При экспериментальном диабете у крыс транскрипционный фактор MafA синтезаруется в дифференцированных клетках островков поджелудочной железы и не является маркером клеток-предшественниц Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

DOI: 10.23868/201906024

при ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ ДИАБЕТЕ У КРЫС ТРАНСКРИПЦИОННЫЙ ФАКТОР MAFA СИНТЕЗАРУЕТСЯ В ДИФФЕРЕНЦИРОВАННЫХ КЛЕТКАХ ОСТРОВКОВ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ И НЕ ЯВЛЯЕТСЯ МАРКЕРОМ КЛЕТОК-ПРЕДШЕСТВЕННИЦ

М.С. Калигин, А.А. Титова, Д.И. Андреева, М.А. Титова, А.А. Гумерова, А.П. Киясов

Казанский (Приволжский) федеральный университет, Казань, Россия

IN EXPERIMENTAL RAT DIABETES TRANSCRIPTION FACTOR MAFA IS SYNTHESIZED IN DIFFERENTIATED PANCREATIC ISLET CELLS AND DOES NOT SERVE AS A MARKER OF PROGENITOR CELLS

M.S. Kaligin, А.А. Titova, D.I. Andreeva, М.А. Titova, А.А. Gumerova, A.P. Kiyasov

Kazan (Volga Region) Federal University, Kazan, Russia

e-mail: mfkaligin@mail.ru

В качестве маркеров клеток-предшественниц р-клеток нередко рассматриваются различные транскрипционные факторы, которые синтезируются на разных этапах диффе-ренцировки клеток. Одним из таких транскрипционных факторов является MafA, роль которого до конца не понятна. Согласно одной из гипотез, он активирует экспрессию гена инсулина в дифференцирующихся р-клетках. Согласно другой — этот фактор необходим исключительно для регуляции секреции инсулина уже дифференцированными р-клетками зрелых островков Лангерганса. Последнюю гипотезу подтверждает установленный нами факт отсутствия MafA в незрелых р-клетках островков в ходе пренатального развития поджелудочной железы человека.

Чтобы окончательно установить, является ли MafA маркером дифференцирующихся клеток или синтезируется уже в зрелых р-кпетках, целью работы стал анализ динамики изменений популяций MafA-позитивных клеток и C-kit-позитивных клеток-предшественниц эндокриноцитов в островках Лангерганса на модели экспериментального диабета у крыс.

Исследование выполнено на 33 половозрелых самцах крыс линии Вистар массой 250-300 г., которым для моделирования диабета внутрибрюшинно вводили аллоксан. Через 1, 2, 7, 14, и 21 сутки животных выводили из эксперимента и забирали поджелудочную железу для морфологического анализа. Иммуногистохимическое окрашивание парафиновых срезов проводили антителами к MafA, C-kit, инсулину и глюкагону.

Полученные результаты показали, что максимальное количество MafA-позитивных клеток в островках поджелудочной железы содержится в норме, а на всех сроках экспериментального диабета у крыс их количество уменьшается. При этом к концу первой и третьей недель эксперимента было выявлено увеличение количества инсулин-позитивных клеток в островках. Кроме того, были обнаружены разнонаправленные изменения в популяциях MafA- и C-kit-позитивных клеток при экспериментальном диабете.

Таким образом, результаты настоящего эксперимента подтверждают наши предварительные выводы, сделанные при изучении пренатального органогенеза поджелудочной железы человека, о том, что MafA не является маркером клеток-предшественниц и синтезируется лишь в зрелых клетках островков Лангерганса.

Ключевые слова: MafA, регенерация, диабет, дифферен-цировка р-клеток.

Введение

Лечение сахарного диабета остаётся большой проблемой современной медицины. Количество больных сахарным диабетом растёт с каждым годом: если в 2011 г. в мире сахарным диабетом страдало 360 млн человек, то к 2030 г. эта цифра может вырасти до 552 млн [1]. Кроме того, сахарный диабет приводит к ранней инвалидизации работоспособной части населения, поэтому поиск новых методов лечения имеет большое социальное и экономическое значение.

