CC BY
7
ОЦЕНКА МЕТОДОВ ИНАКТИВИРОВАНИЯ ВИРУСА ЛЕЙКОЗА ПТИЦ ПРИ ПРОИЗВОДСТВЕ ГРИППОЗНЫХ ВАКЦИН
Н. Н. Савина1, А. А. Екимов1 М. А. Шуклина2, В. П. Трухин1, А. Э. Евтушенко1, Е. Н. Жиренкина1, Л. А. Степанова2
1 Санкт-Петербургский научно-исследовательский институт вакцин и сывороток и предприятие по производству бактерийных препаратов Федерального медико-биологического агентства, Санкт-Петербург, Россия
2 Научно-исследовательский институт гриппа имени А. А. Смородинцева Минздрава России, Санкт-Петербург, Россия
При производстве инактивированных гриппозных вакцин на стадии инактивации должен быть инактивирован как вирус гриппа, так и возможные вирусные контаминанты, которые могут попасть в вакцину из сырья (куриных эмбрионов). Одним из возможных контаминантов является вирус лейкоза птиц. Инактиваторы должны обеспечивать гарантированное снижение вирусной нагрузки контаминанта не менее чем на 4 lg/мл, что обеспечит его отсутствие в готовой вакцине. Целью работы было осуществить наработку вируса лейкоза для достижения минимального титра 5 lg/мл, оценить снижение титра вируса лейкоза птиц в полупродуктах гриппозных вакцин при воздействии инактиваторов. В исследовании использовали штаммы вируса лейкоза RAV-1 и RAV-2 и полупродукты гриппозных вакцин, такие как вируссодержащая аллантоисная жидкость и вирусные концентраты. Титры вируса лейкоза птиц определяли методом иммуноферментного анализа. Были подобраны условия наработки вируса лейкоза птиц штаммов RAV-1 и RAV-2 в первичной культуре фибробластов эмбрионов кур (ФЭК); рассмотрены основные используемые инактиваторы — p-пропиолактон и УФ-излучение. Выявлено, что спустя 12 ч инактивации p-пропиолактоном вирус лейкоза птиц штамма RAV-1 показал снижение вирусной нагрузки на 4,61 ± 0,46 lg, а вирус лейкоза птиц штамма RAV-2 — на 4,33 ± 0,33 lg, что указывает на эффективное действие p-пропиолактона при инактивации. Проведение инактивации УФ-излучением позволяет снизить вирусную нагрузку штамма RAV-1 на 4,22 ± 0,31 lg, а штамма RAV-2 на 4,44 ± 0,48 lg за 5 мин.
Ключевые слова: гриппозные вакцины, инактивация, вирус лейкоза птиц, RAV-1, RAV-2, пропиолактон, УФ-излучение
Вклад авторов: все авторы внесли равнозначный вклад в разработку методики исследования, получение, анализ и интерпретацию данных, в написание и редактирование статьи.
Соблюдение этических стандартов: исследование проведено с соблюдением этических принципов Хельсинкской декларации Всемирной медицинской ассоциации 1964 г. и последующих ее пересмотров.
