CC BY
94
12 ГЕНЕТИКА ПОПуЛЯцИИИ ЭВОЛЮцИЯ
УДК 575.852
© А. н. кириенко,
и. В. леппянен, Е. а. долгих
ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии, Санкт-Петербург
С проведен анализ современных данных о функционировании, структурной организации и эволюционных аспектах происхождения уникального класса LysM-рецепторов растений. рецепторы растений с LysM-мотивами во внеклеточном домене служат посредниками в узнавании 11-ацетилглюкозамин-содержащих соединений, что вызывает активацию защитных систем растения при взаимодействии с патогенными бактериями и грибами, либо формирование симбиоза при взаимодействии с симбиотическими микроорганизмами. В статье рассматриваются вопросы о возможных механизмах рецепции растением структурно-сходных микробных сигналов, ведущих к формированию устойчивости к фитопатогенам или развитию эндосимбиозов, и роль LysM- содержащих рецепторов в этих процессах.
С Ключевые слова: симбиоз; LysM-содержащие рецепторы; Nod-факторы; Мус-факторы; пептидогликаны; элиситоры патогенов.
Поступила в редакцию 18.07.2013 Принята к публикации 20.11.2013
особенности организации и функционирования у растений уникального класса рецепторных киназ, содержащих lysm-мотивы во внеклеточных доменах
ВВЕДЕНИЕ
Растения находятся в постоянном взаимодействии с почвенной микрофлорой, и характер отношений между ними в значительной степени определяется способностью растений распознавать на молекулярном уровне отличительные особенности микроорганизмов. Процесс взаимного узнавания между микроорганизмами и растениями происходит посредством восприятия партнерами как поверхностных компонентов, так и секретируемых в среду веществ, действующих в малых концентрациях и способных вызывать каскад ответных реакций у организма-партнера. Не случайно анализ геномов модельных растений Arabidopsis thaliana и Medicago truncatula позволил выявить более 500 специфичных рецепторов, что, например, в десятки раз превышает количество рецепторов у животных (Yahyaoui et al., 2004). Природа этих сигналов и то, как они воспринимаются чувствительными системами рецепции растений, является важным аспектом растительно-микробных взаимодействий (Boller, 1995).
У микроорганизмов выявлен целый ряд соединений, которые эффективно распознаются рецепторными системами растений и вызывают иммунный ответ — флагеллины, бактерий липополисахариды, разнообразные гликаны и многие другие. Среди таких соединений особый класс составляют молекулы, содержащие в своем составе N-ацетилглюкозамин — пептидогликан муреин и его производные (представлены чередующимися остатками N-аце-тилглюкозамина и N-ацетилмурамовой кислоты), а также хитин и его низкомолекулярные производные (хитоолигосахариды, Nod-факторы и Myc-факторы), мономерными остатками которых является N-ацетилглюкозамин. N-ацетилглюкозамин-содержащий остов муреина, основного компонента клеточной стенки бактерий, является важным для иммуногенной активности этого соединения при действии на растения (Gust et al., 2007). Другим соединением, участвующим в активации иммунной системы растений, является полимер хитин (состоящий из остатков N-ацетилглюкозамина, связанных ß-1,4-гликозидной связью), который является основным структурным компонентом клеточной стенки грибов. В результате взаимодействия растений с фитопатогенными бактериями и грибами под действием растительных гидролитических ферментов происходит деструкция полимеров клеточной стенки бактерий и грибов, что приводит к появлению низкомолекулярных производных этих соединений (фрагментов муреина и хитоолигосахаридов). Наряду с полимерами эти соединения также являются мощными стимуляторами (элиситорами) защитных реакций у растений.
У микроорганизмов, формирующих симбиозы с высшими растениями, выявлен другой класс соединений, по структуре очень напоминающих «декорированные» хитоолигосахариды. Эти соединения — Nod-факторы и Myc-факторы, представляют собой липохитоолигосахариды, поскольку имеют в своем составе жирную кислоту. Бактерии порядка Rhizobiales выделяют Nod-факторы (от англ. nodulation — клубенькообразование), состоящие из нескольких остатков N-ацетилглюкозамина (n = 2 — 6), соединенных ß-1,4-гликозидной связью, которые содержат жирную кислоту на нередуци-рующем конце молекулы, а также ряд других заместителей (ацетил, сульфат, карбамоил, фукозил) (Denarie, Cullimore, 1993; Geremia et al., 1994; Denarie
et al., 1996; Spaink, 1996; Perret et al., 2000). Разнообразие структуры Nod-факторов определяет хозяйскую специфичность ризобий по отношению к растениям, а изменения в структуре Nod-факторов ведут к смене круга хозяев. В результате взаимодействия с Nod-факторами у растений развивается ряд ответных реакций, которые приводят к развитию на корнях новых органов — клубеньков, в которых видоизмененные ризобии осуществляют процесс азотфиксации.
Грибы арбускулярной микоризы (АМ) также выделяют липохитоолигосахаридные соединения — факторы микоризообразования (Myc-факторы). Относительно недавно группе исследователей удалось определить структуру этих соединений, выделяемых грибом АМ Rhizophagus irregularis (ранее Glomus intraradices) (Maillet et al. 2011). Анализ экстрактов прорастающих спор гриба, а также экссудата корней моркови, колонизированных Rh. irregularis, показал присутствие тетра-мерных олигомеров N-ацетилглюкозамина, содержащих сульфатную группу и жирную кислоту (С16 : 0 или С18 : 0, С18 : 1) на терминальном нередуцирующем сахарном остатке. Таким образом, Myc-факторы структурно очень похожи на Nod-факторы. Анализ биологической активности этих молекул показал, что они повышают мико-ризацию растений Medicago truncatula, Tagetes patula и Daucus carota (Maillet et al. 2011).
Исследования последних лет позволили выявить белки-рецепторы, вовлеченные в узнавание соединений микроорганизмов, состоящих из остатков N-ацетилг-люкозамина. Оказалось, что эти белки относятся к уникальному классу рецепторов, содержащих LysM-мотивы во внеклеточных доменах. Название LysM эти мотивы получили от бактериолизинов — литических ферментов, представляющих собой муреингидролазы и участвующих в расщеплении муреина. Присутствие в растительных белках-рецепторах LysM-мотивов указывает на возможность участия их в связывании соединений, состоящих из остатков N-ацетилглюкозамина. Структурное сходство соединений, построенных из остатков N-ацетилглюкозамина, а также участие в распознавании этих молекул представителей одного и того же класса рецепторов поднимает вопросы не только о возможных механизмах работы системы лиганд-рецептор у растений, но и об эволюционных изменениях, которые привели к развитию тонкого и точного механизма различения соединений, вызывающих развитие защитных реакций или формирование симбиоза.
Особенности рецепции у растений N-ацетилглюкозамин-содержащих соединений, вызывающих развитие защитных реакций
Как было отмечено ранее, одними из основных соединений, вызывающими у растений активацию защитных систем, являются муреин бактерий и хитин, содержащийся в клеточной стенке грибов, а также их низкомо-
лекулярные производные. Элиситорная активность этих соединений зависит от степени олигомеризации и ацети-лирования молекул и проявляется при достаточно низких концентрациях. Это указывает на наличие у растений рецепторов к этим соединениям (Baureithel et al., 1994). И действительно, для отдельных растений были изучены строение и механизмы работы LysM-рецепторов, контролирующих активацию защитных реакций при связывании с соединениями, состоящими из остатков N-ацетил-глюкозамина.
