CC BY
38
S.E., Guerrero F.D., Bendele K.G., Scoles G.A. Assessment of bacterial diversity in the cattle tick Rhipicepha-lus (Boophilus) microplus through tag-encoded pyrose-quencing // BMC Microbiol. 2011. 11. Article number: 6. DOI: org/10.1186/1471-2180-11-6.
11. Kurilshikov A., Livanova N., Fomenko N., Tupikin A., Rar V., Kabilov M., Livanov S., Tikunova N. Comparative metagenomic profiling of symbiotic bacterial communities associated with Ixodes persulcatus, Ixodes pavlovskyi and Dermacentor reticulatus ticks // PLOS ONE. 2015. 8. D01:10.1371/journal.pone.0131413 July 8.
12. Lederberg J, McCray A.T. 'Ome sweet'omics - a genealogical treasury ofwords. // Scientist. 2001.15. 7:8.
13. Lloyd-Price J., Abu-Ali G. & Huttenhower C. The healthy human microbiome. // Genome Medicine. 2016. 8. Article number: 51.
14. Marchesi J., Ravel J. The vocabulary of microbiome research: a proposal // Microbiome. 2015. 3: 31. DOI:10.1186/s40168-015-0094-54.
15. Schlaeppi K., Bulgarelli D. The plant mi-crobiome at work. // Mol. Plant Microbe Interact. 2015. 28: 212-217.
16. Wu-Chuanga A., Hodzicb A., Mateos-Hernandeza L., Estrada-Pena A., Obregonde D., Cabezas-Cruza A. Current debates and advances in tick mi-crobiome research. // Current Research in Parasitolo-gy&Vector-Borne Diseases. 2021. 1. 100036.
5.E., Guerrero F.D., Bendele K.G., Scoles G.A. Assessment of bacterial diversity in the cattle tick Rhipicepha-lus (Boophilus) microplus through tag-encoded pyrose-quenc-ing // BMC Microbiol. 2011. 11. Article number:
6. DOI: org/10.1186/1471-2180-11-6.
11. Kurilshikov A., Livanova N., Fomenko N., Tupikin A., Rar V., Kabilov M., Livanov S., Tikunova N. Comparative metagenomic profiling of symbiotic bacterial communities associated with Ixodes persulca-tus, Ixodes pavlovskyi and Dermacentor reticulatus ticks // PLOS ONE. 2015. 8. D01:10.1371/journal.pone.0131413 July 8.
12. Lederberg J, McCray A.T. 'Ome sweet'omics - a genealogical treasury ofwords. // Scientist. 2001.15. 7:8.
13. Lloyd-Price J., Abu-Ali G. & Huttenhower C. The healthy human microbiome. // Genome Medicine. 2016. 8. Article number: 51.
14. Marchesi J., Ravel J. The vocabulary of mi-crobiome research: a proposal // Microbiome. 2015. 3: 31. DOI:10.1186/s40168-015-0094-54.
15. Schlaeppi K., Bulgarelli D. The plant mi-cro-biome at work. // Mol. Plant Microbe Interact. 2015. 28: 212-217.
16. Wu-Chuanga A., Hodzicb A., Mateos-Hernandeza L., Estrada-Pena A., Obregonde D., Cabezas-Cruza A. Current debates and advances in tick mi-crobiome research. // Current Research in Parasitolo-gy&Vector-Borne Diseases. 2021. 1. 100036.
Коренберг Эдуард Исаевич - доктор биологических наук, профессор, заведующий лабораторией переносчиков инфекций; ФГБУ «НИЦЭМ им. Н.Ф. Гамалеи» Министерства здравоохранения России.
УДК 571.27
Корзиков В.А., Васильева О.Л.
ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Калужской области» Роспотребнадзора, Калуга, Россия
ОПТИМИЗАЦИЯ МЕТОДОВ СБОРА И УЧЕТА КРОВОСОСУЩИХ ЧЛЕНИСТОНОГИХ В УСЛОВИЯХ ЗООЛОГО-ЭНТОМОЛОГИЧЕСКИХ ПОДРАЗДЕЛЕНИЙ ФБУЗ ЦЕНТРОВ ГИГИЕНЫ И ЭПИДЕМИОЛОГИИ
Приведен анализ литературы и опыта авторов по сбору и учету некоторых кровососущих членистоногих. Рекомендуется использовать наименее затратные по времени и наиболее эффективные способы, и приемы по сбору и учету кровососущих членистоногих.
Ключевые слова: энтомологический мониторинг, кровососущие комары, паразитиформные клещи.
ПРИРОДНО-ОЧАГОВЫЕ ИНФЕКЦИИ И ИНВАЗИИ
V.A. Korzikov, O. L. Vasil'eva
FBHI Hygiene and Epidemiology Centre in Kaluga Region
OPTIMIZATION OF COLLECTION AND COUNTING METHODS FOR BLOOD-SUCKING ARTHROPODS FOR ZOOLOGICAL-ENTOMOLOGICAL SUBDIVISIONS FBHI HYGIENE AND EPIDEMIOLOGY
The analysis of the literature and the authors' experience in the collection and revealing of some blood-sucking arthropods is presented. It is recommended to use the least time-consuming and most effective methods and techniques for collecting and counting of blood-sucking arthropods.
Keywords: entomological monitoring, blood-sucking mosquitoes, parasitiform mites.
В последние десятилетия в условиях высокой транспортной мобильности населения всеобщей проблемой современности стали инфекционные заболевания, связанные в том числе с животными. Согласно современным представлениям о природной очаговости болезней, существование популяций возбудителя в значительной степени обеспечивается за счет циркуляции по схеме: животное-переносчик -животное-носитель. К таким организмам преимущественно относятся мелкие наземные позвоночные, а также кровососущие членистоногие.
Постепенно расширялся круг изучаемых болезней от одной-двух к нескольким десяткам трансмиссивных и не трансмиссивных зоонозов. Соответственно увеличивалось и количество выполняемой работы при сохраняющемся штате сотрудников подразделений. При этом было необходимо сохранить уровень производимых полевых, камеральных и лабораторных исследований. Если принципы учетов мелких млекопитающих [8, 10] существенно не менялись с момента создания противотуляремийных станций, то методы сбора и отлова членистоногих всегда подвергались различным модификациям с использованием разнообразным подходов даже к одному семейству. Поэтому использование наиболее оптимальных методов сбора и учета кровососущих членистоногих в рамках совершенствования эпизоотологического мониторинга [7] представляет определенный интерес.
Цель исследования - рассмотрение используемых собственных модификаций методов, а также некоторых литературных для сбора и учета кровососущих членистоногих.
Основными методами отлова хозяев эктопаразитов общепринятыми в зоологической практике являются способы и орудия лова различных животных (давилки Геро различных модификаций, живоловки, капканы, ловчие цилиндры, петли, силки, самоловки и др.) и отстрел. Более подробно техника отлова мелких млекопитающих изложена в соответствующей литературе [8, 10]. В настоящее время всех пойманных или отстреленных птиц и зверьков целесообразно помещать по одному в отдельный пластиковый пакет. Ранее для этих целей использовались белые матерчатые мешочки размером 20х30 см, которые после употребления было необходимо кипятить [6]. Раскрытый пакет подносят к орудию лову левой рукой, а правой быстро погружают ловушку в пакет, зажимают его и только тогда освобождают зверька. Если в один пакет кладутся несколько зверьков одного и того же вида, то такие сборы могут использованы лишь для учета индекса обилия. Когда сбор эктопаразитов сразу после сборов произвести невозможно, то зверьков помещают в холодильник, термос со льдом или холодильную сумку при температуре не выше +10 °С. Очес очень удобно проводить зубной щеткой. Для более полного сбора эктопаразитов зверька можно протереть ваткой, слегка смоченной в эфире. Также производят осмотр пластикового пакета над кюветой. Блох выбирают мягким пинцетом или вручную в латексных перчатках. Мы предлагаем проводить очес, собирая всех клещей на впитывающую салфетку размером 10х10 см, смоченную водой или этиловым спиртом. Для этого влажную салфетку складывают пополам и проводят по кювете и пакету в месте нахождения клещей, после чего
