CC BY
8
УДК 581.1
doi: 10.21685/2307-9150-2023-2-6
Оценка генетического полиморфизма и устойчивости к засухе и засолению мутантов АшагаШкт егивМт L.
Р. М. Таипова1, Х. Г. Мусин2, К. П. Гайнуллина3, Б. Р. Кулуев4
1,4Уфимский университет науки и технологий, Уфа, Россия 2,3,4Институт биохимии и генетики Уфимского федерального исследовательского центра РАН, Уфа, Россия 1 [email protected]
Аннотация. Актуальность и цели. Серьезными экологическими проблемами в сельском хозяйстве являются засуха и засоление. Поэтому актуально выращивание на полях культурных растений, устойчивых к абиотическим факторам среды. Благодаря высокой питательной ценности и адаптации к разнообразным условиям среды амарант считается перспективной культурой для возделывания, в том числе в аридных зонах. В связи с современными изменениями климата повышается актуальность выведения более стрессоустойчивых сортов амаранта. Целью исследования являлась оценка генетического разнообразия и стрессоустойчивости мутантных форм амаранта ЛтагапМш' степи Ь., полученных при использовании азида натрия. Материалы и методы. С помощью микросателлитных маркеров по трем SSR-локусам был оценен генетический полиморфизм семи мутантных линий амаранта поколения М3. По SSR-маркерам GB-AM-132 и GB-AM-137 мутантные растения не отличались между собой и от дикого типа. По SSR-маркеру GB-AM-099 среди анализируемых мутантных растений было выявлено три аллеля в трех их сочетаниях. Результаты. По результатам морфофизиологического анализа в условиях абиотического стресса одна форма из мутантной линии при засухе обладала лучшим показателем относительного содержания воды, характеризовалась наиболее высокими результатами по высоте стебля и биомассе, а также у мутантов зафиксировано повышение активности аскор-батпероксидаз и глутатион^-трансфераз по сравнению с диким типом. Полученные результаты говорят о высокой засухоустойчивости этой мутантной линии. Для другой мутантной линии была показана высокая солеустойчивость. Так, в условиях засоления данные мутанты характеризовались увеличенной высотой стебля, увеличением общей антиоксидантной способности, а также активностей аскорбатпероксидаз и глутатион^-трансфераз по сравнению с диким типом. Выводы. Таким образом, в результате проведенного нами исследования были выявлены мутантые формы амаранта, устойчивые к недостатку воды и избыточному содержанию соли в почве. Эти формы амаранта могут быть использованы в качестве материала для селекционных работ при выведении стрессоустойчивых сортов.
Ключевые слова: амарант, азид натрия, микросателлитные маркеры, SSR-анализ, антиоксидантная система, засухоустойчивость, солеустойчивость
Финансирование: работа выполнена в рамках государственного задания № 122030200143-8.
Для цитирования: Таипова Р. М., Мусин Х. Г., Гайнуллина К. П., Кулуев Б. Р. Оценка генетического полиморфизма и устойчивости к засухе и засолению мутантов Лтагап^ш' степи Ь. // Известия высших учебных заведений. Поволжский регион. Естественные науки. 2023. № 2. С. 77-93. doi: 10.21685/2307-9150-2023-2-6
© Таипова Р. М., Мусин Х. Г., Гайнуллина К. П., Кулуев Б. Р., 2023. Контент доступен по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 License / This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 License.
Evaluation of genetic polymorphism and drought and salinity tolerance of Amaranthus cruentus L. mutants
R.M. Taipova1, Kh.G. Musin2, K.P. Gainullina3, B.R. Kuluev4
1,4Ufa University of Science and Technology, Ufa, Russia ^Institute of Biochemistry and Genetics of the Ufa Federal Research Centre of the Russian Academy of Sciences, Ufa, Russia
Abstract. Background. Drought and salinization are serious environmental problems in agriculture. Therefore, it is important to grow cultivated plants resistant to abiotic environmental factors in the fields. Due to its high nutritional value and adaptation to diverse environmental conditions, amaranth is considered a promising crop for cultivation, including in arid zones. In connection with modern climate change, the urgency of breeding more stress-resistant amaranth varieties is increasing.The purpose of the study is to assess the genetic diversity and stress resistance of mutant forms of red amaranth Amaranthus cruentus L. obtained using sodium azide. Materials and methods. Using microsatellite markers at three SSR loci, the molecular genetic polymorphism of seven mutant forms of amaranth generation M3 was evaluated. According to SSR markers GB-AM-132 and GB-AM-137, mutant plants did not differ from each other and from the wild type. Using the SSR marker GB-AM-099, three alleles with three combinations of them were identified among the analyzed mutant plants. Results. According to the results of morphophysiological analysis under conditions of abiotic stress, one of the mutant lines during drought had the best indicator of the relative water content, was characterized by the highest results in terms of stem height and biomass, and in these mutants an increase in the activity of ascorbate peroxidases and glutathione-S-transferases was recorded, compared with wild type. The results obtained indicate a high drought resistance of this mutant line. Another mutant line showed high salt tolerance. Thus, under saline conditions, these mutants were characterized by an increased stem height, an increase in the total antioxidant capacity, as well as an increase in the activities of ascorbate peroxidases and glutathione-S-transferases compared to the wild type. Conclusions. Thus, as a result of our study, mutant forms of amaranth were identified that are resistant to lack of water and excessive salt content in the soil. These forms of amaranth can be used as a material for breeding of stress-resistant varieties.
Keywords: Amaranth, sodium azide, microsatellite markers, SSR analysis, antioxidant system, drought resistance, salt resistance
Financing: the study was performed within the state task No. 122030200143-8. For citation: Taipova R.M., Musin Kh.G., Gainullina K.P., Kuluev B.R. Evaluation of genetic polymorphism and drought and salinity tolerance of Amaranthus cruentus L. mutants.
Izvestiya vysshikh uchebnykh zavedeniy. Povolzhskiy region. Estestvennye nauki = University proceedings. Volga region. Natural sciences. 2023;(2):77-93. (In Russ.). doi: 10.21685/2307-9150-2023-2-6
Введение
Одними из самых серьезных экологических проблем в сельском хозяйстве считаются дефицит воды и засоление почв, которые приводят к уменьшению урожайности сельскохозяйственных культур и большим экономическим потерям [1, 2]. Исходя из этого, в селекционных программах многих культур важным пунктом является отбор стрессоустойчивых форм. Воздействие на растения экстремальных условий вызывает целый ряд морфофизиоло-гических и биохимических ответных реакций, включающих окислительный стресс и детектируемые изменения параметров антиоксидантной системы
[3, 4]. Уменьшить уровень окислительного стресса растениям удается благодаря повышению содержания и активности ряда антиоксидантных соединений, а также ферментов, направленных на поглощение токсичных форм кислорода [5, 6]. Имеются многочисленные сведения о позитивном эффекте антиокси-дантных ферментов, влияющих на растения во время окислительного стресса, вызванного засухой и засолением [7-9]. Поэтому активность этих ферментов и состояние других компонентов антиоксидантной системы могут служить объективными биохимическими маркерами стрессоустойчивости.
