CC BY
54
БИОТЕХНОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
УДК 634.25:57.085.2
ОСОБЕННОСТИ РЕГЕНЕРАЦИИ МИКРОПОБЕГОВ НЕКОТОРЫХ СОРТОВ
ПЕРСИКА В УСЛОВИЯХ IN VITRO
Ольга Владимировна Митрофанова, Ирина Вячеславовна Митрофанова, Нина Павловна Лесникова-Седошенко, Сергей Владимирович Долгов
Никитский ботанический сад - Национальный научный центр 298648, Россия, г. Ялта, пгт Никита, ул. Никитский спуск, 52 invitro_plant@mail. ru
Изучены морфогенетические потенции органов и тканей 5 сортов персика для разработки системы регенерации персика in vitro. Показана возможность получения асептической культуры при применении 1% раствора Thimerosal, 0,5% раствора препарата "Дез ТАБ" и 0,4% раствора цефотаксима. Разработаны приемы регенерации микропобегов из меристем и апексов активно растущих побегов. Частота регенерации повышалась при культивировании на питательных средах, дополненных регуляторами роста БАП в концентрации 0,5 - 1,5 мг/л и ИМК - 0,1 - 0,2 мг/л.
Ключевые слова: Prunus pérsica (L.) Batsch; эксплант; питательная среда; культура органов и тканей; регуляторы роста; морфогенез
Введение
Персик [Prunus pérsica (L.) Batsch], род Prunus L., семейство Rosaceae Juss. является основной промышленной косточковой плодовой культурой в мире. Важнейшими регионами выращивания персика в России считаются Крым и Северный Кавказ. Высокая пищевая ценность и наличие биологически активных веществ, содержащихся в плодах, сделали эту культуру необходимым продуктом питания. Тем не менее, выращивание персика, особенно в последние годы, сопряжено с широким распространением наиболее опасного вируса косточковых плодовых культур - Plum pox potyvirus (PPV), причиняющего значительный экономический ущерб насаждениям персика [6, 11, 13]. Кроме персика, вирус поражает многие виды рода Prunus и более 60 видов травянистых растений [14]. Известные и применяемые традиционные мероприятия по борьбе с вирусом шарки сливы, такие как фитосанитарный контроль, обнаружение пораженных деревьев, их выкорчевка и сжигание, борьба с насекомыми-переносчиками PPV, только ограничивают распространение возбудителя болезни. Поиск устойчивых к PPV промышленных и коллекционных сортов персика не привел к положительным результатам. Альтернативой является создание безвирусного посадочного материала персика и устойчивых к PPV сортов методами биотехнологии и генетической инженерии. Для решения данной проблемы, прежде всего, необходима эффективная и надежная система регенерации микропобегов персика из соматических тканей в условиях in vitro [2, 15, 16]. Как известно, персик является одной из самых трудно размножаемых культур в условиях in vitro [8, 15].
Целью данного исследования было изучение морфогенетических потенций органов и тканей 5 сортов персика для разработки системы регенерации данной культуры в условиях in vitro.
Объекты и методы исследования
Исследования выполняли в лаборатории биотехнологии и вирусологии растений отдела биологии развития растений, биотехнологии и биобезопасности Никитского ботанического сада (НБС).
В качестве объектов исследований были взяты 5 сортов персика [Prunus pérsica (L.) Batsch], отобранные из генофондовой коллекции НБС - 2 отечественной ('Посол Мира', 'Родзынка') и 3 - зарубежной ('Ambergold', 'Dixired', 'Red Haven') селекции, предварительно протестированные на отсутствие вируса шарки сливы - Plum pox potyvirus методами (DAS) ELISA и PCR-анализа [4, 11]. Для экспериментов по микроразмножению были использованы 2 типа эксплантов: меристемы, изолированные из вегетативных почек, отобранные с января по декабрь, и апексы активно растущих побегов размером 1,0 - 1,5 см - в июне - июле. Опыты по культуре in vitro проводили согласно методикам Р.Г. Бутенко (1964) [1], О.В. Митрофановой и др. [3], L. Kyte [9]. Для получения асептической культуры эксплантов персика применяли 70% С2Н5ОН, 1% раствор фунгицида Thimerosal ("Merk", Германия), 0,2 - 0,5% раствор препарата "Дез ТАБ" (Китай), 0,4% раствор антибиотика цефотаксима (Республика Беларусь). В растворы каждого реагента добавляли 1 - 2 капли детергента Tween-20 для снятия поверхностного натяжения и лучшего воздействия на растительные ткани. После каждого реагента экспланты 3 - 4 раза промывали стерильной дистиллированной водой.
