CC BY
143
УДК 611(075.8)+57.089.24
Ключевые слова: анатомические коррозионные препараты, лабораторные животные
Key words: corrosion anatomical specimens, laboratory animals
Шедько В.В., Гущин Я.А., Мужикян А.А., Макарова М.Н.
ОСОБЕННОСТИ ИЗГОТОВЛЕНИЯ КОРРОЗИОННЫХ АНАТОМИЧЕСКИХ ПРЕПАРАТОВ ВНУТРЕННИХ ОРГАНОВ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ
FEATURES OF MANUFACTURING CORROSION ANATOMICAL SPECIMENS OF THE INTERNAL ORGANS OF LABORATORY ANIMALS
2ЗАО «НПО "ДОМ ФАРМАЦИИ"» Адрес: 188663, Россия, Ленинградская область, г.п. Кузьмоловский, д.б/н, корп. 245, тел.: +7 (962) 686-21-60
2CJSC «Scientic - and Production Association "HOUSE OF PHARMACY"» Adress: 188663, Russia, Leningrad Region, Kuzmolovky, 245, tel. +7 (962) 686-21-60 'ЗАО «Санкт-Петербургский институт фармации» Адрес: 188663, Россия, Ленинградская область, г.п. Кузьмоловский, д.б/н, корп. 245, тел.: +7 (962) 686-21-60
'CJSC «Saint-Petersburg Institute of Pharmacy» Adress: 188663, Russia, Leningrad Region, Kuzmolovky, 245, tel. +7 (962) 686-21-60
Шедько Варвара Валерьевна, к.вет.н., н.с.1
Shedko Varvara, PhD Reseach Scienist1 Гущин Ярослав Александрович, м.н.с.2 Gushchin Jaroslav, Reseach Scienist2 Мужикян Арман Артушович, к.вет.н., с.н.с.1 Muzhikyan Arman, PhD Senior Research Scienist1 Макарова Марина Николаевна, д.м.н.1 Makarova Marina, Doctor of Medical Science1
Аннотация. Коррозионные анатомические препараты внутренних органов человека и животных широко распространены как в учебно-методической, так и в исследовательской областях науки. Данные препараты представляют собой трехмерные модели, дающие наглядное представление о внутриорганном разветвлении кровеносных и лимфатических сосудов, бронхиального древа и полых органов. Преимуществами данной методики являются точность полученных отпечатков органов, прочность и долговечность препарата, а так же возможность детализации мельчайших анатомических ветвлений исследуемых систем. Методика изготовления коррозионных препаратов основывается на заполнении изучаемых объектов самозатвердевающими пластмассами с последующей мацерацией тканей органа. Особенности изготовления коррозионных препаратов зависят не только от используемых материалов и реагентов, но и от выбора модели, подлежащей заливке. При этом особые сложности могут возникать при изготовлении коррозионных препаратов мелких сосудов и небольших органов. Для изготовления коррозионных препаратов органов лабораторных животных (кролика, крысы, хорька, морской свинки) в нашей работе применялась пластмасса «Коракрил+», используемая для изготовления ортодонтических и ортопедических аппаратов. В результате проведенной работы установлено, что пластмасса «Коракрил+» применима для изготовления коррозионных препаратов лабораторных животных и идеально подходит для заполнения исследуемых объектов величиной до 100-200 мкм. Это делает возможным морфологическое изучение структур органов и тканей посредством макроскопического анализа и светооптической микроскопии. При этом, добавление колера и цветовая дифференцировка структур соответствующей окраски позволяет на одном препарате выявить и продемонстрировать ход и ветвление как артериальных, так и венозных сосудов, а также других полых систем, таких как желче- и мочевыводящих путей, трахеи, бронхов и органов пищеварения. Также усовершенствование методики - обработка материала паром и выдерживание в термостате, делает возможным значительно ускорить изготовление качественных препаратов до 1-2 суток и минимизировать затраты на расходные материалы.