Амарант (Amaranthus L.) вызывает интерес как овощная и зерновая культура благодаря высокому питательному качеству листьев и зерна. Эта культура отличается высоким содержанием сбалансированного по составу белка, железа, кальция и витаминов А, С и D [10]. Амарант характеризуется высокой устойчивостью к абиотическим стресс-факторам. Однако в условиях изменяющегося климата и расширения аридных зон становится актуальным получение новых сортов этой культуры с еще большей устойчивостью к засухе и засолению. Ранее при использовании азида натрия нами были получены мутантные формы амаранта A. cruentus, которые характеризовались улучшенными показателями роста по сравнению с диким типом (ДТ) в нормальных условиях [11], а также были проведены исследования мутантов на содержание белка и жирнокислотного состава семян [12]. Однако оставались неоцененными генетический полиморфизм мутантных форм, а также их фи-зиолого-биохимические показатели в условиях стресса. В настоящем исследовании представлены данные по полиморфизму мутантов A. cruentus, а также результаты изучения у мутантных форм ростовых показателей побега, размера листовой пластины, относительного содержания воды и изменений активности компонентов антиоксидантной системы в условиях стресса, вызванного засухой и повышенным содержанием соли в почве.
Объекты и методы
Объектом исследования служили мутантные формы амаранта A. cruentus сорта «Багряный» (Агросервер, Россия) третьего мутантного поколения (Мз), полученные нами ранее в ходе экспериментов по индуцированному мутагенезу азидом натрия [11]. Мутантные линии № 1-7 были получены после обработки 0.1, 0.5, 1, 2, 3, 4, 5 мМ раствором азида натрия соответственно. SSR-анализ мутантных форм амаранта М3 проводили методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) по трем микросателлитным маркерам, характеристика которых представлена в табл. 1. Выбор этих трех SSR-маркеров обусловлен широким спектром аллелей, выявленным в более ранних исследованиях [13].
Для генетического анализа семена мутантных форм амаранта проращивали в вегетационных сосудах объемом 500 мл с универсальным грунтом 'Terra vita" в лабораторных условиях при интенсивности света 350 мкмоль/м2 с, температуре +25°С, длине дня 16 ч. Для выделения ДНК использовали по 50 мг высушенных листьев амаранта. С целью выявления возможного полиморфизма особей в мутантных популяциях анализировали по 3-5 растений каждой из исследуемых мутантных линий. ДНК выделяли стандартным ЦТАБ-методом [14]. Выявленные аллели получили условные обозначения буквами латинского алфавита. ПЦР проводили в амплификаторе «Т-100» («Bio-Rad Laboratories», США). Конечный объем реакционной смеси составлял 30 мкл и содержал 1 мкл раствора тотальной ДНК, 1 мкл раствора
DreamTaq™ PCR MasterMix («ThermoFisherScientific», Литва), по 2 мкл каждого из пары праймеров («Евроген», Россия) и 20 мкл стерильной деионизи-рованной воды. Условия амплификации были следующими: начальная денатурация при 94°C - 3 мин; 35 циклов: денатурация при 94°С - 40 с, отжиг праймеров при 50/55°C - 50 с, элонгация при 72°С - 50 с; конечная элонгация при 72°С - 5 мин. Температуру плавления праймеров (Tm) определяли с помощью программы Primer Select (DNAStar, США). Продукты амплификации разделяли методом вертикального электрофореза в камере VE-20 («Хели-кон», Россия) в 10 % полиакриламидном геле в течение 4-6 ч при напряжении 400 В. Визуализацию результатов электрофореза осуществляли при помощи гель-документирующей системы GelDocTM EZ Imager (Bio-Rad, США).
Таблица 1
SSR-маркеры, использованные для молекулярно-генетического анализа мутантных форм Amaranthus cruentus
SSR-маркер Последовательность праймера Число аллелей Температура отжига, (°C) Размер ампликона, пн
GB-AMM- 099 F: 5'-AAATTGACAATGCGCAGC-3' R: 5'-TTCCTCACCAAAATTGCC-3 ' 18 50 125-161
GB-AMM-132 F: 5'-AACTTTTGCCTCCTGCAA-3' R: 5'-TCAAATGCTGATCCCAGG-3' 21 55 102-153
GB-AMM-137 F: 5 '-CGAAGATCATGGGTTTGC-3 ' R: 5'-TTGAGAATAAGGCGTTGACA-3' 13 55 194-227
Через один месяц выращивания у растений амаранта измеряли площадь поверхности листа по цифровым изображениям с помощью программы Easy Leaf Area [15], определяли длину стебля, сырую и сухую массу побега. Часть растений в течение 10 дней не поливали и определяли относительное содержание воды - RWC (Relative Water Content) [16]. Для создания условий засухи контрольные растения поливали каждые два дня дистиллированной водой (50 мл) в течение одного месяца, опытные - один раз в 7 дней, начиная со второй недели выращивания. В работе по засолению почв полив контрольных растений также осуществляли каждые два дня дистиллированной водой (50 мл) в течение одного месяца. Солевой стресс создавали путем полива растений 100 мМ раствором NaCl один раз через три недели выращивания. Состояние антиоксидантной системы в клетках листьев исследовали у трех мутантных линий № 4-6 через один месяц выращивания на почве.
Для определения активности супероксиддисмутазы (СОД) применяли метод, основанный на способности СОД конкурировать с нитросинимтетра-золием за супероксид-анионы [17]. Активность аскорбатпероксидаз (АПО) определяли методом, связанным с определением скорости разложения перекиси водорода аскорбатпероксидазой [18]. Активность каталаз (КАТ) определяли по скорости деградации молекул перекиси водорода [19]. Количество малонового диальдегида (МДА) в навеске определяли с помощью тиобарби-туровой кислоты [20]. Метод определения пролина описан в работе Кхедра c соавторами [21]. Общая антиоксидантная способность (OAC) оценивалась на метанольных (80 %) экстрактах по восстановлению Mo(VI) до Mo(V) при
кислой среде [22]. Активность глутатион^-трансфераз (GST) определяли по скорости образования конъюгатов между восстановленным глутатионом и 1-хлор-2,4-динитробензолом [23]. На рисунках и таблицах результаты представлены в виде средних значений показателей и их стандартных ошибок. Расчеты выполняли, используя программы Statistica 10.0 и Microsoft Excel 2003. Достоверность различий во всех экспериментах оценивали при помощи ^-критерия Манна - Уитни.