В экспериментах по морфогенезу и регенерации микропобегов использовали агаризованные питательные среды MS (Murashige, Skoog, 1962) [12] и В5 (Gamborg, Eveleigh, 1968) [7]. На основе базовой питательной среды В5 модифицировано 3 варианта сред PM, PE, PR, содержащие регуляторы роста растений для разных этапов морфогенеза исследуемых сортов. В качестве индуктора морфогенеза и регенерации эксплантов использовали БАП в различных концентрациях. На этапе введения изолированных меристем в условия in vitro применяли среду РМ с добавлением 1,0 мг/л БАП, 0,15 мг/л ИМК и 0,5 мг/л ГК3. Апексы (верхушки) активно растущих побегов культивировали на среде РЕ, содержащей БАП в концентрации 1,0; 1,25; 1,5 мг/л и 0,1 мг/л ИМК. Регенерацию микропобегов инициировали на среде PR с 0,5; 0,75; 1,0 мг/л БАП и 0,1-0,2 мг/л ИМК. Меристемы размером 0,5 мм вычленяли из вегетативных почек под бинокулярным микроскопом Nikon SMZ 745T (Япония). Первичные экспланты (меристемы и апексы активно растущих побегов) помещали в пробирки на питательные среды РМ и РЕ с добавлением рибавирина (1 -ß-D-ribofuranosyl-1H-1,2,4-triazole-carboxamide, "Sigma", США) в концентрации 10 мг/л (для элиминации возможной вирусной инфекции). Для индукции морфогенного каллуса использовали агаризованные питательные среды М1 (1,0 мг/л БАП и 0,1 мг/л ИМК) [16]; Аа2 (0,5 мг/ кинетина и 1,0 мг/л НУК), RG2 (1,5 мг/ БАП и 1,5 мг/л ИУК) и RG7 (1,3 мг/л TDZ) на основе базовой среды MS. рН среды доводили до 5,7 - 5,8 при помощи 1.0 н. КОН или 1.0 н. HCl до введения агара и автоклавировали при 120°С в течение 5 - 15 минут. Субкультивирование проводили через 2 - 4 недели. Культуральные сосуды содержали в климатической камере (Panasonic MLR-352-PE) при 25±1°С, 16 часовом фотопериоде при освещении холодным белым светом флуоресцентных ламп (Philips TL, 40 W) интенсивностью 37,5 pmol m'V1.
Обработку данных осуществляли с помощью программы STATISTICA for Windows, 6.0 (StatSoft, Inc. 1984 - 2001).
Результаты и обсуждение
Проведенные исследования показали, что решающее значение при изучении морфогенетических потенций органов и тканей и регенерации сортов персика Посол
Мира, Родзынка, Ambergold, Dixired и Red Haven в условиях in vitro имеют генотип, сроки отбора эксплантов, условия стерилизации, тип и концентрация регуляторов роста в питательной среде. Вегетативные почки и апексы активно растущих побегов были отобраны в разные фазы вегетации с внешне бессимптомных растений, предварительно протестированных на отсутствие вируса Plum pox potyvirus. Нами установлено, что среди изученных сроков отбора вегетативных почек и введения меристем в культуру in vitro лучшими были февраль - март и ноябрь - декабрь (рис. 1), а для апексов активно растущих побегов - июнь - июль. У исследуемых сортов количество способных к развитию меристем в феврале - марте составило 60,5 - 80,2%, в ноябре - декабре - 50,5 - 67,3%, в зависимости от генотипа. Количество развивающихся апексов активно растущих побегов, отобранных в июне - июле, достигало 72 - 84%.
