CC BY
103
© Коллектив авторов, 2019
Косырева А.М., Макарова О.В., Михайлова Л.П., Кактурский Л.В.
Половые и возрастные различия системной воспалительной реакции при экспериментальной эндотоксинемии
ФГБНУ «Научно-исследовательский институт морфологии человека», 117418, г. Москва, Россия
Морфофункциональное состояние итеративных систем организма (эндокринной, иммунной и нервной) у человека и у животных, а также предрасположенность к ряду заболеваний и тяжесть их течения определяются главным образом кариотипом и содержанием половых стероидных гормонов, концентрация которых различается у особей разного пола и изменяется с возрастом. В работе
исследовали различия системной воспалительной реакции и морфологических изменений в печени Для корреспонденции
и легких при экспериментальной эндотоксинемии, индуцированной введением 15 мг/кг липополи- К°сырева Шхайгавна - доктор
сахарида (ЛПС) E. coli у крыс Wistar 3 возрастных групп: новорожденные (2 дня), препубертатные ^ологичесгах тук, ведущий
(10 дней) и половозрелые (2-3 мес). Через сутки после введения ЛПС оценивали выраженность научный сшруцник л^рагории
, иммуноморфологии воспаления
воспалительной реакции по числу нейтрофилов в межальвеолярных перегородках легких, площади
ФГБНУ «Научно-исследовательский
некрозов в печени, уровню активности ферментов печени - АЛТ и АСТ, уровню эндотоксина, концентрации С-реактивного белка в сыворотке крови. Методом иммуноферментного анализа (ИФА) исследовали содержание кортикостерона, эстрадиола и тестостерона в сыворотке крови. Показано, что по сравнению с новорожденными и половозрелыми крысами Wistar наиболее тяжелое течение ЛПС-индуцированного воспалительного ответа наблюдается у самок и самцов препубертатного периода, для которого характерны низкие концентрации эстрадиола и тестостерона в сыворотке крови. Несмотря на отсутствие половых различий в концентрации стероидных половых гормонов у крыс препубертатного периода, тяжесть течения воспалительного ответа у препубертатных самцов была выше, чем у самок, о чем свидетельствовали более выраженные воспалительные и патологические изменения в легких и печени, увеличение концентрации С-реактивного белка в сыворотке крови. Как и в препубертатном периоде системные проявления воспалительного ответа у новорожденных и половозрелых крыс более выражены у самцов, что, очевидно, определяется генотипом. Полученные данные могут послужить основой для разработки подходов к эффективной терапии инфекционно-воспалительных заболеваний с учетом возраста и пола.
Ключевые слова: липополисахарид; воспаление; самки и самцы, новорожденные; препубертатные; половозрелые крысы
Статья поступила 18.03.2019. Принята в печать 16.04.2019.
Для цитирования: Косырева А.М., Макарова О.В., Михайлова Л.П., Кактурский Л.В. Половые и возрастные различия системной воспалительной реакции при экспериментальной эндотоксинемии. Иммунология. 2019; 40 (3): 28-40. doi: 10.24411/0206-4952-2019-13004.
Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Kosyreva A.M., Makarova O.V., Mikhaylova L.P., Kakturskiy L.V.
Sex and age differences of the systemic inflammatory response in experimental endotoxinemia
Research Institute of Human Morphology, 117418, Moscow, Russia
The morphological and functional state of the integrative systems of the organism - endocrine, immune and nervous, in humans and animals, as well as susceptibility to diseases and the severity of their course are determined mainly by the karyotype and the content of sex steroid hormones, the concentration of which varies in individuals of different sex and age. The study evaluated differences in the systemic inflammatory response and morphological changes in the liver and lungs during experimental endotoxinemia induced by the injection of 15 mg/kg lipopolysaccharide (LPS) of E. coli in females and males Wistar rats of three age groups: newborns (2 days old), prepubertal (10 days old) and sexually mature (2-3 month old). In a day after LPS injection the severity of the inflammation was estimated by the number of neutrophils
институт морфологии человека», Москва, Россия E-mail: kosyreva.a@list.ru https://orcid.org/0000-0002-6182-1799
For correspondence
Kosyreva Anna M. - Dr.Sci., PhD, Lead Researcher of Department of Immunomorphology, Russia Research Institute of Human Morphology, Moscow, Russia E-mail: kosyreva.a@list.ru https://orcid.org/0000-0002-6182-1799
in the interalveolar septa of the lung, liver necrosis area, the activity level of liver enzymes - ALT and AST, endotoxin level, and the concentration of C-reactive protein in the blood serum. Concentration of corticosterone, estradiol and testosterone in the blood serum by ELISA. It was shown that, compared with newborn and adult Wistar rats, the most severe course of LPS-induced inflammatory response is observed in the prepubertal females and males, which are characterized by low serum concentrations of estradiol and testosterone. Despite the absence of sex differences in the concentration of steroid sex hormones in rats of the prepubertal period, the severity of the systemic inflammatory response in prepubertal males was higher than in females, as evidence by more pronounced inflammatory and pathological changes in the lung and liver, the increase of C-reactive protein in the serum. As in the prepubertal period, the severity of the inflammatory response in newborn and adult rats is more pronounced in males, which is apparently due to the genotype. The obtained data can serve as a basis for the development of new approaches to the effective personalized treatment of infectious and inflammatory diseases considering age and sex.
Keywords: lipopolysaccharide; inflammation; females and males; newborn; prepubertal; sexually mature rats
Received 18.03.2019. Accepted 16.04.2019.
For citation: Kosyreva A.M., Makarova O.V., Mikhaylova L.P., Kakturskiy L.V. Sex and age differences of the systemic inflammatory response in experimental endotoxinemia. Immunologiya. 2019; 40 (3): 28-40. doi: 10.24411/0206-49522019-13004. (in Russian)
Acknowledgments. The study had no sponsorship. Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.
Пол и репродуктивный статус во многом определяют морфофункциональное состояние интегративных систем организма (эндокринной, иммунной и нервной) у человека и у животных, а также предрасположенность к ряду заболеваний и тяжесть их течения [1-3]. Половые различия морфофункционального состояния иммунной системы в норме и при антигенной стимуляции зависят от кариотипа и прямого воздействия половых стероидов на рецепторы иммунокомпетентных клеток. Известно, что Х-хромосома кодирует более 1100 идентифицированных генов, часть из них определяет функционирование иммунной системы [4, 5]. Генотип XX у женщин снижает риск проявления Х-сцепленных иммунодефи-цитов, но повышает разнообразие (мозаичность) реакций иммунной системы на различные воздействия у гетерозиготных самок [6, 7]. Мутации У- хромосомы у самцов мышей коррелируют с показателями выживаемости и тяжестью течения инфекционного миокардита, вызванного вирусом коксаки В3, а также с нарушением дифференцировки В-лимфоцитов, натуральных КК- и индуцированных 1ККТ-клеток. Генетические нарушения У-хромосомы у мужчин определяют тяжесть течения и показатели смертности от ВИЧ-инфекции [4]. Половые гормоны оказывают модулирующее действие на иммунный ответ и во многом определяют половые различия его выраженности. Показано, что эстрогены активируют иммунную систему, в то время как тестостерон оказывает иммуносупрессорное действие [1, 8]. В связи с этим в репродуктивном возрасте частота и тяжесть течения инфекционно-воспалительных заболеваний у мужчин выше, чем у женщин [9].
В ответ на любое повреждение, вызванное различными экзо- и эндогенными агентами, развивается воспаление - сложная комплексная иммунологически обусловленная реакция организма, в которой ключевую роль играют механизмы врожденного и адаптивного иммунитета. Локальные воспалительные реакции сопровождаются в той
или иной мере выраженным системным воспалительным ответом (СВО) или системной воспалительной реакцией [10-12]. Системная воспалительная реакция наиболее ярко выражена при инфекционно-воспалительных заболеваниях, вызванных патогенной бактериальной микрофлорой и вирусами, а также при обширных повреждениях тканей. Литературные сведения о половых различиях тяжести воспалительных заболеваний с выраженными системными проявлениями, в частности сепсиса, противоречивы [13-16]. По данным клинических исследований, женщины по сравнению с мужчинами в меньшей мере предрасположены к развитию бактериальных инфекций [9]. Так, показатель летальности при сепсисе у женщин составляет 36%, а у мужчин - 52% [17], уровень заболеваемости сепсисом у женщин в постменопаузе повышается по сравнению с женщинами репродуктивного возраста [18]. Однако К СотЬга и соавт. [13] и М. Бпик и соавт. [14] не обнаружили половых различий частоты инфекционно-воспалительных заболеваний у людей репродуктивного возраста. Возможно, причинами этих противоречий являются недостаточно репрезентативные группы наблюдений, отличающиеся по возрасту, содержанию половых стероидных гормонов, этнической принадлежности, терапии, сопутствующим заболеваниям [9, 19].
Известно, что содержание половых гормонов в сыворотке крови у людей и животных в разных возрастных периодах варьирует. С возрастом изменяется функциональное состояние иммунной системы, связанное со становлением клеточного и гуморального звеньев иммунитета в ранние сроки постнатального онтогенеза [20]. По данным клинических исследований, предрасположенность к развитию бактериальных инфекций у человека также коррелирует с возрастом. Показатели летальности от сепсиса у взрослых людей варьируют от 10 до 52% [21, 22]. У новорожденных детей распространенность сепсиса составляет 0,53% на 1000 новорожденных [23], а показатель летальности не превышает
10% [24, 25]. Y.J. Shin и соавт. [26] установили, что не-онатальный сепсис чаще встречается у мальчиков. Механизмы развития сепсиса в репродуктивном возрасте и неонатальном периоде отличаются тем, что у детей отмечается низкий уровень генерации свободных радикалов кислорода, азота и продукции провоспалительных цитокинов [27].