[>3 Для корреспонденции: Алексей Александрович Екимов
ул. Свободы, д. 52, Красное Село, г Санкт-Петербург, 198320, Россия; a.a.ekimov@niivs.ru
Статья получена: 31.10.2022 Статья принята к печати: 19.11.2022 Опубликована онлайн: 29.12.2022
DOI: 10.47183/mes.2022.047
EVALUATION OF METHODS OF AVIAN LEUCOSIS VIRUS INACTIVATION IN PRODUCTION OF INFLUENZA VACCINES
Savina NN1, Ekimov AA1 Shuklina MA2, Trukhin VP1, Evtushenko AE1, Zhirenkina EN1, Stepanova LA2
1 St. Petersburg Research Institute of Vaccines and Serums and Bacterial Preparations Production Company of the FMBA of Russia, St. Petersburg, Russia
2 Smorodintsev Research Institute of Influenza, St. Petersburg, Russia
The process of production of inactivated influenza vaccines involves a stage of inactivation of both the influenza virus and the possible viral contaminants that can come from the raw materials (chicken embryos). One of such contaminants is the avian leucosis virus. The minimum viral contaminant load reduction that the inactivating agents should guarantee is by 4 lg/ml; this or higher level of the deactivating ability ensures the finished vaccine is free from viral contaminants. The purpose of this work was to cultivate the leucosis virus to the titer of 5 lg/ml (minimum) and to measure the reduction of the avianleucosis virus titer in influenza vaccine intermediates upon exposure to the inactivating agents. The RAV-1 and RAV-2 leucosis virus strains and influenza vaccine intermediates such as virus-containing allantoic fluid and virus concentrates were used in the study. Avian leucosis virus titers were determined by enzyme immunoassay. We created conditions for cultivation of the RAV-1 and RAV-2 avian leucosis virus strains in the primary culture of chicken embryo fibroblasts (CEF); the inactivating agents considered were the most commonly used р-propiolactone and UV radiation. It was found that after 12 hours of exposure to р-propiolactone, the RAV-1 avian leucosis virus load decreased by 4.61 ± 0.46 lg, and that of RAV-2 strain — by 4.33 ± 0.33 lg, which indicates that р-propiolactone is an effective inactivating agent. Five minutes of exposure to UV radiation reduces the RAV-1 strain viral load by 4.22 ± 0.31 lg and RAV-2 strain viral load by 4.44 ± 0.48 lg.
Keywords: influenza vaccines, inactivation, avian leucosis virus, RAV-1, RAV-2, propiolactone, UV radiation
Author contribution: all authors contributed equally to the research methodology design, data collection, analysis and interpretation, article authoring and editing.
Compliance with the ethical standards: the study was conducted in accordance with the ethical principles of the Declaration of Helsinki of 1964 and its subsequent revisions.
gg Correspondence should be addressed: Alexey Alexandrovich Ekimov
Svobody, 52, Krasnoe Selo, St. Petersburg, 198320, Russia; aaekimov@niivs.ru
Received: 31.10.2022 Accepted: 19.11.2022 Published online: 29.12.2022
DOI: 10.47183/mes.2022.047
При производстве инактивированных гриппозных вакцин необходимо обеспечивать полную инактивацию вируса гриппа для достижения безопасности готового препарата. Указанное положение рекомендовано как Всемирной организацией здравоохранения, так и Европейским медицинским агентством [1, 2], и требуется при производстве вакцин международного качества.
В свою очередь куриные эмбрионы, используемые в процессе производства гриппозных вакцин, потенциально могут быть заражены зоонозными инфекциями, такими как вирус лейкоза птиц, аденовирус птиц, микоплазма. Согласно указанным выше рекомендациям, разработанный технологический процесс должен обеспечивать инактивацию и перечисленных контаминантов.
Известны различные способы инактивации вирусов при производстве вакцин, в том числе при помощи УФ-излучения, воздействия формальдегида или ß-пропиолактона [3]. Указанные методы обладают различной эффективностью в отношении вирусов.
Ранее было рассмотрено влияние инактивирующих агентов на аденовирус птиц штаммов CELO и Fontes [4], показана эффективность ß-пропиолактона и УФ-излучения при инактивации в отношении указанных штаммов. Выявлено, что спустя 10 ч инактивации ß-пропиолактоном аденовирус штамма CELO показал снижение вирусной нагрузки на 4,12 ± 0,06 lg (БОЕ)/мл, а аденовирус штамма Fontes — на 4,20 ± 0,19 lg (БОЕ)/мл, что указывает на эффективное действие ß-пропиолактона при инактивации. Проведение инактивации УФ-излучением позволяет снизить вирусную нагрузку штамма CELO на 4,69 ± 0,89 lg (БОЕ)/мл, а штамма Fontes на 4,44 ± 1,06 lg (БОЕ)/мл за 5 мин. Отмечено, что добавление детергента на стадии расщепления также снижает вирусную нагрузку на 0,93 ± 0,15 lg (БОЕ)/мл и 1,04 ± 0,12 lg (БОЕ)/мл для штаммов CELO и Fontes соответственно при использовании н-октил^-й-глюкопиранозида и на 1,18 ± 0,17 lg (БОЕ)/мл и 1,12 ± 0,38 lg (БОЕ)/мл — при использовании тетрадецилтриметиламмоний бромида.
