CC BY
29
ТЕОРЕТИЧЕ СКАЯ И ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013 УДК 618.14-007.44
А. И. Ищенко, Л. С. Александров, А. П. Никонов, О. Ю. Горбенко, Ю. В. Чушков ПАТОМОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ ТАЗОВОГО ПРОЛАПСА
Кафедра акушерства и гинекологии №1 лечебного факультета
Первого Московского государственного медицинского университета им. И. М. Сеченова
А. И. Ищенко, Л. С. Александров, А. П. Никонов, О. Ю. Горбенко, Ю. В. Чушков ЖАМБАС ПРОЛАПСЫНЫН ПАТОМОРФОЛОГИЯЛЫ; НЕГ1ЗДЕР1
Зерттеудщ максаты - гениталдык пролапспен пациенткалардаFы m. levator ani морфологиялык езгероерд^ сол сиякты кынаптыц кiлегей кабыFындаFы нерв талшыFы курамын аныктау. Жамбас органдары пролапсымен пациенткалардаFы касаFалык-тiк шекпк булшык еттерУц биопсия Yлгiлерiне гистологиялык жэне иммуногистохимиялык зерттеулер жYргiзiлген. Келденец-жолак булшык еттерi биопсиясыныц оц нэтижелерi Yлесi бакылау тобындаFы 100% жаFдайында 70,6% курады. Миозиннщ баяу жэне тез изоформалары бар, сол сиякты I жэне III типтегi коллаген катынастары бар гениталдык пролапспен пациенткалардаFы булшык ет талшыктарыныц пропорционалды катынастары езгеретiнi аныкталFан. ;ынаптыц кiлегей кабыFындаFы нерв талшыFы маркерлерiнiк курамын зерттеу кезЫде жамбас пролапсымен наукас эйелдерде оныц кынаптыц алдыкFы кiлегей ккабь^асында темендеуi аныкталFан, бул осы ауру патогенезЫде нейрогендi курам барын аЙFактайды. Клт сездер: гениталдык пролапс, миозина изоформалары
A. I. Ishenko, L S. Alexandrov, A. P. Nikonov, O. Yu. Gorbenko, Yu. V. Chushkov PATOMORPHOLOGICAL BASES OF PEL VIC PROLAPSE
The aim of this study was to identify the morphological changes of m. levator ani in patients with genital prolapse, as well as the content of the nervous tissue in the vaginal mucosa. It was carried out the histological and immunohistochemical studies of biopsy samples of pubic-rectal muscles in patients with pelvic organ prolapse. The proportion of positive biopsy results of striated muscle was 70,6%, and 100% in the control group. It was observed that in patients with genital prolapse it is varies the proportional ratio of muscle fibers containing both slow and fast myosin isoforms, and ratio of collagen of the I and III types. In studying the levels of markers of neural tissue in the vaginal mucosa it was noted the reduction in the anterior vaginal wall mucosa in patients with pelvic prolapse, which may indicate the presence of neurogenic component in the pathogenesis of this disease. Keywords: genital prolapse, myosin isoforms
Актуальность проблемы пролапса гениталий обусловлена распространенностью, ранней манифестацией и высокой частотой рецидивов. Эта патология достигает, по данным различных авторов. 2838,9% среди всех гинекологических заболеваний, нуждающихся в хирургической коррекции. Пик заболевания в 56,3% случаев приходится на возраст старше 50 лет. В последнее время отмечается тенденция к «омолаживанию» пролапса, преобладанию его тяжелых форм, вовлечению в процесс смежных органов с нарушением их функций. Женщины в возрасте до 45 лет составляют 30-37,5% больных с пролапсом гениталий, женщины до 30 лет - 10,1-12,3%. Тазовый пролапс может сопровождаться серьезными изменениями как статики внутренних половых и смежных органов, так и ряда важнейших функций, а при выраженном процессе является, в определенном смысле, увечьем, нарушающим нормальное течение жизни во многих аспектах: личностном, семейном, социальном, профессиональном [1, 6, 18, 21].
Патогенез тазового пролапса в настоящее время окончательно не изучен, но полиэтиологич-ность этого заболевания не вызывает сомнений. Очень высокий процент послеоперационных рецидивов (33,3-40%) требует поиска новых подходов к решению данной проблемы, основанных на более глубоком понимании патогенетических аспектов этого заболевания, что имеет огромное значение для формирования терапевтических, неврологических и хирургических методов лечения [3, 19].