Summary. Corrosion anatomical plastinates internal organs of humans and animals are widely distributed in both teaching methods and research in areas of science. These drugs represent three-dimensional models that provide a visual representation of intraorganic branching of blood and lymphatic vessels, bronchial tree and hollow organs. The advantages of this technique are the accuracy of the fingerprint bodies, strength and durability of the product, as well as the ability to drill the smallest anatomical branch of the systems studied. The method of manufacture of corrosion plastinates is based on filling the objects being studied self-hardening plastics, followed by maceration of the body tissues. Features production of corrosion products depend not only on the materials used and the reagents, but also the choice of the model to be poured. In this particular difficulties
may arise in the production of corrosion casts of small vessels and small bodies. For the manufacture of corrosive anatomical in laboratory animals (rabbit, rat, ferret, guinea pig) was used in our work plastic «Korakril +» is used for the manufacture of orthodontic and orthopedic devices. As a result of the work we determined that the plastic «Korakril +» is applicable to the manufacture of corrosion plastinates in laboratory animals and is ideal for filling of the objects of up to 100-200 m. This makes it possible to study the morphological structure of organs and tissues through macroscopic analysis and light-optical microscopy. At the same time, the addition of caramel and color differentiation of structures corresponding color allows one to identify and demonstrate the preparation of the course and branching of both arterial and venous blood vessels and other hollow systems such as bile and urinary tract, the trachea, bronchi and the digestive system. Also, advances in methodology -material handling steam and incubation, makes it possible to significantly speed up the production of high-quality products to the 1-2 days and minimize the cost of consumables.
Введение
Наглядность является одной из важнейших составляющих как нормальной, так и патологической анатомии [2, 3], в связи с чем, изготовление анатомических препаратов органов человека и животных уже многие годы не теряет своей значимости в учебно-методических и научно-исследовательских областях ветеринарии и гуманной медицины. Одной из наиболее распространенных и информативных разновидностей анатомических препаратов являются коррозионные препараты.
Коррозионные препараты внутренних органов представляют собой трехмерные модели, дающие наглядное представление о внутриорганном разветвлении кровеносных и лимфатических сосудов, бронхиального древа и полых органов. Положительными аспектами данной анатомической методики являются точность полученных отпечатков органов, прочность и долговечность препарата, а так же возможность детализации мельчайших анатомических ветвлений исследуемых систем [3, 1]. Методика заполнения исследуемых полостей известна уже более ста лет и за время своего существования прошла различные этапы усовершенствования [5, 6]. Изготовление коррозионных препаратов основывается на заполнении изучаемых объектов самозатвердевающими пластмассами с последующей мацерацией тканей органа [1, 2, 3, 4, 5, 6]
На сегодняшний день существуют различные методики изготовления коррозионных препаратов, различающиеся выбором используемой пластической массы и последующей обработкой тканей органа [3, 5].
Согласно литературным данным наиболее простым и пригодным для заполнения само-
твердеющими пластмассами органом является почка [4], хотя пригодными для этих целей являются любые органы, имеющие просвет или полость. В литературе имеются рекомендации по заполнению желчевыводящих протоков печени, трахеи и бронхиального древа легких, мочевыделительных путей почки, артериального или венозного русел [1, 2, 3, 4, 5, 6]. Также имеются сведения о применении различных красителей, добавляемых в пластик при изготовлении коррозионных препаратов [3, 4].
Несмотря на разнообразие используемых материалов для изготовления анатомических слепков органов, методика дальнейшей обработки исследуемого материала схожа: основные этапы состоят из фиксации органа, наполненного пластиком, проваривания препарата на медленном огне, мацерации тканей в растворе щелочи в течение различного времени (зависит от объема тканей), промывке полученного препарата, высушивании [4, 5].
Нами была опробована методика одновременного наполнения самотвердеющим пластиком нескольких исследуемых систем в пределах одного органа с различной окраской коммерчески доступными красителями. Целью нашей работы стало получение качественных анатомических препаратов, позволяющих оценить анатомические структуры, как на макро-, так и на микроскопическом уровне. Также нами была проведена модификация обработки исследуемых органов с целью минимизации материальных затрат и времени на изготовление препарата.
Материалы и методы
В качестве исследуемого материала нами были выбраны различные органы и сосуды, полученные в результате аутопсии ла-
бораторных животных. Для изготовления слепков мы использовали самотвердеющую пластмассу «Коракрил+» на основе сополимера акриловой группы, окрашенную в розовый цвет, прозрачную типа порошок-жидкость (ИП Короткова А.А., Россия). Данный пластик применяется при изготовлении ортодонтических и ортопедических аппаратов. В качестве красителя применяли коле-ровочную пасту универсальную «Ecoterra» (ООО «ЮСГ Кемикл РУС», Россия): голубой, желтый, зеленое яблоко и фуксия. Наливку осуществляли при помощи одноразовых катетеров различных диаметров и одноразовых шприцев различного объема. Лигирование сосудов проводили хлопчатобумажными нитями толщиной 1-1,5мм. Микроскопию полученных слепков выполняли при помощи светооптического микроскопа Axio Scope (Германия). Микрофотографирование проводили при помощи цифровой фотокамеры AxioCam ICcl (Германия). Макрофотографии выполняли при помощи фотоаппарата Canon PC 1742.