100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
1 1 -
F -
I
ГШ
ы
I
I II III IV V VI VII VIII IX X XI XII Сроки отбора эксплантов, мес
□ Родзынка □ Посол Мира □ Ambergold □ Dixired □ Red Haven
Рис. 1 Влияние генотипа и сроков отбора на развитие меристем персика в условиях in vitro
В настоящее время одной из сложных проблем получения асептической культуры вводимого in vitro растительного материала персика является зараженность сапрофитной грибной и бактериальной инфекциями. Использование известных способов стерилизации растительного материала не всегда обеспечивает высокий процент свободных от контаминации эксплантов [5, 9]. В связи с этим нами были проведены эксперименты по разработке эффективных способов стерилизации вегетативных почек и апексов активно растущих побегов персика сортов Посол Мира, Родзынка, Ambergold, Dixired и Red Haven с использованием различных антисептиков и экспозиций их применения. Результаты исследования показали, что использование антибиотика цефотаксима (400 мг/л) в процессе стерилизации совместно с 0,5% раствором «Дез ТАБ» и 1% раствором фунгицида Thimerosal значительно уменьшало количество инфицированных эксплантов (табл. 1).
Среди разработанных нами и испытанных 6 способов стерилизации более эффективными были 2 способа, которые позволили получить 89,4 ± 5,4% вегетативных почек и 85,1 ± 4,5% апексов активно растущих побегов, свободных от контаминации (см. табл. 1).
Выявлены особенности введения и культивирования меристем и апексов активно растущих побегов персика сортов Посол Мира, Родзынка, Ambergold, Dixired и Red Haven, на питательные среды PM, PE и PR. Инициация развития меристем и апексов активно растущих побегов происходила на 7 - 9 сут на питательной среде РМ и РЕ, соответственно (рис. 2). На этапе индукции развития меристем и апексов активно растущих побегов в условиях in vitro основной характеристикой регенерационных процессов было количество сформировавшихся микропобегов. Первыми начинали
развиваться меристемы и апексы активно растущих побегов сортов Родзынка, Посол Мира и Red Haven, изолированные на питательные среды РМ, дополненную 1,0 мг/л БАП, 0,15 мг/л ИМК, 0,5 мг/л и РЕ, содержащую 1,5 мг/л БАП, 0,1 мг/л ИМК, соответственно. Культивирование меристем и апексов активно растущих побегов на среде PR, содержащей 0,5 - 1,0 мг/л и 0,1 - 0,2 мг/л ИМК, значительно повышало частоту регенерации. В контроле (среда без регуляторов роста) экспланты развивались слабо и погибали на 10-12 сутки. После первых двух субкультивирований на среде PR развитие микропобегов персика сортов Родзынка, Посол Мира, Ambergold, Dixired и Red Haven проходило без особых морфологических изменений.