салфетку опять можно сложить и еще также собрать эктопаразитов. Затем салфетку скручивают и помещают в пробирку. Данный способ позволяет собрать всех клещей, в том числе плохо видимых невооруженному глазу. После очеса каждого грызуна необходимо протирать кювету ваткой, смоченной в этиловом спирте. Одновременно с очесом эктопаразитов сортируют по таксономическим группам (клещи, блохи и др.) и помещают в отдельные пластиковые или стеклянные пробирки. Для бактериологических и вирусологических работ живых эктопаразитов собирают пробирки и помещают в холодильник, где они могут прожить несколько дней. Когда определение осуществить в ближайшее время невозможно эктопаразитов помещают в пробирки с 96-м этиловым спиртом, так как материал может быть использован для молекулярно-биологических исследований, если это не планируется достаточно 70 %. На пробирках спиртовым маркером записывается индивидуальный порядковый номер хозяина, вид, дату сбора, биотоп и адрес. Если объём материала большой можно ограничится порядковым номером, но в журнале или полевом блокноте необходимо указывать всю информацию.
Первичный оперативный разбор небольших гнезд птиц и грызунов удобно осуществлять в мешках для мусора светлых оттенков объёмом не менее 30 литров, куда их изначально собирают. Для этого пакет кладут в кювету или таз, развязывают и производят ручной сбор не вытаскивая гнездо или субстрат из пакета. Затем пакет снова можно завязать и через некоторое время проверить на наличие блох, вышедших из коконов. Также для сбора эктопаразитов из гнёзд птиц и млекопитающих применяют термофотоэклектор [1, 6]. Его основу составляют три части: высокая воронка со впаянной металлической сеткой, на которую помещают гнездо; электрическая лампа накаливания не более 75 Вт, вмонтированная в крышку воронки; сосуд, подставленный под воронку. Расстояние между гнездом и лампочкой должно быть около 10 см. Это дает возможность избежать быстрого перегрева субстрата гнезда. Отрицательное действие тепла и света на обитателей гнезд заставляет их уходить вниз, они проваливаются через сетку в подставленный сосуд. На основе нашей практики мы предлагаем изготовлять небольшой термофотоэклектор из рас-
пространенных 5- и 0,2-0,5-литровых пластиковых бутылок. Дно 5-литровой бутылки с запасом в 5-10 см отрезается и служит крышкой-воронкой, а оставшаяся часть воронкой. В крышку воронку продевается сетевой кабель и закрепляется патрон от лампочки. На горловину кладется или закрепляется сетка. Сосуд для воды изготовляется из 0,2-0,5 литровой бутылки или другой емкости подходящего диаметра.
Определение крупных иксодовых клещей ведут под бинокуляром, блох и гамазовых клещей по временным и постоянным препаратам, рассматривая их в микроскоп, используя описание морфологии вида и определительные ключи. Ряд самок видов блох очень схожи в своем строении, поэтому в спорных случаях наличие вида необходимо подтверждать по самцам, как правило, четко отличающимся между собой по строению полового аппарата. При определении очень важно помнить о хозяине, так как это поможет ограничить круг определяемых таксонов. Все же изредка встречаются исключения, это может быть связано со сходной экологической характеристикой видов, так и с некачественным очесом зверьков, когда эктопаразиты остаются в кювете или на инструменте.
Для сбора кровососущих комаров имеются разнообразные типы ловушек и приспособлений. Нами в 2017 г. была опубликована статья для сбора комаров в помещениях с потолка и стен, которую можно было использовать для сбора «с себя» [2]. Собственно, данная ловушка представляет все тот же прекрасно известный энтомологам эксгаустер. Главное преимущество данной конструкции -простота сбора из подручных средств. Для ее изготовления использовали доступные материалы: пластиковую бутылку емкостью 0,4-0,6 л. с выкручивающейся пробкой, пластиковую пробирку размером 17*93 мм, изоляционную ленту, ватно-марлевую пробку для пластиковой пробирки. В пробке от бутылки при помощи ножниц вырезали отверстие диаметром, соответствующим диаметру пробирки. У пробирки отрезали дно. Примерно 1/3 пробирки располагали в пластиковой пробке с внешней стороны и 2/3 - с внутренней стороны пробки. Пробирку фиксировали витками изоленты сверху и снизу от пробки.