В связи с этим возникла необходимость подробного изучения влияния указанных выше агентов на еще один возможный контаминант — вирус лейкоза птиц. Известно, что вирус лейкоза птиц относится к РНК-содержащим онкорнавирусам семейства Retravirídae, которые вызывают лейкоз и саркомы у птиц и включают шесть антигенных подгрупп А, В, С, D, Е, J. Вирусы этой группы обнаруживают в опухолевой ткани, крови, в паренхиматозных органах, а также в яйцах кур. Согласно проведенному ранее исследованию, на територии Российской Федерации в 90% исследованных птицеводческих хозяйств были выявлены антитела к вирусу лейкоза птиц [5]. Таким образом, существует серьезный риск контаминирования яйца для вакцинного производства вирусом лейкоза птиц. Следует также отметить, что в Российской Федерации возникает острая необходимость регламентирования отсутствия вируса лейкоза птиц в яйце курином инкубационном для вакцинного производства.
В литературе описаны методы инактивации при помощи УФ-излучения, однако изучение инактивации проведено только на штамме RAV-1 [6]. Еще одним возможным инактиватором является формальдегид, но формальдегид может оказывать влияние на стабильность готовой гриппозной вакцины и на ее иммуногенность в связи с высокой реакционной способностью формальдегида и возможностью химической модификации гемагглютинина вируса гриппа с затрагиванием антигенных детерминант [7, 8]. В свою очередь другой химический инактиватор — ß-пропиолактон не приводит к указанным недостаткам, эффективно инактивирует вирус гриппа, а также гидролизуется до 3-гидроксипропионовой кислоты, которая является промежуточным метаболитом липидного обмена человека [9], что влияет и на безопасность вакцины.
Целью настоящего исследования было выбрать оптимальный агент для инактивирования контаминанта гриппозных вакцин — вируса лейкоза птиц, в частности наиболее распространенных групп RAV-1 (подгруппа А) и RAV-2 (подгруппа B) и минимальную длительность стадии инактивации для гарантированного снижения вирусной нагрузки не менее чем на 4 lg инфекционных единиц (ИЕ)/мл [10].
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Материалы
При работе использовали:
- вирус лейкоза птиц RAV-1 (ATCC-VR-335), полученный из коллекции ATCC (США);
- вирус лейкоза птиц RAV-2 (ATCC-VR-1828), полученный из коллекции ATCC (США);
- куриные эмбрионы 10-дневные («Птицефабрика Синявинская»; Россия);
- тест-систему IDEXX ALV Ag: Avian Leukosis Virus Antigen Test Kit (IDEXX Laboratoties, Inc., США).
Получение вируссодержащей аллантоисной жидкости
Для культивирования вируса гриппа использовали 9-11-дневные куриные эмбрионы. Заражение куриных эмбрионов проводили дозой 0,2 мл c инфекционной активностью 102,0-104,5 и эмбриональной инфекционной дозой, равной 50 (ЭИД50). Инкубацию куриных эмбрионов осуществляли при 35 °С в течение 48 ч для вируса гриппа типа А и в течение 72 ч — для вируса гриппа типа В. После инкубации эмбрионы охлаждали и собирали вируссодержащую аллантоисную жидкость (ВАЖ).
Получение вирусных концентратов (ВК)
ВАЖ подвергали фильтрации через каскад фильтров с диаметром пор 10, 6 и 1 мкм с последующим концентрированием и использованием ультрафильтрационной установки с пределом отсечения 300 кДа. Сконцентрированную вируссодержащую аллантоисную жидкость подвергали ультрацентрифугированию в градиенте плотности сахарозы (60-20%). Собирали фракции сахарозного градиента в диапазоне 40-25% сахарозы. Отобранные фракции сахорозного градиента объединяли и хранили при температуре -20 °С до проведения исследования.