Различают два типа волокон в скелетной мышце: «быстрые», содержащие тяжелые цепи миозина II типа (ТЦМ II), и «медленные», содержащие тяжелые цепи миозина I типа (ТЦМ I). В зависимости от функции мышцы в ней преобладают волокна быстрого или медленного типа. Пропорциональное соотношение типов волокон (тип !/тип II) определяет функциональный характер мышцы -быстрая или медленная. Если деятельность мышцы предполагает интенсивные, быстрые, но короткие по продолжительности движения, она содержит преимущественно волокна, содержащие ТЦМ II типа. Напротив, волокна мышц, которым для выполнения своей функции требуется длительное тоническое сокращение, содержат преимущественно ТЦМ I типа с аэробным типом метаболизма, которые имеют высокую окислительную способность и предназначены для длительных антигравитационных нагрузок. К таким мышцам относят, прежде всего, постуральную мускулатуру, обеспечивающую поддержание определенной позы. Функция мышц тазового дна также подразумевает длительное сокращение, выполняя опорную функцию для органов брюшной полости, обеспечивая процессы дефекации и мочеиспускания, кроме того, эти мышцы должны быть достаточно растяжимы, что имеет значение для родового акта.
Известно, что регуляция мышечного сокращения осуществляется посредством изменения внутриклеточной концентрации ионов кальция, в настоящее время большое внимание уделяется ис-
следованию мембранных рецепторов кальциевой помпы (SERCA-Sarco(endo)plasmic reticulum Ca2+-adenosine triphosphatase) как наиболее чувствительному маркеру функции мышечного сокращения [2]. Увеличение внутриклеточной концентрации ионов кальция вызывает активное мышечное сокращение, в то время как депонирование кальция в саркоплаз-матическом ретикулуме приводит к мышечному расслаблению. Таким образом, топогистохимическое выявление мембранных кальциевых насосов является надежным критерием функциональной активности скелетной мышцы. В мышечных волокнах, содержащих преимущественно ТЦМ I типа, преобладают рецепторы SERCA II (рианодиновые рецепторы/), в то время как в МВ, содержащих преимущественно ТЦМ II типа, преобладают рецепторы SERCA I (дигидропиридиновые рецепторы).
В работах J. Sumino et al., J. Chen et al. показано, что в m. levator ani преобладают волокна, содержащие ТЦМ I типа - 67,0-77,2% [18, 19, 68]. Среди волокон, содержащих ТЦМ II типа, преобладают волокна На типа (резистентные к быстрому утомлению) над волокнами IIb типа (скоростными, но быстро утомляющимися). Таким образом, m. levator ani приспособлена к сдерживанию мочеиспускания и дефекации посредством длительного сокращения.
В работе E. Hanzal et al. описано, что авторы обнаружили мышечные волокна лишь в 36,7% би-оптатов m. levator ani при стрессовом недержании мочи. У 53% пациентов из тех, у которых не было обнаружено мышечных волокон в операционных биоптатах (забор материала производили во время передней и задней перинеорафии), в течение последующих 40 мес. развился рецидив стрессового недержания мочи [12]. В работе L. Zhu et al., посвященной изучению морфологии m. levator ani при стрессовом недержании мочи и генитальном пролапсе, волокна поперечно-полосатых мышц были обнаружены в 26,7% биоптатов при стрессовом недержании мочи, в 15,8% образцов - при генитальном пролапсе и в 100% образцов контрольной группы [15]. Таким образом, гистологическая картина m. levator ani была важным прогностическим критерием исхода у пациентов со стрессовым недержанием мочи, подвергшимся хирургическому лечению. Патологические изменения, встречающиеся при дисфункции мышц тазового дна, в настоящее время изучены недостаточно. В частности, есть разногласия об их миопатическом или нейропатиче-ском происхождении. Гистопатологические признаки денервационного повреждения мышц, иннерви-руемых половым нервом, были описаны еще в исследованиях A. G. Parks et al. (1977); F. Beersick et al. (1979) [3, 22]. Прямое удлинение нерва при самопроизвольных родах может, по мнению S. J. Snooks et al., J. T. Benson, E. McCellan, привести к половой невропатии [4, 27].
Стоит отметить, что в доступной отечественной литературе не было найдено ни одной работы, освящяющей проблему патогенеза пролапса гениталий с изучаемых позиций, что связано, скорее все-
го, не с отсутствием интереса к проблеме, а с теми техническими и этическими сложностями, которые возникают при подобных исследованиях.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Биоптаты тканей для исследования были получены от 25 пациенток, поступивших на оперативное лечение в клинику акушерства и гинекологии ММА им. И. М. Сеченова. Были изучены образцы ткани m. levator ani от 19 пациенток. Основную группу составили 17 больных в возрасте от 47 до 69лет, показанием к оперативному лечению у которых была несостоятельность мышц тазового дна, сопровождающаяся генитальным пролапсом. Контрольную группу составили 2 пациентки в возрасте 43 и 41 года, оперированных по поводу распространенных форм эндометриоза. Биоптаты m. levator ani были получены при проведении плановых оперативных вмешательств, причем у всех пациенток контрольной и основной групп в качестве материала для исследования использовали участок лобково -прямокишечной мышцы. Согласие на проведение биопсии было получено у всех женщин.
