CC BY
57
УДК 591.169.1
Д.В. Балабова, Л.И. Тихомирова, Л.Л. Седельникова Получение вегетативных побегов Scilla pratensis Waldst. et Kit. методом прямой регенерации у луковичных чешуй в культуре in vitro
D.V. Balabova, L.I. Tikhomirova, L.L. Sedelnikova Cultivating Vegetative Shoots Scilla pratensis Waldst. et Kit. by Direct Regeneration in Bulb Scales in Culture in vitro
На этапе инициации в качестве первичных экс-плантов использованы луковичные чешуи S. pratensis. В результате прямой регенерации получены вегетативные побеги. Определено оптимальное содержание фитогормонов в питательной среде. На гистологических срезах растений-регенерантов S. pratensis выявлено образование трахеальных элементов в базальной части луковички.
Ключевые слова: культура in vitro, луковичные чешуи, прямая регенерация, эксплант, Scilla pratensis.
Род пролеска, или Scilla L. из семейства Hyacinthaceae Batsch, насчитывает около 80 видов, распространенных в умеренных и субтропических районах Европы, Азии и Южной Африки. На территории России и сопредельных государств встречаются 13 видов, относящихся к подроду Scilla. Представители подрода Scilla — многолетние луковичные растения. Пролеска луговая (S. pratensis Waldst. et Kit.) произрастает в Югославии, на лугах. В культуре — с первой половины XIX в. Соцветие — кисть, состоит из 40-50 мелких светлосиних цветков. Вегетация начинается в середине мая, цветение — в первых числах июня. Семян почти не завязывает, вегетативное размножение невысокое, за вегетационный период взрослая луковица образует 2-4 деток [1, с. 1247; 2, с. 37; 3, с. 7, 15]. Микроразмножение в культуре in vitro является альтернативным и эффективным способом воспроизводства растений, позволяет получить большое количество растений в короткие сроки.
В известных нам публикациях, касающихся культуры тканей пролески, уделено внимание гормональной регуляции морфогенеза, подбору разных составов питательных сред, биохимическому анализу растений-регенерантов [4, с. 123; 5, с. 177; 6, с. 51; 7, с. 318].
Цель данной работы — получение вегетативных побегов S. pratensis методом прямой регенерации, используя луковичные чешуи в качестве первичных экс-плантов.
Материалы и методы Объектом исследования служила пролеска луговая S. pratensis. Исходным материалом явились лу-
At the stage of initiation as the primary explants the bulb scales S. pratensis are used. As a result of direct regeneration we produced vegetative shoots. The optimal content of plant hormones was determined in the culture medium. On histological sections of regenerated plants S. pratensis the formation of tracheal elements in the basal part of the bulbs was revealed.
Key words: culture in vitro, bulb scales, direct regeneration, explant, Scilla pratensis.
ковицы, которые были получены с опытных участков Центрального сибирского ботанического сада (Новосибирск) и Южно-Сибирского ботанического сада (Барнаул) в июне 2012 г. Для введения в культуру in vitro использовали сегменты чешуй луковиц. У луковиц удаляли покровную чешую и срезали наружный участок донца. С внешних запасающих чешуй удаляли поврежденные или пораженные участки, затем луковицы промывали проточной водой. Далее растительный материал в асептических условиях стерилизовали в 70%-ном растворе этанола 1 мин, а затем в течение 20 мин в различных антисептиках: в 5%-ном растворе лизоформина или в 20%-ном растворе Domestos, содержащем 5% гипохлорита натрия, с последующим трехкратным промыванием стерильной дистиллированной водой.
Основной питательной средой служила среда по прописи Мурасиге и Скуга [8, с. 485]. В качестве экзогенных регуляторов роста использовали 6-бен-зиламинопурин (БАП) 10,0 и 20,0 мкМ; кинетин (Кн) 20,0 мкМ и а-нафтилуксусную кислоту (НУК)
5,0 мкМ. Содержание сахарозы в питательных средах составляло 30 г/л, агара — 6 г/л.