При использовании ловушки, после сбора и проникновения в емкость, комары не
ПРИРОДНО-ОЧАГОВЫЕ ИНФЕКЦИИ И ИНВАЗИИ
вылетали из нее, рассредоточивались по стенкам емкости. После сбора комаров ловушку закрывали ватно-марлевой пробкой. Перед извлечением насекомых проводили их замари-вание. Работая с данной ловушкой, мы обратили внимание на следующий недостаток: иногда достаточно долго, комары не проникают бутылку, что сказывается на времени сбора комаров. Особенно когда их очень много.
С целью ускорения процесса сбора комаров можно использовать моторчик (электродвигатель), пропеллер, отсек для двух пальчиковых батареек типа АА, деревянное основание с палочкой для крепления моторчика и половины отрезанной бутылки примерно емкостью 900 мл и сеточка для предотвращения вылета комаров. Данный комплект можно приобрести на соответствующих сайтах. Пластиковая бутылка используется объемом около 900 мл для того, чтобы в нее помещался пропеллер и не задевал стенки. У бутылки отрезается преимущественно верхняя часть с пробкой и аналогично вышеизложенной схеме изготавливается эксгаустер. Сеточка прикрепляется к внутренней части бутылки степлером перед пропеллером, чтобы комары не вылетали и засасывались через пробирку. Сам моторчик и отсек для батареек закрепляется на деревянном основании [9]. Более дорогостоящим вариантом является модификация автомобильных пылесосов под сбор комаров. Также для сбора комаров одним из эффективных способов отлова является использование автоматических
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК
1.Высоцкая СЛ., Даниел М. К. Членистоногие гнезд мелких млекопитающих. Л. : Наука, 1973. 70 с.
2.Корзиков В.А. Ловушка для сбора комаров в помещениях // Дезинфекционное дело. 2017. № 2 (100). С. 38-41.
3.МР 3.5.2.0110-16. Организация и проведение мероприятий по энтомологическому мониторингу и регуляции численности кровососущих комаров Aedes aegypti и Aedes albopictus: метод. рекомендации ; утв. Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации 09.03.2016.
4.МР 3.1.0211-20. Отлов, учет и прогноз численности мелких млекопитающих и птиц в природных очагах инфекционных болезней : метод. рекомендации ; утв. Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации 03.09.2020.
5.Скуфьин К.В. Методы сбора и изучения слепней. Л. : Наука, Ленингр. отд., 1973. 104 с.
6.Тифлов В.Е., Скалон О.И., Ростигаев Б.А.
ловушек различного типа - углекислотных, тепловых, электрических и др. [3].
Для отлова слепней очень эффективны и просты в изготовлении монитобская шаровидная ловушка Торстейнсона и их модификации, использующие в конструкции черный шар диаметром не менее 75 см, подвешенный к треноге [5, 11]. При отсутствии шара черного цвета можно окрасить любой резиноподобный или пластиковый шар черной краской из баллончика. Треногу можно сделать из деревянных реек или орешника. Сверху данную конструкцию закрывает пластиковый конус до половины шара с ловушкой по типу эксгаустера - мухоловки, куда залетают слепни. Преимущество данной ловушки отсутствие избирательного действия. Данное приспособление имеется в продаже. Эффективна и чучелооб-разная ловушка Скуфьина, но довольна сложна в изготовлении и больше подходит учета слепней, нападающих снизу объекта [5].