Таблица 1
Сравнительная оценка эффективности способов стерилизации вегетативных почек и апексов
активно растущих побегов персика
Способ стерилизации Количество эксплантов, %
стерилизующее вещество и его концентрация экспозиция, мин инфицированных потемневших и некротизиро-вавшихся свободных от контаминации
Вегетативные почки
70% C2H5OH 0,2% р-р «Дез ТАБ» 1 18 56,2 ± 5,9 15,8 ± 1,7 28,0 ± 1,7
70% C2H5OH 0,5% р-р «Дез ТАБ» 1 18 41,6 ± 4,8 16,3 ± 0,9 42,1 ± 7,5
70% C2H5OH 0,4% р-р цефотаксим 1 30 35,4 ± 7,4 10,3 ± 1,4 54,3 ± 5,2
70% C2H5OH 1% Thimerosal 0,5% р-р «Дез ТАБ» 0,4% р-р цефотаксим 1 7 10 30 4,5 ± 0,5 6,1 ± 1,4 89,4 ± 5,4
Апексы активно растущих побегов (1,0 - 1,5 см)
70% C2H5OH 1% Thimerosal 0,5% р-р «Дез ТАБ» 1 3 17 36,5 ± 2,2 8,2± 1,8 55,3 ± 6,7
70% C2H5OH 0,5% р-р «Дез ТАБ» 0,4% р-р цефотаксим 1 10 20 7,1 ± 1,1 7,8 ± 0,8 85,1 ± 4,5
Рис. 2 Инициация развития меристемы персика сорта Ambergold на агаризованной питательной
среде PM (масштаб 1 см)
Однако после 3 субкультивирования наблюдали различные морфологические ответы. На некоторых микропобегах сорта Red Haven отмечен хлороз листьев и их постепенное оводнение с последующей некротизацией тканей. У сорта Dixired в течение 40 - 45 сут после введения формировались крупные сидячие розетки с ярко-зелеными листьями длиной 1,5 - 1,8 см (рис. 3).
Рис. 3 Развитие апексов активно растущих побегов персика сорта Dixired через 40 - 45 сут
культивирования in vitro (масштаб 1 см)
Оценивая влияние регуляторов роста и их концентраций на морфогенез и регенерацию микропобегов, выявлен высокий морфогенетический потенциал сортов Посол Мира и Ambergold (рис. 4, табл. 2). Число сформировавшихся микропобегов/эксплант достигало 12,2 и 11,7, соответственно. У сортов Dixired и Red Haven этот показатель не превышал 7,6.
Рис. 4 Множественное побегообразование на питательной среде PR и формирование каллуса в базальной части микропобега персика сорта Посол Мира (масштаб 1 см)
Из таблицы 2 видно, что образование микропобегов и их число зависит от типа регуляторов роста, их концентраций и генотипа. В целом все изученные концентрации БАП в сочетании с 0,1 и 0,2 мг/л ИМК активизировали морфогенез и частоту регенерации по сравнению с контролем. Наибольшая длина побега и количество листьев наблюдали также на среде РЯ с 1,0 мг/л БАП и 0,1 мг/л ИМК. При этом БАП в концентрации 1,0 мг/л стимулировал регенерационные процессы у всех сортов персика
по сравнению с контролем. Увеличение частоты регенерации в значительной мере происходило благодаря физиологической роли БАП, являющегося наиболее эффективным цитокинином при микроразмножении представителей семейства Rosaceae [10, 15, 17].
Таблица 2
Влияние регуляторов роста и их концентраций в питательной среде РЯ на регенерацию микропобегов
5 сортов персика (после 4 субкультивирования)
Регулятор роста и его концентрация, мг/л Генотип
БАП ИМК Родзынка Посол Мира Амберголд Диксиред Ред Хейвен
Количество микропобегов/эксплант, шт.
Из меристем
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
0,5 0,1 5,4 ± 0,7 8,7 ± 0,8 6,8 ± 0,9 4,1 ± 0,7 4,5 ± 0,4
0,5 0,2 5,2 ± 0,8 8,2 ± 0,4 7,1 ± 1,2 4,4 ± 0,8 4,2 ±0,7
0,75 0,1 6,8 ± 1,1 9,7 ± 0,9 8,1 ± 1,2 5,8 ± 1,2 5,2 ±0,9
0,75 0,2 6,4 ± 1,5 9,4 ± 1,1 8,3 ± 1,4 5,8 ± 1,6 5,4 ±1,3
1,0 0,1 8,4 ± 1,4 12,2 ± 1,6 11,5 ± 0,7 6,5 ± 1,6 6,4 ±1,4
1,0 0,2 8,3 ± 1,2 12,0 ± 2,1 11,3 ± 1,6 6,7 ± 1,3 6,5 ±1,4
Из апексов активно растущих побегов
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
0,5 0,1 5,9 ± 0,8 8,5 ± 1,7 7,4 ± 0,7 4,9 ± 0,7 5,4 ± 1,8
0,5 0,2 6,2 ± 1,3 8,2 ± 1,6 7,2 ± 0,8 5,1 ± 1,4 5,6 ± 2,1
0,75 0,1 7,7 ± 1,1 10,8 ± 1,5 8,8 ± 1,1 6,2 ± 0,7 6,5 ± 1,7
0,75 0,2 7,5 ± 1,5 10,8 ± 1,1 8,4 ± 1,5 6,3 ± 1,6 6,0 ± 1,4
1,0 0,1 8,9 ± 1,4 11,7± 0,6 10,9 ± 0,4 7,6 ± 1,1 7,2 ± 1,4
1,0 0,2 9,3 ± 1,2 11,5 ± 0,9 11,0 ± 0,8 7,5 ± 0,9 7,5 ± 1,9
Полученные микропобеги сортов персика длиной 1,0 - 1,5 см перенесены на питательные среды М 1 [15] и PR для индукции морфогенного каллуса.