Первым выявленным рецепторным белком, вовлеченным в связывание с хитином и хитоолигосахаридами, был белок OsCEBiP у риса (от англ. — Chitin Elicitor Binding Protein) (Kaku et al., 2006). Показано, что рецептор CEBiP содержит два внеклеточных LysM-мо-тива, является интегральным мембранным белком без киназного домена и играет важную роль в связывании хитина и хитоолигосахаридов на поверхности клеток и активации сигнального каскада в ответ на действие этих молекул (Kaku et al., 2006). Искусственное подавление экспрессии этого рецепторного белка («сайлен-синг») приводит к значительному снижению уровня проявления защитных реакций у риса в ответ на обработку хитином и хитоолигосахаридами. Отсутствие у рецептора CEBiP киназного домена, отвечающего за передачу сигнала, указывает на возможность его работы в комплексе с другим рецепторным белком, обладающим функциональным киназным доменом (Kaku et al., 2006, Shimizu et al., 2010). Действительно, позднее у риса был выявлен другой рецепторный белок OsCERKl (от англ. Chitin Elicitor Receptor Kinase 1), вовлеченный в связывание хитоолигосахаридов (Miya et al., 2007, Wan et al., 2008). Мембранный LysM-содержащий рецептор OsCERKl содержит один консервативный LysM-мотив и два LysM-подобных мотива во внеклеточном домене, трансмембранный домен и активную серин-треониновую киназу (Shimizu et al., 2010). Мутации по гену OsCERKl приводят к значительному подавлению защитных реакций в клетках риса, обработанного хитоолигосахаридами, что указывает на важную роль OsCERK1 в их развитии. Анализ возможного взаимодействия белков OsCEBiP и OsCERK1 с помощью двугибридной дрожжевой системы, показал, что оба белка обладают способностью формировать гетеродимеры. Было выявлено, что у риса основная масса белка OsCEBiP существует в виде гомо-димера в плазматической мембране, но при связывании с хитоолигосахаридами белки OsCEBiP и OsCERK1 способны формировать гетеродимерный рецепторный комплекс, что вызывает активацию сигнального каскада (Shimizu et al., 2010).
У другого растения, Arabidopsis, A/CERK1 представляет собой самостоятельно работающую рецепторную киназу, содержащую в отличие от OsCERK1 три консервативных LysM-мотива во внеклеточном домене, а также функциональный внутриклеточный домен — серин/трео-
ниновую киназу. Показано, что мутанты растений по этому гену полностью теряют способность отвечать на действие хитоолигосахаридов (Miya et al., 2007, Wan et al., 2008). Кроме того, в экспериментах по гетерологичной экспрессии белка было показано, что внеклеточный домен At CERK1 непосредственно вовлечен в связывание хитина и хитоолигосахаридов, но не связывается с близкими по химическому строению олигомерами N-ацетил-галактозамина и хитозаном (Iizasa, 2010). У Arabidopsis наиболее сильная активация защитных реакций происходит при действии хитоолигосахаридов со степенью полимеризации 7 и 8 остатков N-ацетилглюкозамина. Рецепторная киназа AtCERK1 способна связывать и более короткие олигомеры хитина, но при этом не происходит активации защитных реакций у растения, тогда как ХОС со степенью полимеризации n = 7 — 8 являются сильными индукторами иммунитета растений. В основе таких различий лежит способность At CERK1 формировать гомодимерный рецепторный комплекс только при связывании гепта- и октамеров хитина (при этом часть молекулы лиганда связывается с одной молекулой белка-рецептора, а оставшаяся часть — с другой молекулой белка-рецептора), что приводит к активации киназного домена и передаче сигнала (Liu T. et al., 2012). Тетра-мерные и пентамерные хитоолигосахариды (n = 4 — 5) не способны «объединять» молекулы белка в гомоди-мерном комплексе.
Недавно у Arabidopsis был выявлен мутант по гену lyk4, характеризующийся повышенной чувствительностью к патогенному грибу Alternaria brassicicola и значительно сниженным уровнем ответных реакций при обработке растений хитином и хитоолигосахаридами (Wan et al., 2012). В отличие от мутанта по гену cerkl, у lyk4 не наблюдали полного блокирования ответных реакций на действие хитина и хитоолигосахаридов. Вероятно, AtLYK4, представляющая собой интегральную мембранную LysM-рецепторную киназу, может принимать участие в связывании лиганда, возможно как ко-ре-цептор At CERK1 (Wan et al., 2012).
Анализ геномов других растений позволил также выявить LysM-содержащие рецептор-подобные киназы, участвующие в связывании хитина и хитоолигосахари-дов. В частности, у томата Solanum lycopersicum выявлены белки — SlBti9 и SlLyk13, показывающие сходство по аминокислотной последовательности с AtCERK1 (Zeng et al., 2012), у ячменя Hordeum vulgaris — белок HvCEBiP, являющийся гомологом OsCEBiP (Tanaka et al., 2010). SlBti9 и SlLyk13 у томата, а также HvCEBiP у ячменя участвуют в узнавании хитина и хитоолигосаха-ридов и последующей активации защитных реакций растений при заражении фитопатогенными грибами (Tanaka et al., 2010; Zeng et al., 2012).
Интересно, что у Arabidopsis рецептор AtCERK1 в комбинации с двумя другими дополнительными LysM-белками AtLYP2 и AtLYP3 участвует также в связыва-
нии муреина и его производных. При этом происходит формирование гетеромерного рецепторного комплекса между AtCERK1 и AtLYP2, AtLYP3 (Willmann et al., 2011). Были получены экспериментальные доказательства того, что белки At LYP2 и At LYP3 необходимы только для распознавания муреина и играют важную роль в развитии устойчивости Arabidopsis к бактериальной инфекции. Однако эти белки не участвуют в связывании хитина, поскольку у мутантов с нарушением экспрессии AtLYP2 и AtLYP3 не выявлено отличий от дикого типа в ответ на обработку хитином и хитоолигосахари-дами (Shinya et al., 2012, Wan et al., 2008; Willmann et al., 2011; Shinya et al., 2012). У другого растения, риса, недавно были выявлены гомологи At LYP2 и At LYP3 — OsLYP4 и OsLYP6, которые также необходимы для связывания муреина (Liu et al., 2012). Таким образом, при формировании различных комплексов с вспомогательными белками-рецепторами реализуется способность растений узнавать близкие по строению соединения, состоящие из остатков N-ацетилглюкозамина.
Особенности рецепции N-ацетилглюкозамин-содержащих соединений при развитии симбиозов растений с грибами арбускулярной микоризы и азотфиксирующими бактериями порядка Rhizobiales
Исследования последних лет внесли значительный вклад в расшифровку молекулярных и клеточных механизмов, которые приводят к развитию двух различных эндосимбиозов — симбиоза растений с грибами АМ и с азотфиксирующими бактериями порядка Rhizobiales.
Симбиоз с грибами АМ формируется между представителями отдела Glomeromycota и различными растениями (более 80 % наземных растений формируют эндоми-коризный симбиоз). Грибы АМ являются облигатными биотрофами, жизненный цикл которых зависит от формирования симбиоза с растением. После обмена сигналами между партнерами, гриб колонизирует поверхность корня, формирует апрессории и проникает в ризодерму между клетками (или непосредственно через клетки) (Dickson, 2004). После прорастания гиф гриба через внешние слои клеток и клетки внутренней коры, гриб формирует арбускулы (разветвленные внутриклеточные структуры, определяющие обмен питательными веществами и сигналами между партнерами) (Gianinazzi-Pearson, 1996).