Результаты исследований и обсуждение
Подготовка трупного материала для исследования была стандартной и большей частью зависела от особенностей осуществления доступа, что определялось анатомическими особенностями и закономерностями исследуемых видов животных. Предварительно мы осуществляли промывку физиологическим раствором заполняемых органов и нашатырным спиртом заполняемых сосудов. По окончании наливки сосуды лигировали заранее подготовленными нитями. Необходимо заметить, что мы осуществляли наливку внутренних органов, не проводя извлечение их из трупа. Такой метод облегчает во многом проведение катетеризации сосудов, позволяет наиболее точно воспроизвести анатомические структуры с учетом давления прилежащих тканей и органов, а также предотвращает потерю пластика из перерезанных или порванных сосудов и других анатомических каналов и полостей.
Так при подготовке к наливке сосудов и желчевыводящих протоков печени важ-
но не нарушать целостность брыжейки. В противном случае необходимо будет купировать выход пластической массы через сосуды брыжейки. Катетеры устанавливали в каудальную полую вену каудально относительно печени и воротную вену печени, печеночную артерию, а также общий желчный проток (рисунок 1).
Важным условием является лигирование каудальной полой вены краниальнее органа, на уровне диафрагмы. Катетеризированные сосуды заполняли последовательно: сначала артерии, затем желчные протоки и далее вены. Такая последовательность связана с превосходством объема вен над объемом артерий и большей их эластичностью. Желчные протоки мы заполняли пластиком, окрашенным в зеленый цвет. Здесь и в остальных опытах артериальному руслу соответствовал красный цвет, а венозному -синий (рисунок 2). Далее макроскопический препарат подвергали микроскопическому анализу для установления качественных характеристик сосудистого слепка (рисунок 3).
При заполнении кровеносных сосудов и мочевыделительных канальцев почки предварительно производили эвисцерацию кишечника и печени, что в значительной мере облегчало доступ к органу. Производили катетеризацию почечной артерии, вены и мочеточника. Наливку проводили поочередно: сначала артериальное русло, затем венозное русло, затем мочевыводящие каналы. Мочевыводящие протоки мы окрашивали в желтый цвет (рисунок 4).
Наливку воздухоносных путей осуществляли совместно с заполнением пищевода и желудка. Для этого использовали резиновые шланги соответствующих диаметров, установленные в трахею и пищевод (рисунок 5).
Поскольку желудок может значительно растягиваться, то при односторонней наливке лишь со стороны пищевода в области диафрагмального сужения последнего, пластик в значительной мере истончается или вовсе стекает в желудок. Для наиболее эффективного наполнения пластиком желудка использовали ретроградный метод: в просвете двенадцатиперстной кишки фик-
сировали канюлю шприца с насечкой. Ротовую полость максимально тампонировали. Необходимо заметить, что данную наливку мы проводили, не вскрывая грудную полость. По завершении заполнения указанных органов пластическими массами, труп фиксировали в горизонтальном положении в течение 40-60 минут во избежание стека-ния неотвердевшей пластмассы в желудок. Органы пищеварительной системы заливали неокрашенным пластиком, для органов дыхательной системы использовали зеленый цвет (рисунок 6).
Далее полученный препарат подвергали микроскопическому анализу для установления качественных характеристик полученного слепка (рисунок 7). Также мы делали одновременное наполнение венозной системы легких и воздухоносных путей. Венозное русло заполняли через каудальную полую вену с предварительным лигированием краниальной во избежание поступления пластика в последнюю.
При подготовке к изготовлению анатомического препарата сосудов головы производили тонкое анатомическое препарирование общих яремных вен и общих сонных артерий. Одновременно катетеризировали указанные сосуды (рисунок 8, 9).
После тщательной промывки последовательно проводили наполнение артериального, затем венозного русел. Заполненные сосуды лигировали заранее подготовленными нитями.
