000778 212,8 [193,7; 231,8] р6-,=0,798* р6 2=0,000583 р>з-4=0,907* р6-4=0,00113 р6-5=0,000778
Примечание: здесь и далее в таблицах (*) - значения р недостоверны. Таблица 2 Метиловые эфиры жирных кислот (мкг/мл гомогената) на фоне введения ацетилхолина in situ в мольной концентрации 1Дх10-3 М - 1,1х10-6 М
Группа 1 (контроль^ интактные (n=6) Группа 2 (контроль2) 0,85% NaCl, 0,15 M KCl, 0,05 М р-р пирофосфата (n=6) Группа 3 (опыт1) АЦХ 1,1х10-3М (n=6) Группа 4 (опыт2) АЦХ 1,1х10-4М (n=6) Группа 5 (опыт3) АЦХ 1,1х10-5М (n=6) Группа 6 (опыт4) АЦХ 1,1х10-6М (n=6)
МЭЖК С20 4 Д 5,8,11,14 эйкозатетраеновой (Арахи)
6,775 [6,05; 7,112] 5,495 [4,92; 15,95] р2-1=0,00395 7,021 [6,815; 7,213] р3-1=0,0373 р3-2=0,000874 4,763 [4,533; 5,0] р4-1=0,00037 р4-1=0,00432 р4-3=0,00216 4,14 [3,726; 4,419] р5-1=0,00216 рм=0,00394 р-5-3=0,004 р5-4=0,00395 3,321 [2,951; 3,5] р6 j=0,00216 р<>-2=0,004 р6 3=0,00394 Р<5-4=0,0034 р6-5=0,004
МЭЖК С20 5 Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой (Эйкоза)
70,5 [68,1; 76,2] 81,5 [78,2; 86,6] р2-1=0,00216 99,3 [90,1; 112,6] р3 j=0,0003 р3-2=0,00394 81,0 [78,0; 86,5] р4-1=0,00216 1^4-2=0,936* р4 3=0,00394 73,0 [69,2; 75,1] р4-1=0,521* J44-3=0,004 р5 5==0,00394 р5-4=0,00216 65,3 [61,1; 68,1] р6-1=0,0216 р62=0,000397 Р-з-4=0,0197 р6-4=0,0333 р6-5=0,00394
Сопоставление и анализ данных позволяет сделать следующие обобщения: АЦХ мольной концентрации 1,1х 10-3 М увеличивает содержание как ДК, так и
ванием для утверждения: присутствие АЦХ в тканевой среде печени предопределяет его участие в формировании ДК липидов печени, это же утверждение можно
МЭЖК С Д 5,8,11,14 эйкозатетраеновой (Арахи) и отнести и к МЭЖК семейства ю-6 С Д 5,8,11,14 эй-
С20 5 Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой (Эйкоза) ЖК (табл. 1, 2).
Уменьшение мольной концентрации АЦХ (1,1х 10-5 М; 1,1х10-6М ) в растворе, проходящем через ткань печени сопровождается уменьшением содержания ДК и МЭЖК С20 Арахи и Эйкоза (табл.1, 2).
Полученные опытные данные могут служить осно-
козатетраеновой (Арахи) и МЭЖК семейства ю-3 С205 Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой (Эйкоза).
Предполагаем, что изменение содержания ДК в ткани печени происходит через образование неспарен-ной валентности у метиленовых групп С20 4 Д 5,8,11,14 эйкозатетраеновой ЖК (Арахи) и С20 5 Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой ЖК (Эйкоза) с последующей делока-
лизацией двойных связей и возникновением петадие-нилового мотива вышеперечисленных ЖК С20, и дальнейшей перегруппировкой двойных связей и формированием коньюгированных диенов в присутствии АЦХ.
Тем более что результаты экспериментов свидетельствуют: вводимый в ткань печени АЦХ мольной концентрации 1,1*10-3 М приводит к увеличению содержания ДК, МЭЖК С20, определяемых в ОЛ печени, а последующее снижение молярной концентрации вводимого в ткань печени АЦХ in situ сопровождается уменьшением содержания МЭЖК С20 и снижением ДК (табл. 1, 2).