Результаты
Для оценки генетического полиморфизма мутантных форм амаранта Мз был проведен анализ семи линий мутантов с помощью микросателлитных маркеров по трем SSR-локусам (см. табл. 1). Было выявлено три аллеля (A, H, I) и три зиготических их сочетания (рис. 1, табл. 2). По SSR-маркерам GB-AM-132 и GB-AM-137 мутантные растения не отличались друг от друга и от дикого типа (ДТ). По SSR-маркеру GB-AM-099 для ДТ был выявлен только генотип AH, тогда как для мутантных линий были характерны следующие варианты: № 1 - AI, № 2 - II/AI/AH, № 3 - II, № 4 - AH, № 5 - AI/II, № 6 и № 7 - AH (табл. 2).
а
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1) 12 13 14 1516 17 18 19 20 2! 22 23 24 25 26
b
Ml 2 3 4 5 б 7 К 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26
12 3 4 5 6 7 8 9 10 II 12 13 14 15 16 M 17 IK 19 20 21 22 23 24 25 2ft
Рис. 1. Электрофоретические спектры, полученные при амплификации SSR-локусов: GB-AM-099 (а), GB-AM-132 (b), GB-AM-137 (c): 1-5 - растения дикого типа; 6-8 - мутантные растения линии № 1; 9-11 - мутантные растения линии № 2;
12-14 - мутантные растения линии № 3; 15-17 - мутантные растения линии № 4;
18-20 - мутантные растения линии № 5; 21-23 - мутантные растения линии № 6;
24-26 - мутантные растения линии № 7; М - маркер Gene Ruler 50 bp DNA Ladder
(Thermo Fisher Scientific, США)
Дальнейшая работа была посвящена морфофизиологическому анализу мутантов в условиях абиотического стресса. Так, растения мутантной линии № 4 при действии засухи обладали высотой стебля в 1,2 раза выше, чем у ДТ (рис. 2,а), также у них была больше сырая и сухая масса побега - на 16,9 % и 10 % соответственно (рис. 2,в,г). По сравнению с растениями ДТ у мутантов было выявлено большее относительное содержание воды - в 1,1 раза (рис. 2,д), а суммарная площадь листьев мутантов достоверно не отличалась от площади листьев у ДТ (рис. 2,6).
Таблица 2
Результаты генотипирования мутантных форм ЛтатаШкш егыеШш
Образец/Генотип 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
GB-AM-099 АН АН АН АН АН А1 А! AI II AI АН II II
GB-AM-132 АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА
GB-AM-137 АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА
Образец/Генотип 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26
GB-AM-099 II АН АН АН А1 II II АН АН АН АН АН АН
GB-AM-132 АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА
GB-AM-137 АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА АА
* 1 6 1С ■ и а «. ■ Й * I : | о шин III й т'г * " ^ 'Т.ТПС- Л. ^лЫ ] .и Мппг г~ __ . ' "ч- V 1Ь. * * ■III. тяг М--тип Дми Мути: М^-пе М-яв 6 .4« пез .44 Йв
1 * I и 1 ! г1 ¡1 И 1 * V 1 а) ».и ■ ИиЁЫки •■ПОП МУЯВ ЫуЯН! ?-3'.-!ИТ б) * 1.111.
в) * ■ 511 «■ = 2 1 лш I у ¡111
5 ' Д»** тжа ■м Мутит .Май д) Деда 3»[>Т11Г Мужг М>тит та .44 .Чй
Рис. 2. Морфометрические параметры растений (п = 5) мутантных линий амаранта в нормальных условиях произрастания (обозначено синим) и воздействии засухи (обозначено красным): а - высота стебля; б - суммарная площадь листьев; в - сырая масса побега; г - сухая масса побега; д - относительное содержание воды (КШС) в побегах после 10-дневной засухи.
Звездочкой обозначены достоверные различия (р < 0,01)
С целью выяснения возможных механизмов осморегуляции в окислительно-восстановительной реакции, необходимой для того, чтобы переносить последствия стресса, вызванного засухой, в листьях измеряли ряд параметров антиоксидантной системы. Для мутантов линии № 4 по сравнению с растениями ДТ в условиях дефицита влаги был выявлен в 1,3 раза более низкий уровень пролина (рис. 4,в) и в 1,1 раза - СОД и КАТ (рис. 3,в,а). Содержание
МДА, активность АПО и GST у мутантов были выше в 1,3 (рис. 4,а), в 1,1 и 1,4 раза (рис. 3,б,г) соответственно. Только показатели общей антиоксидант-ной способности для мутантов линии № 4 соответствовали таковым у растений ДТ (рис. 4,б).
Дикий Мутант Мутант Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант тип Хг4 №5 Xs6 тип Ks4 №5 №6
Дикий Мутант Мутант Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант топ №4 №5 №6 тал №4 №5 №6
а)
б)
Дикий Мутант Мутант Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант тип №4 №5 №6 тип №4 №5 №6
Дикий Мутопт Мутант Мутппт Дпкпп Мутопт Мутптп Мутант пш №4 тип №4 №6
в) г)
Рис. 3. Анализ активности ферментов антиоксидантной системы в листьях растений (n = 5) дикого типа и мутантных линий амаранта при нормальных условиях (обозначено синим) и воздействии засухи (обозначено красным): а - активность каталаз; б - активность аскорбатпероксидаз; в - активность супероксиддисмутаз; г - активность глутатион-8-трансфераз.
Звездочкой обозначены достоверные различия (p < 0,01)
У растений мутантной линии № 5 в условиях засухи высота стебля не отличалась от таковой у растений ДТ (рис. 2,а).Суммарная площадь листовой пластины была в 1,2 раза больше (рис. 2,б), сырая масса побега - на 24,7 %, а сухая масса - на 38,5 % выше. Относительное содержание воды оказалось ниже в 1,1 раза (рис. 2,д) по сравнению с растениями ДТ (рис. 2,в,г). Изучение активности ферментов у мутантной линии № 5 показало, что у мутантов активность КАТ и СОД была ниже в 1,2 раза (рис. 3,а,в), а GST и ОАС - выше в 1,2 раза (рис. 3,г; 4,б). Активность АПО и содержание МДА и пролина у мутантов не отличалась от показателей растений ДТ (рис. 3,б; 4,а,в). Растения мутантной линии № 6 в условиях засухи не отличались от растений ДТ по высоте стебля (рис. 2,а). У этих мутантов в 1,3 раза была ниже суммарная площадь листа (рис. 2,б), в 1,1 раза больше относительное содержание воды (рис. 2,д), а также ниже на 59,3 % сырая и на 32,3 % сухая масса побега по сравнению с растениями ДТ (рис. 2,в,г). Для этих мутантных растений был выявлен более низкий уровень пролина - в 2,2 раза (рис. 4,в) и более низкая активность КАТ (в 1,3 раза) и СОД (в 1,8 раза) по сравнению с растениями ДТ (рис. 3,а,в). Активность GST у мутантов была выше в 1,1 раза, чем у растений ДТ (рис. 3,г), а по ОАС и содержанию МДА и АПО мутанты № 6 достоверно не отличались от растений ДТ (рис. 3,б; 4,а,б).