Растения семейства Fabaceae, а также представители единственного рода Parasponia семейства Cannabaceae, формируют симбиозы с азотфиксирующими бактериями порядка Rhizobiales, получившими обобщенное название ризобии. Избирательность взаимного узнавания между бактериями и растением определяется секрецией и рецепцией сигнальных молекул партнеров. Nod-фак-торы, выделяемые ризобиями, запускают комплекс спе-
Рис. 1. Генетический контроль рецепции Nod-факторов и передачи сигнала у бобовых растений L. japónicas, M. truncatula и P. sativam
цифичных ответов в эпидермисе, перицикле и коре корня растения, тем самым обеспечивая основу для последующего проникновения ризобий в клетки растений, развития инфекции и морфогенеза клубеньков.
Как оказалось, в связывание Nod- и Myc-факторов, выделяемых симбиотическими микроорганизмами, также вовлечены LysM-содержащие рецептор-подобные кина-зы (LysM-РПК). У модельных бобовых растений ляд-венца японского L. japónicas и люцерны слабоусеченной M. truncatula LysM-РПК относятся к двум семействам: LYR и LYK, отличающимся тем, что только у представителей семейства LYK присутствует функциональный ки-назный домен (Arrighi et al., 2006; Lohmann et al., 2010; Shiu et al., 2004; Zhang et al., 2007). В киназном домене LYR белков отсутствует важный регуляторный участок, поэтому он не функционален. В рецепцию Nod-факто-ров вовлечены LysM-РПК как LYR, так и LYK семейств: у L. japonicus — LjNFR5 (LYR) и LjNFRl (LYK) (Madsen et al., 2003; Radutoiu et al., 2003), гомологичные белки выявлены у M. truncatula — MtNFP (LYR) и MtLYK3 (LYK), а также у гороха — PsSYM10 (LYR) и PsSYM37 (LYK) (Limpens et al., 2003; Arrighi et al., 2006; Smit et al., 2007). У L. japonicus оба рецепторных белка LjNFR5 и LjNFR1 абсолютно необходимы для инициации развития бобово-ризобиального симбиоза (рис. 1) (Radutoiu et al. 2003). Из-за структурных особенностей киназный домен LjNFR5 не способен к автофосфорили-рованию, тогда как LjNFRl содержит функциональный киназный домен. Получен ряд доказательств, указывающих на то, что LjNFR5 и LjNFRl формируют гетеродимер-ный рецепторный комплекс при связывании Nod-фак-торов, что приводит к активации сигнального каскада
у L. japonicus. В частности, двойной мутант L. japonicus по генам nfró/nfrl характеризуется практически полным блокированием ответных реакций растения на действие Nod-факторов (Radutoiu et al., 2007). Трансформация растений близкого вида L. corniculatus конструкцией для экспрессии двух генов LjNFR5 и LjNFRl одновременно, определяла способность растения различать структурные особенности Nod-факторов, инициирующих симбиоз именно на растении L. japonicus. Наконец, недавно было показано, что оба рецептора LjNFR5 и LjNFR1 связываются с Nod-факторами (Broghammer et al., 2012).
Анализ мутантов M. truncatula по генам Mtnfp и Mtlyk3 показал, что только у мутанта по гену Mtnfp наблюдается полное блокирование ответных реакций на инокуляцию ризобиями и действие Nod-факторов. У мутанта по гену Mtlyk3, напротив, ранние симбиоти-ческие реакции развивались, но блокирование развития симбиоза наблюдалось на более поздней стадии — при формировании инфекционных нитей и развитии инфекции (Limpens et al., 2003; Arrighi et al., 2006; Smit et al., 2007). Эти данные позволили сделать вывод о том, что у M. truncatula в связывании Nod-факторов могут участвовать два отдельных рецепторных комплекса (рис. 1). Компонентом рецепторного комплекса, активация которого происходит при инициации симбиоза, может являться MtNFP (у мутанта по этому гену ответные реакции на инокуляцию ризобиями полностью отсутствуют). Киназный домен рецептора MtNFP не способен к фосфорилированию (Arrighi et al., 2006), что указывает на возможность формирования гетеродимера между MtNFP и дополнительной LysM-РПК с функциональной киназой, которая еще не выявлена. Другой рецептор
MtLYK3 характеризуется более строгой специфичностью по отношению к структуре Nod-факторов и активируется при развитии инфекции (Limpens et al., 2003; Smit et al., 2007). Функционирует ли MtLYK3 в виде гомодимера или гетеродимера в комплексе с каким-либо другим белком остается не ясным.
Сходная картина наблюдается и у другого бобового растения — гороха посевного P. sativum L., у которого выявлены также две различных LysM-РПК — PsSYM10 и PsSYM37, которые могут быть вовлечены в связывание Nod-факторов (Madsen et al., 2003; Radutoiu et al., 2007; Zhukov et al., 2008). Мутации по гену PssymlO, кодирующему LysM-РПК с не функциональной киназой, полностью блокируют развитие ответных реакций растений на инокуляцию ризобиями и действие Nod-факторов (Madsen et al., 2003). У мутантов по гену Pssym37 нарушается развитие инфекции, но ранние симбиотические реакции в ответ на инокуляцию не блокируются. На основании этих данных полагают, что PsSYM10 вовлечен в рецепцию Nod-факторов на самых ранних этапах развития симбиоза (вероятно, в комплексе с другой LysM-РПК с активным киназным доменом, которая в настоящее время еще не выявлена), а PsSYM37 активируется позже, во время проникновения ризобий в клетки корня (при развитии инфекции) (рис. 1). PsSYM37 контролирует развитие инфекционного процесса зависимым от структуры Nod-фактора образом (Zhukov et al., 2008; Li et al., 2011). Следует отметить, что у гороха выявлен ген PsSym2, который в настоящее время не клонирован, но также контролирует развитие инфекции зависимым от структуры Nod-фактора образом (Geurts et al., 1997). Такая специфичность указывает на возможность того, что PsSYM2 также является рецептором, работающим на более поздних этапах развития симбиоза (возможно, совместно с PsSYM37). Таким образом, несмотря на структурное сходство между LysM-РПК L. japonicus, M. truncatula и P. sativum, механизмы функционирования рецепторов к Nod-факторам у люцерны и гороха отличаются от ляд-венца. Эти данные подтверждают выдвинутую ранее гипотезу о возможном участии в узнавании Nod-факторов у M. truncatula и гороха двух типов рецепторов («рецептора узнавания» от англ. signaling receptor и «рецептора проникновения» от англ. entry receptor), работающих на разных этапах развития симбиоза (Ardourel et al., 1994; Albrecht et al., 1999; Walker and Downie, 2000). Согласно этим представлениям, первый тип рецептора мало специфичен в отношении структуры Nod-фактора и работает при инициации симбиоза, а другой — строго специфичен в отношении структуры Nod-фактора и контролирует развитие инфекционного процесса.
Остается далеким от понимания то, как осуществляется рецепция Myc-факторов у растений, поскольку в литературе представлено мало данных по этому вопросу. Только для модельного бобового растения M. truncatula
получены данные о том, что LysM-РПК MtLYR1 семейства LYR (рецепторы, не содержащие функционального киназного домена) активируется при формировании симбиоза с грибами арбускулярной микоризы Rh. irregularis, что может указывать на ее участие в распознавании сигналов от грибов АМ (Gomez et al., 2009). Вместе с тем у M. truncatula выявлена также LYR3 (LysM-РПК LYR семейства), которая способна связывать как Myc-фак-торы с высокой аффинностью, так и Nod-факторы. Дальнейшие эксперименты по подавлению экспрессии этого гена позволят выяснить, какую роль играет данный рецептор в развитии арбусулярной микоризы или бобо-во-ризобиального сибиоза (Fliegmann J. et al., 2013).