Культивирование вируса лейкоза птиц штаммов RAV-1 и RAV-2
Культивирование вируса лейкоза птиц штаммов RAV-1 и RAV-2 проводили на первичной культуре клеток фибробластов (ФЭК), приготовленной из 10-суточных эмбрионов кур. Клеточную культуру ФЭК получали в соответствии с методом, описанным в литературе [11] в культуральных флаконах объемом 75 см3.
После формирования монослоя культуры клеток готовили рабочее разведение вируса на поддерживающей среде (питательная среда 199, с добавлением TPCK-трипсина до конечной концентрации 2 мкг/мл и БСА (V фракция) до конечной концентрации 0,2%). Подготовленное разведение вируса вносили в первичную культуру клеток фибробластов КЭ (85-95% монослой), предварительно дважды отмытую ФБР, в объеме 2-3% от объема матраса (необходимом для полного покрывания монослоя вируссодержащей жидкостью). Разведение вируса вносили на культуру клеток фибробластов в объеме 3 мл, оставляли на контакт в течение 1 ч при температуре +37 °С. Затем добавляли поддерживающую среду (6 мл) и инкубировали в СО2-инкубаторе при +37 °С. Смену среды проводили на 5-е сутки инкубации.
s ^
g ш
0 s
ё- « ю s Я I— о X ^ s о.
1 §
m о
^ 3
10
12
14
Время инактивации (ч)
Рис. 1. Динамика инактивации вируса лейкоза птиц штаммов ЯАУ-1 и ЯАУ-2 при действии р-пропиолактона
Забор образцов (вируссодержащую культуральную жидкость) производили на 13-й (RAV-1) или на 7-й (RAV-2) день. По окончании инкубации флаконы с вируссодержащей жидкостью замораживали при -20 °С и оставляли оттаивать при комнатной температуре (процедуру замораживания-размораживания повторяли 2-3 раза). Проводили сбор вируссодержащей жидкости из флаконов, центрифугировали при 1159 g 10 мин для осаждения клеток.
Определение титра вируса лейкоза птиц штаммов RAV-1 и RAV-2 в первичной клеточной культуре фибробластов куриного эмбриона
Определение титра вируса RAV-1 и RAV-2 в ВАЖ и ВК при моделировании инактивации вируса ß-пропиолактоном (ß-ПЛ) и УФ-облучением проводили путем титрования образцов на разных сроках инактивации на первичной культуре клеток ФЭК с последующим определением наличия антигена р27 в ИФА в каждом разведении. Каждый образец исследовали в трипликатах. Готовили 10-кратные разведения образцов (от 10-1 до 10-6), полученных на поддерживающей среде. Подготовленные разведения образцов, полученных в процессе моделирования инактивации RAV-1 ß-ПЛ или УФ-облучением, и отрицательный контроль (не контаминированные серии ВК и ВАЖ) вносили на культуру клеток ФЭК в объеме 0,5 мл на лунку (каждое разведение исследовали в трех повторностях), оставляли на контакт в течение 5 ч при температуре +37 °С. Затем удаляли вируссодержащую культуральную жидкость и вносили поддерживающую среду по 1 мл в лунку. Планшеты инкубировали в СО2-инкубаторе при +37 °С и 5% СО2 в течение 7 дней.
По окончании инкубации планшеты с первичной клеточной культурой фибробластов замораживали при -20 °С и оставляли оттаивать при комнатной температуре, процедуру замораживания-размораживания повторяли 2 раза. Проводили сбор культуральной жидкости из лунок планшетов, центрифугировали при 3000 об./мин для осаждения собранных вместе с жидкостью клеток.
Надосадочную жидкость далее исследовали на наличие антигена р27 в ИФА с помощью тест-системы IDEXX ALV Ag: Avian Leukosis Virus Antigen Test Kit (IDEXX Laboratoties, Inc.; США) в соответствии с инструкцией к тест-системе. За титр принимали наибольшее разведение образца
вируссодержащеи жидкости, которое дает значение соотношения оптических плотностей исследуемой пробы к положительному контролю больше 0,2. Предел чувствительности метода — 1lg ИЕ/мл. Титр меньше 1lg ИЕ/мл принимали за 0,5.