■ 1 , «■ lillihi л!.....
Дикий Мутант Мутант Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант тип №4 №5 №6 тип №4 №5 №б
в)
Рис. 4. Анализ компонентов антиоксидантной системы в листьях растений (n = 5) дикого типа и мутантных форм амаранта при нормальных условиях (обозначено
синим) и воздействии засухи (обозначено красным): а - содержание малонового диальдегида; б - общая антиоксидантная способность; в - содержание пролина. Звездочкой обозначены достоверные различия (p < 0,01)
Другим сильным стрессором для растений является избыточное содержание соли в почве. У мутантов линии № 4 в условиях хлоридного засоления по сравнению с растениями ДТ высота стебля была выше в 1,1 раза (рис. 5,а), а суммарная площадь листовой пластины меньше в 1,3 раза (рис. 5,б). Анализ антиоксидантной системы показал, что при солевом стрессе у этих мутантов были также ниже активности КАТ (в 1,3 раза), СОД (в 1,2 раза), АПО (в 0,7 раза), GST (в 1,3 раза) и содержание пролина (в 1,4 раза) (рис. 6, 7,в). В то же время у мутантов линии № 4 по сравнению с растениями ДТ было выше содержание МДА (1,9 раза) и ОАС (в 1,1 раза) (рис. 7,а,б).
Itiilliil ¡НежШаж!
т *
М^-дит },ivnic SSvme: "ieudi М'глш М'глиг Мутит
Ж »f se Ж »5 »6
С
\ Ш M'.-TUT MLTI
.4* US
Mvm Uvran У™
?ij .W
а)
б)
Рис. 5. Морфометрические показатели растений (п = 5) дикого типа и мутантных
форм амаранта в нормальных условиях произрастания (обозначено синим) и при действии засоления (обозначено красным): а - высота стебля; б - суммарная площадь листьев. Звездочкой обозначены достоверные различия (р < 0,01)
1200 1000 ■ , Ш1 0.09 lili ..lililí
Дикий Мутант Мутант Мутант тип .Vs4 №3 Чвб гЛ Дикий Мутант Мутант Мутвтгт ЛикнА Мутант Мутант Мутант Ликнй Мутант Мутант Мутант тип №4 Jfeí Хиб тип №4 №5 Яй тип ,»В4 »5 Кб
Ü) 0.014 ■ 0.012 1 IUI Дикий Мутант Мутант Мутат тип Jfe4 №5 Лоб б) III. Illlllll Дикий Мутант Мутант Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант Дикнй Мутант Мутант Мутант тал .N»4 J-fe5 К»б шп Ла4 .V? Ss6 тшз №4 J«
б) г)
Рис. 6. Анализ активности ферментов антиоксидантной системы в листьях растений (п = 5) дикого типа и мутантных форм амаранта в нормальных условиях произрастания (обозначено синим) и при действии засоления (обозначено красным): а - активность каталаз; б - активность аскорбатпероксидаз; в - активность супероксиддисмутаз; г - активность глутатион^-трансфераз. Звездочкой обозначены достоверные различия (р < 0,01)
Я) 1 « 1
•.ll.nl 111Ш11
ДккнА Мутант Муташ Мутант ДихнА Мутант Мутант Мутант тип №4 №5 .Vs6 тип NV1 Nrf
Днхнй MvraHT MvraiTT Мутант Дикий Мутант Мутант Мутант таг №4 »5 Ж тип ХМ .4» Ш
Рис. 7. Анализ компонентов антиоксидантной системы в листьях растений (п = 5) дикого типа и мутантных форм амаранта в нормальных условиях произрастания (обозначено синим) и при действии засоления (обозначено красным):
а - содержание малонового диальдегида; б - общая антиоксидантная способность; в - содержание пролина. Звездочкой обозначены достоверные различия (p < 0,01)
У мутантов линии № 5 при засолении высота стебля и суммарная площадь листьев были ниже в 1,1 и в 1,6 раза соответственно, чем у растений ДТ (рис. 5,а,б). В ответ на засоление почвы у этих мутантов были ниже в 1,5 раза содержание пролина (рис. 7,в), в 1,2 раза активности КАТ и СОД (рис. 6,а,в). В то же время уровень накопления МДА у мутантов был в 1,9 раза выше, а содержание АПО достоверно не отличалось от значений у растений ДТ (рис. 7,а; 6,б). В то же время у мутантов линии № 5 показатели активности GST и общей антиоксидантной способности были выше в 1,3 и 1,1 раза соответственно, по сравнению с растениями ДТ (рис. 6,г; 7,б).
По данным морфометрического анализа мутанты линии № 6 при действии стресса, вызванного солью, имели высоту стебля в 1,2 раза выше, а суммарную площадь листовой пластины - ниже (в 1,1 раза) по сравнению с растениями ДТ (рис. 5,а,б). В условиях засоления эти мутанты характеризовались более низким количеством пролина (в 1,4 раза) и более высоким (в 3,4 раза) содержанием МДА (рис. 7,а,в). Активность СОД и КАТ у мутантов по сравнению с растениями ДТ была ниже в 2 и 1,3 раза (рис. 6,в,а). При этом у мутантов активность GST (рис. 6,г), АПО и ОАС (рис. 6,б; 7,б) были выше в 1,1 и 1,2 раза по сравнению с растениями ДТ.
Обсуждение результатов
Для характеристики генома амаранта применялись различные типы молекулярных маркеров [24-26]. Широко используемыми маркерами для гено-типирования культурных растений на сегодняшний день являются простые повторяющиеся последовательности (SSRs) [27]. Применение SSR-маркеров с целью выявления полиморфизма у амаранта описано в работах Ли с соавторами [28], Мэллори с соавторами [29] и Суреша с соавторами [13]. Нами впервые был применен SSR-анализ для оценки наличия генетических изменений у индуцируемых азидом натрия мутантных особей A. cruentus. Из трех испытанных SSR-маркеров полиморфизм удалось выявить только при анализе локуса GB-AM-099. При этом было выявлено лишь четыре варианта сочетания аллелей, что не позволяет проводить точную идентификацию всех полученных нами мутантных линий амаранта. Однако результаты проведенного нами SSR-анализа позволяют говорить о мутагенном воздействии использованного азида натрия на генетический аппарат исследуемых растений. Низкий уровень выявленного полиморфизма, очевидно, связан с тем, что воздействие азида натрия чаще всего приводит к заменам пар оснований [30], большую часть которых можно выявить методом полногеномного секвенирова-ния. Таким образом, метод SSR-анализа может быть использован для первичного доказательства генетических изменений после химического мутагенеза. При этом метод SSR-анализа ранее уже применялся в подобных исследованиях [31, 32].