Образцы размером 0,8x0,8 см немедленно разделяли на 4 равных части и после фиксации Tissue Freezing Medium® на маркированную картонную подложку замораживали в жидком азоте. Впоследствии образцы сохраняли в холодильнике при температуре -80С° до последующей обработки (13 мес.).
В качестве маркеров содержания нервной ткани в слизистой оболочке влагалища использовали определение синаптофизина и кальретинина иммуногистохимическим методом. Образцы слизистой оболочки передней и задней стенки влагалища были получены также интраоперационно от 18 пациенток. В основной группе, которую составили 12 пациенток с пролапсом гениталий, образцы тканей были взяты во время плановых оперативных вмешательств по поводу основного заболевания, в контрольной группе (6 больных) - при выполнении экстирпации матки по поводу миомы матки (согласие больных на проведение биопсии было получено). Полученные образцы размером 1,0х1,0 см фиксировались в растворе формалина.
Общая оценка состояния мышечной ткани. Для общей оценки состояния мышечной ткани срезы окрашивали гематоксилином и эозином. Замороженные срезы перед окрашиванием обезжиривали, помещая их на 20-30 мин в 96% спирт. Далее срезы переносили в дистиллированную воду. Затем срезы окрашивали гематоксилином Эрлиха в течение 2-5 мин. Срезы промывали в дистиллированной воде 3-5 мин, дифференцировали 1% раствором хлористоводородной кислоты в 70° спирте в течение 1-2 с. Затем быстро отмывали срезы в проточной водопроводной воде в течение 30 мин, промывали в дистиллированной воде. Окрашивали 1% водным раствором эозина в течение 0,5-1 мин, промывали в дистиллированной воде. Обезвоживали срезы в батарее спиртов возрастающей концентрации, осветляли в ксилоле. На окрашенных гематоксилином и эозином срезах оценивали коли-
чество клеток и соединительной ткани, признаки дистрофических и атрофических изменений.
Иммуногистохимическое выявление быстрой и медленной изоформ миозина (MHC II и I). В криостате при t° -20С° готовили поперечные срезы толщиной 10 ^м. Срезы монтировали на предметные стекла. После согревания срезов до комнатной температуры в течение часа их трижды промывали фосфатным буфером (PBS). Подготовленные срезы обрабатывали первичными антителами против MHC I и II в разведении 1:40 (Имтек, Россия) и инкубировали в течении часа при t 37C°. После этого срезы отмывали от первичных антител трижды в растворе фосфатного буфера и инкубировали с вторичными антителами, мечеными флуоресцентной меткой FITC (Имтек, Россия). Анализ срезов проводили на световом микроскопе фирмы Leica модель DC 300F. Измерения проводили с помощью системы компьютерного анализа изображения QUANTIMET-500 (Lera) с цветной цифровой видеокамерой Leica-300F. Разрешение видеокамеры составляло 720x512 пикселей с 8 бит/пиксель. Подсчитывали долю мышечных волокон, содержащих соответствующие изоформы миозина. Распределение волокон было выражено как отношение числа волокон, экспрессирующих MHC I или MHC II на срезе к общему числу волокон. В обработку включали не менее 100 волокон на каждом срезе.
Иммуногистохимическое выявление быстрой и медленной изоформ SERCA (I и II). В криостате при t -20°С готовили поперечные срезы толщиной 10 ^м. Срезы монтировали на предметные стекла. После согревания срезов до комнатной температуры в течение часа их трижды промывали фосфатным буфером (PBS). Подготовленные срезы обрабатывали первичными антителами против SERCA I и II в разведении 1:200 и 1:100 соответственно и инкубировали в течение часа при t 37C°. После этого срезы отмывали от первичных антител трижды в растворе фосфатного буфера и инкубировали с вторичными антителами мечеными перокси-дазной меткой. Анализ срезов проводили на световом микроскопе фирмы Leica модель DC 300F. Измерения проводили с помощью системы компьютерного анализа изображения QUANTIMET-500 (Lera) с цветной цифровой видеокамерой Leica-300F. Разрешение видеокамеры 720х512 пикселей с 8 бит/ пиксель. Подсчитывали долю мышечных волокон, содержащих соответствующие изоформы SERCA. Распределение волокон было выражено как отношение числа волокон, экспрессирующих SERCA I или SERCA II на срезе к общему числу волокон. В обработку включали не менее 100 волокон на каждом срезе.
Топогистохимическое выявление изоформ коллагена. Для выявления I и III изоформ коллагена использовали реакцию Picrosirius Red (PSR) с выявлением окраски фосфомолибденовой кислотой по P. C. Dolber, M. S. Splach. Окраска ткани PSR дает неспецифическую красную окраску в неполяризованном свете. В поляризованном свете (усиленное двойное лучепреломление) коллаген I
типа определяется цветом в спектре от оранжевого до светло-красного, а коллаген III типа - зеленым. Объем общего коллагена на поперечном срезе определялся как отношение доли площади изофор-мы коллагена I типа + доля площади изоформы коллагена III типа к площади поперечного сечения среза. Процентное соотношение изоформ коллагена определялось по следующему уравнению: I (III) тип коллагена % = [ППС I (III) типа / (ППС I+ ППС III)] х 100.