Не менее важной и сложной проблемой при разработке систем регенерации растений является индукция морфогенного каллуса и последующее эффективное побегообразование персика через каллусогенез для дальнейшего генетического улучшения сортов персика [16]. В наших опытах индукцию образования каллуса наблюдали на питательных средах PR(модифицированная питательная среда В5), содержащей 0,5 - 1,0 мг/л БАП и 0,1 - 0,2 мг/л ИМК и М1 (основа среды MS), дополненной 1,0 мг/л БАП и 0,1 мг/л ИМК. На срезе в базальной части микропобега в месте контакта его с питательной средой было отмечено формирование плотного каллуса. При увеличении концентрации БАП в питательной среде (1,5, 2,0 мг/л) и ИМК (0,1, 0,2 мг/л) индуцирован морфогенный каллус, что согласуется с результатами, полученными M. Perez-Jimenez et al. [15]. Вместе с тем, у сортов Посол Мира и Red Haven на данной среде также образовывался морфогенный каллус. На поверхности каллуса у сортов персика Родзынка, Ambergold и Dixired в базальной части микропобегов отмечено образование глобулярных структур (рис. 5, 6). Развившийся морфогенный каллус отделяли и переносили на среды Аа 2 (0,5 мг/ кинетина и 1,0 мг/л НУК), RG2 (1,5 мг/ БАП и 1,5 мг/л ИУК) и RG7 (1,3 мг/л TDZ) для увеличения его количества (рис. 5В).
В результате проведенных исследований изучены абиотические и биотические факторы, регулирующие процессы введения, индукции морфогенеза и регенерации in vitro сортов персика Посол Мира и Родзынка, Ambergold, Dixired и Red Haven.
А Б В
Рис. 5 Микропобег (А) и морфогенный каллус (Б) сорта Ambergold на питательной среде PR, содержащей 1,0 мг/л БАП и 0,2 мг/л ИМК; развитие отделенного каллуса (В) на питательной
среде RG7 (масштаб 1 см)
Рис. 6 Формирование каллуса и образование дополнительных побегов в основании микропобега сорта Родзынка на питательной среде PR (А); глобулярные структуры (Б) на поверхности каллуса
(масштаб 1 см)
Выводы
Изучение морфогенетических потенций позволило раскрыть регенерационные способности меристем и апексов активно растущих побегов при воздействии следующих факторов культивирования, таких как способ стерилизации, состав питательных сред, тип и концентрация регуляторов роста.
Показано, что отбор вегетативных почек персика в феврале - марте и апексов активно растущих побегов в июне - июле при оптимальном способе последовательной ступенчатой стерилизации вегетативных почек в растворах 70% этанола, 1% Thimerosal, 0,5% «Дез ТАБ», 0,4% цефотаксима (экспозиция 1, 7, 10 и 30 мин) и апексов активно растущих побегов - в растворах 70% этанола, 0,5% «ДезТАБ» и 0,4% цефотаксима (экспозиция 1, 10 и 20 мин), обеспечивали выход 60,5 - 84% развивающихся первичных эксплантов 5 исследуемых сортов персика.