Кроме того, изучение единственного представителя небобовых растений рода Parasponia, формирующего симбиоз с клубеньковыми бактериями, привело к выявлению гена PaNFP, относящегося к семейству LYR, который является гомологом MtNFP и LjNFR5. Было показано, что кодируемый этим геном белок необходим для инициации как симбиоза с ризобиями, так и грибами АМ, то есть может выполнять функцию рецептора как для Nod-факторов, так и для Myc-факторов (Op den Camp et al. 2010).
Особенности рецепции Nod- и Myc-факторов у небобового растения Parasponia
Симбиоз растений с эндомикоризными грибами — намного более древняя система, чем бобово-ризобиаль-ный симбиоз. Способность к ее образованию возникла на заре эволюции наземных растений (400—500 млн лет назад) (Проворов и др., 2002). В отличие от симбиоза с грибами АМ, бобово-ризобиальный симбиоз возник в меловом периоде (60—70 млн лет назад) (Doyle, 1997). Ряд исследователей предположили (Gianinazzi-Pearson, 1996; Gherbi, 2008), что часть регуляторов, контролирующих передачу сигнала от Nod-фактора, могла быть «заимствована» бобовыми из более древней системы, регулирующей симбиоз растений с эндомикоризными грибами. По-видимому, в процессе ко-эволюции с растениями ризобии приобрели способность синтезировать сигнальные молекулы, сходные по структуре с Myc-фак-торами, выделяемыми микоризными грибами (Проворов и др., 2002). Это указывает на возможность существования у растений универсального рецептора, узнающего как Nod-факторы, так и Myc-факторы. Однако при идентификации кандидатов на роль рецепторов к Nod-факторам у бобовых, были получены убедительные доказательства того, что у них существуют отдельные рецепторы к Myc-факторам, активирующие компоненты «общего» сигнального пути (Ben Amor et al., 2003; Madsen et al., 2003).
Были предложены две гипотезы, объясняющие происхождение рецепторов к Nod-факторам у бобовых растений. Согласно первой — рецепторы к Nod-факторам возникли вследствие дупликации генов, кодирующих
рецепторы к Myc-факторам (Zhang et al., 2009). Эти рецепторы приобрели новую функцию в процессе коэволюции со специфичными видами ризобий. Согласно второй гипотезе рецепторы к Nod-факторам у бобовых возникли независимо, но в процессе эволюции они приобрели способность взаимодействовать с компонентами сигнального каскада, контролирующими развитие симбиоза с эндомикоризными грибами.
Недавно у представителя семейства Cannabaceae — Parasponia andersonii был выявлен рецептор PaNFP, показавший высокую степень гомологии с рецептором NFP M. truncatula (Op den Camp et al., 2011). Эксперименты показали, что PaNFP выполняет двойную функцию — контролирует инициацию развитие азотфикси-рующего симбиоза и симбиоза с грибами арбускулярной микоризы. Это свидетельствует в пользу гипотезы о том, что рецепторы к Nod-факторам возникли вследствие дупликации генов, кодирующих рецепторы к Myc-факторам и в дальнейшем приобрели способность узнавать модифицированные молекулы — Nod-факторы ризобий.
Особенности передачи сигнала при связывании растениями N-ацетилглюкозамин-содержащих соединений
Анализ представленных данных позволяет сделать вывод о том, что специфичность узнавания структурно-сходных молекул фитопатогенных и симбиотических микроорганизмов контролируется, прежде всего, при связывании лигандов с LysM-содержащими рецепторами. Однако распознавание структуры соединений, поступающих от микроорганизмов, происходит не только при связывании лиганда с внеклеточными доменами LysM-РПК, но определяется также особенностями строения киназных доменов этих рецепторов. Так, сравнительный анализ выявил значительное сходство последовательностей киназных доменов рецептора к хитину AtCERK1 и рецепторов бобовых к Nod-факторам — L/NFR1, MtLYK3 и PsSYM37 (Nakagawa et al., 2011). При этом отличительной особенностью киназных доменов рецепторов к Nod-факторам является наличие в них короткой последовательности из трех аминокислот YAQ (тирозина, аланина и глутами-на), характерной только для «симбиотических» рецепторов, тогда как у AtCERK1 в киназном домене такой последовательности нет (Nakagawa et al., 2011). Эксперименты по трансформации мутантных растений лядвенца по гену nfrl конструкциями для экспрессии химерных рецепторов, содержащих внеклеточный и трансмембранный домены L/NFR1 рецептора лядвенца L. /aponicus, но при этом киназный домен рецептора арабидопсиса At CERK1, показали отсутствие у них способности вступать в симбиоз. Однако введения YAQ в последовательность киназного домена AtCERK1 в химерном рецепторе было достаточно для восстановления способности растений, экспрессиру-ющих химерные рецепторы, устанавливать симбиотичес-кие отношения с M. loti (Nakagawa et al., 2011). Отличия
в строении киназных доменов рецепторов, связывающих хитоолигосахариды и Nod-факторы, указывают на возможность взаимодействия активированного рецептора со специфичными компонентами сигнальных путей, что ведет либо к активации защитных систем растения, либо установлению симбиотических отношений.
При развитии симбиозов растений с грибами АМ и ри-зобиями происходит формирование морфологически совершенно разных структур, однако гены, контролирующие передачу сигнала от Nod- и Myc-факторов, являются общими для двух процессов. Первым подтверждением этого стало обнаружение мутантов гороха, неспособных к обоим типам симбиоза (Duc G, 1989). В дальнейшем мутанты по «общим» симбиотическим генам были обнаружены у M. truncatula, L. japonicus, M. sativa, Phaseolus vulgaris, Vicia faba и Mielotus alba (Gianinazzi-Pearson, 1996). В настощее время исследования, проведенные на модельных бобовых M. truncatula и L. japonicus, привели к идентификации генов, кодирующих компоненты, которые контролируют развитие как симбиоза с грибами АМ, так и бобово-ризобиального симбиоза. Эти гены были выделены в так называемый «общий» сигнальный путь (ОСП) (Kouchi et al. 2010). У модельных растений ОСП включает набор довольно консервативных генов, кодирующих мембранную LRR-рецепторную киназу (MtDMI2/L/SYMRK), несколько компонентов ядерной оболочки таких как L/NUP133, L/NUP85, К+-зависимый ионный каналы (MtDMIl/L/CASTOR и L/POLLUX), расположенные в ядре Ca2+/кальмодулин-зависимые киназы (CCaMK) (MtDMI3/LjCCaMK) и белки, взаимодействующие с CCaMK (MtIPD3/L/CYCLOPS), а также транскрипционные факторы MtNSPl/L/NSP1 и MtNSP2/LjNSP2 (рис. 1).