Different transcription factors, which are synthesized at different stages of cell differentiation, are often considered markers of p-cell precursors. One of these transcription factors is MafA, the role of which is not fully understood. According to one hypothesis, it activates insulin gene expression in the differentiating p-cells. According to another, this factor is only necessary for the regulation of insulin secretion by already differentiated p-cells. In favor of the latter hypothesis, we showed that MafA is not expressed in the immature p-cells during the prenatal development of the human pancreas.

In order to finally determine whether MafA is a marker of differentiating cells or it is synthesized in already mature p-cells the aim of our investigation was the analysis of dynamical changes of MafA-positive cell population and C-kit-positive endocrinocyte precursors in Langerhans islets during experimental diabetes in rats.

The study was performed on male Wistar rats (250-300g body weight) which were intraperitoneally injected with alloxan. Animals were sacrificed 1, 2, 7, 14, 21 days of the experiment for the morphological analysis of pancreas. Paraffin sections of pancreas were stained immunohistochemically with antibodies against MafA, C-kit, insulin and glucagon.

The maximum number of MafA-positive cells in the islets was found during normal prenatal development of pancreas. At all stages of the experimental diabetes the number of MafA-positive cells in the islets decreased, wherein the number of insulin-positive cells in the islets increased by the end of the first and third weeks of the experiment. It was also established that in experimental diabetes, changes in populations of MafA- and C-kit-positive cells occur in different ways.

Thus, the results of our research showed that MafA cannot be considered as a marker of progenitor cells and is expressed only in the mature cells of the Langerhans islets, that confirms our previous data obtained during the study of prenatal development of human pancreas.

Keywords: MafA, regeneration, diabetes, p-cells differentiation.

Весьма перспективным методом лечения сахарного диабета I типа может стать применение клеточных технологий, основанных на использовании собственных или донорских стволовых клеток — предшественниц р-клеток. Их применение позволит лечить диабет этиологически, восстанавливая популяцию утраченных р-клеток островков Лангерганса, за счёт стимуляции оставшихся р-клеток или их предшественниц. Основная проблема разработки этих методик заключается в сложной идентификации предшественниц р-клеток

из-за отсутствия однозначных сведений об их фенотипе и этапах дифференцировки.

В качестве маркеров клеток-предшественниц р-клеток нередко указывают различные транскрипционные факторы, влияющие на дифференцировку клеток. Ряд экспертов считает, что одним из таких транскрипционных факторов является М^А, который по данным литературы активирует экспрессию гена инсулина в р-клетках [2-9]. Однако другой группой авторов было показано, что в период пренатального онтогенеза в поджелудочной железе мышей первыми появляются клетки, синтезирующие инсулин (10 сут. гестации), а клетки, экспрессирующие М^А, появляются позже, на 13 сут. гестации [10]. Эти данные скорее подтверждают вторую гипотезу о том, что М^А необходим исключительно для регуляции секреции инсулина р-клетками зрелых островков Лангерганса и не участвует в дифференци-ровке островковых клеток, то есть является маркером дифференцированных клеток [11-15].

Для проверки этих двух гипотез нами было решено провести исследование в два этапа. Первый этап заключался в изучении динамики изменения количества М^А-позитивных клеток в ходе пренатального развития поджелудочной железы человека. Мы предположили, что если М^А активирует экспрессию гена инсулина в р-клетках, то как и у мышей, этот маркер должен появиться в поджелудочной железе человека раньше, чем инсулин [2-9]. Однако, полученные результаты показали, что первые М^А-позитивные клетки в поджелудочной железе человека появляются позже, чем инсулин-позитивные [16], что поддерживает вторую гипотезу о роли М^А как маркера дифференцированных клеток [11-15].