Иммуногистохимическое исследование с антителами к синаптофизину и кальретини-
ну. Полученные образцы размером 1,0х1,0 см. фиксировали в растворе 10% забуференного формалина в течение 24 ч, обезвоживали, заливали в парафин. Готовили срезы толщиною 4-5 мкм, депарафи-нировали и окрашивали по стандартной методике гематоксилином и эозином. Для оценки распределения и количества структур нервной ткани было проведено иммуногистохимическое исследование с антителами к синаптофизину (ready-to-use, «Novocastra», Великобритания) и кальретинину (разведение 1:1200, «DAKO», Дания). Демаскировку антигенов осуществляли в растворе Tris-EDTA, рН=9,0, в водяной бане при t 980 в течение 30 мин. Выявление специфического связывания проводилось с помощью высокочувствительной безбиотино-вой полимерной системы детекции с DAB («Biogenex», США). Срезы докрашивали гематоксилином. При реакции с АТ к кальретинину окрашивались цитоплазма и ядра нервных клеток, количество которых оценивалось путем подсчета в 10 полях зрения при большом увеличении. При реакции с АТ к синаптофизину окрашивались как нервные клетки, так и синаптические структуры, количество которых оценивали аналогичным способом.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Изучение патологических изменений в мышцах тазового дна представляет известные технические и методологические сложности, связанные, в первую очередь, с получением качественного биоп-сийного материала. Так, по данным L. Zhu et al., доля положительных результатов биопсии поперечно-полосатых мышц у больных с недержанием мочи при напряжении составила 26,7%, а у больных с пролапсом тазового дна - всего 15,8%, при 100% в контрольной группе [15]. E. Hanzal et al. при обработке образцов биопсии лобково-копчиковой мышцы, полученной в ходе кольпорафии, обнаружили поперечно-полосатую мышечную ткань у 11 больных из 30 (36,6%).[12]. По мнению A. Safik et al., у пациентов с тазовой дисфункцией возникает дистрофия мышц, поднимающих задний проход [26]. Эта дистрофия может приводить к уменьшению плотности поперечно-полосатых мышечных волокон и, как следствие, к необнаружению поперечнополосатой мышечной ткани в биоптатах мышц лева-торов.
Еще большие сложности возникают при получении биопсийных образцов мышцы, поднимающей задний проход, для контрольного сравнения. С данной целью некоторые авторы предлагают ис-
пользовать аутопсийный материал, взятый у трупов женского пола [16]. J. Chen et al., L. Zhu et al. осуществляли забор контрольных образцов при проведении проктологических онкологических операций у женщин без признаков тазового пролапса [8, 15]. Видимо, технические данные и деонтологические причины объясняют попытку использования при изучении морфологии тазового дна лабораторных мышей, собак, овец, а также подопытных приматов [9, 14, 23].
Скелетные мышечные волокна были обнаружены у 12 пациенток (в 70,6% биоптатов) основной группы и в 100% - в контрольной. В биоптатах основной группы волокна в большинстве проб были округлой формы, отмечалась инфильтрация ткани одноядерными клетками, участки жировой дистрофии и некроза мышечных волокон (признаками которой считали фрагментацию волокон, их инфильтрацию и наличие адипоцитов и внутриволоконных полостей, заполненных жиром), что некоторые авторы предлагают считать признаками денервации. (рис. 1, 2). В неизмененной мышце (контрольная группа) мышечные волокна, как правило, оказывались сгруппированными, характеризовались неправильной полигональной формой, приблизительно равного размера. Лейкоцитарная инфильтрация как самих волокон, так и окружающей соединительной ткани, была выражена незначительно (рис. 3).
В основной группе почти в половине случаев мышечная ткань была представлена разгруппированными волокнами. В 2 случаях — волокнами, содержащими преимущественно ТЦМ I типа (до 98%) (рис. 4 а, б). В пробах с преобладанием сгруппированных волокон также чаще выявлялись мышечные волокна, содержащие ТЦМ I типа (55,7-94,3%). В пробах, которые использовали в качестве контроля, незначительно преобладали мышечные волокна, содержащие ТЦМ I типа (рис. 5). Проанализированы данные о соотношении мышечных волокон в m. levator ani, экспрессирующих ТЦМ различного типа (табл. 1).
Площадь поперечного сечения мышечных волокон колебалась в широких пределах: 0,6-3,8 мкм2. В одном и том же образце можно было встретить волокна различного размера (рис. 4). В то же
* в сумме волокон, экспрессирующих ТЦМ обоих типов, более 100%, поскольку часть волокон экспрессирует ТЦМ как I, так и II типов
время в контрольной группе площадь поперечного сечения мышечных волокон была больше и составляла в среднем 3,4-5,2 мкм2.
Согласно последним литературным данным, доля волокон I типа в мышечной ткани неизмененной m. levator ani составляет 54,9-70,3%, а II типа -29,7-45,1% [15, 16]. Некоторые исследователи отмечают гистоморфологическую разнородность структуры различных сегментов мышцы, поднимающей задний проход: содержание волокон I типа в лобково-прямокишечной мышце составляло 7582%, тогда как в других сегментах -68-69% [3]. В работе, проведенной S. A. Gilpin et al., доля волокон I типа варьировала в зависимости от области забора мышечного биоптата. Передняя часть лобково-копчиковой мышцы содержала 61-67% волокон I типа, в то время как ее задняя часть содержала 76-90% волокон I типа [11].
Пропорциональное соотношение тип I/тип II в группах больных с тазовым пролапсом было выше, чем в контрольной группе [рис. 2, 3]. Эти данные подтверждают результаты, полученные Lan Zhu et al. [15], по мнению которых, различия в пропорциональном соотношении различных типов волокон мышцы, поднимающей задний проход, (вследствие замещения одного типа волокон другим), а также нарушение их группировки по типам могут служить проявлением частичной денервации, сопровождаемой реиннервацией (группинг мышечных волокон). Chen J. еt al. так же было выявлено изменение пропорциональной доли мышечных волокон в группе больных с тазовым пролапсом [9]. Доля волокон I типа у этих пациенток имела тенденцию к увеличению до 97,2%, с относительным снижением числа волокон II типа, что, по мнению авторов, может способствовать снижению реактивности мышечного сокращения и, возможно, является проявлением нейромышечной дегенерации.
При иммунотопогистохимическом анализе экспрессии рецепторов кальциевой помпы SERCA I и II типов в мышечных волокнах получены неоднозначные результаты. В основной группе 34-74% волокон экспрессировали SERCA I, 36-46% - SERCA II, до 49% волокон экспрессировали оба изоти-па. В контрольной группе пропорциональное отношение мышечных волокон, экспрессирующих SERCA I и II, соответствовало соотношению ТЦМ I и II. Однако можно предположить, что наблюдаемый феномен изменения экспрессии рецепторов кальциевых каналов SERCA I и II является следствием изменения композиции изоформ ТЦМ I и II. Поскольку в доступной литературе не обнаружено данных об исследовании экспрессии SERCA в волокнах m. levator ani, считаем необходимым продолжать исследования для адекватной интерпретации результатов.
В большинстве биоптатов основной группы обнаружено значительное увеличение содержания доли общего коллагена (по сравнению с другими мышцами), что может быть связано с зоной биопсии вблизи сухожилия. В большинстве случаев незначительно преобладала изоформа коллагена I типа
Таблица 1.
Соотношение мышечных волокон в m. levator ani, экспрессирующих ТЦМ различного типа
Исследуемые группы ТЦМ I типа (%) ТЦМ II типа (%)
Контрольная группа 55,5±1,0 47,5±0,8*
Основная группа 80,2±14,2 24,9±13,2
Таблица 2.
Содержание АТ по отношению к кальретинину и синаптофизину в слизистой оболочке влагалища
Группа n АТ к синаптофизину (кл. в 10 п.зр.) АТ к кальретинину (кл. в 10 п.зр.)
Передняя стенка Задняя стенка Передняя стенка Задняя стенка
Основная группа 12 295,5±15,9 367,1±20,1 68,8±7,9 66,6±10,4
Контрольная группа 6 500,6±26,7 402,8±18,6 66,6±5,3 71,1±7,4
(51,2-56,5%), а в случаях ярко выраженной клинической картины заболевания наблюдалось значительное преобладание изоформы коллагена I на фоне выраженного фиброза (до 69,6%). Преобладание коллагена I типа, вероятно, служит компенсаторным механизмом, который на фоне дефицита активных сократительных элементов, позволяет мышцам тазового дна выполнять опорную для органов брюшной полости функцию. Однако при этом, вероятно, уменьшается эластичность тазовых структур. В 3 случаях (30%) регистрировалось преобладание изоформы коллагена III типа (53,9-63,1%). В этих же пробах чаще выявлялись мышечные волокна, содержащие ТЦМ I типа. Однако объяснить этот феномен в рамках проведенного ислледования не удалось. Возможно, на участках «вымывания» МВ наблюдается увеличение коллагена III типа, обладающего большей податливостью по сравнению с коллагеном I типа, что не характерно для фиброзных изменений ткани, и может косвенно объяснить снижение пассивной жесткости тканей (рис. 6, 7).
В настоящее время широко распространено мнение о важности нейрогенных поражений для развития недостаточности сфинктера и пролапса тазовых органов [5, 7]. Для определения состояния эфферентной иннервации тазового дна S. Yoshida et al. использовали нейроанатомическое и иммуноги-стохимическое определение концентрации нервных волокон в слизистой оболочке влагалища. [l0]. На взгляд авторов, подобная методика позволяет косвенно оценить состояние прямых эфферентных ветвей, идущих к поднимающей анус мышце, на предмет повреждений нейрогенного характера.
В качестве нейрофизиологических маркеров нейрогенного повреждения структур тазового дна использовали определение в слизистой оболочке передней и задней стенок влагалища антител к кальретинину и синаптофизину. Кальретинин - протеин, который выделяется главным образом в тканях центральной и перифирической нервной системы и сенсорных проводящих путей, также предполагается, что вследствие своих буферных свойств кальретинин может играть важную роль в поддержании жизнедеятельности нервных клеток при нарушении баланса кальция. Синаптофизин - гли-копротеин, является основным интегральным белком синаптических пузырьков. Большие концентрации данного белка определяются в пресинаптиче-ских областях нейронов (ЦНС, радужки, нейромы-шечных сочленений). Синаптофизин является чув-
ствительным количественным молекулярным маркером синаптической плотности.
При гистологическом исследовании в основной и контрольной группах в слизистой оболочке передней и задней стенок влагалища определялись явления акантоза, паракератоза, атрофические изменения, гиперплазия базальных клеток. В собственной пластинке слизистой определялась очаговая лимфоидная инфильтрация с примесью плазматических клеток и макрофагов, полнокровие сосудов. Необходимо отметить, что данные изменения чаще встречались и были более выражены в образцах основной группы. Кроме этого, в 3 биоптатах основной группы подобные изменения были более выражены в слизистой оболочке передней стенки влагалища. Проанализированы полученные данные определения АТ к кальретинину и синаптофизину в слизистой оболочке влагалища (табл. 2).
Содержание кальретинина в передней и задней стенке влагалища в контрольной и основной группах было приблизительно равным. В то же время, при сравнении содержания синаптофизина в передней и задней стенках влагалища у больных контрольной и основной групп видно, что в контрольной группе оно было достоверно снижено (р<0,05) (рис. 8, 9). В биоптатах, полученных с задней стенки влагалища, содержание синаптофизина в обеих группах практически не отличалось.
Исходя из результатов исследования, можно предположить, что у больных с тазовым пролапсом в первую очередь в процесс денервации вовлекаются структуры, иннервируемые пудендальным нервом (передняя стенка влагалища, лобково-прямокишечная мышца), а структуры, получающие иннервацию из S2-S4, страдают в меньшей степени. Это предположение находит подтверждение в работе М. Heit et al. [13]. По мнению авторов, эфферентная импульсация от 2-4 корешков крестцового нерва значительно не нарушается у пациентов с клиническими симптомами тазового пролапса, относимыми, как правило, к повреждению пудендального нерва. Используя как нейроанатомические препарирование, так и нейрофизиологические тесты, K-R. Juenemann et al. подтвердили результаты исследований J. P. Percy и соавт., которые утверждали, что мышцы, поднимающие задний проход (лобково-копчиковая и подвздошно-копчиковая) иннервируют-ся прямыми эфферентными волокнами 2-4 корешков крестцового нерва, подходящими к их тазовой поверхности, перед образованием пудендального нервного
g/, * • тшшж ■
Рис. 1. Гистологический препарат измененной m. levator ani. Окр.: гематоксилином и эозином. Ув.: х400. 1 - мышечное волокно; 2 - полость, заполненная жиром; 3 - соединительная ткань
Рис. 3. Гистологический препарат неизмененной m. levator ani. Окр.: гематоксилином и эозином. Ув.: х400. В поле зрения сгруппированные мышечные волокна, полигональной неправильной формы. Между группами волокон тонкие участки соединительной ткани, лейкоцитарная инфильтрация не выражена
2 - j
Ж А.
ш
> А-,11
Пг^-ЛЛм!
ъЖЛ #
» « >
Рис. 2. Гистологический препарат измененной m. levator ani. Окр.: гематоксилином и эозином. Ув.: х400. 1 - не сгруппированные разнокалиберные мышечные
волокна; 2 - полости, заполненные жиром. Отмечается очаговая лейкоцитарная инфильтрация
Рис. 5. Гистологический препарат неизмененной m. levator ani. Иммуногистохимическое выявление .медленной изофор-мы миозина (ТЦМ I типа). 1 - волокна, экспрессирующие ТЦМ I типа; 2 - волокна, экспрессирующие ТЦМ II. В поле зрения сгруппированные мышечные волокна, полигональной неправильной формы. Между группами волокон тонкие участки соединительной ткани
Рис. 4. Гистологический препарат измененной m. levator ani. а - иммуногистохимическое выявление медленной изоформы миозина (ТЦМ I типа). 1 - волокна, экспрессирующие ТЦМ I типа; б - иммуногистохимическое выявление быстрой изоформы миозина (ТЦМ II типа). 1 - волокна, экспрессирующие ТЦМ II типа
а
б
Рис. 6. Гистологический препарат неизмененной m. levator ani. Окр.: пикросириус красный (Direct Red) по Miller. Ув.: х400 в поляризованном свете. В поле зрения поперечные и продольные мышечные волокна (1), окруженные экстрацеллюлярным матриксом, состоящим из I и III изоформ коллагена. Коллаген I типа окрашен в цвета от красного к оранжевому (2), коллаген III типа - зеленым (3)
Рис 8. Контрольная группа. Гистологический препарат слизистой оболочки передней стенки влагалища. Окр.: синоптофизином. Ув.: х400. Обилие синапсов вокруг сосудов в толще гладкомышечных волокон. 1 - нейроны окрашены коричневым цветом
ствола [17, 24]. В свою очередь, лобково-прямокишечную мышцу со стороны промежности обходным путем иннервирует пудендальный нерв [25, 29]. Он заключен в соединительно-тканный туннель (пудендальный канал Alcock's Canal). Подобное расположение может обусловить повышенную восприимчивость пудендального нерва к повреждениям в результате растяжения во время родов. K-C. Lien, M. Morgan, J.O.L. Delancey et al. использовали трехмерную компьютерную модель для оценки растяжения участков пудендального нерва во втором периоде самопроизвольных родов [20]. Результаты исследования показали, что напряжение пудендального
Рис. 7. Гистологический препарат патологически измененной m. levator ani. Окр.: пикросириус красный (Direct Red) по Miller. Ув.: х400 в поляризованном свете. В поле зрения редуцированные мышечные волокна (1), окруженные гипертрофированным экстрацеллюлярным матриксом, состоящим из I и III изоформ коллагена, с преобладанием коллагена I типа. Наблюдается фиброз и деградация мышечной ткани. Коллаген I типа окрашен в цвета от красного к оранжевому (2), коллаген III типа - зеленым (3)
Рис. 9. Основная группа. Гистологический препарат слизистой оболочки передней стенки влагалища.
Окр.: синаптофизином. Ув.: х400.
Снижение количества синоптических структур.
1 - нейроны окрашены коричневым цветом
нерва, иннервирующего задние половые губы и уретральный сфинктер, достигает величин 15 и 33% соответственно. Чем более проксимальна фокальная точка нерва, тем сильнее нервное напряжение. Таким образом, тазовые сегменты мышцы, поднимающей задний проход, не вовлекаются в процесс денервации, в ходе которого поражается преимущественно область промежности.
Таким образом, природа и патофизиологические механизмы миотических и нейропатических изменений мышц тазового дна остаются не до конца выясненными. Гистоморфологическое изучение мышечного компонента тазового дна как в норме, так и при нали-
чии симптомов его дисфункции, играет важную роль для совершенствования прежних и разработки новых терапевтических, неврологических и хирургических методов лечения.
ЛИТЕРАТУРА
1. Айламазян Э. К. Алгоритмы диагностики и хирургического лечения больных с недержанием мочи / Э. К. Айламазян, В. Ф. Беженарь, Г. А. Савицкий // Акушерство и гинекология. - 2007. - №1. - С. 34-39.
2. Auber M. Calcium ATPase and respiratory muscle function /M. Auber, N. Viires //Eur. Respir. J. - 1998. - V. 11. - P. 758-766.
3. Beersick F. Pathogenesis of ano-rectal incontinence: A hystometric study of the anal sphincter musculature /F. Beersick, A. G. Parks, M. J. Swash //Neurol. Sci. -1979. - V. 42. - P. 111-127.
4. Benson J. T. The effect of vaginal dissection on the pulehdal nerve /J. T. Benson, E. McClellan //Obstet. Gynecol. - 1993. - V. 82. - P. 387-389.
5. Bump R. C. The standarclization of Terminology of femali pelvic organ prolapse and pelvic floor dysfunction / R. C. Bump, A. Mattiasson, K. Bo et al. //Am. J. Obstet. Gynecol. - 1996. - V. 75. - P. 10-17.
6. Chaliba C. Uretral sphincter incovpetence /C. Chali-ba, S. L. Stauton. - London, 2002. - P. 201-217.
7. Chen J. Study of morphological cliauges en levator ani muscle of patients with stress urinary incovpetence or pelvic organ prolapse /J. Chen, J. H. Lang, Jhul // Jhonghue Fu Chanke Ja Jhi. - 2004. - V. 39 (8). - P. 519521.