Вместе с тем анализ литературных данных указывает на значительное «перекрывание» сигнальных путей, активируемых при рецепции N-ацетилглюкозамин-содер-жащих соединений. Известно, что хитоолигосахариды способны индуцировать в периплазме клеток колебания концентрации внутриклеточного кальция у M. truncatula и L. /aponicus, сходные с теми, которые вызывают Nod-факторы (Walker et al., 2000; Oldroyd et al., 2001). Хитоолигосахариды способны индуцировать экспрессию симбиоз-специфичных генов, таких как LjNSPl и LjNSP2 (Nakagawa et al., 2011). В свою очередь Nod-факторы способны активировать некоторые защитные реакции у растений. В частности, анализ профиля экспресси-рующихся генов у L. /aponicus в ответ на обработку Nod-факторами и хитоолигосахаридами у L. japonicus показал, что в обоих случаях индуцируется экспрессия около 150 «общих» генов, в том числе генов, кодирующих защитные ферменты пероксидазу и хитиназу, а также генов биосинтеза специфичных для бобовых фито-алексинов — птерокарпанов (Nakagawa et al., 2011). Кроме того, инокуляция бобовых растений ризобиями вызывает экспрессию генов, кодирующих защитные
ферменты халконсинтазу, фенилаланин-аммоний-лиазу и изофлавонредуктазу, а также синтез фитоалексинов и индукцию формирования активных форм кислорода, хотя эти реакции менее выражены и кратковременны (Savouré et al., 1997; Cardenas et al., 2008). Вероятно, дальнейшее выяснение того, что определяет у растений специфичность развития симбиотических или защитных реакций при связывании N-ацетилглюкозамин-содержа-щих соединений в значительной степени будет связано с выявлением и изучением механизмов работы рецепторов к этим молекулам у растений.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Остается открытым вопрос о том, почему способность формировать азотфиксирующий симбиоз ограничена семейством бобовых и единственным представителем семейства Cannabaceae — родом Parasponia, в то время как способность формировать симбиоз с грибами АМ распространена довольно широко (Проворов, 2002). Накапливающиеся данные позволяют проследить эволюционные изменения, произошедшие в растениях и определившие их способность распознавать сигнальные молекулы микроорганизмов, состоящие из остатков N-ацетилглюкозамина. В процессе параллельной эволюции с растениями бактерии ризобии приобрели способность синтезировать Nod-факторы — соединения, сходные по структуре с Myc-факторами, что позволило им использовать более древний механизм развития АМ для формирования нового типа симбиоза. Такой азот-фиксирующий симбиоз дал значительное эволюционное преимущество обоим партнерам.
Вероятно, у бобовых растений возможность узнавать Nod-факторы ризобий появилась в результате дупликации генов и приобретения паралогом гена функции рецептора к этим сигнальным молекулам. Об этом свидетельствует тот факт, что рецепторы к Nod-факторам активируют сигнальный каскад, в который вовлечены те же самые компоненты, передающие сигнал и при развитии АМ.
Вместе с тем вопрос об эволюционном предшественнике всей группы рецепторов к N-ацетилглюкозамин-содержащим соединениям остается открытым. Структурное сходство соединений микроорганизмов, способных вызывать развитие защитных и симбиотических реакций у растений, сходство доменной структуры рецепторов к таким соединениям, а также сходство механизмов работы рецепторов, предполагающих формирование гете-ро- и олигомерных комплексов при связывании лиганда, позволяют предположить, что данная группа рецепторов эволюционировала от одного общего предка. Не существует однозначного мнения о том, какой тип рецептора был первичным, а именно: приводящий к развитию защитных реакций у растений или к установлению симбиотических отношений при узнавании N-ацетилглюкозамин-содер-жащих соединений. Для поддержания возможности су-
ществования растения должны обладать эффективными системами распознавания поверхностных компонентов и секретируемых в среду соединений микроорганизмов, прежде всего, для выявления потенциальных патогенов. Таким образом, вероятно, на начальной ступени эволюции LysM-содержащих рецепторов, отвечающих за узнавание N-ацетилглюкозамин-содержащих сигналов, мог появиться рецептор-предшественник, который выполнял защитную функцию. Так как выход растений на сушу и расселение стали возможными, по-видимому, благодаря симбиотическим микроорганизмам (прежде всего, грибам АМ), можно предположить, что симбио-тические рецепторы являются эволюционно более молодыми по сравнению с рецепторами, обеспечивающими развитие защитных реакций у растений.
Работа была выполнена при финансовой поддержке Минобрнауки России ГК № 16.552.11.7085 с использованием оборудования ЦКП «Геномные технологии, протеомика и клеточная биология», РФФИ 11 —04—01689-а, Совета по грантам Президента РФ, № 16.120.11.337-НШ, Минобрнауки России соглашение № 8056 (выполнение исследований в рамках НОЦ).
ЛИТЕРАТУРА
1. Жуков В. А., Рычагова Т. С., Штарк О. Ю. и др. (2008) генетический контроль специфичности взаимодействия бобовых растений с клубеньковыми бактериями. Экологическая генетика. Т. VI.(4): С. 12-19.
2. Проворов Н. А., Борисов А. Ю., Тихонович И. А. (2002) сравнительная генетика и эволюционная морфология симбиозов растений с микробами-азотфиксаторами и эндомикоризными грибами. журн. общ. биол. Т. 63(6): С. 451-472.
3. Albrecht C., Geurts R., Bisseling T. (1999) Legume nodulation and mycorrhizal formation; two extremes in host specificity meet. The EMBO Journal. V. 18(2): P. 281-288.
4. Ardourel M., Demont N., Debelle F. D., et al. (1994) Rhizobium meliloti lipooligosaccharide nodulation factors: different structural requirements for bacterial entry into target root hair cells and induction of plant symbiotic developmental responses. Plant Cell. V. 6: P. 1357-1374.
5. Arrighi J. F., Barre A., Ben Amor B., et al. (2006) The Medicago truncatula lysin motif- receptor-like kinase gene family includes NFP and new nodule-expressed genes. Plant Physiol. V. 142: P. 265-279.
6. Baureithel K., Felix G., Boll T. (1994) specific, High Affinity Binding of chitin fragments to tomato cells and membranes. The Journal of Biological Chemistry. V. 269(27): P. 17 931-17 938.
7. Ben Amor B., Shaw S. L., Oldroyd G. E. D., et al. (2003) The NFP locus of Medicago truncatula controls an early step of Nod factor signal transduction upstream of a rapid calcium flux and root hair deformation. Plant J. V. 34: P. 495—506.
8. Buist G., Steen A., Kok J., Kuipers O. P. (2008) LysM, a widely distributed protein motif for binding to (peptido)glycans. Mol. Microbiol. V. 68: P. 838—847.
9. Carlson R. W, Price N. P., Stacey G. (1994) The biosynthesis of rhizobial lipo-oligosaccharide nodula-tion signal molecules. Mol Plant Microbe Interact. V 7(6): P. 684—695.
10. Dickson S. (2004) The Arum-Paris continuum of mic-orrhizal symbioses. New Phytol. V. 163: P 186—200.
11. Duc G., Trouvelot A., Gianinazzi-Pearson S., et al. (1989) First report of non- mycorrhizal plant mutant (Myc-) obtained in pea (Pisum sativum L.) and fa-babean (Vicia faba L.). Plant Sci. V. 60: P. 215—222.
12. Fliegmann J., Canova S., Lachaud C., et al. (2013) Lipo-chitooligosaccharidic symbiotic signals are recognized by LysM Receptor-Like Kinase LYR3 in the Legume Medicago truncatula. ACS Chem. Biol., V. 8 (9): P 1900—1906.
13. Geiger O., Thomas-Oates J. E., Glushka J., et al. (1994) Phospholipids of Rhizobium contain nodE-determined highly unsaturated fatty acid moieties. J. Biol. Chem. V. 269(15): P. 11 090—11 097.
14. Geurts R., Heidstra R., Hadri A-E., et al. (1997) Sym2 of Pisum sativum is involved in Nod factor perception mechanism that controls the infection process in the epidermis. Plant Physiology. V 115: P. 351—359.
15. Gherbi H., Markmann K., Svistoonoff S. et al. (2008) SymRK defines a common genetic basis for plant root endosymbioses with arbuscular mycorrhiza fungi, rhizobia, and Frankia bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 105(12): P. 4928—4932.