Образование конъюгированных диенов в ЖК подразумевает и образование перокси радикала. Кислород перокси радикала, обладая достаточно высокой реакционной способностью, вступает в связь практически с любым атомом водорода, образуя гидроперекисную
группу ЖК.
Донатором водорода для формирования ГП ЖК в структуре перокси радикала обычно служат два элемента - это водород жирнокислотного ацила или водород гидроксила а-токоферола [13, 24, 25]. В наших экспериментах при определении содержания а-токофе-рола в ОЛ печени после прохождения АЦХ по сосудистому руслу печени мы отмечали следующую закономерность: введение в ткань печени АЦХ in situ приводит к снижению содержания а-токоферола (табл.
3).
При оценке содержания ГП ЖК липидов печени были получены результаты, свидетельствующие о противоположном - прохождение АЦХ по сосудистому руслу ткани печени in situ, за исключением АЦХ в мольной концентрации 1,1*10-4 М, приводит к увеличению содержания ГП ЖК (табл. 4).
Таблица 3
Содержание а-токоферола в общих липидах (мкг/мг липида) после введения ацетилхолина в ткань печени в мольной концентрации 1,1*10-3 М - 1Д*10-6 М
Группа 1 Группа 2 Группа 3 (опыт1) Группа 4 (опыт2) Группа 5 (опыт3) Группа 6 (опыт4)
(контроль1) (контроль2) АЦХ 1,1х10-3М АЦХ 1,1х10-4М АЦХ 1,1х10-5М АЦХ 1,1х10-6М
интактные 0,85% NaCl, 0,15 (n=6) (n=6) (n=6) (n=6)
(n=6) M KCl, 0,05 М р-
р пирофосфата
(n=6)
5,64 4,32 3,775 3,11 2,79 2,39
[4,96; 5,87] [4,01; 4,82] [3,45; 3,95] [2,99; 3,41] [2,69; 2,9] [2,18; 2,65]
р2-1=0,00394 р3 =0,000297 р4-1=0,0001 р5 =0,004 р6-1=0,00216
р3-2=0,00216 р44--21=0,0197 р5-2=0,00397 р6-2=0,00394
р4 3=0,00394 р5 3=0,00216 1-6-3=0,004
р^4=0,00394 р6-4=0,00216
р«=0,004
Таблица 4
Содержание гидроперекисей жирных кислот в общих липидах (нмоль/мл гомогената) после введения ацетилхолина в ткань печени в мольной концентрации 1,1*10-3 М - 1Д*10-6 М
Группа 1 Группа 2 Группа 3 (опыт1) Группа 4 (опыт2) Группа 5 (опыт3) Группа 6 (опыт4)
(контроль1) (контроль2) АЦХ 1,1х10-3М АЦХ 1,1х10-4М АЦХ 1,1х10-5М АЦХ 1,1х10-6М
интактные 0,85% NaCl, 0,15 (n=6) (n=6) (n=6) (n=6)
(n=6) M KCl, 0,05 М р-
р пирофосфата
(n=6)
17,9 11,1 17,9 10,6 25,4 17,0
[16,7; 19,2] [9,7; 12,6] [16,8; 21,3] [9,6; 12,3] [23,8; 27,4] [15,3; 19,8]
р2-1=0,0161 р3 =0,688* р4-1=0,00426 р5-1=0,00395 р6-1=0,336*
р3-2=0,00674 р«=0,423* р5-2=0,003 р6-2=0,00395
р4-3=0,00426 р5-5=0,00394 р6-3=0,2*
р5 4=0,000297 р6-4=0,00394
р6-5=0,00216
Сопоставляя данные по содержанию а-токоферола и ГП ЖК в липидах печени можно предположить следующую версию происходящих событий: если донатором водорода для сформированного в жирнокислотном ациле перокси радикала является гидроксильная группа а-токоферола, то снижение содержания а-токо-ферола в ОЛ печени при прохождении АЦХ в ткани печени in situ (табл. 4) становится вполне объяснимым
явлением - происходит большее расходование пула содержащегося в липидах а-токоферола за счёт донати-рования атома водорода а-токоферолом (рис.) в присутствии экзогенно вводимого в ткань печени АЦХ [24].