Для проведения второго этапа исследования нужно было учесть следуюшие факторы. Во-первых, процессы дифференцировки клеток в раннем пренатальном онтогенезе у человека и грызунов протекают весьма стремительно, и всегда существует вероятность того, что какие-то нюансы гистогенеза поджелудочной железы человека или грызунов могли быть упущены [10, 16], поэтому важно проследить изменения в островках поджелудочной железы в более узких временных рамках (по суткам). Во-вторых, чтобы окончательно установить, является ли М^А маркером дифференцирующихся клеток или синтезируется уже в зрелых р-клетках, нужно сравнить динамику изменений популяций М^А-позитивных клеток и С-кй-позитивных клеток-предшественниц эндокриноцитов в островках Лангерганса, что можно сделать на модели экспериментального диабета у крыс, поскольку положительная роль С-к^-позитивных клеток-предшественниц в коррекции нарушений углеводного обмена при экспериментальном диабете у крыс доказана [17]. Схожесть или различие динамики изменений этих двух клеточных популяций может внести ясность в понимание роли М^А-позитивных клеток в регенерации р-клеток при экспериментальном диабете.

Разрешение противоречия между двумя гипотезами о роли транскрипционного факторов М^А в островках поджелудочной железы позволило бы определить перспективы использования М^А либо в качестве маркера для идентификации клеток-предшественниц р-клеток, например, для их выделения, либо в качестве маркера дифференцированных р-клеток при культивировании и других исследованиях.

Целью настоящего исследования стал анализ динамики изменений популяций М^А-позитивных клеток и С-кй-позитивных клеток-предшественниц эндокрино-цитов в островках Лангерганса на модели экспериментального диабета у крыс.

Материал и методы

Экспериментальный диабет был смоделирован на 33 половозрелых самцах крыс линии Вистар массой 250-300 г., полученных от ООО «Научно-производственный комплекс БиоТех». Уход за животными, содержавшимися в виварии, осуществлялся по нормам и правилам обращения с лабораторными животными, в соответствии с «Международными рекомендациями по проведению медико-биологических исследований с использованием животных» (1985), правилами лабораторной практики в Российской Федерации (приказ МЗ РФ № 267 от 19.06.2003) и законом «О защите животных от жестокого обращения», глава V, ст. 10, 4679-ГД от 01.12.1999.

Животные были разделены на три группы: животным 1 группы (n=25) внутрибрюшинно вводили аллоксан (Sigma-Aldrich, Великобритания) в 1 мл 0,02 М ацетатного буфера, рН 4,0 в дозе 180 мг/кг, животным 2 группы (n=5) вводили ацетатный буфер (контроль эффекта растворителя), животным 3 группы (n=3) ничего не вводили (интактные животные, норма). Животных 1 группы выводили из эксперимента через 1, 2, 7, 14 и 21 сут., животных 2 и 3 групп через 1 сут. У всех животных забирали поджелудочную железу и изготавливали парафиновые срезы толщиной 4-6 мкм на санном микротоме (Microm HM 430, Thermo Scientific, Германия) для морфологического анализа.

Иммуногистохимическое окрашивание парафиновых срезов проводили антителами к MafA (1: 300, клон F6, Santa Cruz Biotechnology, США), C-kit (1:20, клон Т 595, Novokastra, Великобритания), инсулину (1:75, клон 2й11-Н5, Novocastra, Великобритания), глюка-гону (1:50, кроличьи поликлональные, DAKO, Дания). Окрашенные гистологические срезы изучали под микроскопом (Axio Imager, Z2, Zeiss, Германия) с последующим фотографированием через фотопреобразователь на фотокамеру (AxioCam HRc, Zeiss, Германия). Фотографии обрабатывали программным приложением ZEN pro 2012. Морфометрический анализ островков поджелудочной железы крысы для оценки изменения динамики количества клеток в островках на разных сроках эксперимента был проведен тремя независимыми исследователями с помощью программы ImageJ (разработчик National Institutes of Health). В островках подсчитывали клетки с цитоплазмой и чётким ядром. Полученные количественные данные подвергали статистической обработке с помощью критерия Вилкоксона в программном пакете Statistika 8.0. Различия считали достоверными при p<0,05.