Несмотря на то что в литературе представлено большое количество работ, в которых показано иммуномо-дулирующее действие стероидных половых гормонов, в частности эстрадиола [9], во многих учебниках и руководствах по педиатрии клинические и лабораторные проявления многих инфекционно-воспалительных заболеваний описываются без указания на особенности их течения в зависимости от возраста, пола и концентрации половых стероидных гормонов в сыворотке крови [28]. Литературные данные о возрастных особенностях течения синдрома СВО у лиц женского пола немногочисленны, в основном они представлены анализом показателей смертности и частоты встречаемости инфекционно-воспалительных заболеваний [29]. В опубликованных работах не всегда учитывается возраст. C.C. Cheng и соавт. [30] показали, что девочки более устойчивы к аденовирусу, однако возраст детей авторы не учитывали. Показано, что максимальная частота встречаемости многих инфекционно-воспалительных заболеваний наблюдается от 2 до 12 лет, и она также зависит от пола: мальчики чаще болеют вирусными заболеваниями, тогда как некоторые бактериальные инфекции, в частности стрептококковый фарингит, девочки переносят тяжелее [29]. Недостаточная изученность зависимости течения инфекционно-воспалительных заболеваний и их системных проявлений от возраста и пола во многом снижает эффективность проводимого лечения.
Системные проявления воспалительного ответа наиболее ярко проявляются при сепсисе. Согласно решениям Третьего международного консенсуса по определению сепсиса и септического шока (Сепсис-3), сепсис является опасной для жизни дисфункцией органов, развившейся вследствие дизрегуляторной реакции макроорганизма на инфекцию [31]. По сравнению с грамположительным грамотрицательный сепсис развивается чаще (грам-отрицательный - 62,2% и грамположительный - 46,8%), и показатели смертности от него в 2-3 раза выше [32, 33]. В частности, самой распространенной бактерией, приводящей к развитию грамотрицательного сепсиса, является E. coli - один из представителей нормальной микрофлоры человека [32, 34]. Мембранным компонентом E. coli является липополисахарид (ЛПС) - состоящий из полисаха-ридного звена (О-антиген), карбогидратного ядра и ли-пидной части (липид А) [35]. Молекулы ЛПС нетоксичны, пока они находятся в составе клеточной стенки бактерий. Под действием различных факторов (лизис бактерий, ингибиторы синтеза белка) ЛПС может переходить в свободное, не связанное со стенкой бактерии состояние, что приводит к развитию воспалительного ответа в основном за счет его наиболее токсичной составляющей - липида А. Во внутрисосудистом пространстве свободный ЛПС
формирует комплекс с липополисахарид-связывающим белком (ЛСБ), который относится к белкам острой фазы I типа и взаимодействует с макрофагами [36]. Комплекс ЛПС-ЛСБ опосредует свои эффекты через рецептор СБ14+-макрофагов (мембранный ЛПС-связывающий рецептор), MD2 и толл-подобные рецепторы (Toll-like receptors, TLRs). CD 14 либо экспрессируется на плазматической мембране клеток системы врожденного иммунитета, в том числе на мембране макрофагов, либо присутствует в растворимом виде во внеклеточном пространстве [37].
Ключевым звеном передачи сигнала при грамотри-цательной инфекции является активация TLR4 на поверхности мононуклеарных фагоцитов, нейтрофильных гранулоцитов, дендритных клеток, а также на эндотелио-цитах, гепатоцитах и эпителиальных клетках кишечника, респираторного и урогенитального тракта [38]. ЛПС является ключевым активирующим лигандом для TLR4, по строению гомологичного рецептору к ИЛ-1. Взаимодействие TLR4 и ЛПС инициирует NF-кВ-зависимую продукцию провоспалительных цитокинов, которые активируют реакции врожденного иммунитета и воспаления [36, 38]. Гиперактивация этих реакций сопровождается развитием синдрома системного воспалительного ответа (СВО): диссеминированного внутрисосудистого свертывания (ДВС), респираторного дистресс-синдрома, дистрофическими изменениями в печени, сердечнососудистой недостаточностью [39, 40] и клинически проявляется гипер- или гипотермией, тахикардией, тахи-пноэ, лейкоцитозом или лейкопенией [41, 42].
В экспериментальных исследованиях для моделирования состояний с максимально выраженными системными проявлениями воспалениями, аналогичными синдрому СВО, сепсису и септическому шоку у человека, чаще всего используют модель ЛПС-индуцированной эндотоксинемии. Для моделирования разной тяжести грамотрицательного сепсиса ЛПС вводят в разных дозах [32, 43]. Нами установлено, что доза 1,5 мг/кг ЛПС при внутрибрюшинном введении половозрелым крысам вызывает патологические изменения во внутренних органах [44]. Однако при введении этой дозы ЛПС новорожденным и препубертатным животным в органах-мишенях отсутствовали морфологические проявления СВО, которые были выявлены в этих возрастных группах только при введении более высокой дозы ЛПС - 15 мг/кг.
В связи с вышеизложенным целью работы была оценка половых и возрастных различий системной воспалительной реакции и морфологических изменений в печени и легких при экспериментальной эндотоксинемии.
Материал и методы
В работе использовали 379 самцов и самок крыс Wistar 3 возрастных групп: новорожденные (2 дня, 10-15 г), препубертатные (10 дней, 20-25 г) и половозрелые (2 мес, 220-270 г). Половозрелые животные получены из питомника «Столбовая» ФГБУН «Научный центр биомедицинских технологий» ФМБА России. При работе с экспериментальными животными руководствова-
лись приказом Минздрава СССР № 755 от 12.08.1977 и Европейской конвенцией о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях (Страсбург, 18.03.1986).
Так, ŒO моделировали внутрибрюшинным введением 15 мг/кг ЛПС E. coli O26:B6 (Sigma). Половозрелым самкам с устойчивым 4-дневным эстральным циклом ЛПС вводили в фазу проэструса, которая характеризуется высоким содержанием эстрадиола и низким прогестерона [45]. Фазу эстрального цикла определяли по влагалищным мазкам. Через сутки после введения ЛПС крыс выводили из эксперимента внутримышечным введением золетила в дозе 15 мг/кг (Virbac Sante Animale).
В сыворотке крови методом твердофазного имму-ноферментного анализа (ИФА) на спектрофотометре Anthos 2010 (Biochrom Ltd., Великобритания) оценивали содержание эстрадиола (Cusabio, КНР), прогестерона и тестостерона (DBC, Канада), С-реактивного белка (eBioscience, США), кортикостерона (IBL, Германия). С помощью LAL-теста определяли уровень эндотоксина (HBT, Нидерланды) в сыворотке крови. Биохимическим методом в сыворотке крови определяли активность ферментов печени АЛТ и АСТ (DiaSys, Германия) на полуавтоматическом биохимическом анализаторе Clima MC-15 (RAL, Испания).
Морфологически исследовали гистологические препараты печени и легких, окрашенные гематоксилином и эозином. Площадь некрозов в печени оценивали в программе Image Scope М в интерактивном режиме с использованием камеры Leica DFC290. Измерения проводили на всей площади гистологического препарата, результаты выражали в мкм2. На гистологических препаратах легких подсчитывали нейтрофилы в межальвеолярных перегородках в стандартном поле зрения (25 тыс. мкм2).
Полученные данные статистически обрабатывали в программе Statistica 8.0 с помощью критериев множественного сравнения Крускала-Уоллеса и Дана.
Результаты
Возрастные различия системной воспалительной реакции при экспериментальной эндотоксинемии у самок
Через сутки после введения ЛПС во всех возрастных группах самок наблюдали гибель животных, ее показатели составили у новорожденных - 22 i 7% (9/40); у препубертатных - 23 i 12% (4/17); у половозрелых крыс - 56 ± 10% (15/27). Таким образом, для половозрелых самок, которым ЛПС вводили в фазу проэструса, 15 мг/кг является сублетальной дозой, а показатели смертности и них превышают в 2 раза таковые у новорожденных и препубертатных крыс.
По сравнению с препубертатными и половозрелыми самками у новорожденных крыс через сутки после введения ЛПС воспалительные изменения в органах-мишенях - печени и легких были минимальными (рис. 1 А, 2). В легких у 50% животных выявлен внутри-альвеолярный отек, а в печени у всех крыс - дистрофические изменения гепатоцитов и единичные некрозы, которые сопровождались увеличением уровня активно-
сти АЛТ в сыворотке крови [контрольная группа - 22 (13-41) Е/л; ЛПС - 107 (83-222) Е/л; р = 0,04]. Минимально выраженные патологические изменения в органах-мишенях у новорожденных самок сочетались с повышением уровня эндотоксина в сыворотке крови (рис. 3А), тогда как содержание кортикостерона не изменялось (рис. 3Б).