16. Gianinazzi-Pearson V. (1996) Plant Cell Responses to Arbuscular Mycorrhizal Fungi: Getting to the Roots of the Symbiosis. Plant Cell. V. 8(10): P. 1871 — 1883.
17. Gough C., Cullimore J. (2011) Lipo-chitooligo-saccharide signaling in Endosymbiotic Plant-Microbe Interactions. Mol. Plant Microbe Interact. V. 24(8): P. 867—878.
18. Gust A. A., Biswas R., Lenz H. D., et al. (2007) Bacteria-derived peptidoglycans constitute pathogen-associated molecular patterns triggering innate immunity in Arabidopsis. The Journal Of Biological Chemistry. V. 282(44): P. 32 338—32 348.
19. Iizasa E., Mitsutomi M., Nagano Y. (2010) Direct binding of a plant LysM receptor-like kinase, LysM RLK1/CERK1 to chitin in vitro. J. Biol. Chem. V. 285: P. 2996—3004.
20. Kaku H., Nishizawa Y., Ishii-Minami N., et al. (2006) Plant cells recognize chitin fragments for defense
signaling through a plasma membrane receptor.
Proc. Natl. Acad. SciUSA. V. 103: P. 11 086-11 091.
21. Kouchi H., Imaizumi-Anraku H., Hayashi M., et al. (2010) How many peas in a pod? Legume genes responsible for mutualistic symbioses underground. Plant Cell Physiol. V. 51: P. 1381-1397.
22. Li R., Knox M. R., Edwards A. et al. (2011) Natural variation in host-specific nodulation of pea is associated with a haplotype of the SYM37 LysM-type receptor-like kinase. MPMI. V. 24: P. 1396-1403.
23. Limpens E., Franken C., Smit P., et al. (2003) LysM domain receptor kinases regulating rhizobial Nod factor-induced infection. Science. V. 302. P. 630-633.
24. Liu B., Li J. F., Ao Y. et al. (2012). Lysin motif-containing proteins LYP4 and LYP6 play dual roles in peptidoglycan and chitin perception in rice innate immunity. Plant Cell. V. 24: P. 3406-3419.
25. Liu T., Liu Z., Song C., et al. (2012) Chitin-induced dimerization activates a plant immune receptor. Science. V. 336: P. 1160-1164.
26. Lohmann G. V., Shimoda Y, Nielsen M. W. et al. (2010) Evolution and regulation of the Lotus japoni-cus LysM receptor gene family. Mol. Plant-Microbe Interact. V. 23: P. 510-521.
27. Madsen E. B., Antolin-Llovera M., Grossmann C., et al. (2011) Autophosphorylation is essential for in vivo function of the Lotus japonicus Nod Factor Receptor 1 and receptor mediated signalling in cooperation with Nod Factor Receptor 5. Plant J. V. 65: P. 404-417.
28. Madsen E. B., Madsen L. H., Radutoiu S., et al.
(2003) A receptor kinase gene of the LysM type is involved in legume perception of rhizobial signals. Nature. V. 425: P. 637-640.
29. Maillet F., Poinsot V., André O. et al. (2011) Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza. Nature. V. 469: P. 58-63.
30. Miya A., Albert P., Shinya T., et al. (2007) CERK1, a LysM receptor kinase, isessential for chitin elicitor signaling in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci USA. V. 104: P. 19 613-19 618.
31. Nakagawa T., Kaku H., Shimoda Y., et al. (2011) From defense to symbiosis: Limited alterations in the kinase domain of LysM receptor-like kinases are crucial for evolution of legume- Rhizobium symbiosis. Plant J. V. 65. P. 169-180.
32. Ohnuma T., Onaga S., Murata K., et al. (2008) LysM domains from Pteris ryukyuensis chitinase-A: A stability study and characterization of the chitin-bind-ing site. J. Biol. Chem. V. 283: P. 5178-5187.
33. Ohsten Rasmussen M., Hogg B., Bono J. J., et al.
(2004) New access to lipo-chitooligosaccharide nodulation factors. Org. Biomol. V. 2: P. 1908-1910.
34. Op den Camp R., Streng A., De Mita S., et al. (2011) LysM-type mycorrhizal receptor recruited for rhizo-
bium symbiosis in nonlegume Parasponia. Science. V. 18: P. 909-912.
35. Petutschnig E. K., Jones A. M. E., Serazetdinova L., et al. (2010) The LysM-RLK CERK1 is a major chitin binding protein in Arabidopsis thaliana and subject to chitin-induced phosphorylation. J. Biol. Chem. V. 285(37): P. 28 902-28 911.
36. Radutoiu S., Madsen L. H., Madsen E. B., et al. (2003) Plant recognition of symbiotic bacteria requires two LysM receptor-like kinases. Nature. V. 425: P. 585-592.
37. Radutoiu S., Madsen L. H., Madsen E. B., et al. (2007) LysM domains mediate lipochitin- oligosaccharide recognition and Nfr genes extend the symbiotic host range. Eur. Mol. Biol. Organ. J. V. 26: P 3923-3935.
38. Shimizu T., Nakano T., Takamizawa D., et al. (2010) Two LysM receptor molecules, CEBiP and OsCERKl, cooperatively regulate chitin elicitor signaling in rice. The Plant Journal. V. 64: P. 204-214.
39. Shinya T., Motoyama N., Ikeda A., et al. (2012) Functional characterization of CEBiP and CERK1 homologs in Arabidopsis and rice reveals the presence of different chitin receptor systems in plants. Plant Cell Physiol. V 53: P. 1696-1706.
40. Shiu S. H., Karlowski W. M., Pan R. S., et al. (2004) comparative analysis of the receptor-like kinase family in Arabidopsis and rice. Plant Cell. V. 16: P. 1220-1234.
41. Streng A., op den Camp R., Bisseling T., et al. (2011) Evolutionary origin of rhizobium Nod factor signaling. Plant Signal Behav. V. 6(10): P. 1510-1514.
42. Tanaka S., Ichikawa A., Yamada K., et al. (2010) HvCEBiP, a gene homologous to rice chitin receptor cEBiP, contributes to basal resistance of barley to Magnaporthe oryzae. BMC Plant Biology. V. 10(288): P. 1471-2229.
43. Walker S. A., Allan J., Downie J. A. (2000) Entry of Rhizobium leguminosarum bv. viciae into root hairs requires minimal Nod factor specificity, but subsequent infection thread growth requires nodo or nodE. MPMI. V. 13: P. 754-762.
44. Wan J., Tanaka K., Zhang X. C., et al. (2012) LYK4, a lysin motif receptor-like kinase, is important for chitin signaling and plant innate immunity in Arabidopsis. Plant Physiol. V 160: P. 396-406.
45. Wan J., Zhang S., Stacey G. (2004) Activation of a mi-togen-activated protein kinase pathway in Arabidopsis by chitin. Mol. Plant Pathol. V. 5: P. 125-135.
46. Wan J., Zhang X.-C., Neece D., et al. (2008) A LysM Receptor-Like Kinase Plays a Critical Role in Chitin Signaling and Fungal Resistance in Arabidopsis. The Plant Cell. V. 20: P. 471-481.
47. Willmann R., Lajunen H. M., Erbs G., et al. (2011) Arabidopsis lysin-motif proteins LYM1 LYM3 CERK1 mediate bacterial peptidoglycan
sensing and immunity to bacterial infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 108: P. 19 824-19 829.