Результаты

Динамика изменения количества и локализации

популяции MafA -позитивных клеток

Максимальное количество MafA-позитивных клеток в островках поджелудочной железы крыс было обнаружено в норме (контроль), они располагались группой в центре островков. По периферии островков оставались неокрашенными несколько рядов клеток. После введения аллоксана количество MafA-позитивных клеток в центре островков на всех сроках экспериментального диабета уменьшалось: через 1 и 2 сут. внутри групп MafA-позитивных клеток появлялись неокрашенные клетки, на последнем сроке (21 сут.) были выявлены только одиночные окрашенные клетки, т. е. количество MafA-позитивных клеток в островках через 21 сут. после введения аллоксана было минимальным (рис. 1 ). В протоках и ацинусах MafA-позитивных клеток не было ни в норме, ни при экспериментальном диабете.

Во* » Whisker Plot

Рис. 1. Динамика изменения соотношения количества MafA-позитивных клеток к общему количеству клеток в островках Лангерганса при экспериментальном диабете у крыс. Mean — медиана, Mean±SE — верхний и нижний квартили, 75% всех значений, Mean±SD — минимальное и максимальное значения, * p<0,05

09 0,8 0,7

о,в

0,5 0.4 0.3 0.2 0.1 0.0 -0.1

С-kit

*

t.

L JL

*

*

Е J T

*

с

* * f

* J

норма 2 сутки Id сутки

1 Сутки 7 сутки 21 сутки

□ Mean

□ MeaniSE I MeaniSO

Рис. 2. Динамика изменения соотношения количества C-kit-позитивных клеток к общему количеству клеток в островках Лангерганса при экспериментальном диабете у крыс. Mean — медиана; Mean±SE — верхний и нижний квартили, 75% всех значений; Mean±SD — минимальное и максимальное значения, * p<0,05

Box a Wnster Plot

* * * * *

*

С П г

г п

*

Инсулин

8ох & Whisker Plot

2 сутки 14 сутки

1 сутки 7 сут™ 21 сутки

□ Mean

□ MeantSE I Mean±SD

Рис. 3. Динамика изменения соотношения количества инсулин-позитивных клеток к общему количеству клеток в островках Лангерганса при экспериментальном диабете у крыс. Mean — медиана; Mean±SE — верхний и нижний квартили, 75% всех значений; Mean±SD — минимальное и максимальное значения, * p<0,05

Глюкагон

1г *

г * г

L J г

L г I ■J

[ 3

г Л

L, L г.

[ Р * s

* *

норна 2 сутки 14 сутки

1 сутки 7 сутки 21 сутки

□ Mean

□ MeantSE X MeaniSD

Рис. 4. Динамика изменения соотношения количества глюкагон-позитивных клеток к общему количеству клеток в островках Лангерганса при экспериментальном диабете у крыс. Mean — медиана; Mean±SE — верхний и нижний квартили, 75% всех значений; Mean±SD — минимальное и максимальное значения, * p<0,05

Динамика изменения количества и локализации популяции ^^-позитивных клеток

В норме позитивного окрашивания на С-кй в клетках островков Лангерганса обнаружено не было. В группе экспериментальных животных через 1 сут. после введения аллоксана в центре островков были выявлены скопления С-кй-позитивных клеток, количество которых к 2 сут. уменьшалось, к 7 сут. достигало максимума, через 14 сут. их количество значительно уменьшилось, они стали единичными, однако к третьей неделе эксперимента (21 сут.) количество этих клеток в островках вновь возросло (рис. 2).