Тем более что повышение содержания ГП ЖК в липидах печени (табл. 5) свидетельствует в пользу предположения о связи между уменьшением содержания
а-токоферола в ОЛ печени и повышением ГП в присутствии экзогенного АЦХ.
Появление альдегидного кислорода в жирнокислот-ных алифатах при p-расщеплении ГП ЖК (как правило, катализируется гемсодержащими компонентами белка) сопровождается формированием длиноцепочеч-ных [4-hydroxy-2-nanoenal (4-HNE) ], короткоцепочеч-ных (malondialdehyde, acrolein, glyoxal) альдегидов и
у-кетоальдегидов (isolevuglandin) [18 ].
Данные по определению нами одного из коротко-цепочечных альдегидов - МДА свидетельствуют: введение в ткань печени АЦХ молярной концентрации 1,1х10-3М; 1,1х10-4М; 1,1х10-6М приводит к увеличению его содержания при определении в гомогенате печени (табл. 5).
(^перокси р адикал^)
Рис. Ингибирование а-токоферолом распространения липидного перокси радикала.
Таблица 5
Содержание малонового диальдегида в гомогенате печени (нмоль/мл гомогената) после введения ацетилхолина в ткань печени в мольной концентрации 1,1x1с-3 М - 1,1х10-6 М
Группа 1 (контроль1) интактные (n=6) Группа 2 (контроль2) 0,85% NaCl, 0,15 M KCl, 0,05 М р-р пирофосфата (n=6) Группа 3 (опыт1) АЦХ МхЮ^М (n=6) Группа 4 (опыт2) АЦХ 1,1х10-4М (n=6) Группа 5 (опыт3) АЦХ 1,1х10-4M (n=6) Группа 6 (опыт4) АЦХ 1,1х10-6М (n=6)
3,45 [2,86; 4,6] 6,318 [5,58; 6,79] р2-1=0,00394 6,788 [6,35; 7,04] р3-1=0,00119 р-1-2=0,065 15,294 [13,84; 16,87] р4-1=0,004 р4-2=0,00119 Р4-2=0,00395 5,706 [4,85; 6,679] р5-1=0,00395 р»4-3=0,149* Р4-з=0,0131 Р5-4=0,00394 8,073 [7,52; 8,25] р6 j=0,00394 í-2-з=0,004 р6 3=0,00395 р<5-4=0,004 р6 5=0,00494
Таким образом, экзогенно вводимый в ткань печени АЦХ in situ при снижении молярной концентрации приводит к снижению содержания МЭЖК С20 4 Д 5,8,11,14 эйкозатетраеновой ЖК (Арахи) и СМ:5 Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой ЖК (Эйкоза), ДК и а-токоферола, но регистрируется повышение уровня ГП ЖК в ОЛ печени и увеличение содержания МДА, определяемого в гомогенате печени. Изменение выраженности продуктов и субстратных составляющих ПОЛ в ткани печени мы связываем с введением и изменением молярной концентрации АЦХ, вводимого в ткань печени in situ.
Выводы
1. Введение в ткань печени экзогенного АЦХ in situ в молярной концентрации 1,1х10-3 М увеличивает, а в молярной концентрации 1,1х10-4 М, 1,1х10-5 М, 1,1х 10-6 М уменьшает содержание МЭЖК С20 4 Д 5,8,11,14 эйкозатетраеновой ЖК (Арахи) и С^ Д 5,8,11,14,17 эйкозапентаеновой ЖК (Эйкоза).
2. Содержание ДК в ОЛ печени при введении АЦХ в ткань печени при молярной концентрации 1,1х 10-3 М увеличивается, а при введении АЦХ в молярной концентрации 1,1х 10-4 М, 1,1х10-5 М, 1,1х10-6М уменьша-
ется.