Отбор устойчивых к дефициту воды культурных растений в селекции затруднен из-за того, что в разные годы выращивания могут очень сильно различаться погодные условия. Для лабораторной экспресс-оценки засухоустойчивости и отбора наиболее засухоустойчивых генотипов можно использовать показатель относительного содержания воды (RWC). Так, Сиа с соавторами [33] показали, что устойчивые сорта лучше сохраняют RWC в усло-
виях засухи. В нашем исследовании при засухе показатель RWC у мутантов по сравнению с растениями ДТ был наиболее высоким у мутантов линии № 4. Также эта линия характеризовалась более высокими показателями по высоте стебля и биомассе при засухе по сравнению с растениями ДТ. Очевидно, что из трех исследованных мутантных линий именно линия № 4 характеризуется наибольшим уровнем засухоустойчивости. Другим важным показателем засухоустойчивости могут быть изменения в содержании и активности неферментативных и ферментативных антиоксидантов при засухе [34]. У мутантов линии № 4, к примеру, зафиксировано повышение активности АПО и GST, по сравнению с растениями ДТ. Так как увеличение активности АПО и GST обычно рассматривается как защитная реакция против стрессовых факторов
[35], полученные результаты позволяют предположить, что мутанты линии № 4 более устойчивы к засухе по сравнению с мутантами линий № 5 и № 6.
При воздействии засухи у растений происходят сильные окислительные процессы, в том числе в результате интенсивного фотосинтеза и дыхания
[36], что возможно является причиной выявленного нами высокого содержания МДА у мутантов линии № 4. С другой стороны, у мутантов линий № 5 и № 6 были выявлены преимущественно негативные изменения в антиокси-дантной системе в условиях засухи.
В условиях засоления увеличение высоты стебля было зафиксировано у мутантов линий № 4 и № 6. Однако у мутантов линии № 4 обнаружено падение содержания и активности большинства изученных компонентов антиок-сидантной системы, кроме ОАС. В то же время мутанты линии № 6 в условиях засоления демонстрировали увеличение ОАС, а также активности АПО и GST по сравнению с растениями ДТ. Похожая корреляция между повышенной антиоксидантной способностью, уровнем активности АПО, GST и устойчивостью к солевому стрессу была обнаружена у многих других растений, например, таких как сахарная свекла [37], томат [38], кунжут [39], портулак [40], табак [41]. Полученные нами данные свидетельствуют о большей соле-устойчивости мутантов линии № 6 по сравнению с растениями ДТ и мутантами линий № 4 и № 5.
Заключение
Таким образом, SSR-анализ мутантных линий амаранта М3 по локусу GB-AM-137 выявил их генетическую гетерогенность и отличие от растений ДТ, что является доказательством мутагенного действия азида натрия на их геном. Повышенная засухоустойчивость и солеустойчивость мутантных линий амаранта чаще всего была ассоциирована с такими биохимическими показателями, как увеличение относительного содержания воды, общей антиок-сидантной способности, а также активности аскорбатпероксидаз и глутатион-S-трансфераз. Новый исходный материал, созданный методом химически индуцированного мутагенеза, планируется использовать в дальнейшем в селекции амаранта, направленной на закрепление ряда хозяйственно-ценных признаков, в первую очередь, засухоустойчивости и солеустойчивости.
Список литературы
1. Fuglie K. Priorities for sweet potato research in developing countries: results of a survey // Horticultural Sciences. 2007. Vol. 42. P. 1200-1206. doi: 10.21273/HORTSCI. 42.5.1200
2. Hyman S., Fujisaka P., Jones S. [et al.]. Strategic approaches to targeting technology generation: assessing the coincidence of poverty and drought-prone crop production // Agricultural Systems. 2008. Vol. 98. P. 50-61. doi: 10.1016/j.agsy.2008.04.001
3. Gomes P., Oliva M. A., Mielke M. S. [et al.]. Osmotic adjustment, proline accumulation and cell membrane stability in leaves of Cocos nucifera submitted to drought stress // Scientia Horticulture. 2010. Vol. 126. P. 379-384. doi: 10.1016/j.scienta.2010.07.036
4. Ozkur O., Ozdemir F., Bor M., Turkan I. Physiochemical and antioxidant responses of the perennial xerophyte Capparis ovata Desf. to drought // Environmental and Experimental Botany. 2009. Vol. 66. P. 487-492. doi: 10.1016/j.envexpbot.2009.04.003
5. Liang Y., Hu F., Yang M., Yu J. Atioxidative defenses and water deficit-induced ixida-tive damage in rice (Oryza sativa L.) growing on non-flooded paddy soils with ground mulching // Plant and Soil. 2003. Vol. 257. P. 407-416. doi: 10.1023/A:1027313902195
6. Sun R. L., Zhou Q. X., Sun F. H., Jin C. X. Antioxidative defense and proline phyto-chelatin accumulation in a newly discovered Cd-hyperaccumulator, Solanum nigrum L. // Environmental and Experimental Botany. 2007. Vol. 60. P. 468-476. doi: 10.1016/j.envexpbot.2007.01.004
7. Ahmed C. B., Rouina B. B., Sensoy S. [et al.]. Changes in gas exchange, proline accumulation and antioxidative enzyme activities in three olive cultivars under contrasting water availability regimes // Environmental and Experimental Botany. 2009. Vol. 67. P. 345-352. doi: 10.1016/j.envexpbot.2009.07.006
8. Boogar A. R., Salehi H., Jowkar A. Exogenous nitric oxide alleviates oxidative damage in turfgrass under drougt stress // South African Journal of Botany. 2014. Vol. 92. P. 78-82. doi: 10.1016/j.sajb.2014.02.005
9. Umar M., Siddiqui Z. S. Physiological performance of sunflower genotypes under combined salt and drought stress environment // Acta Botanica Croatica. 2018. Vol. 77, № 1. Р. 36-44. doi: 10.2478/botcro-2018-0002
10. Brenner D. M., Baltensperger D. D., Kulakow P. A. [et al.]. Genetic resources and breeding of Amaranthus // Plant Breeding Reviews. 2000. Vol. 19. P. 227-285.
11. Таипова Р. М., Кулуев Б. Р. Определение оптимальной концентрации мутагена азида натрия для обработки семян Amaranthus cruentus L. // Вестник Воронежского государственного университета. Сер.: Химия, биология, фармация. 2021. Т. 3. С. 34-41.