После наливки органы брюшной полости подвергали эвисцирации единым комплексом, органы грудной полости извлекали вместе с ребрами, грудным отделом позвоночного столба и окружающими тканями, голову отделяли от туловища на уровне 5-7 шейного позвонка. В таком виде полученные органы фиксировали в 10% растворе формалина в течение 12-24 часов в зависимости от объема фиксируемого органа.
Следующим этапом, после фиксации, в нашей модификации общепринятой методики являлась обработка исследуемых объектов паром в течение часа. Данную манипуляцию мы осуществляли при помощи пароварки.
После термической обработки органы извлекали, очищали от легко отделяемых мягких тканей, таких как кости, мышцы, фасции, и промывали под струей водопроводной воды. Затем помещали органы в 4%-ный раствор щелочи (гидроокиси натрия), накрывали крышкой и оставляли в термостате при температуре 56-58°С в течение 12-24 часов. Раствор щелочи меняли по мере необходимости, обычно 1-2 раза.
Далее полученные препараты снова промывали под слабой струей проточной воды до полного удаления мацерированных тканей и высушивали. Полученные слепки подвергали макро- и микроскопическому анализу, фотографировали, и проводили морфометрическое изучение интересующих нас структур.
Обсуждение
В ходе проделанной работы нами были изготовлены анатомические макропрепараты, представляющие собой точные слепки различных внутриорганных структур, позволяющие также выполнить морфологическое исследование, как на макро-, так и на микроскопическом уровне.
В ходе проведенных работ было показано, что изготовление указанных препаратов, за исключением препарата пищевода и желудка, необходимо проводить в два этапа: первую инъекцию выполнять более жидкой массой, вторую - более густой. Такой тип наливки широко используется в изготовлении различных анатомических препаратов и был апробирован нами. Метод был признан целесообразным для получения тонких инъекций сосудистого русла, желче- и мочевыводя-щих протоков. Для наполнения полых органов большего объема допустимо разведение пластика с растворителем в соотношении 1:2 и даже 1:1. Необходимо отметить, что с увеличением концентрации твердой части пластмассы снижается проходимость через катетеры или даже канюли шприцев. Для двухэтапной наливки в качестве первой инъекции мы использовали разведение 1 части сухой массы и 5 частей растворителя; в качестве второй инъекции - 1 часть сухой массы и 3 части растворителя.
Рисунок 1. Этап наливки сосудов и желчевыводящих протоков печени взрослой крысы. Вскрытая брюшная полость: 1 - катетеризация общего желчного протока; 2 - катетеризация печеночной артерии; 3 - катетеризация каудальной полой вены до вхождения ее в печень.
Рисунок 3. Макропрепарат. Микроскопия. Гемоми-кроциркуляторное русло печени взрослого кролика Увеличение 50: 1 - венула; 2 - посткапилляр; 3 -капиллярная сеть.
Рисунок 5. Этап наливки легких, пищевода и желудка взрослого хорька. Установленные зонды с проводником: 1 - зонд, установленный в трахею; 2 - проводник; 3 - зонд, установленный в пищевод.
Рисунок 2. Коррозионный макропрепарат артерий, вен, желчного пузыря и желчевыносящих протоков печени взрослого кролика: 1 - артерия; 2 - вена; 3 - желчный проток; 4 - желчный пузырь.
Рисунок 4. Коррозионный макропрепарат артерий, вен и мочевыводящих протоков почки взрослого кролика: 1 - артерия; 2 - вена; 3 - мочеточник.
Рисунок 6. Коррозионный макропрепарат пищевода и легких взрослого кролика: левое легкое: 1 - бронх; 2 - бронхиола; 3 - альвеолярный мешочек; 4 - пищевод.
Рисунок 7. Коррозионный макропрепарат легких взрослой крысы. Ацинус. Микроскопия. Увеличение 50. 1 - респираторная бронхиола первого порядка; 2 - альвеола; 3 - альвеолярный мешочек.
Смешение частей самотвердеющей пластмассы проводили после подготовки материала и промывки органов и сосудов. Наиболее удобной для заполнения исследуемых объектов оказалась вязко-текучая стадия формирования использованной нами пластмассы. Для «Коракрил+» она наступает примерно на 2 минуте смешивания. Опираясь на литературные данные [3] мы пробовали выдерживать в шприце подготовленную полимерно-мономерную смесь до шести минут, однако данный метод оказался нецелесообразным в отношении использованного нами пластика в виду снижения текучести массы и отсутствия какого-либо положительного влияния данной методики на физические свойства получаемого слепка.