Наиболее выраженные воспалительные изменения, индуцированные введением ЛПС, выявлены у самок в препубертатном периоде, который по сравнению с новорожденными и половозрелыми животными характеризовался низким содержанием эстрадиола в сыворотке крови (рис. 4А) на фоне интенсивных процессов пост-натального развития иммунной системы [46]. В этот период у самок выявлялась высокая концентрация кор-тикостерона (см. рис. 3Б), что согласуется с данными С. А. Ляликова и соавт. [47] и 8. Мопсеаи и соавт. [48]. Через сутки после введения ЛПС у 10-дневных самок наблюдалось максимальное увеличение уровня эндотоксина в сыворотке крови по сравнению с другими возрастными периодами (см. рис. 3А). По нашим данным, на фоне выраженной эндотоксинемии у самок препубер-татного периода уменьшалось содержание кортикостерона (см. рис. 3Б) и прогестерона [контрольная группа -17,6 (14,8-18,9) нг/мл; ЛПС - 4,3 (2,8-10,6) нг/мл; р = 0,003]. По сравнению с другими возрастными периодами только у препубертатных самок через сутки после введения ЛПС выявлено увеличение маркера тяжести СВО - СРБ (см. таблицу).
По сравнению с группами новорожденных и 10-дневных самок СВО у половозрелых крыс сопровождался выраженной воспалительной реакцией в легких, характеризующейся высоким числом нейтрофилов в межальвеолярных перегородках (рис. 2Б). Эндотоксинемия у половозрелых крыс с СВО была менее выражена, чем у препубертатных самок, что, по-видимому, обусловлено активацией продукции антиэндотоксиновых антител, а также более эффективными процессами связывания и элиминации эндотоксина в печени по сравнению с более ранними периодами постнатального онтогенеза.
Таким образом, по сравнению с новорожденными и половозрелыми крысами Wistar у самок препубертат-ного периода ЛПС-индуцированный воспалительный ответ наиболее тяжелый, к тому же он развивается на фоне низкого содержания эстрадиола. Патологические изменения в печени и легких, как и эндотоксинемия, были выражены минимально у новорожденных самок, у которых содержание эстрадиола высокое, а иммунная система функционально незрелая.
Возрастные различия системной воспалительной реакции при экспериментальной эндотоксинемии у самцов
Через сутки после введения ЛПС минимальные показатели гибели наблюдались у новорожденных самцов [24 ± 7% (9/37)], а в препубертатном периоде показатели гибели животных соответствовали половозрелому воз-
Рис. 1. Морфологическая характеристика печени у новорожденных (А, Б), препубертатных (В, Г) и половозрелых (Д, Е) самок (А, В, Д) и самцов (Б, Г, Д) крыс "^ат на 1-е сутки после введения липополисахарида
Новорожденные самки (А) - среднекапельная вакуольная дистрофия гепатоцитов; новорожденные самцы (Б) - очаг некроза, гепатоциты с дистрофическими изменениями. Препубертатные самки (В) - дистрофия гепатоцитов; препубертатные самцы (Г) - очаг некроза. Половозрелые самки (Д) - сренекапельная дистрофия гепатоцитов; половозрелые самцы (Д) - обширный очаг некроза.
Окраска гематоксилином и эозином. А-Д - *640; Е - *200.
расту и составили 43 ± 14% (6/14) и 56 ± 13% (9/16), соответственно.
На 1-е сутки после введения ЛПС внутриальвео-лярный отек легких чаще наблюдали у 10-дневных самцов (80%), тогда как у новорожденных и половозрелых крыс он выявлялся в 50-56% наблюдений. Согласно данным патологоанатомических исследований, у детей при воспалительных процессах преобладают экссудативные реакции [12, 49]. Наиболее выраженные патологические изменения гепатоцитов при СВО также наблюдались у самцов препубертатного возраста, тогда как у новорожденных крыс дистрофические изменения в печени менее выражены, а показатель площади
некрозов ниже по сравнению с 10-дневными самцами (см. рис. 2Б). После введения ЛПС уровень активности АЛТ и АСТ повышался в сыворотке крови у крыс пре-пубертатного [АЛТ: контрольная группа - 31 (19-31) Е/л, ЛПС - 154 (75-180) Е/л, р = 0,02; АСТ: контрольная группа -143 (73-167) Е/л, ЛПС - 529 (398-660) Е/л, р =0,02] и половозрелого периодов [АЛТ: контрольная группа - 78 (69-87) Е/л, ЛПС - 297 (145-398) Е/л, р = 0,02; АСТ: контрольная группа -103 (100-119) Е/л, ЛПС - 425 (188-604) Е/л, р = 0,01], а у новорожденных не отличался от значений контрольной группы [АЛТ: контрольная группа - 51 (29-74) Е/л, ЛПС - 102 (52-174) Е/л, р = 0,1; АСТ: контрольная группа -197
60 50 40
С -
Ü 30
§ 20
3
□ Median□ 25-75% JNon-Outlier Range
Новорожденные Препубертатные Половозрелые
т
À *
□
*л *л * п 7 ±
СШ ** га □Ь о —1 3
I I+ЛПС II II+ЛПС III III+ЛПС IV IV+ЛПС V V+ЛПС VI VI+ЛПС
2400 2200 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 -200
Median □ 25-75% JNon-Outlier Range
Новорожденные Препубертатные
ù
Половозрелые
I+ЛПС II+ЛПС III+ЛПС IV+ЛПС V+ЛПС VI+ЛПС
Рис. 2. Количество нейтрофилов в межальвеолярных перегородках легких (А) и площадь некрозов в печени (Б) у самок (□) и самцов (■) крыс "181аг разных возрастных групп на 1-е сутки после введения липополисахарида
Здесь и на рис. 3: рамками обозначены возрастные периоды: новорожденные (I - самки, II - самцы), препубертатные (III - самки, IV- самцы) и половозрелые (V- самки, VI - самцы). Различия статистически значимы по сравнению с: * - соответствующей контрольной группой; # - контрольной группой самок, А - опытной группой самок соответствующего возрастного периода. А - по оси абсцисс группы наблюдения; по оси ординат абс. число нейтрофилов. Б - по оси абсцисс группы наблюдения, по оси ординат площадь некрозов в тыс. мкм2.
(133-372) Е/л, ЛПС - 294 (179-343) Е/л, р = 0,3]. Только у препубертатных самцов через сутки после введения ЛПС наблюдали увеличение СРБ в сыворотке крови (см. таблицу), что, возможно, связано с более выраженными повреждениями печени, чем в других возрастных группах (см. рис. 1Г, 2Б).
Выраженность воспалительных изменений в легких в ответ на введение ЛПС у новорожденных и крыс пре-пубертатного возраста не различалась (см. рис. 2А). По сравнению с этими двумя возрастными группами у поло-
возрелых самцов количество нейтрофилов в межальвеолярных перегородках было максимальным (см. рис. 2А).
На 1-е сутки после введения ЛПС содержание эндотоксина в сыворотке крови у самцов крыс всех исследованных возрастных групп повышалось (см. рис. 3А). Однако, в отличие от новорожденных, более выраженное повышение уровня эндотоксина наблюдалось у крыс препубертатного и половозрелого периодов постнатального развития (см. рис. 3А). Через сутки после введения ЛПС выраженное повышение содержания
600 500 400 300 1 200 100 0 -100
□ Median □ 25-75% JNon-Outlier Range Новорожденные Препубертатные Половозрелые
* ш
*л 1
т* 1 * п
s *л □
I I+ЛПС II II+ЛПС III III+ЛПС IV IV+ЛПС V V+ЛПС VI VI+ЛПС
900 800 700 600 500 400 300 200 100 0 -100
□ Median □ 25-75% I Non-Outlier Range Новорожденные Препубертатные
Половозрелые
т
□
*
*
R X
s ш в Л *
I I+ЛПС II II+ЛПС III III+ЛПС IV IV+ЛПС V V+ЛПС VI VI+ЛПС
Рис. 3. Изменение уровня эндотоксина (А) и содержания кортикостерона (Б) в сыворотке крови у самок (□) и самцов (■) крыс "^аг разных возрастных групп на 1-е сутки после введения липополисахарида
А - по оси абсцисс группы наблюдения, по оси ординат уровень эндотоксина в мЕ/мл; Б - по оси абсцисс группы наблюдения, по оси ординат концентрация кортикостерона в нг/мл.
Изменение концентрации С-реактивного белка (нг/мл) в сыворотке крови у самок и самцов крыс "181аг различных возрастных групп на 1-е сутки после введения липополисахарида [Ме (25-75%)]
Группа Самки Самцы Статистическая зна-
чимость различий (р)
Новорожденные Контрольная группа 11 2401* 31951 0,4
(3253-13 300) (3189-3296)
ЛПС 29052 26122 0,6
(2734-3043) (2585-3137)
Препубертатный Контрольная группа 25073 30373 0,04
период (2249-2765) (2917-3239)
ЛПС 31074 45954 0,17
(3036-3646) (3208-4673)
Половозрелые Контрольная группа 28985 30235 0,2
(2600-3102) (2848-3222)
ЛПС 29896 30036 0,8
(2857-3560) (2991-3140)
Статистическая значимость различий (р) 0,0091-2 0,0471-2
0,013-4 0,013-4
0,565-6 0,85-6
0,011-3 0,91-3
0,11-5 0,41-5
1,03-5 1,03-5
0,32-4 0,042-4
1,02-6 1,02-6
1,04-6 0,164-6
Примечание. * - номер группы наблюдения.
кортикостерона у 10-дневных самцов крыс "1$1:аг сочеталось с высоким уровнем эндотоксина, увеличением концентрации СРБ и тяжестью воспалительного процесса (см. рис. 2, 3 и таблицу).
Таким образом, у самцов препубертатного периода ЛПС-индуцированный системный воспалительный ответ был более тяжелым, чем в других исследуемых возрастных группах. У новорожденных самцов, характеризующихся высоким содержанием эстрадиола и функционально незрелой иммунной системой, патологические изменения в печени выражены минимально.