12. Таипова Р. М., Нестеров В. Н., Розенцвет О. А., Кулуев Б. Р. Изменения в содержании белков, липидов и состоянии антиоксидантной системы у мутантных форм амаранта Amaranthus cruentus L. // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2022. Т. 183, № 1. С. 76-85. doi: 10.30901/2227-8834-2022-1-76-85
13. Suresh S., Chung J. W., Cho G. T. [et al.]. Analysis of molecular genetic diversity and population structure in Amaranthus germplasm using SSR markers // Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology. 2014. Vol. 148, № 4. P. 635-644. doi: 10.1080/11263504.2013.788095
14. Doyle J. J., Doyle J. L., Rapid А. DNA Isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue // Phytochemical Bulletin. 1987. Vol. 19. P. 1-11.
15. Easlon H. M., Bloom A. J. Easy Leaf area: Automated Digital Image Analysis for rapid and accurate measurement of Leaf Area // Applications in Plant Sciences. 2014. Vol. 2, № 7. P. 1400033. doi: 10.3732/apps.1400033
16. Choi J. Y., Seo Y. S., Kim S. J. [et al.]. Constitutive expression of CaXTH3, a hot pepper xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase, enhanced tolerance to salt and drought stresses without phenotypic defects in tomato lants (Solanum lycopersicum cv. Dotae-rang) // Plant Cell Reports. 2011. Vol. 30, № 5. Р. 867-877. doi: 10.1007/s00299-010-0989-3
17. Чевари С., Чаба И., Секей И. Роль супероксиддисмутазы в окислительных процессах клетки и метод определения её в биологических материалах // Лабораторное дело. 1985. № 11. С. 678-681.
18. Verma S., Dubey R. S. Lead toxicity induces lipid peroxidation and alert the activities of antioxidant enzymes in grooving rice plants // Plant Science. 2003. Vol. 64. P. 645-655. doi: 10.1016/S0168-9452(03)00022-0
19. Panchuck I. I. Volkov R. A., Schoff F. Heat stress and heat shock transcription factor-depend expression and activity of ascorbate peroxidase in Arabidopsis // Plant Physiology. 2002. Vol. 129. P. 838-853. doi: 10.1104/pp.001362
20. Taylor N. L., Millar A. H. Oxidative stress and plant mitochondria // Methods in molecular Biology. 2007. Vol. 372. P. 389-403.
21. Khedr A. H. A., Abbas M. A., Abdel W. A. A. [et al.]. Proline induces the expression of salt stress responsive proteins and may improve the adaptation of Pancratium mariti-mum L. to salt stress // Journal of Experimental Botany. 2003. Vol. 54, № 392. P. 2553-2562. doi: 10.1093/jxb/erg277
22. Boestfleisch C., Wagenseil N. B., Buhmann A. K. [et al.]. Manipulating the antioxidant capacity of halophytes to increase their cultural and economic value through saline cultivation // AoB Plants. 2014. Vol. 13. P. 1-16. doi: 10.1093/aobpla/plu046
23. Habig W. H., Pabst M. S., Jakoby W. B. Glutathione-S-transferase. The first enzymatic step in mercapturic acid formation // Journal of Biological Chemistry. 1974. Vol. 246. P. 7130-7139. doi: 10.1016/S0021-9258(19)42083-8
24. Wassom J. J., Tranel P. J. Amplified fragment length polymorphism-based genetic relationships among weedy Amaranthus species // Journal of Heredity. 2005. Vol. 96, № 4. P. 410-416. doi: 10.1093/jhered/esi065
25. Snezana D. M., Marija K., Danijela R. [et al.]. Assessment of genetic relatedness of the two Amaranthus retroflexus populations by protein and random amplified polymorphic DNA (RAPD) markers // African Journal of Biotechnology. 2012. Vol. 11, № 29. P. 7331-7337. doi: 10.5897/AJB11.1254
26. Park Y. J., Nemoto K., Nishikawa T. [et al.]. Origin and evolution of the waxy pheno-type in Amaranthus hypochondriacus: evidence from the genetic diversity in the Waxy locus // Molecular breeding. 2012. Vol. 29, № 1. P. 147-157. doi: 10.1007/s11032-010-9533-y
27. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers // Nucleic acids research. 1989. Vol. 17, № 16. P. 6463-6471. doi: 10.1093/nar/17.16.6463
28. Lee J. R., Hong G. Y., Dixit A. [et al.]. Characterization of microsatellite loci developed for Amaranthus hypochondriacus and their cross-amplification in wild species // Conservation genetics. 2008. Vol. 9. P. 243-246. doi: 10.1007/s10592-007-9323-1
29. Mallory M. A., Hall R. V., McNabb A. R. [et al.]. Development and characterization of microsatellite markers for the grain amaranths // Crop science. 2008. Vol. 48, № 3. P. 1098-1106. doi: 10.2135/cropsci2007.08.0457
30. Till B. J., Cooper J., Tai T. H. [et al.]. Discovery of chemically induced mutations in rice by TILLING // BioMed Central Plant Biology. 2007. Vol. 7, № 1. P. 1-12. doi: 10.1186/1471-2229-7-19
31. Pilu R., Panzeri D., Gavazzi G. [et al.]. Phenotypic, genetic and molecular characterization of a maize low phytic acid mutant (lpa241) // Theoretical and Applied Genetics. 2003. Vol. 107. P. 980-987. doi: 10.1007/s00122-003-1316-y
32. Monteiro M. S., Lopes T., Mann R. M. [et al.]. Microsatellite instability in Lactuca sativa chronically exposed to cadmium // Mutation Research - Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis. 2009. Vol. 672, № 2. P. 90-94. doi: 10.1016/j.mrgentox. 2008.10.012
33. Cia M. C., Guimaraes A. C. R., Medici L. O. [et al.]. Antioxidant responses to water deficit by drought tolerant and sensitive sugarcane varieties // Annals of Applied Biology. 2012. Vol. 161, № 3. P. 313-324. doi: 10.1111/j.1744-7348.2012.00575.x
34. Dawood M. G., Taie H. A. A., Nassar M. R. A. [et al.]. The changes induced in the physiological, biochemical and anatomical characteristics of Viciafaba by the exoge-
nous application of proline under seawater stress // South African Journal of Botany. 2014. Vol. 93. P. 54-63. doi: 10.1016/j.sajb.2014.03.002
35. Tausz M., Grill D. The role of glutathione in stress adaptation of plants // Phyton. 2000. Vol. 40. P. 111-118.
36. Mao G., Xu X. Screening and physiological and biochemical analysis of Lyciumbarba-rum mutant with salt tolerance // Journal of Northwest Botanical Research. 2005. Vol. 25, № 2. P. 275-280.