В ходе нашей работы установлено, что значительно снизить время на изготовление коррозионного анатомического препарата возможно за счет обработки заполненных пластиком органов паром в пароварке в течение 1 часа, что позволяет значительно сократить последующее время мацерации мягких тканей. Последующее помещение в термостат ускоряет полимеризацию самотвердеющей пластмассы.
Анализ полученных микрофотографий показал, что использованный нами самотвердеющий пластик «Коракрил+» в данных разведениях способен заполнять мельчайшие анатомические образования, такие как альвеолы и гемомикроциркуляторное русло.
Рисунок 8. Этап наливки сосудов головы взрослого кролика. Катетеризация общих сонных артерий и общих яремных вен: 1 - катетеризация яремных вен; 2 - катетеризация общих сонных артерий.
Рисунок 9. Коррозионный макропрепарат артерий и вен головы взрослого кролика: 1 - общие сонные артерии; 2 - яремная вена; 3 - нижняя челюсть.
Ввиду наличия тончайшей наливки и малых размеров исследуемых структур мы рекомендуем хранить полученные препараты, фиксируя на мягких подложках в стеклянных контейнерах.
Таким образом, в результате проведенной работы установлено, что пластмасса «Кора-крил+» является хорошим материалом для изготовления коррозионных препаратов и идеально подходит для заполнения исследуемых объектов величиной до 100-200 мкм. Это делает возможным морфологическое изучение структур органов и тканей посредством макроскопического анализа и светооптиче-ской микроскопии. При этом, добавление колера и цветовая дифференцировка структур соответствующей окраски позволяет на одном препарате выявить и продемонстрировать ход и ветвление как артериальных, так
и венозных сосудов, а также других полых систем, таких как желче- и мочевыводящих путей, трахеи, бронхов и органов пищеварения. Также усовершенствование методики -обработка материала паром и выдерживание в термостате, делает возможным значительно ускорить изготовление качественных препаратов до 1-2 суток и минимизировать затраты на расходные материалы.
Список литературы
1. Васильев О.А., 2014. Методика изготовления коррозионного препарата легких овец Романовской породы // Вопросы нормативно-правового регулирования в ветеринарии. № 4. С. 141-143.
2. Медведев И.И., 1969. Основы патологоанатоми-ческой техники // М.: Медицина. С. 282.
3. Орлова Л.Н, Шалыгин С.П., 2013 Моделирование коррозионных препаратов внутренних органов животных с применением акриловых стоматологических пластмасс // Фундаментальные исследования. № 4-3. С. 650-654.
4. Пикалюк В.С., Мороз Г.А., Кутя С.А., 2004. Методическое пособие по изготовлению анатомических препаратов // Крымский государственный медицинский университет им. С.И. Георгиевского, каф. нормальной анатомии человека. С. 76.
5. Щипаки М.В., Прусаков А.В., Вирунен С.В., Скуба В.В., Былинская Д.С., 2014. Методика изготовления коррозионных препаратов с применением стоматологических пластмасс // В1СНИК Полтавсько1 державно1 аграрно1 академп. № 1. С. 65-67.
6. Hyrtl J., Wien, 1873. Die Corrosions - Anatomie und ihre Ergebnisse. Р. 234.
■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■■
КАК ОФОРМИТЬ ПОДПИСКУ НА ЖУРНАЛ?
А. Через подписной каталог
Индекс в каталоге «Газеты. Журналы» Агентства «Роспечать» - 33184
Б. Через редакцию журнала
Банковские реквизиты для оплаты подписки по безналичному расчету для юридических лиц:
ЧОУДПО «Институт Ветеринарной Биологии» ИНН 7802196720 КПП 781301001 Р/с 40703810400000000022 в АО «Горбанк», г. Санкт-Петербург К/с 30101810200000000814 БИК 044030814
В поле «Назначение платежа» указать: «Предоплата за подписку на журнал «Актуальные вопросы ветеринарной биологии» на 2017 г. согласно инф. письму б/н от 20.09.16 г. НДС не облагается. Адрес доставки: ...»
Стоимость редакционной подписки на 2017 год: 1600 рублей.
Е Адрес редакции: Санкт-Петербург, ул. Ораниенбаумская, 3-Б. =
I Т./ф. (812) 232-55-92, т. 927-55-92. |
I E-mail: virclin@mail.ru; www.invetbio.spb.ru |
^/IIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIN
