CC BY
36
Литература
1. Тихонович И.А., Кравченко Л.В., Шапошников А.И. Ризосфера как наномолекулярный интерфейс растительно-микробных систем // Вестник РАСХН. -2010. - № 4. - С. 19-21
2. Шапошников А.И., Белимов А.А., Кравченко Л.В., Виванко Д.М. Взаимодействие ризосферных бактерий с растениями: механизмы образования и факторы эффективности ассоциативных симбиозов//Сельскохозяйственная биология. - 2011. - №3. - C.16-22.
3. Воробенков Г.А., Павлова Т.К., Кондрат С.В. и др. Исследование эффективности штаммов ассоциативных ризобактерий в посевах различных видов растений// Известия Российского государственного педагогического университета им. А.И. Герцена. - 2011. -№ 141. - C. 114-123.
4. Петрова С.Н., Парахин Н.В. Микробные препараты как способ формирования эффективных растительно-микробных систем// Зернобобовые и крупяные культуры. -2013. - №2(6). - C. 86-91.
5. Белимов А.А., Колесников Л.Е., Донес П.М. Повышение урожайности яровой мягкой пшеницы и снижение вредоносности возбудителей болезней с помощью ассоциативных ризобактерий // Известия Санкт-Петербургского государственного аграрного университета. - 2018. - 3 (52). - C. 26-33.
Literatura
1. Tihonovich I.A., Kravchenko L.V., Shaposhnikov A.I. Rizosfera kak nanomolekulyarnyj interfejs rastitel'no-mikrobnyh sistem // Vestnik RASKHN. -2010. - № 4. - S. 19-21
2. Shaposhnikov A.I., Belimov A.A., Kravchenko L.V., Vivanko D.M. Vzaimodejstvie rizosfernyh bakterij s rasteniyami: mekhanizmy obrazovaniya i faktory ehffektivnosti associativnyh simbiozov//Sel'skohozyajstvennaya biologiya. - 2011. - №3. - C.16-22.
3. Vorobenkov G.A., Pavlova T.K., Kondrat S.V. i dr. Issledovanie ehffektivnosti shtammov associativnyh rizobakterij v posevah razlichnyh vidov rastenij// Izvestiya Rossijskogo gosudarstvennogo pedagogicheskogo universiteta im. A.I. Gercena. - 2011. - № 141. - C. 114-123.
4. Petrova S.N., Parahin N.V. Mikrobnye preparaty kak sposob formirovaniya ehffektivnyh rastitel'no-mikrobnyh sistem// Zernobobovye i krupyanye kul'tury. - 2013. - №2(6). - C. 86-91.
5. Belimov A.A., Kolesnikov L.E., Dones P.M. Povyshenie urozhajnosti yarovoj myagkoj pshenicy i snizhenie vredonosnosti vozbuditelej boleznej s pomoshch'yu associativnyh rizobakterij // Izvestiya Sankt-Peterburgskogo gosudarstvennogo agrarnogo universiteta. - 2018. - 3 (52). - C. 26-33.
УДК 632.4:582.284.21 DOI 10.24411/2078-1318-2019-11064
Соискатель Е.Л. ШАЙДАЮК (ФГБНУ ВИЗР, [email protected]) Канд. с-х. наук В.С. ЮСОВ (ФГБНУ "Омский аграрный научный центр", [email protected])
Канд. биол. наук Е.И. ГУЛЬТЯЕВА (ФГБНУ ВИЗР, [email protected])
ПОПУЛЯЦИОННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ ВОЗБУДИТЕЛЯ БУРОЙ РЖАВЧИНЫ НА ТВЕРДОЙ ПШЕНИЦЕ В ОМСКОЙ ОБЛАСТИ
Твердая пшеница (T. durum L.) - незаменимое сырье для макаронной, крупяной и кондитерской промышленности. В России высококачественное зерно яровой твердой пшеницы получают в Западной Сибири, Алтайском крае, Южном Урале и Поволжье. Одним из лимитирующих факторов для получения высоких урожаев зерна твердой пшеницы является поражение болезнями, среди которых одной из значимых является бурая ржавчина (возбудитель Pucdnia triticina Erikss.). В последние годы отмечается усиление
вредоносности данного заболевания, что обусловлено изменением популяционного состава патогена и формированием новых высокоагрессивных биотипов (рис.1) [1].
Тренд по min поражению Тренд по тах поражению
Рис. 1. Динамика поражения твердой пшеницы бурой ржавчиной в условиях Западной Сибири
(1993-2017 гг.)
В связи с этим актуальность представляют популяционные исследования патогена. Популяции возбудителя бурой ржавчины, обитающие на твердой пшенице, охарактеризованы по признаку вирулентности и полиморфизму микросателлитных локусов во многих странах [2]. M. E. Ordonez и J. A. Kolmer [2] показали высокое сходство фенотипического состава изолятов с T. durum в Южной и Северной Америке, Западной Европе. При этом изоляты из Эфиопии существенно отличались от них. Исследования микроэволюционных процессов патогена на твердой и мягкой пшеницах с использованием секвенирования интрон-содержащих участков гена РНК-полимеразы (RPB2) и информативных для рода Puccinia SSR-локусов показало независимую дивергенцию эфиопской популяции гриба с T. durum. Все другие популяции патогена на твердой пшенице на Северо- и Южноамериканском континентах и в Западной Европе имели высокое генетическое сходство между собой и кластеризовались отдельной группой в общем кластере с мягкой пшеницей. Показано наличие высокого потока генов между популяциями гриба на данных видах-хозяевах. На основании полученных сведений сделано предположение об относительно недавней дивергенции патогена и его эволюционного обособления на твердой и мягкой пшенице [3].
При анализе вирулентности популяций P. triticina, собранных с T. aestivum, T. durum и генетически близкого к твердой пшеницы вида T. dicoccoides в Израиле в 1993-2008 гг., показано, что структура популяций на твердой пшенице и T. dicoccoides отличалась стабильностью в течение 15-летнего периода, а на мягкой претерпела существенные изменения [4]. Изоляты бурой ржавчины, собранные с мягкой пшеницы T. aestivum, T. dicoccoides и T. durum, имели меньшее число аллелей вирулентности по сравнению с изолятами с мягкой пшеницы. Аналогичные различия выявлены для изолятов с твердой и мягкой пшеницы во Франции [5], США и других странах [2].
В России популяционные исследования P. triticina на твердой пшенице практически не проводились. В литературе имеются лишь ограниченные сведения по изучению вирулентности дагестанской популяции патогена на T. durum в 1970-1980 гг. (Дмитриев с соавт., 1976; Михайлова, Метревели, 1986).
Для определения влияния растения-хозяина на отбор клонов гриба по признаку вирулентности исследовали популяции, собранные на коллекционных образцах ДОС ВИР в Дербенте и образцах опытного поля Грузинского НИИСХ в Мцхета. В Дербенте образцы были собраны с видов диплоидной, тетраплоидной и гексаплоидной пшеницы. Для определения признаков вирулентности были использованы изогенные линии Thatcher с
генами Lr1, Lr2a, Lr3а, Lr3d, Lr10, Lr14, Lr16, Lr17, Lr18 и сорт Кавказ (Lr26). В основном отмечена вариабельность изолятов по вирулентности к линиям TcLrl, TcLr2a и сорту Кавказ (Lr26). Как правило, изоляты, авирулентные к линии Lr1, были также авирулентны и к линии Lr2a. Вирулентность к линиям Lr3a, L3d, Lr10, Lr14, Lr15, Lr17, Lr18 была близка к 100% во всех образцах популяций.
Отмечена высокая корреляция между степенью полевой устойчивости образцов тетраплоидных видов (за исключением T. durum) и частотой встречаемости изолятов, авирулентных к TcLrl, TcLr2a (r = 0,69, Р>0,95). Чем выше была устойчивость образца, тем чаще в выборке популяции с этого образца встречались авирулентные изоляты гриба.
Наибольшая частота встречаемости авирулентных к TcLrl, TcLr2a изолятов определена для образцов популяции, собранных с T.durum, как в сравнении с образцами с мягкой пшеницы, так и с других видов, в том числе и тетраплоидных. Вне зависимости от показателей устойчивости твердых пшениц частота изолятов, авирулентных к TcLr1, TcLr2a, достигала 100%.
Таким образом, свойство отбирать изоляты гриба, авирулентные к L1, Lr2a, выражено у твердой пшеницы сильнее, чем у прочих тетраплоидов и образцов мягкой пшеницы с высокой полевой устойчивостью. Также отмечена значимо более высокая частота встречаемости на твердой пшенице изолятов P. Triticina, авирулентных к Lr3а, Lr17 (Дмитриев с соавт., 1976).
Представляло интерес дополнить исследования патогена на твердой пшенице в России популяциями патогена в других регионах.
Цель исследования - охарактеризовать структуру омской популяции возбудителя бурой ржавчины на твердой пшенице по вирулентности и микросателлитным маркерам.
Материалы, методы и объекты исследования. Инфекционные образцы, представленные листьями твердой пшеницы с урединиопустулами бурой ржавчины, были собраны в 2018 г. на селекционном участке лаборатории твердой пшеницы Омского АНЦ. Источниками инфекции служили сорта Омская степная, Омский циркон и три гибридных линии. Дополнительно в анализ включили образец популяции патогена, собранный с полбы (Triticum dicoccum), которая является генетически близкой к твердой пшенице. Данные образцы имели более высокое поражение бурой ржавчиной (15-30%) относительно других выращиваемых образцов твердой пшеницы.
Для получения монопустульных изолятов в популяционных исследованиях возбудителя бурой ржавчины на твердой пшенице преимущественно используют восприимчивые сорта T. durum [2]. В настоящих исследованиях для клонирования популяций, наряду с восприимчивым сортом твердой пшеницы Памяти Чеховича, дополнительно использовали восприимчивый сорт мягкой пшеницы Thatcher. Этот подход позволял оценить различия в вирулентности изолятов, размноженных на твердой и мягкой пшеницах.
Получение монопустульных изолятов и их размножение проводили по методике лабораторного культивирования гриба P. triticina на отрезках листьев (Дмитриев с соавт., 1976). Из каждого образца популяции было проанализировано по 10 монопустульных изолятов, пять из которых были получены и размножены на мягкой пшенице и пять на твердой.
Анализ вирулентности проводили с использованием 10-14 дневных проростков (фаза первого листа), выращенных в почве. Растения инокулировали суспензией спор патогена (106) с добавлением детергента Твин 80 и помещали во влажную камеру на 12-18 часов. После этого их переносили в контролируемые условия: температура 20-22 °С, освещенность 150-220 Вт/м2, фотопериод (день/ночь) 16/8.
Учет проводили на 10-14 день после заражения по балловой шкале Mains и Jackson [6], где: 0 - отсутствие симптомов; 0; - некрозы без пустул; 1 - очень мелкие пустулы, окруженные некрозом; 2 - пустулы среднего размера, окруженные некрозом или хлорозом; 3 - пустулы среднего размера без некроза, 4 - крупные пустулы без некроза, Х - пустулы на
одном и том же листе разных типов, присутствуют хлорозы и некрозы. Растения с типом реакции 0-2 относили к устойчивым, 3-4 и Х к восприимчивым.
В анализе вирулентности использовали 22 почти изогенные линии сорта Thatcher c генами Lr1, Lr2a, Lr2b, Lr2c, Lr3а, Lr3bg, Lr3ka, Lr9, Lr11, Lr14a, Lr14Ъ, Lr15, Lr1б, Lr17, LrlS, Lr19, Lr20, Lr23, Lr24, Lr2б, Lr30 и Lr44. Для определения фенотипов вирулентности использовали 20 ToLr-линий, объединенных в пять групп, по четыре линии в каждой: I — Lr1, Lr2a, Lr2c, Lr3n, II — Lr9, Lr1б, Lr24, Lг26; III— Lr3ka, Lrll, Lr17, Lr30, IV— Lr2Ъ, Lr3Ъg, Lr14a, Lr14Ъ; V - Lr15, LrlS, Lr19, Lr20. Первые три группы набора соответствовали североамериканскому набору [2], остальные две включали линии, эффективные для дифференциации российских популяций P. triticina.
Буквенный код фенотипов (рас), частоты вирулентности и фенотипов определяли с использованием пакета программ VirulenceAnalysisTool (VAT). Полиморфизм микросателлитных локусов омских изолятов P. triticina был изучен с использованием 8 SSR-маркеров (SSRPtSS, SSRPtei, SSRPt68, SSRPt92, SSRPt152, SSRPt158, SSRPt161 и RB26) [2]. Эти маркеры подобраны для изучения популяций P. triticina в Cereal Diseases Laboratory (США). Выделение ДНК из спорового материала гриба выполнено по методике, описанной A.F Justesen с соавторами [7]. SSR-анализ проводили с использованием генетического анализатора ABI Prism 3500 (ABI-Hitachi, Япония). Для определения размеров аллелей использовали программу GeneMapper. Статистическая обработка результатов SSR-анализа выполнена с помощью пакета программ GenAlEx 6.5 (https://biology-assets.anu.edu. au/GenAlEx/Downl oad.html).
Результаты исследования. В анализе вирулентности изучено 60 монопустульных изолятов, из них 30 получено и размножено на мягкой пшенице и 30 - на твердой. Все изоляты были авирулентны к линиям Thatcher с генами Lr2a, Lr2Ъ, Lr2c, Lr9, Lr15, Lr1б, Lr19, Lr24, Lr44 и вирулентны к Lrl, Lr3a, Lr3Ъg, Lr3ka, Lrll, Lr14a, Lr14Ъ, Lr17, LrlS, Lr23, Lr2б и Lr30. Варьирование по вирулентности наблюдали на линии ToLr20. Большинство изолятов (83%) характеризовались вирулентностью к данной линии, за исключением изолятов с одной из гибридных линий. Не выявлено различий по вирулентности между изолятами с твердой пшеницы и полбы. Выявлен сходный спектр вирулентности у образцов популяций P. triticina при размножении на универсально восприимчивых сортах твердой и мягкой пшеницы.
Выявлено только два фенотипа (MCTKG (83%), МСТКН (17%) различающиеся между собой по вирулентности к Lr20. Разнообразие по вирулентности и фенотипическому составу у образцов популяций патогена на твердой пшенице было существенно ниже, чем на мягкой пшенице, выращиваемой в сходных условиях. В анализе образцов омских популяций на мягкой пшенице выявляется значимо большее число фенотипов вирулентности [8,9]. Большинство ранее изученных изолятов в популяции патогена на мягкой пшенице характеризовались более высоким числом аллелей вирулентности [8], чем изоляты на твердой пшенице. Полученные нами сведения о меньшей вирулентности изолятов P. triticina на твердой пшенице и низком фенотипическом разнообразии согласуются с исследованиями, выполненными в Западной Европе, Южной и Северной Америке [2].
В микросателлитном анализе изучено 6 изолятов (2 изолята с сорта Омский Циркон (один получен на твердой, другой - на мягкой пшеницах), 1 с Омская степная, 2 с гибридной линии твердой пшеницы и 1 с T. dicoccum (все получены на мягкой пшенице). При оценке полиморфизма восьми локусов вариабельность в размерах аллелей выявлена только для локуса SSRPt158 (233 п.о. и 236 п.о.). Гетерозиготное состояние локуса SSRPt158 отмечено у двух изолятов с гибридной линии.
Согласно микросателлитному анализу изученные изоляты были представлены двумя SSR-генотипами, частоты которых составляли 67% и 33%. Изоляты с сорта Омский циркон, размноженные на мягкой и твердой пшеницах, имели сходный генотип. Генотип у изолята с T. dicoccum был сходным с ними. Проведенный молекулярный анализ подтвердил высокую степень сходства между изученными изолятами патогена на твердой пшенице по микросателитным локусам.
Выводы. Впервые охарактеризована вирулентность и молекулярный полиморфизм омской популяции возбудителя бурой ржавчины на твердой пшенице. В популяции P. triticina на твердой пшенице определено меньшее число аллелей вирулентности и более низкое фенотипическое разнообразие по сравнению с популяцией на мягкой пшенице. Выявленные на твердой пшенице фенотипы вирулентности относятся к группе редких и практически не отмечаются при анализе омских популяций P. triticina на мягкой пшенице. Вероятно, это является причиной более слабого поражения твердой пшеницы по сравнению с мягкой пшеницей. Полученные сведения следует учитывать в селекции твердой пшеницы на устойчивость к бурой ржавчине в условиях Западной Сибири.