Половые различия системной воспалительной реакции при экспериментальной эндотоксинемии у крыс разных возрастных групп
Через сутки после введения ЛПС показатели гибели самцов препубертатного периода были в 2 раза выше, чем у самок [23 ± 12% (4/17) у самок и 43 ± 14% (6/14) у самцов]. По показателям гибели новорожденных и половозрелых крыс половых различий не выявлено.
Половые различия в тяжести течения ЛПС-индуцированного воспалительного ответа в различных возрастных группах показали, что у новорожденных самцов, в сыворотке крови которых содержание эстра-диола ниже, чем у самок, воспалительный процесс в легких более тяжелый, он характеризуется высоким показателем числа нейтрофилов в межальвеолярных перегородках (рис. 2А). В период новорожденности наблюдается высокое содержание эстрадиола в сыворотке крови (рис. 4А), а иммунная система - функционально
незрелая, о чем свидетельствует низкий уровень продукции ИЛ-4 и ИФН-у [50].
В препубертатном периоде у животных обоего пола физиологические концентрации половых стероидных гормонов - эстрадиола и тестостерона (см. рис. 4) - не различаются, и они низкие. Но, несмотря на это, а также на более выраженное ЛПС-индуцированное увеличение уровня эндотоксина у самок, тяжесть воспалительного процесса в печени и легких самцов была более выражена, чем у самок (см. рис. 2). При введении ЛПС число нейтрофилов в межальвеолярных перегородках легких увеличивалось у крыс обоего пола, однако более выраженную инфильтрацию наблюдали у самцов (см. рис. 2А). В печени у крыс обоего пола обнаруживались обширные некрозы, площадь которых у самцов была выше (см. рис. 2Б). В сыворотке крови у 10-дневных самок и самцов увеличивался уровень активности ферментов печени, показатели которых также были выше у самцов.
При введении ЛПС половозрелым животным у них наблюдалась выраженная эндотоксинемия, причем у самок уровень эндотоксина в сыворотке крови повышался в 100, а у самцов - в 200 раз (см. рис. 3 А). По показателям числа нейтрофилов в межальвеолярных перегородках легких половых различий между половозрелыми животными не выявлено (см. рис. 2А), тогда как показатель площади некрозов в печени был выше у самцов (см. рис. 2Б).
Таким образом, по сравнению с другими возрастными группами (новорожденные и половозрелые) наиболее тяжелое течение воспалительного ответа при введе-
70 60 50 40 30 20 10 0 -10
□ Median □ 25%-75% I Non-Outlier Range Новорожденные Препубертатные
1
т
Половозрелые
п Median □ 25%-75% J Non-Outlier Range Новорожденные Препубертатные
*
I
□
Половозрелые
*
I
I II III IV V VI
I II III IV V VI
8
6
4
2
0
Рис. 4. Возрастные изменения содержания эстрадиола (А) и общего тестостерона (Б) в сыворотке крови у самок (□) и самцов (■) крыс "181аг контрольных групп
Рамками обозначены возрастные периоды: новорожденные, препубертатные и половозрелые; * - различия статистически значимы по сравнению с самками соответствующего возрастного периода.
А - по оси абсцисс группы наблюдения, по оси ординат концентрация эстрадиола в пг/мл; Б - по оси абсцисс группы наблюдения, по оси ординат концентрация общего тестостерона в нг/мл.
нии ЛПС наблюдается у самок и самцов препубертатного периода, для которого характерны низкие концентрации эстрадиола и тестостерона в сыворотке крови. Но, несмотря на отсутствие половых различий в концентрации стероидных половых гормонов у крыс препубертатного периода, нами впервые показано, что воспалительный ответ более выражен у 10-дневных самцов.
Обсуждение
В работе показано, что по сравнению с самками у самцов всех возрастных групп ЛПС-индуцированные системные проявления воспаления более выражены, что, по-видимому, связано с уровнем экспрессии генов иммунного ответа, расположенных в половых хромосомах, а не с различиями в содержании эстрадиола и тестостерона, концентрация которых изменяется с возрастом. A.T. Konkle и M.M. McCarthy [51] показали, что у новорожденных самок крыс Спрейг-Доули высокое содержание эстрадиола в сыворотке крови имеет материнское происхождение, и в препубертатном периоде его концентрация постепенно снижается. Пик половых стероидных гормонов у особей обоего пола наблюдается в период полового созревания, что согласуется с нашими данными. Однако высокая выраженность проявлений системного воспаления характерна для самцов всех возрастных периодов.
Известно, что эстрадиол в физиологических концентрациях оказывает иммуномодулирующее действие, а кортикостерон, напротив, иммуносупрессорное [52, 53]. Видимо, в связи с более высоким содержанием эстрадиола в сыворотке крови и несмотря на незрелую иммунную систему у новорожденных самок и самцов через сутки после введения ЛПС наблюдаются минимальные изменения в органах-мишенях. Помимо эстрадиола, в сыворотке крови у новорожденных самок
выявлена сравнительно низкая концентрация кортико-стерона, что согласуется с данными литературы [54].
По нашим данным, наиболее выраженные патологические и воспалительные изменения в органах-мишенях, а также увеличение содержания СРБ - маркера активации провоспалительных реакций - наблюдаются у самок и самцов препубертатного периода. В экспериментальных исследованиях 1.Ь. "упп и соавт. [55] отметили, что выраженность проявлений СВО и показатели смертности при экспериментальном перитоните были выше у мышей в возрасте 5-7 дней по сравнению с особями 7-10-недель-ного возрастного периода постнатального онтогенеза, что согласуется с нашими данными. Согласно немногочисленным данным литературы, в раннем препубертат-ном периоде (возраст 3-6 лет) на фоне низкого содержания мужских половых стероидов у мальчиков чаще, чем в другие возрастные периоды, диагностируют вторичные иммунодефицитные состояния [47], а также пик заболеваемости и смертности от инфекционно-воспалительных заболеваний, в частности от туберкулеза, гриппа, полиомиелита, эпидемического паротита, кори, ветряной оспы [56]. Р.Я. СагуаШо и соавт. [57], как и I Рауаге и соавт. [58], оценивали у пациентов педиатрических клиник частоту встречаемости синдрома СВО и установили, что большинство пациентов - это дети 2-5 лет, а на втором месте оказались новорожденные.
В литературе показано, что по сравнению с новорожденными и взрослыми дети в препубертатном возрасте характеризуются низким уровнем экспрессии селектинов и хемокинов, уровень которых при сепсисе у них резко возрастает и усиливается миграция лейкоцитов в очаг воспаления [59]. Показано, что у мышей в возрасте 5-7 дней активирована экспрессия генов, участвующих в пролиферации и дифференцировке лимфоцитов - Rag1 и Rag2, что
в целом свидетельствует о функциональном созревании иммунной системы у мышей препубертатного периода
[60]. Видимо, сочетание низкого содержания половых гормонов, оказывающих иммунопротекторное действие
[61], и активного функционального созревания иммунной системы у препубертатных животных приводит к нарушению баланса про- и противовоспалительных реакций иммунного ответа на введение ЛПС, что может быть одним из механизмов патогенеза СВО, тяжесть течения которого более высокая в этом возрастном периоде.
Введение ЛПС животным обоего пола препубертатного возраста приводит к выраженной эндотоксинемии, особенно у самок. Уровень эндогенного эндотоксина в крови зависит от количества грамотрицательных бактерий, колонизирующих толстую кишку, а также от интенсивности его клиренса моноцитами, гранулоцитами, связывания с липо-протеинами и плазменными белками, нейтрализации анти-эндотоксиновыми антителами и процессами детоксикации клетками печени. По данным литературы, с возрастом изменяется количество и качество микрофлоры, колонизирующей кишечник [62], что сопровождается повышением интенсивности клиренса и нейтрализации эндотоксина. В препубертатном периоде у крыс собственный антиэн-дотоксиновый иммунитет окончательно не сформирован, а концентрация антител в молоке матери к этому периоду уже снижена [63]. Возможно, поэтому у препубертатных крыс выраженность ЛПС-индуцированной эндотоксине-мии выше, чем в другие возрастные периоды. Напротив, в период новорожденности клиренс эндотоксина, вероятно, происходит преимущественно антиэндотоксиновыми антителами, поступающими с молоком матери, так как системы его детекции и элиминации еще незрелые. Высокий уровень эндотоксина и минимальные альтеративные изменения в печени и легких у новорожденных крыс обоего пола, а также снижение концентрации СРБ в сыворотке крови у самок можно объяснить низким уровнем экспрессии TLR4 на клетках Купфера в раннем постнатальном онтогенезе [64].
Одним из процессов, приводящих к увеличению уровня эндотоксина в сыворотке крови, является повышение проницаемости эпителиального барьера толстой кишки вследствие возрастания концентрации кортикосте-рона [65]. В контрольных группах у препубертатных животных концентрация кортикостерона в сыворотке крови максимальна, что может также определять выраженность ЛПС-индуцированной эндотоксинемии, особенно у самок.
По сравнению с половозрелыми самками в печени у самцов наблюдали более выраженные ЛПС-индуцированные патологические изменения, которые характеризовались ландшафтообразными некрозами и распространенными дистрофическими изменениями гепатоцитов на фоне высокого уровня эндотоксина. По данным литературы, резкое увеличение уровня эндотоксина в сыворотке крови у больных сепсисом коррелирует с показателями шкалы APACHE II (Acute Physiology and Chronic Health Evaluation II, шкала оценки острых и хронических функциональных изменений II) и, соответственно, с тяжестью течения и показателями летальности [66]. В клинических исследованиях A. Koch и соавт. [67] на ранних сроках развития сеп-
сиса и синдрома СВО уровень эндотоксина коррелирует со скоростью и выраженностью тромбообразования, что в последующем приводит к развитию ДВС-синдрома, патологическим изменениям в органах-мишенях и полиорганной недостаточности [40]. По сравнению с самками более высокий уровень эндотоксина в сыворотке крови у половозрелых самцов, по-видимому, определяет более выраженные патологические изменения в печени.