Продемонстрирована индуцирующая роль питательной среды PR (модифицированная питательная среда В5) и регуляторов роста БАП (0,5 - 1,5 мг/л) и ИМК (0,1 - 0,2 мг/л) в регенерации микропобегов персика. Количество микропобегов/эксплант у сортов Посол Мира, Ambergold, Родзынка, Dixired и Red Haven достигало 12,2; 11,7; 9,3; 7,6 и 7,5, соответственно.
У исследуемых сортов персика в основании микропобегов получен морфогенный каллус для дальнейшей разработки системы регенерации микропобегов и последующей генетической трансформации.
Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда, грант № 14-50-00079.
Список литературы
1. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. - М.: Наука, 1964. - 272 с.
2. Вагапова Т.И., Сидорова Т.Н., Долгов С.В. Разработка методов регенерации и трансформации растений персика подвоя «Bailey» //Материалы Междунар. науч. конф. и школы молодых ученых «Физиология растений - теоретическая основа инновационных агро- и фитобиотехнологий» (Россия, Калининград, 2014): материалы: в 2-х ч. / под ред. Е.С. Роньжиной. - Калининград: Аксиос, 2014. - Ч. I. - С. 184-186.
3. Митрофанова О.В., Митрофанова И.В., Смыков Ф.В., Лесникова Н.П. Методы биотехнологии в селекции и размножении субтропических и косточковых плодовых культур: Сб. науч. тр. Гос. Никит. ботан. сада. - 1999. - Т. 118. - С. 189-199.
4. Митрофанова О.В., Митрофанова И.В., Чирков С.Н., Ежов В.Н., Лесникова-Седошенко Н.П. Биотехнологические системы диагностики вируса шарки сливы (Plum pox virus) и отбора толерантных сортов косточковых плодовых культур // Сборник научных трудов ГНБС. - 2009. - Т. 131. - С. 94-103.
5. Amiri S., Ashtari S., Babaiy A.H., Nazari S. A., Khodadadi E., Khodadadi E., Sabzi M. Control of contamination during micropropagation process of Rootstocks Mariana (Prunus mariana) // Annals Biological Research. - 2013. - Vol. 4 (3). - P. 149-151.
6. Cambra, M, Capote, N, Myrta, A, Llacer, G. Plum pox virus and the estimated costs associated with sharka disease // EPPO Bulletin. - 2006. - 36. - P. 202-204.
7. Gamborg O.L., Eveleigh D.E. Culture methods and detection of glucanases in cultures of wheat and barley // Can. J. Biochem. - 1968. - Vol. 46, N 5. - P. 417-421.
8. Gentile A., Monticelli S., Damiano C. Adventitious regeneration in peach [Prunus persica (L.) Batsch] // Plant Cell Rep. - 2002. - Vol. 20. - P. 1011-1016.
9. Kyte, L., Kleyn, J., Scoggins, H., Bridgen, M. Plants from test tubes: An introduction of micropropagation. 4th ed. Timber Press, Portland, Oregon, 2013. (2013). - 274 p.
10. Mirza Muhammad Qadeer Baig, Ishfaq Ahmad Hafiz, Azhar Hussain, Touqeer Ahmad, Nadeem Akhtar Abbasi An efficient protocol for in vitro propagation of Rosa gruss an teplitz and Rosa centifolia // African Journal of Biotechnology. - 2011. - Vol. 10(22). - P. 4564-4573. ISSN 1684-5315, doi: 10.5897/AJB10.2051
11. Mitrofanova I., Mitrofanova O., Chirkov S., Lesnikova-Sedoshenko N., Chelombit S. Detection and Identification of Plum Pox Virus on Prunus species in Crimea // Journal Agriculture & Forestry. - 2015. - Vol. 61 (4). - P. 197-204. ISSN 0554-5579, doi: 10.17707/AgricultForest.61.4.22
12. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with Tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. - 1962. - Vol. 15, N 3. - P. 473-497. doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
13. Nemeth M. History and importance of plum pox virus in stone-fruit production // Bulletin OEPP/EPPO Bulletin. - 1994. - 24. - P. 525-536.