Сегменты чешуй помещали на питательную среду внешней поверхностью вниз и вверх. Культивировали в условиях фотопериода 16/8 ч свет/темнота при температуре 25±1 °С и освещенности 2-3 тыс. лк. Первое субкультивирование эксплантов на свежую среду того же состава проводили через 2 недели после введения в культуру in vitro, последующие — каждые 3-4 недели.
Результаты и их обсуждение Высокая степень инфицированности подземных органов часто затрудняет введение в стерильную культуру растительных объектов, поэтому особое внима-
Результаты опытов показали, что наиболее эффективным оказался способ стерилизации с использованием 70%-ного раствора этанола в течение 1 мин и 5%-ного раствора лизоформина в течение 20 мин, выход стерильных жизнеспособных эксплантов составил 100%.
В своей работе S. A. McCartan и J. van Staden [5, с. 177, 178] в качестве первичных эксплантов лекарственного растения Scilla natalensis использовали луковицы, у которых инициировали геммогенез. При этом авторы отмечают низкий процент стерильности эксплантов (20-30%).
В культуре in vitro Scilla sibirica тип морфогенетической реакции зависел от источника экспланта и от регуляторов роста. Луковичные чешуи формировали каллус на среде МС с добавлением 2,4-дихлорфеноксиуксус-ной кислоты и кинетина. Регенерацию побегов не наблюдали. Листовые экспланты образовывали побеги путем прямой регенерации на среде с БАП [6, с. 51].
В нашей работе экспланты луковичных чешуй S. pratensis проявили высокую способность к побегообразованию. Индукцию морфогенеза осуществляли с использованием различных концентраций и комбинаций регуляторов роста (табл. 2). Через 5 недель культивирования на эксплантах отмечали
Р. П. Барыкина и О. А. Чурикова изучали морфогенетические процессы у эксплантов вегетативных органов одной морфологической природы (луковичная чешуя и лист) у трех видов пролесок: Scilla sibirica
ние уделяется их стерилизации. В нашей работе были использованы две комбинации стерилизующих веществ, которые позволили получить высокий процент жизнеспособных эксплантов (табл. 1).
образование адвентивных побегов, а также корней. Инициация побегов происходила с внутренней стороны тканей чешуй вблизи от места среза. Как показали наши исследования, из регуляторов роста наиболее эффективным оказалось использование БАП и НУК (10,0 и 5,0 мкМ соответственно), которое позволило инициировать побегообразование у 42% эксплантов (рис. 1а). Кроме того, на данной среде происходило формирование наибольшего количества адвентивных побегов — 5,2 шт./ эксплант. Следует отметить, что при культивировании экс-плантов имел место их частичный некроз, но именно на этой среде наблюдали самую низкую долю некрозов — 27 %. При повышении концентрации БАП в среде до 20,0 мкМ (НУК 5,0 мкМ) количество луковичек снижалось в среднем до 3,7 шт./ экс-плант, а доля регенерирующих эксплантов была 37%. Процент эксплантов с некрозом был самым высоким — 57. Добавление в питательную среду
20,0 мкМ Кн и 5,0 мкМ НУК инициировало образование не только побегов, но и корней (рис. 1б). Доля эксплантов с меристематической тканью была самой низкой — 27 %, также отмечено снижение количества побегов до 2,4 шт./эксплант. Некроз составил 43% от числа эксплантов.
Andr., S. italica L. и S. rosenii C. Koch. Авторы установили, что в эксплантах чешуй регенерационные процессы протекают активнее по сравнению с листьями. Это связано с более интенсивным развитием гидро-
Таблица 1
Влияние способа стерилизации на показатели инфицированности и жизнеспособности луковичных чешуй S. pratensis в культуре in vitro
Стерилизующии раствор Доля эксплантов, %
Инфицированных Жизнеспособных
70% этанол 1 мин 10% Domestos 20 мин 5 95
70% этанол 1 мин 5% лизоформин 20 мин 0 100
Таблица 2
Влияние регуляторов роста на морфогенетическую активность при введении в культуру in vitro луковичных чешуй S. pratensis
Регуляторы роста, мкМ Эксплантов, шт. Тип морфогенетической реакции Морфогенез, % Количество побегов, шт./эксплант
БАП 10,0 + НУК 5,0 26 геммогенез 42 5,2±2,3
БАП 20,0 + НУК 5,0 30 геммогенез 37 3,7±1,5
Кн 20,0 + НУК 5,0 30 гемморизогенез 27 2,4±1,04
цитной системы, узлы которой представляют собой своеобразные очаги инициации морфогенетических процессов [9, с. 21].
При гистологическом исследовании растений-ре-генерантов S. pratensis нами выявлено образование подобных трахеальных элементов в базальной части луковички (рис. 2а, б). Отмечено, что трахеальные клетки первично формируются в области зачаточного корня и затем к апексу побега. Установлено, что первичными трахеальными элементами у S. pratensis являются в основном кольчатые и реже переходные к спиральным сосуды (рис. 2б). Известно, что они возникли в процессе онтогенетического развития из продольного ряда меристематических клеток, формируя первичную ксилему в побеговых органах у однодольных растений, но первоначально в корне, а позднее в стебле, что подтверждают наши гистологические
данные. Вероятно, онтогенетический ряд первичных трахеальных элементов способствует клеточной специализации на ранних этапах морфогенеза и усилению роста и побегообразования у растений-регене-рантов S. pratensis.
Заключение
Высокий процент стерильных жизнеспособных эксплантов (100%) получен при использовании следующей комбинации стерилизующих средств: 70%-ный раствор этанола в течение 1 мин и 5%-ный раствор ли-зоформина в течение 20 мин. Показана возможность прямой регенерации вегетативных побегов у луковичных чешуй S. pratensis. Определено оптимальное содержание фитогормонов в питательной среде: БАП
10,0 мкМ и НУК 5,0 мкМ. Использование данной среды позволило за 5 недель культивирования получить в среднем 5,2 микропобега от одного экспланта.
а) б)
Рис. 1. Морфогенез у луковичных чешуй S. pratensis: а) геммогенез на среде MS с 1О,О мкМ БАП и 5,О мкМ НУК; б) гемморизогенез на среде MS с 2О,О мкМ Кн и 5,О мкМ НУК
Рис. 2. Продольный срез луковички растения-регенеранта S. Pratensis: а) Ув. х 50; б) скопление трахеальных элементов, Ув. х 400
Библиографический список
1. Мордак Е. В. Пролески Советского Союза. I. Морфо-лого-анатомические признаки и их таксономическое значение // Бот. журнал. — 1970. — Т. 55, № 9.
2. Климов Е. А. Нежные, трогательные пролески // Цветоводство. — 1991. — № 2.
3. Седельникова Л. Л. Биоморфология геофитов в Западной Сибири. — Новосибирск, 2002.
4. Nair A. Micropropagation of Scilla hyacinthiana (Roth) Macbride // Proc. Indian nath. Sci. Acad. — 1989. — B. 55, № 2.
5. McCartan S.A., Staden J. van. Micropropagation of the Medicinal Plant Scilla natalensis Planeh. // Plant Growth Regulation. — 1998. — Vol. 25, № 3.
6. Chaudhuri D., Sen S. In Vitro Response of Scilla sibirica // Scientia Horticulturae. — 2002. — Vol. 95, № 1-2.
7. Banciu C., Mitoi M., Helepciuc F., Aldea F. In Vitro Propagation of Critically Endangered Species Scilla autumnalis L. — Biochemical Analyses of the Regenerants // Analele Universitatii din Oradea — Fascicula Biologie. — 2010. — Vol. XVII, № 2.
8. Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassays with Tobacco Tissue Cultutes // Phisiol. Plant. — 1962. — Vol. 15, № 13.
9. Барыкина Р. П., Чурикова О. А. Особенности морфогенеза in vitro некоторых видов Scilla L. // Вестник Московского университета. Сер. 16. Биология. — 2001. — № 1.