А. 81шгта и соавт. [68] установили, что при экспериментальном перитоните у мышей в течение 20 ч резко увеличивается уровень эндотоксина, а в легких - число нейтрофи-лов. По сравнению с новорожденными и препубертатными животными в ответ на введение ЛПС как у самок, так и у самцов половозрелых крыс число нейтрофилов в межальвеолярных перегородках легких было выше. По данным литературы, процессы хемотаксиса нейтрофилов наиболее выражены у животных репродуктивного возраста, что связано с высоким уровнем экспрессии хемокинов СХСЯ2 (Р-рецептор интерлейкина-8), 1САМ-1 (молекула клеточной адгезии 1) и в-С8Р (гранулоцитарный колониестиму-лирующий фактор) по сравнению с другими возрастными группами [69]. Миграция нейтрофилов и их активация -основной механизм развития острого воспаления, в том числе острого респираторного дистресс-синдрома [70]. Функциональная зрелость иммунной системы у половозрелых животных обеспечивает развитие эффективных механизмов миграции и активации нейтрофилов по сравнению с новорожденными и десятидневными крысами [71].
Таким образом, нами показано, что группой риска тяжелого течения и неблагоприятного прогноза инфекционно-воспалительных заболеваний, ассоциированных с эндо-токсинемией, является препубертатный период, когда на фоне низкого содержания половых стероидных гормонов ЛПС-индуцированные воспалительные изменения в органах-мишенях и повышение концентрации СРБ в сыворотке крови максимально выражены. Полученные данные целесообразно иметь в виду при разработке подходов к эффективной терапии инфекционно-воспалительных заболеваний с учетом возраста и пола.
Выводы
1. На модели ЛПС-индуцированной эндотоксинемии выявлены возрастные закономерности половых различий выраженности системной воспалительной реакции и морфологических изменений в печени и легких.
2. В препубертатный период по сравнению с новорожденными и половозрелыми самками и самцами ЛПС-индуцированные воспалительные изменения в легких и альтеративные в печени, эндотоксинемия и увеличение концентрации СРБ наиболее выражены. Максимально тяжелые системные воспалительные реакции у крыс обоего пола в препубертатном периоде развиваются на фоне низкого содержания половых стероидных гормонов, оказывающих иммуномодулирующее действие.
3. Несмотря на изменения содержания эстрадиола и тестостерона во всех возрастных группах - у новорожденных, препубертатных и половозрелых самцов крыс "181аг - воспалительные проявления в печени и легких более выражены, чем у самок.
■ Литература
1. Roved J., Westerdahl H., Hasselquist D. Sex differences in immune responses: Hormonal effects, antagonistic selection, and evolutionary consequences. Horm. Behav. 2017; 88: 95-105. doi: 10.1016/j. yhbeh.2016.11.017.
2. Rainville J.R., Tsyglakova M., Hodes G.E. Deciphering sex differences in the immune system and depression. Front. Neuroendocrinol. 2018; 50: 67-90. doi: 10.1016/j.yfrne.2017.12.004.
3. Osborne B.F., Turano A., Caulfield J.I., Schwarz J.M. Sex- and region-specific differences in microglia phenotype and characterization of the peripheral immune response following early-life infection in neonatal male and female rats. Neurosci. Lett. 2019; 692: 1-9. doi: 10.1016/j. neulet.2018.10.044.
4. Bradbury N.A. All cells have a sex: studies of sex chromosome function at the cellular level. In: Legato M.J. (ed.). Principles of Gender-Specific Medicine. Gender in the Genomic Era. 3rd ed. Academic Press; Elsevier, 2017: 269-90.
5. Zore T, Palafox M, Reue K. Sex differences in obesity, lipid metabolism, and inflammation - a role for the sex chromosomes? Mol. Metab. 2018; 15: 35-44. doi: 10.1016/j.molmet.2018.04.003.
6. Arnold A.P. Y chromosome's roles in sex differences in disease. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2017; 114 (15): 3787-9. doi: 10.1073/ pnas.1702161114.
7. Mege J.-L., Bretelle F., Leone M. Sex and bacterial infectious diseases. New Microbes New Infect. 2018; 26 (1): s100-3. doi: 10.1016/j. nmni.2018.05.010.
8. Gubbels Bupp M.R., Jorgensen T.N. Androgen-Induced Immunosuppression. Front. Immunol. 2018; 9: 794. doi: 10.3389/ fimmu.2018.00794.
9. Klein S.L., Flanagan K.L. Sex differences in immune responses. Nat. Rev. Immunol. 2016; 16 (10): 626-38. doi: 10.1038/nri.2016.90.
10. Мовет Г.З. Воспаление, иммунитет и гиперчувствительность. М. : Медицина, 1975.
11. Чернух А.М. Воспаление: очерки патологии и экспериментальной терапии. М. : Медицина, 1979.
12. Воспаление : руководство для врачей. В.В. Серов., В.С. Пауков (ред.). М. : Медицина, 1995.
13. Coimbra R., Hoyt D.B., Potenza B.M., Fortlage D. et al. Does sexual dimorphism influence outcome of traumatic brain injury patients? The answer is no! J. Trauma. 2003; 54 (4): 689-700.
14. Frink M., Pape H.C., van Griensven M., Krettek C. et al. Influence of sex and age on mods and cytokines after multiple injuries. Shock. 2007; 27 (2): 151-6.
15. Löpez-Mestanza C., Andaluz-Ojeda D., Gömez-Löpez J.R., Bermejo-Martin J.F. Clinical factors influencing mortality risk in hospital-acquired sepsis. J. Hosp. Infect. 2018; 98 (2): 194-201. doi: 10.1016/j. jhin.2017.08.022.
16. Marcolini E.G., Albrecht J.S., Sethuraman K.N., Napolitano L.M. Gender disparities in trauma care. Anesthesiol. Clin. 2018. doi: 10.1016/j. anclin.2018.09.007.
17. O'Brien Z., Cass A., Cole L., Finfer S. et al. Sex and mortality in septic severe acute kidney injury. J. Crit. Care. 2019; 49: 70-6. doi: 10.1016/j.jcrc.2018.10.017.
18. Vrachnis N., Zygouris D., Iliodromiti Z., Daniilidis A. et al. Probing the impact of sex steroids and menopause-related sex steroid deprivation on modulation of immune senescence. Maturitas. 2014; 78 (3): 174-8. doi: 10.1016/j.maturitas.2014.04.014.
19. Matter M.L., Shvetsov Y.B., Dugay C., Haiman C.A. et al. High mortality due to sepsis in Native Hawaiians and African Americans: The Multiethnic Cohort. PLoS One. 2017; 12 (5): e0178374. doi: 10.1371/ journal.pone.0178374.
20. Goronzy J.J., Gustafson C.E., Weyand C.M. Immune deficiencies at the extremes of age. In: R.R. Rich, W.T. Shearer, A.J. Frew, T.A. Fleisher et al. (eds). Clinical Immunology. 5th ed. Elsevier, 2019: 535-43.e1. URL: https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-6896-6.00038-7.
21. Mohamed A.K.S., Mehta A.A., James P. Predictors of mortality of severe sepsis among adult patients in the medical Intensive Care Unit. Lung India. 2017; 34 (4): 330-5. doi: 10.4103/lungindia.lungindia_54_16.
22. Arwyn-Jones J., Brent A.J. Sepsis. Surgery (Oxford). 2019; 37 (1): 1-8. URL: https://doi.Org/10.1016/j.mpsur.2018.11.007.
23. Voller S.M.B., Myers P.J. Neonatal sepsis. Clin. Pediatr. Emerg. Med. 2016; 17 (2): 129-33. URL: https://doi.org/10.1016/). cpem.2016.03.006.
24. Wu J.H., Chen C.Y., Tsao P.N., Hsieh W.S. et al. Neonatal sepsis: a 6-year analysis in a neonatal care unit in Taiwan. Pediatr. Neonatol. 2009; 50 (3): 88-95. doi: 10.1016/S1875-9572(09)60042-5.
25. Щеголев А.И., Мишнёв О.Д., Туманова УН., Шувалова М.П. Неонатальный сепсис как причина перинатальной смертности в Российской Федерации. Междунар. журн. прикладных и фундаментальных исследований. 2016; 5: 589-94.
26. Shin Y.J., Ki M., Foxman B. Epidemiology of neonatal sepsis in South Korea. Pediatr. Int. 2009; 51 (2): 225-32. doi: 10.1111/j.1442-200X.2008.02685.x.
27. Spasojevic I., Obradovic B., Spasic S. Bench-to-bedside review: neonatal sepsis-redox processes in pathogenesis. Crit. Care. 2012; 16 (3): 221. doi: 10.1186/cc11183.
28. Heymann D.L. NPHIs as focal points for leadership in prevention and control of infectious diseases. J. Public Health Policy. 2008; 29 (3): 374-6. doi: 10.1057/jphp.2008.19.
29. Eshima N., Tokumaru O., Hara S., Bacal K. et al. Age-specific sex-related differences in infections: a statistical analysis of national surveillance data in Japan. PLoS One. 2012; 7 (7): e42261. doi: 10.1371/ journal.pone.0042261.