Динамика изменения количества и локализации популяции инсулин-позитивных клеток

Максимальное количество инсулин-позитивных клеток, которые располагались в центре островков поджелудочной железы крыс, наблюдалось в норме. После введения аллоксана количество инсулин-позитивных клеток в островках уменьшалось вплоть

до 2 сут. эксперимента, появлялись неокрашенные клетки. Через 7 сут. количество инсулин-позитивных клеток увеличивалось, в некоторых островках инсулин-позитивные клетки были обнаружены в виде скоплений, однако, их количество не достигало контрольных значений (нормы). В интервале между 7 и 14 сут. количество инсулин-позитивных клеток уменьшалось, в некоторых островках выявлялись одиночные инсулин-позитивные клетки. На последнем сроке эксперимента (21 сут.) количество инсулин-позитивных клеток в островках опять возрастало, но по-прежнему не достигало контрольных значений (рис. 3). В других частях железы у животных экспериментальной группы инсулин-позитивные клетки не были обнаружены.

Динамика изменения количества и локализации

популяции глюкагон-позитивных клеток

Глюкагон-позитивные клетки в поджелудочной железе интактных животных были расположены по периферии островков в виде одного или двух рядов клеток.

Через 1 сут. после введения аллоксана количество глюкагон-позитивных клеток возрастало, они располагались не только по периферии островков в несколько рядов, но в некоторых островках занимали практически всю его площадь. В интервале между 1 и 7 сут. количество глюкагон-позитивных клеток в островках поджелудочной железы крыс уменьшалось, они вновь располагались лишь по периферии. Через две недели доля этих клеток опять возросла, а через три недели эксперимента начала снижаться (рис. 4).

Обсуждение

Определение MafA методом иммуногистохимии в клетках островков поджелудочной железы при экспериментальном диабете у крыс свидетельствует о том, что MafA не является маркером клеток-предшественниц р-клеток. Уменьшение MafA-позитивных клеток в островках поджелудочной железы на всех сроках экспериментального диабета у крыс при увеличении количества инсулин-позитивных клеток к концу первой и третьей недель экспериментального диабета (рис. 5) ставит под сомнение факт участия MafA в активации экспрессии гена инсулина в дифференцирующихся р-клетках [2-9]. Также следует заметить, что на всех сроках экспериментального диабета MafA-позитивные клетки не были обнаружены в протоках поджелудочной железы, эпителиальные клетки которых, по мнению многих исследователей, дифференцируются в эндокриноциты поджелудочной железы [18, 19]. Этот факт косвенно подтверждает то, что MafA не участвует в активации экспрессии гена инсулина в клетках-предшественницах р-клеток.

Следующим подтверждением гипотезы о том, что MafA не участвует в активации экспрессии гена инсулина, является разная динамика изменения количества MafA- и С-к11>позитивных клеток при экспериментальном диабете. Если бы MafA участвовал в активации стволового компартмента, то было бы обнаружено увеличение количества MafA-позитивных клеток в островках на сроках от начала эксперимента до 2 сут., а также через 2 недели, поскольку после этих временных интервалов происходит увеличение числа инсулин-позитивных клеток. Увеличение количества С-к11>позитивных клеток в островках было выявлено уже через 1 сут. после введения аллоксана, а также к концу первой и третьей недели. Кроме того, увеличение количества С-к^-позитивных клеток в течение первых сут. после введения аллоксана совпадало с увеличением количества глюкагон-позитивных клеток. Мы предполагаем, что это связано с дифференцировкой С-к11>позитивных клеток в инсулин-позитивные через стадию глюкагон-позитив-ных клеток в интервале между 1 и 7 сут. Важно отметить, что дифференцировка С-к^-позитивных клеток-предшественниц при экспериментальном диабете напоминает дифференцировку С-к^-позитивных клеток при прена-тальном развитии р-клеток поджелудочной железы [19]. На второй и третьей неделях экспериментального диабета такой же чёткой зависимости между численностью клеток четырех типов не отмечалось. На графике (рис. 5) видно, что после увеличения количества инсулин-позитивных клеток ко второй неделе эксперимента в дальнейшем наблюдалось его снижение. Возможно, это связано с тем, что через неделю после введения аллоксана в организме развиваются аутоиммунные реакции против дифференцирующихся р-клеток, как это происходит после трёхкратного введения стрептозоцина, приводящего к развитию хронического диабета I типа у крыс [20]. В итоге после 7 сут. эксперимента, вероятно, параллельно идут два процесса — и восстановление

норма 1с 2с 7с 14 с 21 с

Рис. 5. Динамика изменений количества MafA-, C-kit-,

инсулин- и глюкагон-позитивных клеток в островках

Лангерганса при экспериментальном диабете у крыс

инсулин-позитивных клеток из C-kit-позитивных клеток островков, и их уменьшение в результате аутоиммунных процессов.

Таким образом, результаты нашего исследования изменения динамики MafA-позитивных клеток в островках поджелудочной железы крысы при экспериментальном диабете согласуются с гипотезой о том, что MafA—это маркер дифференцированных ß-клеток поджелудочной железы [11-15]. Данные других авторов также подтверждают наличие MafA в дифференцированных ß-клетках поджелудочной железы в период постнатального развития и их участие в регуляции функционирования ß-клеток. В одном из экспериментов на мышах было показано, что MafA является жизненно важным регулятором глю-козо-стимулированной секреции инсулина, а не синтеза инсулина. Также было обнаружено, что у MafA-нокаутных мышей низкий уровень инсулина в плазме крови приводил к повышению уровня глюкозы в крови, но количество инсулин-позитивных клеток в островках поджелудочной железы у нокаутных мышей не отличалось от их количества у обычных мышей [11, 21].

Роль MafA в секреции инсулина изучали H. Wang и соавт. [2007], которые показали связь экспрессии MafA, глюкокиназы и транспортёра глюкозы GLUT2 [22], а как известно, переносчик глюкозы GLUT2 в ß-клетках поджелудочной железы участвует в механизме секреции инсулина в ответ на определенный уровень глюкозы в крови [23]. Участие MafA в регулировании секреции инсулина подтверждают и результаты других опытов. Например, гиперэкспрессия MafA в клетках изолированных фетальных островков крысы на модели дисфункции клеток островков привела к усилению глюкозостимули-рованной секреции инсулина, сопоставимой с уровнем секреции взрослых изолированных островков [12].

Факт принадлежности MafA к маркерам дифференцированных ß-клеток является важным не только для теоретической, но и для практической медицины, поскольку он может быть использован как показатель зрелости ß-клеток в исследованиях in vitro клеточных популяций, которые должны быть способны не только синтезировать инсулин, но и секретировать его при повышенном содержании уровня глюкозы в крови. В будущем это может способствовать разработке новых методов лечения сахарного диабета I типа с помощью клеточных технологий.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке программы повышения конкурентоспособности Казанского федерального университета.

ЛИТЕРАТУРА:

1. Whiting D.R., Guariguata L., Weil C. et al. IDF diabetes atlas: global estimates of the prevalence of diabetes for 2011 and 2030. Diabetes Res. Clin. Pract. 2011; 94: 311-21.

2. Olbrot M., Rud J., Moss L.G. et al. Identification of beta -cell-specific insulin gene transcription factor RIPE3b1 as mammalian MafA. PNAS USA 2002; 99: 6737-42.

3. Kataoka K., Han S.I., Shioda S. et al. MafA is a glucose-regulated and pancreatic beta-cell-specific transcriptional activator for the insulin gene. J. Biol. Chem. 2002; 277: 49903-10.

4. Sharma A., Stein R. Glucose-induced transcription of the insulin gene is mediated by factors required for B-cell-typespecificexpression. Mol. Cell. Biol. 1994; 14: 871-9.

5. Matsuoka T.A., Zhao L., Artner I. et al. Members of the large Maf transcription family regulate insulin gene transcription in islet beta cells. Mol. Cell. Biol. 2003; 23: 6049-62.