37. Bor M., Özdemir F., Türkan I. The effect of salt stress on lipid peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet Beta maritima L // Plant science. 2003. Vol. 164, № 1. P. 77-84. doi: 10.1016/S0168-9452(02)00338-2
38. Koca H., Özdemir F., Turkan I. Effect of salt stress on lipid peroxidation and superoxide dismutase and peroxidase activities of Lycopersiconesculentum and L. pennellii // Biologia Plantarum. 2006. Vol. 50, № 4. P. 745-748. doi: 10.1007/s10535-006-0121-2
39. Koca H., Bor M., Özdemir F., Türkan i. The effect of salt stress on lipid peroxidation, antioxidative enzymes and proline content of sesame cultivars // Environmental and experimental Botany. 2007. Vol. 60, № 3. P. 344-351. doi: 10.1016/j.envexpbot. 2006.12.005
40. Yazici I., Türkan I., Sekmen A. H., Demiral T. Salinity tolerance of purslane (Portulaca oleracea L.) is achieved by enhanced antioxidative system, lower level of lipid peroxidation and proline accumulation // Environmental and Experimental Botany. 2007. Vol. 61, № 1. P. 49-57. doi: 10.1016/j.envexpbot.2007.02.010
41. Ji W., Zhu Y., Li Y. [et al.]. Over-expression of a glutathione S-transferase gene, GsGST, from wild soybean (Glycine soja) enhances drought and salt tolerance in transgenic tobacco // Biotechnology letters. 2010. Vol. 32, № 8. P. 1173-1179. doi: 10.1007/s10529-010-0269-x
References
1. Fuglie K. Priorities for sweet potato research in developing countries: results of a survey. Horticultural Sciences. 2007;42:1200-1206. doi: 10.21273/HÖRTSCI.42.5.1200
2. Hyman S., Fujisaka P., Jones S. et al. Strategic approaches to targeting technology generation: assessing the coincidence of poverty and drought-prone crop production. Agricultural Systems. 2008;98:50-61. doi: 10.1016/j.agsy.2008.04.001
3. Gomes P., Oliva M.A., Mielke M.S. et al. Osmotic adjustment, proline accumulation and cell membrane stability in leaves of Cocos nucifera submitted to drought stress. Scientia Horticulture. 2010;126:379-384. doi: 10.1016/j.scienta.2010.07.036
4. Ozkur O., Özdemir F., Bor M., Turkan I. Physiochemical and antioxidant responses of the perennial xerophyte Capparis ovata Desf. to drought. Environmental and Experimental Botany. 2009;66:487-492. doi: 10.1016/j.envexpbot.2009.04.003
5. Liang Y., Hu F., Yang M., Yu J. Atioxidative defenses and water deficit-induced ixida-tive damage in rice (Oryza sativa L.) growing on non-flooded paddy soils with ground mulching. Plant and Soil. 2003;257:407-416. doi: 10.1023/A:1027313902195
6. Sun R.L., Zhou Q.X., Sun F.H., Jin C.X. Antioxidative defense and proline phyto-chelatin accumulation in a newly discovered Cd-hyperaccumulator, Solanum nigrum L. Environmental and Experimental Botany. 2007;60:468-476. doi: 10.1016/j.envexpbot.2007.01.004
7. Ahmed C.B., Rouina B.B., Sensoy S. et al. Changes in gas exchange, proline accumulation and antioxidative enzyme activities in three olive cultivars under contrasting water availability regimes. Environmental and Experimental Botany. 2009;67:345-352. doi: 10.1016/j.envexpbot.2009.07.006
8. Boogar A.R., Salehi H., Jowkar A. Exogenous nitric oxide alleviates oxidative damage in turfgrass under drougt stress. South African Journal of Botany. 2014;92:78-82. doi: 10.1016/j.sajb.2014.02.005
9. Umar M., Siddiqui Z.S. Physiological performance of sunflower genotypes under combined salt and drought stress environment. Acta Botanica Croatica. 2018;77(1):36-44. doi: 10.2478/botcro-2018-0002
10. Brenner D.M., Baltensperger D.D., Kulakow P.A. et al. Genetic resources and breed-ing
of Amaranthus. Plant Breeding Reviews. 2000;19:227-285.
11. Taipova R.M., Kuluev B.R. Determination of the optimal concentration of sodium azide mutagen for Amaranthus cruentus L. seed treatment. Vestnik Voronezhskogo gosudar-stvennogo universiteta. Ser.: Khimiya, biologiya, farmatsiya = Bulletin of Voronezh State University. Series: Chemistry, biology, pharmacy. 2021;3:34-41. (In Russ.)
12. Taipova R.M., Nesterov V.N., Rozentsvet O.A., Kuluev B.R. Changes in the content of proteins, lipids and the state of the antioxidant system in mutant forms of Amaranthus cruentus L. Trudy po prikladnoy botanike, genetike i selektsii = Proceedings on applied botany, genetics and breeding. 2022;183(1):76-85. (In Russ.). doi: 10.30901/22278834-2022-1-76-85
13. Suresh S., Chung J.W., Cho G.T. et al. Analysis of molecular genetic diversity and population structure in Amaranthus germplasm using SSR markers. Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology. 2014;148(4):635-644. doi: 10.1080/11263504.2013.788095
14. Doyle J.J., Doyle J.L., Rapid A. DNA Isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochemical Bulletin. 1987;19:1-11.
15. Easlon H.M., Bloom A.J. Easy Leaf area: Automated Digital Image Analysis for rapid and accurate measurement of Leaf Area. Applications in Plant Sciences. 2014;2(7):1400033. doi: 10.3732/apps.1400033
16. Choi J.Y., Seo Y.S., Kim S.J. et al. Constitutive expression of CaXTH3, a hot pepper xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase, enhanced tolerance to salt and drought stresses without phenotypic defects in tomato lants (Solanum lycopersicum cv. Dotae-rang). Plant Cell Reports. 2011;30(5):867-877. doi: 10.1007/s00299-010-0989-3
17. Chevari S., Chaba I., Sekey I. The role of superoxide dismutase in the oxidative processes of the cell and a method for its determination in biological materials. Laborator-noe delo. 1985;(11):678-681. (In Russ.)
18. Verma S., Dubey R.S. Lead toxicity induces lipid peroxidation and alert the activities of antioxidant enzymes in grooving rice plants. Plant Science. 2003;64:645-655. doi: 10.1016/S0168-9452(03)00022-0
19. Panchuck I.I. Volkov R.A., Schoff F. Heat stress and heat shock transcription factor-depend expression and activity of ascorbate peroxidase in Arabidopsis. Plant Physiology. 2002;129:838-853. doi: 10.1104/pp.001362