8. Chen X. Histochemical and contractile properties of striated muscules of urethra and levator ani of dogs and sheep /X. Chen, K. E. Crced //Neurourol. Upodin. - 2004. - V. 23 (7). - P. 702-708.
10. Yoshida S. A clinicoanatomical study of the novel nerve fibers linked to stress urinary incontinence: the first morphological description of a nerve descending properly along the anterior vaginal wall /S. Yoshida, M. Koyama, T. Kimura //Clin. Anat. - 2007. - V. 20 (3). - P. 300-306.
11. Gilpin S. A.l The pathogenesis of genitourinary prolapse and stress en continence of urine: A histological and histochemical study /S. A. Gilpin, J. A. Gosling, A. R. Smith //Br. Obstet. Gynecol. - 1989. - V. 96. - P. 15-23.
12. Hanzal E. Levator ani Muscle Morpholody and recurrent Genuine Stress Incontinence /E. Hanzal, E. Berger, H. Koclbl //Obstet. Gynecol. - 1993. - V. 81. - Р. 426 -429.
13. Heit M. Levator ani Muscle in women With Genitourinary Prolapse: Indirect Assessment by Muscle Histo-pathology //M. Heit, T. Benson, B. Russell //Neurourology and Urodinamycs. - 1996. - V. 15. - P. 17-29.
14. Jion R. The pathophysiology of pelvic floor disorders: evidence from a histomorphlogic study of the perineum and a mouse model of rectal prolapsed /R. Jion, V. Delmas, P. Carmeliet //J. Anat. - 2001. - V. 199. - P. 599 -607.
15. Zhu L. Morphologic study levator ani muscle in patients with pelvic organ prolapse and stress urinary incontinence /L. Zhu, H. Lang, J Chen //Jnt. Urogynecol. J. - 2005. - V. 16. - P. 401-404.
16. Jundt K. Is the Histomorphlogic Concept of the Female Pelvic Floor and its Changes due to Age and Vaginal Delivery Correct? /K. Jundt, M. Kiening, P. Fisher // Neurourology and Urodinamics. - 2005. - V. 24. - P. 4450.
17. Juenemann K-P. Clinical significance oa sacral and pudendal nerve anatomy // K-P. Juenemann, T. F. Lue, R. A. Shmidt et al. //J. Urol. - 1988. - V. 139. - P. 74-80.
18. Kearney R. Levator ani musle anatomy eva luated by origin - en sertion pairs /R. Kearney, R. Sawhney, J.O. L. Delancey //Obstet. Gynecol. - 2004. - V. 104. - P. 168173.
19. Kortage J. A. Miosion heavychein isoform composition of human single jam-muscle fibers //J. A. Kortage, T. M. Van-Eijden //J. Dent. Res. - 2003. - V. 82 (6). - P. 481-485.
20. Lien K-C. Pudendal nerve stretch during vaginal birth : a 3-D computer simulation /K-C. Lien, M. Morgan, J.O.L. Delancey et al. //Am. J. Obstet. Gynecol. - 2005. -V. 192. - P. 1669-1676.
21. Martins J. A. Finite element studies of the deformation of the pelvic floor /J. A. Martins, M. P. Pato, E. B. Pires //Ann. N. J. Acad. Sci. - 2007. - V. 1101. - P. 316334.
22. Parks A. G. Sphincter genervation an anorectal en continence and rectal prolapsed /A. G. Parks, M. Swash // Urich H. Gut. - 1977. - V. 18. - P. 656-665.
23. Peroulaktis M. E. Perineal muscle and motoneirons are sexually monomorphic in the naked mole - rat (Heterocepholus glaber) /M. E. Peroulaktis, D. Goldman, N.G. Forger //J. Neurobiol. - 2002. - V. 51 (1). - P. 3342.
24. Percy J. P. Electrophysiological study of motor nerve supply of pelvic floor /J. P. Percy, M. E. Neill, M. Swash //Laucet. - 1980. - V. 1. - P. 16-17.
25. Sato K. A Morphological analysis of the nerve damage at genuine stress incontinence in women //Br. Obstet. Gynecol. - 1989. - V. 96. - P. 29-32.
26. Shafik A. Histomorphlogic structure of the levator ani muscle and its functional significance /A. Shafik, S. Asaad //A. Jnt. Urogynaecol. J. Pelvic. Floor. Dysfunct. -2002. - V. 13. - P. 116- 124.
27. Snooks S. J. Perineal nerve damage in genuine stress incontinence: An electrophysiological study /S. J. Snooks, D. F. Badenoch, M. Swash //Br. J. Urol. - 1985; 57: 422-426.
28. Sumino J. Striated muscle fiber compositions of human male urethral rhabdosphincter and levator ani /J. Sumino, F. Sato, T. Kumamoto et al. //J. Urol. - 2006. -V. 175 (4). - P. 1417-1421.
Поступила 11.06.2013 г.