14. Nemeth M. Plum pox (Sharka). In: Nemeth M. Virus, mycoplasma, and rickettsia diseases of fruit trees / Dordrecht: Martinus Nijhoff Pub. - 1986. - P. 463-479.
15. Perez-Jimenez M., Carrillo-Navarro A., Cos-Terrer J. Regeneration of peach (Prunus persica L. Batsch) cultivars and Prunus persica x Prunus dulcis rootstock via
organogenesis // Plant Cell Tiss Organ Cult. - 2012. - Vol. 108. - P. 55-62. doi: 10.1007/s11240-011-0011-y
16. Soliman H.I.A. In Vitro Regeneration and Genetic Transformation of Peach (Prunuspersica L.) Plants // Life Science Journal. - 2013. - Vol. 10 (2). - P. 487-496.
17. Zhou H., MingL., Zhao X., Fan X., Guo A. Plant regeneration from in vitro leaves of the peach rootstock 'Nemaguard' (Prunus persica x P. davidiana) // Plant Cell, Tissue, Organ Cult. - 2010. - Vol. 101. - P. 79-87.
Статья поступила в редакцию 03.09.2016 г.
Mitrofanova O.V., Mitrofanova I.V., Lesnikova-Sedoshenko N.P., Dolgov S.V. Feature of some peach cultivars microshoots regeneration in vitro // Bull. of the State Nikita Botan. Gard. - 2016. - № 121 . -Р. 48-56.
Morphogenetic capacity of organs and tissues of 5 peach cultivars were studied for the development of peach regeneration system in vitro. It was demonstrated that aseptic culture is possible to obtain using 1% Thimerosal solution, 0.5% solution "Des TAB"and 0.4% cefotaxime solution. Techniques of microshoots regeneration from meristems and apexes of intensively growing shoots were developed. Explants regeneration frequency was increased in case of cultivation on nutrient medium with 0.5 - 1.5 mg/l BAP and 0.1 - 0.2 mg/l IBA.
Key words: Prunus persica (L.) Batsch; explant; culture medium; organ and tissue culture; growth regulators; morphogenesis.
УДК 582.548.25: 57.085.23
НЕКОТОРЫЕ ОСОБЕННОСТИ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ IN VITRO И IN VIVO СЕМЯН И ИЗОЛИРОВАННЫХ ЗАРОДЫШЕЙ CANNA x HYBRIDA HORT. EX
BACKER
Арзы Шевкиевна Тевфик, Ирина Вячеславовна Митрофанова
Никитский ботанический сад - Национальный научный центр 298648, Россия, г. Ялта, пгт Никита, ул. Никитский спуск, 52 tevfik. [email protected]
Изучены особенности прорастания семян и формирования сеянцев Canna x hybrida hort ex Backer в условиях in vivo и in vitro. Показана эффективность метода эмбриокультуры. В условиях in vitro из зародышей, изолированных из семян канны садовой сортов Дар Востока и Ливадия от свободного опыления получены жизнеспособные растения.
Ключевые слова: канна садовая; эмбриокультура; прорастание in vitro
Введение
В настоящее время культура клеток, органов и тканей растений нередко используется в генетико-селекционный работе, что позволяет значительно ускорить получение новых форм и проводить исследования круглый год, при этом культивируемые растения занимают незначительные площади. Вместе с тем, семена некоторых видов растений имеют очень низкую частоту прорастания и недоразвитый зиготический зародыш. Одной из таких культур является канна садовая (Canna x hybrida hort ex Backer), для которой характерно длительное цветение, наличие больших декоративных листьев и высоких соцветий с крупными, оригинальными цветками [2].
Канна редко формирует полноценные семена. Зрелые семена канны имеют черную окраску и длительный период прорастания, отличаются очень твердой оболочкой,. Для ускорения появления всходов нередко прибегают к предпосевной
