CC BY
131
Библиографический список
Богунова В.Г. Физиологическая и генетическая регуляция морфогенеза и регенерации кукурузы in vitro-. Автореф. дис. ... канд. биол. наук. М., 1993. 24 с.
Dolgykh Yu.I. Establishment of Callus Cultures and Regeneration of Maize Plants // Biotechnology in Agriculture and Forestry. Berlin, 1994. Vol. 25, Maize. P. 24-35.
Диас С., Долгих Ю.И., Шамина З.Б. Значение физиологических и генетических факторов в индукции эмбриогенного каллуса у разных линий кукурузы // Докл. РАСХН. 1994. Т. 2. С. 6-8.
Алаторцева Т.А. Культура завязей кукурузы в связи с апомиксисом: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. СПб., 1994. 18 с.
Alatortseva Т., Tyrnov V. Reproduction of haploid and diploid maize forms in vitro И Maize Genetics Coop. USA. 2001a. Vol. 75. P. 55-56.
Alatortseva T.A., Tyrnov V.S. Maize Regeneration in vitro II Molecular mechanisms of genetic processes and biotechnology: Intern. Symp. M.; Minsk, 2001b. P. 314.
УДК 635.92:581. 143.6
ОСОБЕННОСТИ РАЗМНОЖЕНИЯ И РЕГЕНЕРАЦИИ ТЮЛЬПАНОВ
IN VITRO
А.Ш. Ахметова, JI.H. Миронова
Ботанический сад-институт Уфимского научного центра РАН 450080, Уфа, Полярная, 8; e-mail: [email protected]
В настоящее время с целью повышения эффективности селекционной работы для многих растений, в том числе для тюльпанов, используют биотехнологические методы размножения. Изучение морфогенетических потенций разных органов и тканей растения позволяет выявить оптимальную схему, метод и условия размножения in vitro. Цель данной работы -оценить генетические потенции к морфогенезу декоративного растения тюльпана и выявить оптимальные условия для реализации этих потенций.
Материал и методика
В качестве исходного материала были использованы плоды (семена) тюльпана сорта Lucky Strike. Работу в асептических условиях, стерилизацию питательных сред и посадочного материала проводили согласно имеющимся рекомендациям (Бутенко, 1964; Калинин и др., 1980; Катаева,
Бутенко, 1983). Подготовка к дезинфицированию растительного материала проводилась по схеме: промывка невскрывшихся коробочек в растворе детергента, затем в интенсивно-розовом растворе перманганата калия. Семена стерилизовали в растворах этанола, перекиси водорода и последовательно в растворах диацида и нитрата серебра.
В работе использовали питательную среду, приготовленную по прописи Мурасиге и Скуга (М8) (МигаБЫ§е, 5коо§, 1962). Экспланты культивировали в темноте при температуре 10°С и на свету при 26°С, 16-часовом фотопериоде, 70%-ной относительной влажности воздуха.
Результаты и их обсуждение
Применяемые стерилизаторы по-разному влияли на жизнеспособность семян и последующее развитие проростков. Стерилизация семян тюльпана в 3%-ном растворе перекиси водорода и 70%-ном этаноле снижала их жизнеспособность по сравнению с 0,1%-ным раствором диацида и 0,2%-ным раствором нитрата серебра. Максимального числа жизнеспособных (69.8%) и минимального числа инфицированных (2,0%) семян удалось достичь при использовании комбинации стерилизующих растворов, а именно при последовательном выдерживании семян в 70%-ном этаноле в течение 1 мин и 0,1%-ном растворе диацида в течение 8 мин (табл. 1).
Таблица 1. Влияние стерилизаторов на жизнеспособность семян и развитие проростков in vitro
Стерилизатор, жснспьщня Жизнеспособность. % Инфшщ- рованнснлъ, % Средняя длина и обе! и, мм
через 30 дней через 60 jmcli
70% этанол, 1 мин + + 0.1 % дйацид, 8 мин 69.8 2-0 37 1 ± 0.7 51,4 ± 1.6
70% этанол, 1 мш» + + 3%Н7СЬ. 15 MifH 21 3 58 2 29,6± 0.5 35.7 ±0,8
70% этанол, 1 мин + + 0.1% днаиил, 6 Htm 57.6 21.8 20.3 ± 1.2 47,3 ± 0.9
70% зтанид, 1 мин + + 0.2% AgNOj, 10 мни 38.0 463 18.5 ±0.6 31.6*0.7
Проростки из семян, стерилизованных перекисью водорода и этанолом, вначале развивались интенсивнее, чем в варианте опыта по стерилизации семян ртутьсодержащим раствором. Однако через 2 месяца культивирования проростки, полученные из семян после их стерилизации диаци-
дом, при экспозиции 8 мин имели большую длину, чем таковые в опыте по стерилизации семян перекисью водорода. Использование нитрата серебра в качестве стерилизующего раствора вело к низкой жизнеспособности (38.0%) и медленному развитию побегов.
Семена тюльпанов характеризуются глубоким сложным морфофи-зиологическим типом покоя. Причина такого покоя заключается в недоразвитии зародыша и сильном физиологическом механизме торможения прорастания. Формула покоя семян тюльпанов - БВ-В3 (Николаева, 1967; 1974). М.Г. Николаева и М.В. Разумова (1973) предположили, что доразви-тие зародыша в семенах и процесс прорастания тормозится тем же физиологическим механизмом торможения. Основывается это предположение на необходимости холодной стратификации для доразвития зародыша, о чем пишет и З.П. Бочанцева (1962). Поэтому семена культивировали при низкой положительной температуре +Ю°С в темноте. Для прорастания семян использовали агаровую безгормональную среду, содержащую минеральные соли и витамины по прописи МБ, а также питательную среду, дополненную БАП в концентрации 2.0 мг/л для их дальнейшего развития при 16-часовом фотопериоде. Отмечено, что при добавлении в среду цитоки-нинов увеличиваются длина семядолей и размеры микролуковиц.