Литература
1. Юсов В.С., Евдокимов М.Г., Мешкова Л.В., Кирьякова М.Н., Глушаков Д.А.
Характеристика устойчивости образцов пшеницы твердой из питомников КаСиб к возбудителю бурой ржавчины в условиях Западной Сибири // Труды Кубанского государственного аграрного университета. - 2018 - № 3(72). - С. 366-370. DOI: 10.21515/1999-1703-72-386-390
2. Ordonez M.E., Kolmer J.A. Virulence phenotypes of a worldwide collection of Puccinia triticina from durum wheat // Phytopathology. - 2007. - V.97. - P.344-51. doi:10.1094/PHYT0-97-3-0344.
3. Liu M., Rodrigue N., Kolmer J. Population divergence in the wheat leaf rust fungus Puccinia triticina is correlated with wheat evolution // Heredity. - 2014. - P. 112-443.
4. Kosman E., P. Ben-Yehuda P., Manisterski J. Diversity of virulence phenotypes among annual populations of wheat leaf rust in Israel from 1993 to 2008 // Plant Pathology. - 2014 - V.63. -P.563-571.
5. Goyeau H. BerderJ., Czerepak C., Gautier A., Lanen C., Lannou C. Low diversity and fast evolution in the population of Puccinia triticina causing durum wheat leaf rust in France from 1999 to 2009, as revealed by an adapted differential set / H.Goyeau, // Plant Pathol. - 2012 -V.61 - P.761-772.
6. Mains E.B., Jackson H.S. Physiologic specialization in the leaf rust of wheat; Puccinia triticina Erikss. // Phytopathology. - 1926. - V. 16. - P. 89-120.
7. Justesen A.F., Ridout C.J., Hovmoller M.S. The recent history of Puccinia striiformis f. sp. tritici in Denmark as revealed by disease incidence and AFLP markers // Plant Pathology. 2002. -V.51. - P. 13-23.
8. Гультяева Е.И., Шаманин В.П., Шайдаюк Е.Л., Потоцкая И.В., Игнатьева А.И.
Структура популяций гриба Puccinia triticina на сортах и селекционных линиях мягкой пшеницы на опытном поле Омского ГАУ в 2013-15 гг. // Вестник ОмГАУ. - 2016. - № 2 (22). - С. 20-25.
9. Мешкова Л.В., Россеева Л.П., Зверовская Т.С., Сабаева О.Б., Белан И.А.
Вирулентность природной популяции бурой ржавчины в Омской области //Успехи современного естествознания. -2018. - № 11 (2). -С. 279-283.
Literatura
1. Yusov V.S., Evdokimov M.G., Meshkova L.V., Kir'yakova M.N., Glushakov D.A.
Harakteristika ustojchivosti obrazcov pshenicy tverdoj iz pitomnikov KaSib k vozbuditelyu buroj rzhavchiny v usloviyah Zapadnoj Sibiri // Trudy Kubanskogo gosudarstvennogo agrarnogo universiteta. - 2018. - № 3(72). - P. 366-370. DOI: 10.21515/1999-1703-72-386-390
2. Ordonez M.E., Kolmer J.A. Virulence phenotypes of a worldwide collection of Puccinia triticina from durum wheat // Phytopathology. - 2007. -V.97. - P.344-51. doi:10.1094/PHYT0-97-3-0344.
3. Liu M., Rodrigue N., Kolmer J. Population divergence in the wheat leaf rust fungus Puccinia triticina is correlated with wheat evolution // Heredity. - 2014. - P.112-443.
4. Kosman E., P. Ben-Yehuda P., Manisterski J. Diversity of virulence phenotypes among annual populations of wheat leaf rust in Israel from 1993 to 2008 // Plant Pathology. - 2014 - V.63. -P.563-571.