Статистическая обработка результатов
Статистическую обработку результатов осуществляли при помощи программного пакета Microsoft Excel 365 (Microsoft corp.; США), а также Minitab 19 (Minitab Inc.; США). Доверительные интервалы среднего значения рассчитывали с доверительной вероятностью 95%.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Изучение динамики инактивации вируса лейкоза птиц в вируссодержащей аллантоисной жидкости в-пропиолактоном
Для моделирования инфицирования вируссодержащей аллантоисной жидкости (ВАЖ) вирусом лейкоза птиц и их инактивации эксперимент проводили аналогично изучению инактивации аденовируса птиц [4]. К образцам ВАЖ добавляли предварительно оттитрованный инфекционный материал, содержащий вирус лейкоза птиц, в объеме, равном 10% от исходного объема пробы, так чтобы конечное его содержание составляло не менее 5 lg ИЕ/мл. К полученным контаминированным образцам добавляли в-пропиолактоном до конечной концентрации 0,09% и определяли значение титра вируса лейкоза птиц в образцах в соответствии с описанной методикой. Динамика инактивации представлена на рис. 1.
Согласно полученным данным, снижение вирусной нагрузки не менее чем на 4 lg ИЕ/мл происходило не менее чем через 12 ч после добавления в-пропиолактона при температуре от +4 до +8 °С (табл.).
Изучение динамики инактивации вируса лейкоза птиц в вирусных концентратах с помощью ультрафиолетового облучения
Для моделирования инфицирования ВК вирусом лейкоза птиц и их инактивации эксперимент проводили
5
4
2
0
0
2
4
6
8
Таблица. Снижение вирусной нагрузки вируса лейкоза птиц при действии различными инактиваторами
Инактиватор Наименование штамма
RAV-1 RAV-2
ß-Пропиолактон (время инактивации 12 ч) 4,61 ± 0,46 lg 4,33 ± 0,33 lg
УФ-излучение (время инактивации б мин) 4,22 ± 0,31 lg 4,33 ± 0,48 lg
аналогично изучению инактивации аденовируса птиц [4]. К образцам ВК добавляли предварительно оттитрованный инфекционный материал, содержащий вирус лейкоза птиц, в объеме, равном 10% от исходного объема пробы, так чтобы конечное его содержание составляло не менее 5 lg ИЕ/мл. В чашки Петри диаметром 90 мм помещали по 7 мл контаминированного ВК. Чашки Петри облучали УФ-излучением, мощностью 60 Вт на расстоянии 20 см в течение 0; 0,5; 1; 2 и 5 мин. Инактивацию проводили при температуре +18 °C.
Через указанные промежутки времени чашки удаляли из установки и проводили отбор проб объемом 1 мл для дальнейшего определения инфекционного титра в соответствии с описанной методикой. Динамика инактивации представлена на рис. 2.
Снижение вирусной нагрузки не менее чем на 4 lg ИЕ/мл происходит не менее чем через 5 мин действия УФ-излучения (табл.).
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
Согласно многолетним данным ФГУП СПбНИИВС ФМБА России, для полной инактивации вируса гриппа штаммов, рекомендованных Всемирной организацией здравоохранения для включения в состав инактивированной гриппозной вакцины, под действием в-пропиолактона достаточно 4-6 ч, а для УФ-излучения — 3-4 мин. Однако этой продолжительности недостаточно для инактивации возможных контаминантов и вызывает риски получения небезопасной вакцины. По результатам более раннего исследования [4], нами было доказано, что инактивация как в-пропиолактоном так и УФ-излучением эффективна в отношении контаминанта — аденовируса штаммов Fontes и CELO. При этом снижение вирусной нагрузки более чем на 4 lg БОЕ/мл достигается не менее чем за 10 ч при инактивации ВАЖ в-пропиолактоном
6
(4,12 ± 0,06 lg и 4,20 ± 0,19 lg для CELO и Fontes соответственно) и не менее чем через 5 мин инактивации УФ-излучением (4,69 ± 0,89 lg и 4,44 ± 1,06 для CELO и Fontes соответственно).