30. Cheng C.C., Huang L.M., Kao C.L., Lee P.I. et al. Molecular and clinical characteristics of adenoviral infections in Taiwanese children in 2004-2005. Eur. J. Pediatr. 2008; 167 (6): 633-40. doi: 10.1007/s00431-007-0562-4.
31. Singer M. The new sepsis consensus definitions (Sepsis-3): the good, the not-so-bad, and the actually-quite-pretty. Intensive Care Med. 2016; 42 (12): 2027-9. doi: 10.1007/s00134-016-4600-4.
32. Mayr F.B., Yende S., Angus D.C. Epidemiology of severe sepsis. Virulence. 2014; 5 (1): 4-11. doi: 10.4161/viru.27372.
33. Rodriguez-Lucas C., Rodicio M.R., Costales I., Boga J.A. et al. Evaluation of Sepsis Flow Chip for identification of Gram-negative bacilli and detection of antimicrobial resistance genes directly from positive blood cultures. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2018; 91 (3): 205-9. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2018.02.004.
34. Opota O., Croxatto A., Prod G., Greub G. Blood culture-based diagnosis of bacteraemia: state of the art. Clin. Microbiol. Infect. 2015; 21: 313-22. doi: 10.1016/j.cmi.2015.01.003.
35. Koch M.A. Sex bias in sepsis. Cell Host Microbe. 2018; 24 (5): 613-5. doi: 10.1016/j.chom.2018.10.014.
36. Blomkalns A.L., Stoll L.L., Shaheen W., Romig-Martin S.A. et al. Low level bacterial endotoxin activates two distinct signaling pathways in human peripheral blood mononuclear cells. J. Inflamm. (Lond.). 2011; 8: 4. doi: 10.1186/1476-9255-8-4.
37. Lévêque M., Simonin-Le Jeune K., Jouneau S., Moulis S. et al. Soluble CD14 acts as a DAMP in human macrophages: origin and involvement in inflammatory cytokine/chemokine production. FASEB J. 2017; 31 (5): 1891-902. doi: 10.1096/fj.201600772R.
38. Palsson-McDermott E.M., O'Neill L.A. Signal transduction by the lipopolysaccharide receptor, Toll-like receptor-4. Immunology. 2004; 113 (2): 153-62. doi: 10.1111/j.1365-2567.2004.01976.x.
39. Мишнев О.Д., Гринберг Л.М., Зайратьянц О.В. Актуальные проблемы патологии сепсиса: 25 лет в поисках консенсуса. Арх. пат. 2016; 6: 3-8. doi: 10.17116/patol20167863-8.
40. Мишнёв О.Д., Туманова У.Н., Щеголев А.И. Патология печени при сепсисе. Междунар. журн. прикладных и фундаментальных исследований. 2017; 8: 267-71.
41. Calil I.L., Zarpelon A.C., Guerrero A.T., Alves-Filho J.C. et al. Lipopolysaccharide induces inflammatory hyperalgesia triggering a TLR4/MyD88-dependent cytokine cascade in the mice paw. PLoS One. 2014; 9 (3): e90013. doi: 10.1371/journal.pone.0090013.
42. Grégoire M., Tadié J.M., Uhel F., Gacouin A. et al. Frontline Science: HMGB1 induces neutrophil dysfunction in experimental sepsis
and in patients who survive septic shock. J. Leukoc. Biol. 2017; 101 (6): 1281-7. doi: 10.1189/jlb.5HI0316-128RR.
43. Писарев В.Б., Богомолова Н.В., Новочадов В.В. Бактериальный эндотоксикоз: взгляд патолога. Волгоград : Изд-во Вол. ГМУ 2008.
44. Косырева А.М., Симонова Е.Ю., Макарова О.В. Половые различия реакции иммунной системы и легких при экспериментальном остром эндотоксикозе. Бюл. экспер. биол. 2012; 153 (3): 318-21.
45. Косырева А.М., Диатроптов М.Е. Морфологические проявления системного воспалительного ответа в печени и легких крыс Ви-стар в разные фазы эстрального цикла. Иммунология. 2013; 2: 111-4.
46. Косырева АМ. Возрастные особенности иммунологических и морфологических проявлений системного воспалительного ответа у самок крыс Вистар. Клин. и экспер. морфология. 2016; 3: 30-7.
47. Ляликов С.А., Макарчик А.В., Евец Л.В., Орехов С.Д. и др. Функциональное состояние эндокринной системы у детей из различных регионов Беларуси. Результаты пятилетнего наблюдения. В кн.: Экологическая антропология (ежегодник). 1996: 160-7.
48. Moriceau S., Roth T.L., Okotoghaide T., Sullivan R.M. Corticosterone controls the developmental emergence of fear and amygdala function to predator odors in infant rat pups. Int. J. Dev. Neurosci. 2004; 22 (5-6): 415-22. doi: 10.1016/j.ijdevneu.2004.05.011.
49. Патологическая анатомия болезней плода и ребенка : руководство. Т.Е. Ивановская, Б.С. Гусман (ред.). М. : Медицина, 1981.
50. Kosyreva A.M. The sex differences of morphology and immunology of SIRS of newborn Wistar rats. Int. Scholarly Res. Notices. 2014; 2017: 190749. doi: 10.1155/2014/190749.
51. Konkle A.T., McCarthy M.M. Developmental time course of estradiol, testosterone, and dihydrotestosterone levels in discrete regions of male and female rat brain. Endocrinology. 2011; 152 (1): 223-35. doi: 10.1210/en.2010-0607.
52. Karpuzoglu E., Phillips R.A., Gogal R.M., Ansar Ahmed S. IFN-gamma-inducing transcription factor, T-bet is upregulated by estrogen in murine splenocytes: role of IL-27 but not IL-12. Mol. Immunol. 2007; 44: 1808-14. doi: 10.1016/j.molimm.2006.08.005.
53. Pernis A.B. Estrogen and CD4+ T cells. Curr. Opin. Rheumatol. 2007; 19 (5): 414-20. doi: 10.1097/BOR.0b013e328277ef2a.
54. Sullivan R.M., Holman P.J. Transitions in sensitive period attachment learning in infancy: the role of corticosterone. Neurosci. Biobehav. Rev. 2010; 34 (6): 835-44. doi: 10.1016/j. neubiorev.2009.11.010.
55. Wynn J.L., Wong H.R. Pathophysiology and treatment of septic shock in neonates. Clin. Perinatal. 2010; 37 (2): 439-79. doi: 10.1016/j. clp.2010.04.002.
56. Ahmed R., Oldstone M.B., Palese P. Protective immunity and susceptibility to infectious diseases: lessons from the 1918 influenza pandemic. Nat. Immunol. 2007; 8: 1188-93. doi: 10.1038/ni1530.
57. Carvalho P.R., Feldens L., Seitz E.E., Rocha T.S. et al. Prevalence of systemic inflammatory syndromes at a tertiary pediatric intensive care unit. J. Pediatr. (Rio J.). 2005; 81 (2): 143-8.
■ References
1. Roved J., Westerdahl H., Hasselquist D. Sex differences in immune responses: Hormonal effects, antagonistic selection, and evolutionary consequences. Horm. Behav. 2017; 88: 95-105. doi: 10.1016/j.yhbeh.2016.11.017.
2. Rainville J.R., Tsyglakova M., Hodes G.E. Deciphering sex differences in the immune system and depression. Front. Neuroendocrinol. 2018; 50: 67-90. doi: 10.1016/j.yfrne.2017.12.004.
3. Osborne B.F., Turano A., Caulfield J.I., Schwarz J.M. Sex- and region-specific differences in microglia phenotype and characterization of the peripheral immune response following early-life infection in neonatal male and female rats. Neurosci. Lett. 2019; 692: 1-9. doi: 10.1016/j.neulet.2018.10.044.
4. Bradbury N.A. All cells have a sex: studies of sex chromosome function at the cellular level. In: Legato M.J. (ed.). Principles of
58. Pavare J., Grope I., Gardovska D. Prevalence of systemic inflammatory response syndrome (SIRS) in hospitalized children: a point prevalence study. BMC Pediatr. 2009; 9: 25. doi: 10.1186/1471-2431-9-25.
59. Zonneveld R., Martinelli R., Shapiro N.I., Kuijpers T.W. et al. Soluble adhesion molecules as markers for sepsis and the potential pathophysiological discrepancy in neonates, children and adults. Crit. Care. 2014; 18 (2): 204. doi: 10.1186/cc13733.
60. Gentile L.F., Nationales D.C., Lopez M.C., Vanzant E. et al. Protective immunity and defects in the neonatal and elderly immune response to sepsis. J. Immunol. 2014; 192 (7): 3156-65. doi: 10.4049/ jimmunol.1301726.
61. Косырева А.М., Макарова О.В. Влияние хирургической кастрации на выраженность системных воспалительных реакций, индуцированных липополисахаридом, у половозрелых крыс Вистар. Молекул. мед. 2018; 16 (5): 22-9. doi: 10.29296/24999490-2018-05-04.
62. Arrieta M.C., Stiemsma L.T., Amenyogbe N., Brown E.M. et al. The intestinal microbiome in early life: health and disease. Front. Immunol. 2014; 5: 427. doi: 10.3389/fimmu.2014.00427.
63. Caballero-Flores G., Sakamoto K., Zeng M.Y., Wang Y. et al. Maternal immunization confers protection to the offspring against an attaching and effacing pathogen through delivery of IgG in breast milk. Cell Host Microbe. 2019; 25 (2): 313-23.e4. doi: 10.1016/j. chom.2018.12.015.