5. Goyeau H. BerderJ., Czerepak C., Gautier A., Lanen C., Lannou C. Low diversity and fast evolution in the population of Puccinia triticina causing durum wheat leaf rust in France from 1999 to 2009, as revealed by an adapted differential set / H.Goyeau, // Plant Pathol. - 2012 -V.61 - P.761-772.
6. Mains E.B., Jackson H.S. Physiologic specialization in the leaf rust of wheat; Puccinia triticina Erikss. // Phytopathology. - 1926. - V. 16. - P. 89-120.
7. Justesen A.F., Ridout C.J., Hovmaller M.S. The recent history of Puccinia striiformis f. sp. tritici in Denmark as revealed by disease incidence and AFLP markers // Plant Pathology. -2002. -V. 51. - P. 13-23.
8. Gultyaeva E.I., Shamanin V.P., Shajdayuk E.L., Potockaya I.V., Ignat'eva A.I. Struktura populyacij griba Puccinia triticina na sortah i selekcionnyh liniyah myagkoj pshenicy na opytnom pole Omskogo GAU v 2013-15 gg. // Vestnik OmGAU. - 2016. - № 2 (22). - P. 20-25.
9. Meshkova L.V., Rosseeva L.P., Zverovskaya T.S., Sabaeva O.B., Belan I.A. Virulentnost' prirodnoj populyacii buroj rzhavchiny v Omskoj oblasti //Uspekhi sovremennogo estestvoznaniya. - 2018. - № 11 (2). - P. 279-283.
УДК 632.62/.69 DOI 10.24411/2078-1318-2019-11069
Соискатель О.В. СЕРГЕЕВА
(ФГБОУ ВО СПбГАУ, [email protected]) Гельминтолог К.П. РАЗУВАЕВА (ФГБУ «Ленинградская МВЛ», [email protected])
МЕТОДЫ ВЫДЕЛЕНИЯ И ИДЕНТИФИКАЦИИ ПОЧВЕННЫХ НЕМАТОД СЕМЕЙСТВА LONGIDORIDAE В УСЛОВИЯХ КАРАНТИННЫХ ЛАБОРАТОРИЙ
В настоящее время в России и Европе расширяется список потенциально опасных вредителей и болезней растений, в том числе и фитопаразитических нематод. Опасность заключается в том, что многие из них являются переносчиками вирусов растений, например, представители, относящиеся к семейству Longidoridae, а переносимые ими вирусы - к типу "почвенных" (Стегареску, 1980). Так, в список карантинных объектов Российской Федерации в 2018 году (решением совета ЕЭК от 2 марта 2018 года № 25) был включён вид нематоды (нематода - кинжал) Xiphinema rivesi Dalmasso, 1969 (Nematoda, Adenophorea, Dorylaimida, Longidoridae). Компьютерный код Байера: XIPHRI. Карантинный статус ЕОКЗР: A2 list [1]. Данный вид и другие представители семейства являются облигатными, мигрирующими, многоядными корневыми эктопаразитами, главным образом, многолетних древесных и кустарниковых пород, хотя способны паразитировать и на корнях однолетних травянистых растений. Служат переносчиками опасных карантинных вирусных заболеваний растений, таких как: вирус кольцевой пятнистости табака (TRSV), вирус скручивания листьев вишни (CRLV), вирус розеточной мозаики персика (PRMV) и вирус кольцевой пятнистости томата (ToRSV) (Романенко, Стегареску, 1985) [2]. На сегодняшний день в литературе встречаются лишь разрозненные данные о виде Xiphinema rivesi D., методах выявления и диагностики нематод семейства Longidoridae, отсутствуют международные, российские стандарты и методики, которые могут быть использованы для работы сотрудниками государственных карантинных испытательных лабораторий для проведения фитосанитарного анализа подкарантинной продукции и почвенных образцов.
Цель исследования - расширить общие сведения о виде нематоды Xiphinema rivesi D. и представить методики выделения и идентификации нематод семейства Longidoridae, удовлетворяющие запросам карантинных лабораторий.
Материалы, методы и объекты исследования. Целевые объекты - нематода -кинжал Xiphinema rivesi D. и другие виды нематод семейства Longidoridae. Место изучения -лаборатория гельминтологии отдела карантина растений ФГБУ «Ленинградская межобластная ветеринарная лаборатория» (2018 год).