48. Zeng L., Velasquez A. C., Munkvold K. R., et al. (2012) A tomato LysM receptor- like kinase promotes immunity and its kinase activity is inhibited by AvrPtoB. Plant J. V. 69(1): P. 92-103.
49. Zhang X., Cannon S., Stacey G. (2009) Evolutionary genomics of LysM genes in land plants. BMC EV. Biol. V. 3(9): P. 183.
50. Zhang X., Wu X., Findley S. (2007) Molecular evolution of lysin motiftype receptor-like kinases in plants. Plant Physiol. V. 144: P. 623-636.
51. Zhukov V., Radutoiu S., Madsen L. H., et al. (2008) The pea Sym37 receptor kinase gene controls infection-thread initiation and nodule development. Mol. Plant-Microbe Interact. V. 21: P. 1600-1608
FEATURES OF THE ORGANIZATION AND FUNCTIONING OF A UNIQUE CLASS OF PLANT RECEPTOR KINASES CONTAINING LYSM-MOTIVES IN THE EXTRACELLULAR DOMAIN
Kirienko A. N., Leppyanen I. V., Dolgikh E. A.
C SUMMARY: Analysis of current data concerning functioning, structural organization and evolutionary aspects of origin for a unique class of the plant LysM-receptors has been performed. Plant receptors with LysM-motifs in the extracellular domain act as mediators in recognition of N-acetylglucosamine-containing compounds. Such compounds from pathogenic bacteria and fungi cause activation of plant defense systems, while the compounds secreted by symbiotic microorganisms trigger en-dosymbiosis formation. A possible mode of receptor operation in binding of structurally similar microbial signals, that leads to pathogen resistance or endosymbiosis development, as well as the role of LysM-receptors in these processes, have been examined.
C KEY WORDS: symbiosis; LysM-receptor like kinases; Nod factors; Myc factors; peptidoglycans; pathogen elicitors.
C REFERENCES (TRANSLITERATED)
1. Albrecht C., Geurts R., Bisseling T. (1999) Legume nodulation and mycorrhizal formation; two extremes in host specificity meet. The EMBO Journal. V. 18(2): P. 281-288.
2. Ardourel M., Demont N., Debelle F. D., et al. (1994) Rhizo -bium meliloti lipooligosaccharide nodulation factors: different structural requirements for bacterial entry into target root hair cells and induction of plant symbiotic developmental responses. Plant Cell. V 6: P 1357-1374.
3. Arrighi J. F., Barre A., Ben Amor B., et al. (2006) The Medicago truncatula lysin motif- receptor-like kinase gene family includes NFP and new nodule-expressed genes. Plant Physiol. V. 142: P. 265-279.
4. Baureithel K., Felix G., Boll T. (1994) Specific, High Affinity Binding of Chitin Fragments to Tomato Cells
and Membranes. The Journal of Biological Chemistry. V. 269(27): P. 17 931-17 938.
5. Ben Amor B., Shaw S. L., Oldroyd G. E. D., et al. (2003) The NFP locus of Medicago truncatula controls an early step of Nod factor signal transduction upstream of a rapid calcium flux and root hair deformation. Plant J. V. 34: P. 495-506.
6. Buist G., Steen A., Kok J., Kuipers O. P. (2008) LysM, a widely distributed protein motif for binding to (peptido)glycans. Mol. Microbiol. V. 68: P. 838-847.
7. Carlson R. W, Price N. P., Stacey G. (1994) The biosynthesis of rhizobial lipo-oligosaccharide nodula-tion signal molecules. Mol Plant Microbe Interact. V 7(6): P. 684-695.
8. Dickson S. (2004) The Arum-Paris continuum of mic-orrhizal symbioses. New Phytol. V. 163: P 186-200.
9. Duc G., Trouvelot A., Gianinazzi-Pearson S., et al. (1989) First report of non- mycorrhizal plant mutant (Myc-) obtained in pea (Pisum sativum L.) and fa-babean (Vicia faba L.). Plant Sci. V. 60: P. 215-222.
10. Fliegmann J., Canova S., Lachaud C., et al. (2013) Lipo-chitooligosaccharidic symbiotic signals are recognized by LysM Receptor-Like Kinase LYR3 in the Legume Medicago truncatula. 4CS Chem. Biol., V. 8 (9): P 1900-1906.
11. Geiger O., Thomas-Oates J. E., Glushka J., et al. (1994) Phospholipids of Rhizobium contain nodE-determined highly unsaturated fatty acid moieties. J. Biol. Chem. V. 269(15): P. 11 090-11 097.
12. Geurts R., Heidstra R., Hadri A-E., et al. (1997) Sym2 of Pisum sativum is involved in Nod factor perception mechanism that controls the infection process in the epidermis. Plant Physiology. V 115: P. 351-359.
13. Gherbi H., Markmann K., Svistoonoff S. et al. (2008) SymRK defines a common genetic basis for plant root endosymbioses with arbuscular mycorrhiza fungi, rhizobia, and Frankia bacteria. Proc. Natl. 4cad. Sci. US4. V. 105(12): P. 4928-4932.
14. Gianinazzi-Pearson V. (1996) Plant Cell Responses to Arbuscular Mycorrhizal Fungi: Getting to the Roots of the Symbiosis. Plant Cell. V 8(10): P. 1871-1883.
15. Gough C., Cullimore J. (2011) Lipo-chitooligo-saccharide signaling in Endosymbiotic Plant-Microbe Interactions. Mol. Plant Microbe Interact. V. 24(8): P. 867-878.
16. Gust A. A., Biswas R., Lenz H. D., et al. (2007) Bacteria-derived peptidoglycans constitute pathogen-associated molecular patterns triggering innate immunity in Arabidopsis. The Journal Of Biological Chemistry. V. 282(44): P. 32 338-32 348.
17. Iizasa E., Mitsutomi M., Nagano Y. (2010) Direct binding of a plant LysM receptor-like kinase, LysM RLK1/CERK1 to chitin in vitro. J. Biol. Chem. V. 285: P. 2996-3004.
18. Kaku H., Nishizawa Y., Ishii-Minami N., et al. (2006) Plant cells recognize chitin fragments for defense signaling through a plasma membrane receptor. Proc. Natl. 4cad. SciUS4. V. 103: P. 11 086-11 091.
19. Kouchi H., Imaizumi-Anraku H., Hayashi M., et al. (2010) How many peas in a pod? Legume genes responsible for mutualistic symbioses underground. Plant Cell Physiol. V. 51: P. 1381-1397.
20. Li R., Knox M. R., Edwards A. et al. (2011) Natural variation in host-specific nodulation of pea is associated with a haplotype of the SYM37 LysM-type receptor-like kinase. MPMI. V. 24: P. 1396-1403.
21. Limpens E., Franken C., Smit P., et al. (2003) LysM domain receptor kinases regulating rhizobial Nod factor-induced infection. Science. V. 302. P. 630-633.
22. Liu B., Li J. F., Ao Y. et al. (2012). Lysin motif-containing proteins LYP4 and LYP6 play dual roles in peptidoglycan and chitin perception in rice innate immunity. Plant Cell. V. 24: P. 3406-3419.
23. Liu T., Liu Z., Song C., et al. (2012) Chitin-induced dimerization activates a plant immune receptor. Science. V. 336: P. 1160-1164.
24. Lohmann G. V., Shimoda Y, Nielsen M. W. et al. (2010) Evolution and regulation of the Lotus japoni-cus LysM receptor gene family. Mol. Plant-Microbe Interact. V. 23: P. 510-521.