64. Gabehart K., Correll K.A., Loader J.E., White C.W. et al. The lung response to ozone is determined by age and is partially dependent on toll-like receptor 4. Respir. Res. 2015; 16: 117. doi: 10.1186/s12931-015-0279-2.
65. Zheng G., Wu S.P., Hu Y., Smith D.E. et al. Corticosterone mediates stress-related increased intestinal permeability in a region-specific manner. Neurogastroenterol. Motil. 2013; 25 (2): e127-39. doi: 10.1111/nmo.12066.
66. Marshall J.C., Foster D., Vincent J.L., Cook D.J. et al. Diagnostic and prognostic implications of endotoxemia in critical illness: results ofthe MEDIC study. J. Infect. Dis. 2004; 190 (3): 527-34. doi: 10.1086/422254.
67. Koch A., Meesters M.I., Scheller B., Boer C. et al. Systemic endotoxin activity correlates with clot formation: an observational study in patients with early systemic inflammation and sepsis. Crit. Care. 2013; 17 (5): R198. doi: 10.1186/cc12892.
68. Sharma A., Yang W.L., Matsuo S., Wang P. Differential alterations of tissue T-cell subsets after sepsis. Immunol. Lett. 2015; 168 (1): 41-50. doi: 10.1016/j.imlet.2015.09.005.
69. Brubaker A.L., Rendon J.L., Ramirez L., Choudhry M.A. et al. Reduced neutrophil chemotaxis and infiltration contributes to delayed resolution of cutaneous wound infection with advanced age. J. Immunol. 2013; 190 (4): 1746-57. doi: 10.4049/jimmunol.1201213.
70. Kruger P., Saffarzadeh M., Weber A.N., Rieber N. et al. Neutrophils: between host defense, immune modulation, and tissue injury. PLoS Pathog. 2015; 11 (3): e1004651. doi: 10.1371/journal.ppat.1004651.
71. Симонова Е.Ю., Косырева А.М., Макарова О.В., Диатроптов М.Е. Возрастные изменения морфофункционального состояния иммунной системы у крыс Вистар. Клин. и экспер. морфология. 2014; 1 (9): 35-41.
Gender-Specific Medicine. Gender in the Genomic Era. 3rd ed. Academic Press; Elsevier, 2017: 269-90.
5. Zore T, Palafox M, Reue K. Sex differences in obesity, lipid metabolism, and inflammation - a role for the sex chromosomes? Mol. Metab. 2018; 15: 35-44. doi: 10.1016/j.molmet.2018.04.003.
6. Arnold A.P. Y chromosome's roles in sex differences in disease. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2017; 114 (15): 3787-9. doi: 10.1073/ pnas.1702161114.
7. Mege J.-L., Bretelle F., Leone M. Sex and bacterial infectious diseases. New Microbes New Infect. 2018; 26 (1): s100-3. doi: 10.1016/j.nmni.2018.05.010.
8. Gubbels Bupp M.R., Jorgensen T.N. Androgen-Induced Immunosuppression. Front. Immunol. 2018; 9: 794. doi: 10.3389/ fimmu.2018.00794.
9. Klein S.L., Flanagan K.L. Sex differences in immune responses. Nat. Rev. Immunol. 2016; 16 (10): 626-38. doi: 10.1038/nri.2016.90.
10. Movet G.Z. Inflammation, immunity and hypersensitivity. Moscow: Meditsina, 1975. (in Russian)
11. Chernukh A.M. Inflammation: sketches of pathology and experimental therapy. Moscow: Meditsina, 1979. (in Russian)
12. Inflammation: a guide for physicians. In: V.V. Serov, V.S. Paukov (eds). Moscow: Meditsina, 1995. (in Russian)
13. Coimbra R., Hoyt D.B., Potenza B.M., Fortlage D., et al. Does sexual dimorphism influence outcome of traumatic brain injury patients? The answer is no! J. Trauma. 2003; 54 (4): 689-700.
14. Frink M., Pape H.C., van Griensven M., Krettek C., et al. Influence of sex and age on mods and cytokines after multiple injuries. Shock. 2007; 27 (2): 151-6.
15. Lopez-Mestanza C., Andaluz-Ojeda D., Gomez-Lopez J.R., Bermejo-Martin J.F. Clinical factors influencing mortality risk in hospital-acquired sepsis. J. Hosp. Infect. 2018; 98 (2): 194-201. doi: 10.1016/j.jhin.2017.08.022.
16. Marcolini E.G., Albrecht J.S., Sethuraman K.N., Napolitano L.M. Gender disparities in trauma care. Anesthesiol. Clin. 2018. doi: 10.1016/j.anclin.2018.09.007.
17. O'Brien Z., Cass A., Cole L., Finfer S., et al. Sex and mortality in septic severe acute kidney injury. J. Crit. Care. 2019; 49: 70-6. doi: 10.1016/j.jcrc.2018.10.017.
18. Vrachnis N., Zygouris D., Iliodromiti Z., Daniilidis A., et al. Probing the impact of sex steroids and menopause-related sex steroid deprivation on modulation of immune senescence. Maturitas. 2014; 78 (3): 174-8. doi: 10.1016/j.maturitas.2014.04.014.
19. Matter M.L., Shvetsov Y.B., Dugay C., Haiman C.A., et al. High mortality due to sepsis in Native Hawaiians and African Americans: The Multiethnic Cohort. PLoS One. 2017; 12 (5): e0178374. doi: 10.1371/journal.pone.0178374.
20. Goronzy J.J., Gustafson C.E., Weyand C.M. Immune deficiencies at the extremes of age. In: R.R. Rich, W.T. Shearer, A.J. Frew, T.A. Fleisher et al. (eds). Clinical Immunology. 5th ed. Elsevier, 2019: 535-43.e1. URL: https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-6896-6.00038-7.
21. Mohamed A.K.S., Mehta A.A., James P. Predictors of mortality of severe sepsis among adult patients in the medical Intensive Care Unit. Lung India. 2017; 34 (4): 330-5. doi: 10.4103/lungindia. lungindia_54_16.
22. Arwyn-Jones J., Brent A.J. Sepsis. Surgery (Oxford). 2019; 37 (1): 1-8. URL; https://doi.org/10.1016/j.mpsur.2018.11.007.
23. Voller S.M.B., Myers P.J. Neonatal sepsis. Clin. Pediatr. Emerg. Med. 2016; 17 (2): 129-33. URL: https://doi.org/10.1016/j. cpem.2016.03.006.
24. Wu J.H., Chen C.Y., Tsao P.N., Hsieh W.S., et al. Neonatal sepsis: a 6-year analysis in a neonatal care unit in Taiwan. Pediatr. Neonatol. 2009; 50 (3): 88-95. doi: 10.1016/S1875-9572(09)60042-5.
25. Shchegolev A.I., Mishnev O.D., Tumanova U.N., Shuvalova M.P. Neonatal sepsis as a cause of perinatal mortality in the Russian Federation. Mezhdunarodniy zhurnal prikladnikh i fundamental'nikh issledovaniy. 2016; 5: 589-94. (in Russian)
26. Shin Y.J., Ki M., Foxman B. Epidemiology of neonatal sepsis in South Korea. Pediatr. Int. 2009; 51 (2): 225-32. doi: 10.1111/j.1442-200X.2008.02685.x.
27. Spasojevic I., Obradovic B., Spasic S. Bench-to-bedside review: neonatal sepsis-redox processes in pathogenesis. Crit. Care. 2012; 16 (3): 221. doi: 10.1186/cc11183.
28. Heymann D.L. NPHIs as focal points for leadership in prevention and control of infectious diseases. J. Public Health Policy. 2008; 29 (3): 374-6. doi: 10.1057/jphp.2008.19.
29. Eshima N., Tokumaru O., Hara S., Bacal K., et al. Age-specific sex-related differences in infections: a statistical analysis of national surveillance data in Japan. PLoS One. 2012; 7 (7): e42261. doi: 10.1371/journal.pone.0042261.
30. Cheng C.C., Huang L.M., Kao C.L., Lee P.I., et al. Molecular and clinical characteristics of adenoviral infections in Taiwanese children in 2004-2005. Eur. J. Pediatr. 2008; 167 (6): 633-40. doi: 10.1007/s00431-007-0562-4.
31. Singer M. The new sepsis consensus definitions (Sepsis-3): the good, the not-so-bad, and the actually-quite-pretty. Intensive Care Med. 2016; 42 (12): 2027-9. doi: 10.1007/s00134-016-4600-4.
32. Mayr F.B., Yende S., Angus D.C. Epidemiology of severe sepsis. Virulence. 2014; 5 (1): 4-11. doi: 10.4161/viru.27372.
33. Rodriguez-Lucas C., Rodicio M.R., Costales I., Boga J.A., et al. Evaluation of Sepsis Flow Chip for identification of Gram-negative bacilli and detection of antimicrobial resistance genes directly from positive blood cultures. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2018; 91 (3): 205-9. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2018.02.004.
34. Opota O., Croxatto A., Prod G., Greub G. Blood culture-based diagnosis of bacteraemia: state of the art. Clin. Microbiol. Infect. 2015; 21: 313-22. doi: 10.1016/j.cmi.2015.01.003.
35. Koch M.A. Sex bias in sepsis. Cell Host Microbe. 2018; 24 (5): 613-5. doi: 10.1016/j.chom.2018.10.014.
36. Blomkalns A.L., Stoll L.L., Shaheen W., Romig-Martin S.A., et al. Low level bacterial endotoxin activates two distinct signaling pathways in human peripheral blood mononuclear cells. J. Inflamm. (Lond.). 2011; 8: 4. doi: 10.1186/1476-9255-8-4.