Через 3 месяца культивирования проростки делили на основание семядолей и чешуйки микролуковиц, которые субкультивировали в течение 2.5 месяцев на модифицированной среде МБ. Испытаны четыре варианта среды М8, содержащей различные комбинации и концентрации физиологически активных веществ, таких, как БАП, кинетин, ИУК и НУК (табл. 2).
Таблица 2. Зависимость органогенеза чешуек микролуковиц от концентрации фитогормонов in vitro
Регуляторы ростя мг/л Срсдгим: число по&енш на эксшишт, шт Средняя длина noficj а. мм
БАП 0.2+ НУК 0.5 5.7 ± 0S 32.4 ±0.5
БАП 0.5 ' НУК 1.0 8.1 ±0.3 49.6 ± 0.8
Кинегнн 0 5 4.2 ±0.7 20.9 ± 0.9
Кидетин 0.5 + ИУК 2.0 6.9 ±0.6 23.7 = 0.7
Наиболее активно происходит индукция органогенеза при сочетании БАП в концентрации 0.5 мг/л, НУК - 1.0 мг/л и кинетина - 0.5 мг/л, ИУК -2.0 мг/л. Причем высокая частота органогенеза наблюдается на питательной среде в сочетании БАП и НУК, когда из одного сегмента чешуи развивалось от 3 до 8 побегов за каждый пассаж (рисунок).
Индукция развития побегов на питательной среде МБ: а - БАЛ 0.5 мг/л+НУК 1.0 мг/л; б - кинетин 0.5 мг/л+ + ИУК 2.0 мг/л
Исследования показали, что основания семядолей микропобегов при культивировании органогенной способностью не обладали.
Одновременно с пролиферацией побегов тюльпана на чешуях микролуковиц на среде БАП 0.5 мг/л, НУК 1.0 мг/л происходила элонгация микропобегов.
Для формирования микролуковиц микрочеренки культивировали на питательной среде, содержащей ИМК в концентрации 0.5 мг/л при пониженной температуре 4°С в течение 10-12 недель в темноте и последующем 16-часовом фотопериоде в течение 8-10 недель.
Выводы
Включение в питательную среду БАП в концентрации 0.5 мг/л, НУК - 1.0 мг/л и кинетина - 0.5 мг/л, ИУК - 2.0 мг/л способствует индукции развития побегов из чешуй микролуковиц стерильных проростков сортовых тюльпанов.
Библиографический список
Бочанцева З.П. Тюльпаны. Ташкент, 1962. 407 с.
Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М., 1964. 272 с.
Калинин В.Ф., Сарнацкая ВВ., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии растений. Киев, 1980. 488 с.
¿uz
Катаева HB., Бутенко Р.Г. Клоналыюе микроразмножение растений. М., 1983. 96 с.
Николаева М.Г. Физиология глубокого покоя семян. Л., 1967. 206 с.
Николаева М.Г., Разумова М.В. О влиянии температуры и ростовых веществ на прорастание семян тюльпанов // Бюл. Гл. Бот. сада. 1973. Вып. 89. С. 73-75.
Николаева М.Г. Дополнение к классификации типов семян // Биологические основы семеноведения и семеноводства интродуцентов. Новосибирск, 1974. С. 8-9.
Murashige Т., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. Vol. 15, № 13. P. 473-497.
УДК 581.331.1+581.331.2
ЦИТОЭМБРИОЛОГИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ГАПЛОИНДУЦИРУЮЩЕЙ ЛИНИИ КУКУРУЗЫ ЗМС-8
А.Ю. Колесова, О.В. Гуторова
Саратовский государственный университет им. Н.Г. Чернышевского 410012, Саратов, Астраханская, 83
Для массового получения гаплоидов кукурузы эффективно используются линии с высокой гаплоиндуцирующей способностью пыльцы, впервые полученные в лаборатории цитологии и генетики Ботанического сада СГУ (Тырнов, Завалишина, 1984; Тырнов, 2002). Среди этих линий наибольшая частота гаплоиндукции (до 8%) отмечена у линии ЗМС-8 (Зародышевый маркер саратовский-8) (Zavalishina A.N., Tyrnov V.S., 1992). Было установлено, что гаплоиндуцирующая способность пыльцы линии ЗМС-8 обусловлена мутацией, нарушающей функции спермиев (Еналеева и др., 1997). Следствием функциональной дефектности мужских гамет является одинарное оплодотворение, приводящее в ряде случаев к формированию гаплоидных зародышей.
Исследование генеративной сферы гаплоиндукторов представляет несомненннный интерес в связи с разработкой методики получения и отбора гаплоиндуцирующих форм. В настоящей работе представлены результаты исследования мужского и женского гаметофитов линии ЗМС-8.
Материал и методы
Объектом исследования служили растения линии ЗМС-8. В качестве контроля использовали линию 3Mgl, не склонную к партеногенезу и гаплоиндукции. Завязи с предварительно изолированных початков фиксиро-