20. Taylor N.L., Millar A.H. Oxidative stress and plant mitochondria. Methods in molecular Biology. 2007;372:389-403.
21. Khedr A.H.A., Abbas M.A., Abdel W.A.A. et al. Proline induces the expression of salt stress responsive proteins and may improve the adaptation of Pancratium maritimum L. to salt stress. Journal of Experimental Botany. 2003;54(392):2553-2562. doi: 10.1093/jxb/erg277
22. Boestfleisch C., Wagenseil N.B., Buhmann A.K. et al. Manipulating the antioxidant capacity of halophytes to increase their cultural and economic value through saline cultivation. AoBPlants. 2014;13:1-16. doi: 10.1093/aobpla/plu046
23. Habig W.H., Pabst M.S., Jakoby W.B. Glutathione-S-transferase. The first enzymatic step in mercapturic acid formation. Journal of Biological Chemistry. 1974;246:7130-7139. doi: 10.1016/S0021-9258(19)42083-8
24. Wassom J.J., Tranel P.J. Amplified fragment length polymorphism-based genetic relationships among weedy Amaranthus species. Journal of Heredity. 2005;96(4):410-416. doi: 10.1093/jhered/esi065
25. Snezana D.M., Marija K., Danijela R. et al. Assessment of genetic relatedness of the two Amaranthus retroflexus populations by protein and random amplified polymorphic
DNA (RAPD) markers. African Journal of Biotechnology. 2012;11(29):7331-7337. doi: 10.5897/AJB11.1254
26. Park Y.J., Nemoto K., Nishikawa T. et al. Origin and evolution of the waxy phenotype in Amaranthus hypochondriacus: evidence from the genetic diversity in the Waxy locus. Molecular breeding. 2012;29(1):147-157. doi: 10.1007/s11032-010-9533-y
27. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. Nucleic acids research. 1989;17(16):6463-6471. doi: 10.1093/nar/17.16.6463
28. Lee J.R., Hong G.Y., Dixit A. et al. Characterization of microsatellite loci developed for Amaranthus hypochondriacus and their cross-amplification in wild species. Conservation genetics. 2008;9:243-246. doi: 10.1007/s10592-007-9323-1
29. Mallory M.A., Hall R.V., McNabb A.R. et al. Development and characterization of microsatellite markers for the grain amaranths. Crop science. 2008;48(3):1098-1106. doi: 10.2135/cropsci2007.08.0457
30. Till B.J., Cooper J., Tai T.H. et al. Discovery of chemically induced mutations in rice by TILLING. BioMed Central Plant Biology. 2007;7(1):1-12. doi: 10.1186/1471-2229-7-19
31. Pilu R., Panzeri D., Gavazzi G. et al. Phenotypic, genetic and molecular characterization of a maize low phytic acid mutant (lpa241). Theoretical and Applied Genetics. 2003;107:980-987. doi: 10.1007/s00122-003-1316-y
32. Monteiro M.S., Lopes T., Mann R.M. et al. Microsatellite instability in Lactuca sativa chronically exposed to cadmium. Mutation Research - Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis. 2009;672(2):90-94. doi: 10.1016/j.mrgentox.2008.10.012
33. Cia M.C., Guimaraes A.C.R., Medici L.O. et al. Antioxidant responses to water deficit by drought tolerant and sensitive sugarcane varieties. Annals of Applied Biology. 2012;161(3):313-324. doi: 10.1111/j.1744-7348.2012.00575.x
34. Dawood M.G., Taie H.A.A., Nassar M.R.A. et al. The changes induced in the physiological, biochemical and anatomical characteristics of Viciafaba by the exogenous application of proline under seawater stress. South African Journal of Botany. 2014;93:54-63. doi: 10.1016/j.sajb.2014.03.002
35. Tausz M., Grill D. The role of glutathione in stress adaptation of plants. Phyton. 2000;40:111-118.
36. Mao G., Xu X. Screening and physiological and biochemical analysis of Lyciumbarba-rum mutant with salt tolerance. Journal of Northwest Botanical Research. 2005;25(2):275-280.
37. Bor M., Özdemir F., Türkan I. The effect of salt stress on lipid peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet Beta maritima L. Plant science. 2003;164(1):77-84. doi: 10.1016/S0168-9452(02)00338-2
38. Koca H., Ozdemir F., Turkan I. Effect of salt stress on lipid peroxidation and superoxide dismutase and peroxidase activities of Lycopersiconesculentum and L. pennellii. Biologia Plantarum. 2006;50(4):745-748. doi: 10.1007/s10535-006-0121-2
39. Koca H., Bor M., Özdemir F., Türkan i. The effect of salt stress on lipid peroxidation, antioxidative enzymes and proline content of sesame cultivars. Environmental and experimental Botany. 2007;60(3):344-351. doi: 10.1016/j.envexpbot.2006.12.005
40. Yazici I., Türkan I., Sekmen A.H., Demiral T. Salinity tolerance of purslane (Portulaca oleracea L.) is achieved by enhanced antioxidative system, lower level of lipid peroxi-dation and proline accumulation. Environmental and Experimental Botany. 2007;61(1):49-57. doi: 10.1016/j.envexpbot.2007.02.010
41. Ji W., Zhu Y., Li Y. et al. Over-expression of a glutathione S-transferase gene, GsGST, from wild soybean (Glycine soja) enhances drought and salt tolerance in transgenic tobacco. Biotechnology letters. 2010;32(8):1173-1179. doi: 10.1007/s10529-010-0269-x
Информация об авторах / Information about the authors
Рагида Мухтаровна Таипова аспирант, Уфимский университет науки и технологий (Россия, г. Уфа, ул. Заки Валиди, 32)
E-mail: [email protected]
Халит Галеевич Мусин кандидат биологических наук, научный сотрудник Института биохимии и генетики, Уфимский федеральный исследовательский центр РАН (Россия, г. Уфа, пр-т Октября, 71)
Карина Петровна Гайнуллина
кандидат биологических наук, старший научный сотрудник Института биохимии и генетики, Уфимский федеральный исследовательский центр РАН (Россия, г. Уфа, пр-т Октября, 71)
Булат Разяпович Кулуев доктор биологических наук, старший научный сотрудник Института биохимии и генетики, Уфимский федеральный исследовательский центр РАН (Россия, г. Уфа, пр-т Октября, 71); профессор кафедры биохимии и биотехнологии, Уфимский университет науки и технологий (Россия, г. Уфа, ул. Заки Валиди, 32)
Ragida M. Taipova Postgraduate student, Ufa University of Science and Technology (32 Zaki Validi street, Ufa, Russia)
Khalit G. Musin
Candidate of biological sciences, researcher of the Institute of biochemistry and genetics, Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences (71 Oktybrya avenue, Ufa, Russia)
Karina P. Gainullina
Candidate of biological sciences, senior researcher of the Institute of biochemistry and genetics, Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences (71 Oktybrya avenue, Ufa, Russia)
Bulat R. Kuluev
Doctor of biological sciences, senior researcher of the Institute of biochemistry and genetics, Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences (71 Oktybrya avenue, Ufa, Russia); professor of the sub-department of biochemistry and biotechnology, Ufa University of Science and Technology (32 Zaki Validi street, Ufa, Russia)
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов / The authors declare no conflicts of interests.
Поступила в редакцию / Received 28.02.2023
Поступила после рецензирования и доработки / Revised 31.04.2023 Принята к публикации / Accepted 10.06.2023