3. Прохождение по сосудистому руслу ткани печени АЦХ в мольной концентрации ^хШ-3 М, 1,1х10-4 М, 1,1х 10-5 М, 1,1х 10-6 М сопровождается снижением содержания а-токоферола, определяемого в ОЛ печени.
4. На фоне снижения ДК отмечается увеличение содержания ГП ЖК в ОЛ печени и количественный рост МДА в гомогенате печени при введении АЦХ in situ в ткань печени.
ЛИТЕРАТУРА
1. Камкин А.Г., Киселёва И. С. Физиология и молекулярная биология мембран клеток. М.: Академия, 2008. 592 с.
2. Кейтс М. Техника липидологии: пер. с англ. М.: Мир, 1975. 321 с.
3. Киселевич Р.Ж., Скварко С.И. Определение витамина Е в сыворотке крови // Лаб. дело.1972. №8. С.473-475.
4. Малыгина Е.И., Петухов В.И. Влияние центральных холинолитиков на гипергликемию при травматическом шоке // Фармакология центральных холинолитиков и других нейротропных средств / под ред. П.П.Денисенко. Л.: Лен. сан-гиг. мед. ин-т, 1969.
С.125-154.
5. Реброва О.Ю. Статистический анализ медицинских данных. Применение пакета прикладных программ STATISTICA. М.: Медиа Сфера, 2002. 312 с.
6. Романова Л.А., Стальная И. Д. Метод определения гидроперекисей липидов с помощью тиоционата аммония // Современные методы в биохимии / под ред. В. Н. Ореховича. М.: Медицина,1977.С.64-66
7. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Г. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбиту-ровой кислоты // Современные методы в биохимии / под ред. В.Н.Ореховича. М.: Медицина, 1977. С.66-68.
8. Стальная И.Д. Метод определения диеновой коньюгации ненасыщенных высших жирных кислот // Современные методы в биохимии / под ред. В.Н.Ореховича. М.: Медицина, 1977. С.63-64.
9. Титов В.Н., Лисицын Д.М. Жирные кислоты. Физическая химия, биология и медицина. Тверь: Триада, 2006. 672 с.
10. Тиханов В.И. Влияние центральных и периферических М, Н-холиномиметиков и М, Н-холинобло-каторов на формирование холодовой адаптации: автореф. дис. ... канд. мед. наук. Ленинград, 1988. 25 с.
11. Изменение продуктов и субстратных составляющих перекисного окисления липидов в ткани печени на фоне холодовой нагрузки и введении непрямых мус-каринчуствительных и никотинчуствительных холино-миметиков / В.И.Тиханов [и др.] // Бюл. физиол. и патол. дыхания. 2013. Вып.50. С.61-67.
12. Сравнение окислительной активности прозе-рина при кратковременной холодовой нагрузке in vivo и in vitro / В.И.Тиханов [и др.] // Бюл. физиол. и патол. дыхания. 2013. Вып.49. С.77-81.
13. Фенольные биоантиоксиданты / Н.К.Зенков [и др.]. Новосибирск: СО РАМН, 2003. 328 с.
14. Biomarkers for antioxidant defense and oxidative damage / G.Aldini [et al.]. Medical, 2011. 380 p.
15. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. Vol.37, №8. Р.911-917.
16. Cameron G. Separate FAME cis and trans isomers with DB-23 // Separation Times. 2001. Vol.14, №3. P.13.
17. Carreau J.P., Dubacq J.P. Adaptation of a macro-scale method to the micro-scale for fatty acid methyl trans-esterification of biological lipid extract // J. Chromatogr. 1978. Vol.151, Iss.3. Р.384-390.
18. Del Rio D., Stewart A.J., Pellegrini N. A review of recent studies on malondialdehyde as toxic molecule and biological marker of oxidative stress // Nutr. Metab. Car-diovasc. Dis. 2005. Vol.15, №4. Р.316-328.
19. Probing heterotrimeric G-protein activation: applications to biased ligands / C.Denis [et al.] // Curr. Pharm. Des. 2012. Vol.18, №2. Р. 128-144.
20. Simple and rapid extraction method of total egg lipids for determining organochlorine pesticides in the egg / N.Furusawa [et al.] // J. .Chromatogr. A. 1999. Vol.830, №2. P473-476.
21. Hammond V.J., O'Donnell J.B. Esterified eicosanoids: generation characterization and function //
Biochim. Biophys. Acta. 2012. Vol.1818, №10. P.2403-2412.
22. Neuronal Nicotinic Receptors. Pharmacology and Therapeutic Opportunities / ed. by S.P.Arneric, J.D.Brioni. Wiley-Liss Inc., New York, 1999. 421 p.
23. Pratt D.A., Tallman K.A., Porter N.A. Free radical oxidation of polyunsaturated lipids: New mechanistic insights and the development of peroxyl radical clocks // Acc. Chem. Res. 2011. Vol.44, №6. P.458-467.
24. Tetrahydro-1,8 naphthyridinol analognes of alpha-tocopherolas antioxidants in lipid membranes and low-density lipoproteins / T.G.Nam [et al.] // J. Am. Chem. Soc. 2007. Vol.129, №33. P.10211-10219.
25. Upston J.M., Kritharides L., Stocker R. The role vitamin E in atherosclerosis // Prog. Lipid Res. 2003. Vol.42, №5. P.405-422.
26. Chemogenomics knowed debased polypharmacol-ogy analyses of drug, abuse related G-protein coupled receptors and their ligands / X.Q.Xie [et al.] // Front. Pharmacol. 2014. Vol.5. P.3-6.
REFERENCES
1. Kamkin A.G., Kiseleva I.S. Physiology and molecular biology of cell membranes. Moscow: Akademiya; 2008 (in russian).
2. Kates M. Techniques of lipidology: isolation, analysis and identification of lipids. Moscow: Mir; 1975 (in russian).
3. Kiselevich R. Zh., Skvarko S. I. Laboratornoe delo 1972; 8:473-475.
4. Malygina E.I., Petukhov VI. The influence of central cholinolytics on hyperglycemia at traumatic shock. In: Denisenko P.P, editor. Pharmacology of central cholynoli-tics and other neurotropic drugs. Leningrad; 1969. pp. 125154 (in russian).
5. Rebrova O.Yu. Statistical analysis of medical data. The application of the software STATISTICA. Moscow: Media Sfera; 2002 (in russian).
6. Romanova L.A., Stal'naya I. D. The method for determination of lipid peroxides with the help of ammonium thiocyonate. In: Orekhovich VN., editor. Modern methods in biochemistry. Moscow; 1977. pp.64-66 (in russian).
7. Stal'naya I.D., Garishvili T.G. Method for determination of malone dialdehyde with thiobarbituric acid. In: Orekhovich V.N., editor. Modern methods in biochemistry. Moscow; 1977. pp.66-68 (in russian).
8. Stal'naya I.D. The method for determination of diene conjugation of unsaturated higher fatty acids. In: Orekhovich V.N., editor. Modern methods in biochemistry. Moscow; 1977. pp.63-64 (in russian).
9. Titov V.N., Lisitsyn D. M. Fatty acids. Physical chemistry, biology and medicine. Tver': Triada; 2006 (in russian).
10. Tikhanov V.I. The influence of the central and peripheral M, N-cholinomimetics and M, N-cholinergic antagonists on the formation of cold adaptation: abstract of thesis... PhD of medical sciences. Leningrad; 1988 (in russian).
11. Tikhanov V. I., Losev, N. A., Dorovskikh , V. A., Reshod'ko D.P., Tikhanov I.V., Anokhina R.A., Ro-
govchenko E.G. The change of lipid peroxidation products and substrate components in the liver tissue against the cold exposure under the introduction of indirect muscarin-sensitive and nikotine-sensitive cholinomimetics. Bulleten' fiziologii i patologii dyhaniya - Bulletin physiology and pathology of respiration 2013; 50:61-67 (in russian).
12. Tikhanov V.I., Losev N.A., Dorovskikh V.A., Reshod'ko D.P., Tikhanov I.V., Anokhina R.A., Ro-govchenko E.G. Comparison of proserin oxidative activity at short cold stress in vivo and in vitro. Bulleten'fiziologii i patologii dyhaniya- Bulletin physiology and pathology of respiration 2013; 49:77-81 (in russian).
13. Zenkov N.K., Kandalintseva N.V., Lankin V.Z., Men'shchikova E.B., Prosenko A.E. Phenolic Bioantioxi-dants. Novosibirsk: SB RAMS; 2003 (in russian).
14. Aldini G., Yeum Kyung-Jim, Niki E., Russel R.M. Biomarkers for antioxidant defense and oxidative damage. Medical; 2011.
15. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can. J. Biochem. Physiol. 1959; 37(8):911-917.
16. Cameron G. Separate FAME cis and trans isomers with DB-23. Separation Times 2001; 14(3): 13.
17. Carreau J.P., Dubacq J.P. Adaptation of a macro-scale method to the micro-scale for fatty acid methyl trans-esterification of biological lipid extract. J. Chromatogr. 1978; 151(3):384-390.
18. Del Rio D., Stewart A. J., Pellegrini N. A review of recent studies on malondialdehyde as toxic molecule and biological marker of oxidative stress. Nutr. Metab. Cardio-vasc. Dis. 2005; 15(4):316-328.
19. Denis C., Sauliere A., Galandrin S., Senard J.M., Gales C. Probing heterotrimeric G-protein activation: applications to biased ligands. Curr. Pharm. Des. 2012; 18(2):128-144.
20. Furusawa N., Ozaki A., Nakamura M., Morita Y., Okazaki K. Simple and rapid extraction method of total egg lipids for determining organochlorine pesticides in the egg. J. Chromatogr. A. 1999; 830(2):473-476.
21. Hammond V.J., O'Donnell J.B. Esterified eicosanoids: generation characterization and function. Biochim. Biophys. Acta. 2012; 1818(10:2403-2412.
22. Arneric P., Brioni J.D., editors. Neuronal Nicotinic Receptors. Pharmacology and Therapeutic Opportunities. Wiley-Liss Inc., New York; 1999.
23. Pratt D.A., Tallman K.A., Porter N.A. Free radical oxidation of polyunsaturated lipids : New mechanistic insights and the development of peroxyl radical clocks. Acc. Chem. Res. 2011; 44(6):458-467.
24. Nam T.G., Rector C.L., Kim H.Y., Sonnen A.F., Meyer R., Nau W.M., Atkinson J., Rintoul J., Pratt D.A., Porter N.A. Tetrahydro-1,8 naphthyridinol analognes of alpha-tocopherolas antioxidants in lipid membranes and low-density lipoproteins. J. Am. Chem. Soc. 2007; 129(33):10211-10219.
25. Upston J.M., Kritharides L., Stocker R. The role vitamin E in atherosclerosis. Prog. Lipid Res. 2003; 42(5):405-422.
26. Xie X.Q., Wang L., Liu H., Ouyang Q., Fang C., Su W. Chemogenomics knowed debased polypharmacol-ogy analyses of drug, abuse related G-protein coupled receptors and their ligands. Front. Pharmacol. 2014; 5:3-6.
Поступила 05.11.2014
Контактная информация Виктор Иванович Тиханов, кандидат медицинских наук, доцент кафедры фармакологии, Амурская государственная медицинская академия, 675000, г. Благовещенск, ул. Горького, 95.
E-mail: agma@amur.ru Correspondence should be addressed to Viktor I. Tikhanov,
MD, PhD, Associate professor of Department of Pharmacology,
Amur State Medical Academy, 95 Gor'kogo Str., Blagoveshchensk, 675000, Russian Federation.
E-mail: agma@amur.ru