Согласно литературным данным, для инактивации вируса лейкоза птиц используют термический метод и инактивацию формалином в течение 24 ч [12, 13], но указанные способы малоприменимы при производстве гриппозных вакцин в связи со снижением иммуногенности готового продукта, а также токсичности формальдегида. Инактивация вируса лейкоза птиц УФ-излучением описана только для RAV-1 [6], снижение вирусной нагрузки на 2 lg за 10 мин при облучении вирусосодержащих материалов с расстояния 40 см лампами суммарной мощностью 30 Вт.
Проведенное исследование показало, что ß-пропиолактон и УФ-излучение эффективны и в отношении штаммов RAV-1 и RAV-2 вируса лейкоза птиц. Однако время для достижения полноты инактивации вируса лейкоза птиц ß-пропиолактоном составляет 12 ч, что больше на 2 ч по сравнению с аденовирусом, поэтому, для гарантированного инактивирования обоих контаминантов, длительность стадии инактивации ß-пропиолактоном в технологическом процессе получения противогриппозных инактивированных вакцин должна составлять не менее 12 ч при температуре +4-+8 °С. При инактивации с помощью УФ-излучения нижняя граница доверительного интервала (p = 0,95) коэффициента снижения вирусной нагрузки составляет менее 4 lg, что свидетельствует о необходимости увеличения продолжительности инактивации более чем 5 мин.
Таким образом, инактивация ß-пропиолактоном позволяет получать более воспроизводимые результаты и гарантированно снижать вирусную нагрузку более чем на 4 lg в отношении и вируса лейкоза птиц и аденовируса птиц в процессе получения гриппозных вакцин. Указанный факт минимизирует риски, и ß-пропиолактон используют в качестве инактиватора в технологических процессах
s ^
I ш
о s
ê- « ю
иа I— о X ^
ир È ä е
и ц
и -&
е
m о
о
RAV-1 RAV-2
о
1
2 3 4
Время инактивации (ч) Рис. 2. Динамика инактивации вируса лейкоза птиц штаммов ЯАУ-1 и ЯАУ-2 при действии УФ-излучения
б
4
3
2
б
б
производства инактивированных гриппозных вакцин различных компаний, например ФГУП СПбНИИВС ФМБА России, Novartis, GSK, ID Biomedical Corp of Quebec [14-16].
ВЫВОДЫ
В результате исследования выявлено, что минимальное время инактивирования аллантоисной жидкости, содержащей вирус лейкоза птиц, с использованием в-пропиолактона при получении гриппозных вакцин составляет 12 ч, что гарантированно снижает нагрузку
вируса лейкоза птиц на 4 1д ИЕ/мл. В случае использования УФ-излучения для инактивации вирусных концентратов время инактивации должно составлять не менее 5 мин экспозиции, что снижает нагрузку вируса лейкоза птиц на 4 1д ИЕ /мл. Такие схемы инактивации позволят гарантированно обеспечить полноту инактивации аденовируса и вируса лейкоза птиц добиться должного уровня безопасности при производстве гриппозных вакцин в отношении указанных контаминантов. Следующим этапом работы будет изучение кинетики инактивации микоплазм различными инактиваторами в процессе получения гриппозных вакцин.
Литература
1. EMA/CHMP/BWP/310834/2012 Rev.1 Committee for Medicinal Products for Human use (CHMP) Guideline on Influenza vaccines — Quality module, 2017.
2. Рекомендации по производству и контролю вакцины против гриппа инактивированной, Приложение 3 серии технических докладов ВОЗ № 927, 2005.
3. Sabbaghi A, Miri SM, Keshavarz M, Zargar M, Ghaemi A. Inactivation methods for whole influenza vaccine production. Rev Med Virol. 2019; 29 (6): e2074.