6. Artner I., Blanchi B., Raum J.C. et al. MafB is required for islet cell maturation. PNAS USA 2007; 104: 3853-8.

7. Zhao L., Guo M., Matsuoka T.A. et al. The islet beta cell-enriched MafA activator is a key regulator of insulin gene transcription. J. Biol. Chem. 2005; 280: 11887-94.

8. Hang Y., Stein R. MafA and MafB activity in pancreatic beta cells. Trends Endocrinol. Metab. 2011; 22: 364-73.

9. Hu H.K., Juhl K., Karadimos M. Differentiation of pancreatic endocrine progenitors reversibly blocked by premature induction of MafA. Dev. Biol. 2014; 385: 2-12.

10. Matsuoka T.A., Artner I., Henderson E. et al. The MafA transcription factor appears to be responsible for tissue specific expression of insulin. PNAS USA 2004; 101: 2930-3.

11. Zhang C., Moriguchi T., Kajihara M. et al. MafA is a key regulator of glucose-stimulated insulin secretion. Mol. Cell. Biol. 2005; 25: 4969-76.

12. Aguayo-Mazzucato C., Koh A., Khattabi I. et al. Mafa expression enhances glucose-responsive insulin secretion in neonatal rat beta cells. Diabetologia 2011; 54: 583-93.

13. Hang Y., Yamamoto T., Benninger R.K. et al. The MafA transcription factor becomes essential to islet beta-cells soon after birth. Diabetes 2014; 63: 1994-2005.

14. Sui L., Danzl N., Campbell S.R. et al. ß-Cell Replacement in mice using human type 1 diabetes nuclear transfer embryonic stem cells. Diabetes SG18; 67: S6-3S.

15. iacovazzo D., Flanagan S.E., Walker E. et al. MAFA missense mutation causes familial insulinomatosis and diabetes mellitus. PNAS USA SG18; 11S(S): 1GS7-3S.

16. Kaligin M., Pliushkina A., Titova A. et al. Population dynamics of MafA-positive cells during ontogeny of human pancreas. BioNanoScience SG17; 7(S): 3SS-9.

17. Плюшкина А.С., Калигин M.С., Андреева Д.И. и соавт. C-kit-позитивные клетки островков поджелудочной железы крысы как клетки-предшественницы эндокриноцитов при аллоксановом диабете. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия SG1S; Vii(3): 138-41. [Plushkina A.S., Kaligin M.S., Andreeva D.i. et al. C-kit-positive pancreas islets cell of rats pancreas as a endocrine cells progenitor during alloxan diabetes. Cellular Transplantation and Tissue Engineering SG1S; Vii(3): 138-41. (in Russ.)].

18. Robb P. The development of the islets of Langerhans in the human foetus. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 1961; 46: 33S-43.

19. Kaligin M.S., Pliushkina A.S., Titova A.A. et al. C-Kit expression as a feature of functional differentiation of progenitor cells. Res. J. Pharm. Biol. Chem. Sci. SG1S; 6: S17S-83.

SG. Закирьянов А.Р., Великий Д.А., Онищенко Н.А. и соавт. Способ моделирования сахарного диабета i типа у крыс. Патент РФ на изобретение № S4GG8SS. SS мая SGG9. [Zakirjanov A.R., Velikij D.A., Onishchenko N.A. et al. Method of modelling type i diabetes mellitus in rats. Russian Federation patent for invention № S4GG8SS. May, SS SGG9. (in Russ.]].

S1. Abdellatif A.M., Ogata K., Kudo T. et al. Role of large MAF transcription factors in the mouse endocrine pancreas. Exp. Anim. SG1S; 64: 3GS-1S.

SS. Wang H., Brun T., Kataoka K. et al. MAFA controls genes implicated in insulin biosynthesis and secretion. Diabetologia SGG7; SG: 348-S8.

S3. Bell G.i., Kayano T., Buse J.B. et al. Molecular biology of mammalian glucose transporters. Diabetes Care 199G; 13: 198-SG8.

Поступила: 06.02.2019