25. Madsen E. B., Antolin-Llovera M., Grossmann C., et al. (2011) Autophosphorylation is essential for in vivo function of the Lotus japonicus Nod Factor Receptor 1 and receptor mediated signalling in cooperation with Nod Factor Receptor 5. Plant J. V. 65: P. 404-417.
26. Madsen E. B., Madsen L. H., Radutoiu S., et al.
(2003) A receptor kinase gene of the LysM type is involved in legume perception of rhizobial signals. Nature. V. 425: P. 637-640.
27. Maillet F., Poinsot V., 4ndré O. et al. (2011) Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza. Nature. V 469: P. 58-63.
28. Miya A., Albert P., Shinya T., et al. (2007) CERK1, a LysM receptor kinase, isessential for chitin elicitor signaling in Arabidopsis. Proc. Natl. 4cad. Sci US4. V. 104: P. 19 613-19 618.
29. Nakagawa T., Kaku H., Shimoda Y., et al. (2011) From defense to symbiosis: Limited alterations in the kinase domain of LysM receptor-like kinases are crucial for evolution of legume- Rhizobium symbiosis. Plant J. V. 65. P. 169-180.
30. Ohnuma T., Onaga S., Murata K., et al. (2008) LysM domains from Pteris ryukyuensis chitinase-A: A stability study and characterization of the chitin-bind-ing site. J. Biol. Chem. V. 283: P. 5178-5187.
31. Ohsten Rasmussen M., Hogg B., Bono J. J., et al.
(2004) New access to lipo-chitooligosaccharide nodulation factors. Org. Biomol. V. 2: P. 1908-1910.
32. Op den Camp R., Streng A., De Mita S., et al. (2011) LysM-type mycorrhizal receptor recruited for rhizobium symbiosis in nonlegume Parasponia. Science. V. 18: P. 909-912.
33. Petutschnig E. K., Jones A. M. E., Serazetdinova L., et al. (2010) The LysM-RLK CERK1 is a major chitin binding protein in Arabidopsis thaliana and subject to chitin-induced phosphorylation. J. Biol. Chem. V. 285(37): P. 28 902-28 911.
34. Provorov N. A., Borisov A. Ju., Tihonovich I. A. Sravnitel'naja genetika i jevoljucionnaja morfologija simbiozov rastenij s mikrobami-azotfiksatorami i jen-domikoriznymi gribami [Comparative genetics and evolutionary morphology of symbioses formed by plants with nitrogen-fixing microbes and ebdomycor-rhizal fungi]. Zh. Obshch. Biol. T. 63(6): P. 451-472.
35. Radutoiu S., Madsen L. H., Madsen E. B., et al. (2003) Plant recognition of symbiotic bacteria requires two LysM receptor-like kinases. Nature. V. 425: P. 585-592.
36. Radutoiu S., Madsen L. H., Madsen E. B., et al. (2007) LysM domains mediate lipochitin- oligosaccharide recognition and Nfr genes extend the symbiotic host range. Eur. Mol. Biol. Organ. J. V. 26: P 3923-3935.
37. Shimizu T., Nakano T., Takamizawa D., et al. (2010) Two LysM receptor molecules, CEBiP and OsCERKl, cooperatively regulate chitin elicitor signaling in rice. The Plant Journal. V. 64: P. 204-214.
38. Shinya T., Motoyama N., Ikeda A., et al. (2012) Functional characterization of CEBiP and CERK1 homologs in Arabidopsis and rice reveals the presence of different chitin receptor systems in plants. Plant Cell Physiol. V 53: P. 1696-1706.
39. Shiu S. H., Karlowski W. M., Pan R. S., et al. (2004) Comparative analysis of the receptor-like kinase family in Arabidopsis and rice. Plant Cell. V. 16: P. 1220-1234.
40. Streng A., op den Camp R., Bisseling T., et al. (2011) Evolutionary origin of rhizobium Nod factor signaling. Plant Signal Behav. V. 6(10): P. 1510-1514.
41. Tanaka S., Ichikawa A., Yamada K., et al. (2010) HvCEBiP, a gene homologous to rice chitin receptor CEBiP, contributes to basal resistance of barley to
C Информация об авторах
Кириенко Анна Николаевна — инженер-исследователь, лаборатория молекулярной и клеточной биологии. ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии. 196608, Санкт-Петербург, Пушкин, ш. Подбельского, 3. E-mail: [email protected].
Леппянен Ирина Викторовна — м. н. с., лаборатория молекулярной и клеточной биологии. ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии. 196608, Санкт-Петербург, Пушкин, ш. Подбельского, 3. E-mail: [email protected].
Долгих Елена Анатольевна — в. н. с., к. б. н., лаборатория молекулярной и клеточной биологии. ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии. 196608, Санкт-Петербург, Пушкин, ш. Подбельского, 3. E-mail: [email protected].
Magnaporthe oryzae. BMC Plant Biology. V 10(288): P. 1471-2229.
42. Walker S. A., Allan J., Downie J. A. (2000) Entry of Rhizobium leguminosarum bv. viciae into root hairs requires minimal Nod factor specificity, but subsequent infection thread growth requires nodo or nodE. MPMI. V. 13: P. 754-762.
43. Wan J., Tanaka K., Zhang X. C., et al. (2012) LYK4, a lysin motif receptor-like kinase, is important for chitin signaling and plant innate immunity in Arabidopsis. Plant Physiol. V. 160: P. 396-406.
44. Wan J., Zhang S., Stacey G. (2004) Activation of a mi-togen-activated protein kinase pathway in Arabidopsis by chitin. Mol. Plant Pathol. V. 5: P. 125-135.
45. Wan J., Zhang X.-C., Neece D., et al. (2008) A LysM Receptor-Like Kinase Plays a Critical Role in Chitin signaling and Fungal Resistance in Arabidopsis. The Plant Cell. V. 20: P. 471-481.
46. Willmann R., Lajunen H. M., Erbs G., et al. (2011) Arabidopsis lysin-motif proteins LYM1 LYM3 CERK1 mediate bacterial peptidoglycan sensing and immunity to bacterial infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 108: P. 19 824-19 829.
47. Zeng L., Velasquez A. C., Munkvold K. R., et al. (2012) A tomato LysM receptor- like kinase promotes immunity and its kinase activity is inhibited by AvrPtoB. Plant J. V. 69(1): P. 92-103.
48. Zhang X., Cannon S., Stacey G. (2009) Evolutionary genomics of LysM genes in land plants. BMC EV. Biol. V. 3(9): P. 183.
49. Zhang X., Wu X., Findley S. (2007) Molecular evolution of lysin motiftype receptor-like kinases in plants. Plant Physiol. V. 144: P. 623-636.
50. Zhukov V., Radutoiu S., Madsen L. H., et al. (2008) The pea Sym37 receptor kinase gene controls infection-thread initiation and nodule development. Mol. Plant-Microbe Interact. V. 21: P. 1600-1608.
51. Zhukov V. A., Rychagova T. S., Shtark O.Ju. i dr. Geneticheskij kontrol' specifichnosti vzaimodejst-vija bobovyh rastenij s kluben'kovymi bakterijami [The genetic control of specificity of interactions between legume plants and nodule bacteria]. Ecol. gen. 2008. T. VI(4): P. 12-19.
Kirienko Anna Nikolaevna — All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky. Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia. E-mail: [email protected].
Leppyanen Irina Viktorovna — All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky. Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia. E-mail: [email protected].
Dolgikh Elena Anatolyevna — All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology.
Podbelsky. Chaussee 3, St. Petersburg, Pushkin 8, 196608, Russia. E-mail: [email protected].