4. Савина Н. Н., Екимов А. А., Трухин В. П., Евтушенко А. Э., Жиренкина Е. Н., Синегубова Е. О. и др. Оценка методов инактивирования аденовируса птиц при производстве гриппозных вакцин. Медицина экстремальных ситуаций. 2021; (3): 84-9.
5. Плотников В. А., Гребенникова Т. В., Дудникова Е. К., Шульпин М. И., Лазарева С. П., Никонова З. Б., и др. О распространении вируса лейкоза птиц в птицеводческих хозяйствах на территории России. Сельскохозяйственная биология. 2013; 6: 36-42.
6. Bister K, Varmus HE, Stavnezer E, Hunters E, Vogt PK. Biological and biochemical studies on the inactivation of avian oncoviruses by ultraviolet irradiation. Virology. 1977; 77 (2): 689-704.
7. Herrera-Rodriguez J, Signorazzi A, Holtrop M, de Vries-Idema J, Huckriede A. Inactivated or damaged? Comparing the effect of inactivation methods on influenza virions to optimize vaccine production. Vaccine. 2019; 37 (12): 1630-7.
8. Kap M, Arron GI, Loibner M, Hausleitner A, Siaulyte G, Zatloukal K, Riegman P. Inactivation of Influenza A virus, Adenovirus, and Cytomegalovirus with PAXgene Tissue Fixative and Formalin. Biopreservation and Biobanking. 2013; 11 (4): 229-34.
9. Shuo Lei, Xun Gao, Yang Sun, Xiangyong Yu, Longshan Zhao, Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of р-propiolactone in human inactivated rabies vaccine and its
hydrolysis analysis, Journal of Pharmaceutical Analysis. 2018; 8 (6): 373-7.
10. Руководство по исследованию валидации вирусной очистки: проектирование, вклад и интерпретация исследований, использующих инактивацию и удаление вирусов, EMA CPMP/ BWP/268/95, 1996.
11. Фрешни Р. Я. Культура животных клеток: практическое руководство. Пер. 5-го англ. изд. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2018; 691 с.
12. Li Xue, Dong Xuan, Sun Xiaolong, Li Weihua, Zhao Peng, Cui Zhizhong, Wang Xin. Preparation and immunoprotection of subgroup B avian leukosis virus inactivated vaccine. Vaccine. 2013; 31 (46): 5479-85.
13. Zavala, Guillermo, Sunny Cheng. Detection and Characterization of Avian Leukosis Virus in Marek's Disease Vaccines. Avian Diseases. 2006; 50 (2): 209-15.
14. Haussmann C, Hauschild F, Jobst B, Novartis AG. Improvements in preparation of influenza virus vaccine antigens. Патент США № US6986808P 18.03.2008.
15. Burt DS, Jones DH, Lowell GH, White GL, Torossian K, Fries LF. ID Biomedical Corp of Quebec. Proteosome influenza vaccine. Патент США № US18247600P. 15.02.2000.
16. Трухин В. П., Евтушенко А. Э., Красильников И. В., Савина Н. Н., Быков Д. Г., Уйба С. В., Васильев А. Н., Рыськова Е. В., Начарова Е. П., Аракелов С. А., авторы. Федеральное государственное унитарное предприятие «Санкт-Петербургский научно-исследовательский институт вакцин и сывороток и предприятие по производству бактерийных препаратов» Федерального медико-биологического агентства (ФГУП СПбНИИВС ФМБА России). Способ получения антигена или антигенов для производства противогриппозной вакцины и вакцина на его основе. Патент РФ № RU2019118695A. 14.06.2019.
References
1. EMA/CHMP/BWP/310834/2012 Rev.1 Committee for Medicinal Products for Human use (CHMP) Guideline on Influenza vaccines — Quality module, 2017.
2. Rekomendacii po proizvodstvu i kontrolyu vakciny protiv grippa inaktivirovannoj, Prilozhenie 3 serii texnicheskix dokladov VOZ # 927, 2005. Russian.
3. Sabbaghi A, Miri SM, Keshavarz M, Zargar M, Ghaemi A. Inactivation methods for whole influenza vaccine production. Rev Med Virol. 2019; 29 (6): e2074.
4. Savina NN, Ekimov AA, Trukhin VP, Evtushenko AE, Zhirenkina EN, Sinegubova EO. Evaluation of avian adenovirus inactivation methods used in the production of influenza vaccines. Extreme Medecine. 2021; (3): 84-9.
5. Plotnikov VA, Grebennikova TV, Dudnikova EK, Shulpin MI, Lazareva SP, Nikonova ZB, i dr. O rasprostranenii virusa lejkoza ptic v pticevodcheskix xozyajstvax na territorii Rossii. Sel'skoxozyajstvennaya biologiya. 2013; 6: 36-42. Russian.
6. Bister K, Varmus HE, Stavnezer E, Hunters E, Vogt PK. Biological and biochemical studies on the inactivation of avian oncoviruses by ultraviolet irradiation. Virology. 1977; 77 (2): 689-704.
7. Herrera-Rodriguez J, Signorazzi A, Holtrop M, de Vries-Idema J, Huckriede A. Inactivated or damaged? Comparing the effect of inactivation methods on influenza virions to optimize vaccine production. Vaccine. 2019; 37 (12): 1630-7.
8. Kap M, Arron GI, Loibner M, Hausleitner A, Siaulyte G, Zatloukal K, Riegman P. Inactivation of Influenza A virus, Adenovirus, and Cytomegalovirus with PAXgene Tissue Fixative and Formalin. Biopreservation and Biobanking. 2013; 11 (4): 229-34.
9. Shuo Lei, Xun Gao, Yang Sun, Xiangyong Yu, Longshan Zhao, Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of ß-propiolactone in human inactivated rabies vaccine and its hydrolysis analysis, Journal of Pharmaceutical Analysis. 2018; 8 (6): 373-7.
10. Rukovodstvo po issledovaniyu validacii virusnoj ochistki:
proektirovanie, vklad i interpretaciya issledovanij, ispol'zuyushhix inaktivaciyu i udalenie virusov, EMA CPMP/BWP/268/95, 1996. Russian.
11. Freshni RYa. Kul'tura zhivotnyx kletok: prakticheskoe rukovodstvo. Per. 5-go angl. izd. M.: BINOM. Laboratoriya znanij, 2018; 691 s. Russian.
12. Li Xue, Dong Xuan, Sun Xiaolong, Li Weihua, Zhao Peng, Cui Zhizhong, Wang Xin. Preparation and immunoprotection of subgroup B avian leukosis virus inactivated vaccine. Vaccine. 2013; 31 (46): 5479-85.
13. Zavala, Guillermo, Sunny Cheng. Detection and Characterization of Avian Leukosis Virus in Marek's Disease Vaccines. Avian Diseases. 2006; 50 (2): 209-15.
14. Haussmann C, Hauschild F, Jobst B, Novartis AG. Improvements
in preparation of influenza virus vaccine antigens. Патент США № US6986808P. 18.03.2008.
15. Burt DS, Jones DH, Lowell GH, White GL, Torossian K, Fries LF. ID Biomedical Corp of Quebec. Proteosome influenza vaccine. Патент США № US18247600P. 15.02.2000.
16. Truhin VP, Evtushenko AJe, Krasilnikov IV, Savina NN, Bykov DG, Ujba SV, Vasilev AN, Ryskova EV, Nacharova EP, Arakelov SA, avtory. Federal'noe gosudarstvennoe unitarnoe predpriyatie «Sankt-Peterburgskij nauchno-issledovatel'skij institut vakcin i syvorotok i predpriyatie po proizvodstvu bakterijnyx preparatov» Federal'nogo mediko-biologicheskogo agentstva (FGUP SPbNIIVS FMBA Rossii). Sposob polucheniya antigena ili antigenov dlya proizvodstva protivogrippoznoj vakciny i vakcina na ego osnove. Patent RF # RU2019118695A. 14.06.2019. Russian.