37. Lévêque M., Simonin-Le Jeune K., Jouneau S., Moulis S., et al. Soluble CD14 acts as a DAMP in human macrophages: origin and involvement in inflammatory cytokine/chemokine production. FASEB J. 2017; 31 (5): 1891-902. doi: 10.1096/fj.201600772R.
38. Palsson-McDermott E.M., O'Neill L.A. Signal transduction by the lipopolysaccharide receptor, Toll-like receptor-4. Immunology. 2004; 113 (2): 153-62. doi: 10.1111/j.1365-2567.2004.01976.x.
39. Mishnev O.D., Grinberg L.M., Zairat'yants O.V. Actual problems of the pathology of sepsis: 25 years in search of a consensus. Archiv patologii. 2016; 6: 3-8. doi: 10.17116/patol20167863-8. (in Russian)
40. Mishnev O.D., Tumanova U.N., Schegolev A.I. Pathology of the liver in sepsis. Mezhdunarodniy zhurnal prikladnykh i fundamental'nykh issledovaniy. 2017; 8: 267-71. (in Russian)
41. Calil I.L., Zarpelon A.C., Guerrero A.T., Alves-Filho J.C., et al. Lipopolysaccharide induces inflammatory hyperalgesia triggering a TLR4/MyD88-dependent cytokine cascade in the mice paw. PLoS One. 2014; 9 (3): e90013. doi: 10.1371/journal.pone.0090013.
42. Grégoire M., Tadié J.M., Uhel F., Gacouin A., et al. Frontline Science: HMGB1 induces neutrophil dysfunction in experimental sepsis and in patients who survive septic shock. J. Leukoc. Biol. 2017; 101 (6): 1281-7. doi: 10.1189/jlb.5HI0316-128RR.
43. Pisarev V.B., Bogomolova N.V., Novochadov V.V. Bacterial endotoxemia: a view of the pathologist. Volgograd: Izdatel'stvo Vol. GMU, 2008. (in Russian)
44. Kosyreva A.M., Simonova E.Y., Makarova O.V. Gender differences in pulmonary and immune response in acute experimental endotoxicosis. Byulleten' eksperimental'noi biologii i meditsiny. 2012; 153 (3): 318-21. URL: https://doi.org/10.1007/s10517-012-1710-z. (in Russian)
45. Kosyreva A.M., Diatroptov M.E. Morphological development of systemic inflammatory response syndrome in the liver and lung of Wistar rats in the different stages of estrous cycle. Immunologiya. 2013; 34 (2): 111-4. (in Russian)
46. Kosyreva A.M., Makarova O.V., Osmolovskaya E.Yu. Age and sex-related differences in thymic morphological and functional changes in Wistar rats with systemic inflammatory response syndrome. Klinicheskaya i experimental'naya morfologiya. 2016; 3: 30-7. (in Russian)
47. Lyalikov S.A., Makarchik A.V., Evets L.V., Orekhov S.D., et al. Functional state of the endocrine system in children from different regions of Belarus. Results of five-year observation. In the book: Environmental anthropology (Yearbook). 1996: 160-7. (in Russian)
48. Moriceau S., Roth T.L., Okotoghaide T., Sullivan R.M. Corticosterone controls the developmental emergence of fear and amygdala function to predator odors in infant rat pups. Int. J. Dev. Neurosci. 2004; 22 (5-6): 415-22. doi: 10.1016/j.ijdevneu.2004.05.011.
49. Pathological anatomy of the diseases of the fetus and child : a guide. In: T.E. Ivanovskaya, B.S. Gusman (eds). Moscow: Meditsina, 1981. (in Russian)
50. Kosyreva A.M. The sex differences of morphology and immunology of SIRS of newborn Wistar rats. Int. Scholarly Res. Notices. 2014; 2017: 190749. doi: 10.1155/2014/190749.
51. Konkle A.T., McCarthy M.M. Developmental time course of estradiol, testosterone, and dihydrotestosterone levels in discrete regions of male and female rat brain. Endocrinology. 2011; 152 (1): 223-35. doi: 10.1210/en.2010-0607.
52. Karpuzoglu E., Phillips R.A., Gogal R.M., Ansar Ahmed S. IFN-gamma-inducing transcription factor, T-bet is upregulated by estrogen in murine splenocytes: role of IL-27 but not IL-12. Mol. Immunol. 2007; 44: 1808-14. doi: 10.1016/j.molimm.2006.08.005.
53. Pernis A.B. Estrogen and CD4+ T cells. Curr. Opin. Rheumatol. 2007; 19 (5): 414-20. doi: 10.1097/B0R.0b013e328277ef2a.
54. Sullivan R.M., Holman P.J. Transitions in sensitive period attachment learning in infancy: the role of corticosterone. Neurosci. Biobehav. Rev. 2010; 34 (6): 835-44. doi: 10.1016/j. neubiorev.2009.11.010.
55. Wynn J.L., Wong H.R. Pathophysiology and treatment of septic shock in neonates. Clin. Perinatol. 2010; 37 (2): 439-79. doi: 10.1016/j.clp.2010.04.002.
56. Ahmed R., Oldstone M.B., Palese P. Protective immunity and susceptibility to infectious diseases: lessons from the 1918 influenza pandemic. Nat. Immunol. 2007; 8: 1188-93. doi: 10.1038/ni1530.
57. Carvalho P.R., Feldens L., Seitz E.E., Rocha T.S., et al. Prevalence of systemic inflammatory syndromes at a tertiary pediatric intensive care unit. J. Pediatr. (Rio J.). 2005; 81 (2): 143-8.
58. Pavare J., Grope I., Gardovska D. Prevalence of systemic inflammatory response syndrome (SIRS) in hospitalized children: a point prevalence study. BMC Pediatr. 2009; 9: 25. doi: 10.1186/14712431-9-25.
59. Zonneveld R., Martinelli R., Shapiro N.I., Kuijpers T.W., et al. Soluble adhesion molecules as markers for sepsis and the potential pathophysiological discrepancy in neonates, children and adults. Crit. Care. 2014; 18 (2): 204. doi: 10.1186/cc13733.
60. Gentile L.F., Nacionales D.C., Lopez M.C., Vanzant E., et al. Protective immunity and defects in the neonatal and elderly immune response to sepsis. J. Immunol. 2014; 192 (7): 3156-65. doi: 10.4049/ jimmunol.1301726.
61. Kosyreva A.M., Makarova O.V. The influence of surgical castration on the systemic inflammatory response induced by the administration of lipopolysaccharide to adult
Wistar rats. Molekulyarnaya meditsina. 2018; 16 (5): 22-9. doi: 10.29296/24999490-2018-05-04. (in Russian)
62. Arrieta M.C., Stiemsma L.T., Amenyogbe N., Brown E.M., et al. The intestinal microbiome in early life: health and disease. Front. Immunol. 2014; 5: 427. doi: 10.3389/fimmu.2014.00427.
63. Caballero-Flores G., Sakamoto K., Zeng M.Y., Wang Y., et al. Maternal immunization confers protection to the offspring against an attaching and effacing pathogen through delivery of IgG in breast milk. Cell Host Microbe. 2019; 25 (2): 313-23.e4. doi: 10.1016/j. chom.2018.12.015.
64. Gabehart K., Correll K.A., Loader J.E., White C.W., et al. The lung response to ozone is determined by age and is partially dependent on toll-like receptor 4. Respir. Res. 2015; 16: 117. doi: 10.1186/ s12931-015-0279-2.
65. Zheng G., Wu S.P., Hu Y., Smith D.E., et al. Corticosterone mediates stress-related increased intestinal permeability in a region-specific manner. Neurogastroenterol. Motil. 2013; 25 (2): e127-39. doi: 10.1111/nmo.12066.
66. Marshall J.C., Foster D., Vincent J.L., Cook D.J., et al. Diagnostic and prognostic implications of endotoxemia in critical illness: results of the MEDIC study. J. Infect. Dis. 2004; 190 (3): 52734. doi: 10.1086/422254.
67. Koch A., Meesters M.I., Scheller B., Boer C., et al. Systemic endotoxin activity correlates with clot formation: an observational study in patients with early systemic inflammation and sepsis. Crit. Care. 2013; 17 (5): R198. doi: 10.1186/cc12892.
68. Sharma A., Yang W.L., Matsuo S., Wang P. Differential alterations of tissue T-cell subsets after sepsis. Immunol. Lett. 2015; 168 (1): 41-50. doi: 10.1016/j.imlet.2015.09.005.
69. Brubaker A.L., Rendon J.L., Ramirez L., Choudhry M.A., et al. Reduced neutrophil chemotaxis and infiltration contributes to delayed resolution of cutaneous wound infection with advanced age. J. Immunol. 2013; 190 (4): 1746-57. doi: 10.4049/jimmunol.1201213.
70. Kruger P., Saffarzadeh M., Weber A.N., Rieber N., et al. Neutrophils: between host defense, immune modulation, and tissue injury. PLoS Pathog. 2015; 11 (3): e1004651. doi: 10.1371/journal. ppat.1004651.
71. Simonova E.Yu., Kosyreva A.M., Makarova O.V., Diatrop-tov M.E. Age-related changes of morphological and functional station ofthe immune system in Wistar rats. Klinicheskaya i experimental'naya morfologiya. 2014; 1 (9): 35-41. (in Russian)