Итак, по-видимому, наиболее оптимальными методами отлова в рамках эпизоотоло-гического мониторинга являются сочетание ручного сбора и автоматических способов отлова кровососущих двукрылых. Для сбора эктопаразитов птиц и мелких млекопитающих наиболее оптимально использовать вышеизложенные приемы. Ряд используемых приемов, был предложен для включения их в новое издание методических указаний «Сбор, учет и подготовка к лабораторному исследованию кровососущих членистоногих в природных очагах опасных инфекционных болезней».
REFERENCES
1. Vysockaya SL., Daniel M. K. CHlenistonogie gnezd melkih mlekopitayushchih. L. : Nauka, 1973. 70 s.
2. Korzikov V.A. Lovushka dlya sbora komarov v pomeshcheniyah // Dezinfekcionnoe delo. 2017. № 2 (100). S. 38-41.
3. MR 3.5.2.0110-16. Organizaciya i provedenie meropriyatij po entomologicheskomu monitoringu i reg-ulyacii chislennosti krovososushchih komarov Aedes ae-gypti i Aedes albopictus: metod. rekomendacii ; utv. Glavnym gosudarstvennym sanitarnym vrachom Ros-sijskoj Federacii 09.03.2016.
4. MR 3.1.0211-20. Otlov, uchet i prognoz chislennosti melkih mlekopitayushchih i ptic v prirodnyh ochagah infekcionnyh boleznej : metod. rekomendacii ; utv. Glavnym gosudarstvennym sanitarnym vrachom Rossijskoj Federacii 03.09.2020.
5. Skufin K.V. Metody sbora i izucheniya slep-nej. L. : Nauka, Leningr. otd., 1973. 104 s.
6. Tiflov V.E., Skalon O.I., Rostigaev B.A.
Определитель блох Кавказа. Ставрополь : Ставроп. кн. изд-во. 1976. 278 с.
7.Транквилевский Д.В., Царенко В.А., Жуков
B.И. Современное состояние эпизоотологического мониторинга за природными очагами инфекций в Российской Федерации // Мед. паразитол., 2016. № 2.
C. 19-24.
8.Туляремия. Организационно-методические материалы / под ред. А.А. Рыжова, Н.Г. Олсуфьева, Б.Н. Пастухова. М. : Медгиз, 1954. 184 с.
9.Усовершенствование ловушки для сбора комаров в помещениях // Медицинская зоология [Электронный ресурс]. URL : http://korzikov.ucoz.org/ index/usovershenstvovame_lovushki_dlja_sbora_koma-rov_v_pomeshhenijakh/0-121 (дата обращения: 08.07.2021).
10. Шефтель Б.И. Методы учета численности мелких млекопитающих // Russian journal of ecosystem ecology. 2018. № 3 (3). С. 1-21.
11. Thorsteinson A. J., Bracken G. K., Hanec W. The orientation behaviour of horse flies and deer flies (Tabanidae, Diptera) // Entomol. exp. et appl. 1965. V. 8. P. 189-192.
Opredelitel' bloh Kavkaza. Stavropol' : Stavrop. kn. izd-vo. 1976. 278 s.
7. Trankvilevskij D.V., Carenko V.A., ZHukov V.I. Sovremennoe sostoyanie epizootologicheskogo monitoringa za prirodnymi ochagami infekcij v Rossijskoj Federacii // Med. parazitol., 2016. № 2. S. 19-24.
8. Tulyaremiya. Organizacionno-metodicheskie materialy / pod red. A.A. Ryzhova, N.G. Olsufeva, B.N. Pastuhova. M. : Medgiz, 1954. 184 s.
9. Usovershenstvovanie lovushki dlya sbora ko-marov v pomeshcheniyah // Medicinskaya zoologiya [Elektronnyj resurs]. U RL : http://korzikov.ucoz.org/ index/usovershenstvovanie_lovushki_dlja_sbora_koma-rov_v_pomeshhenijakh/0-121 (data obrashcheniya: 08.07.2021).
10. Sheftel' B.I. Metody ucheta chislennosti melkih mlekopitayushchih // Russian journal of ecosystem ecology. 2018. № 3 (3). S. 1-21.
11. Thorsteinson A. J., Bracken G. K., Hanec W. The orientation behaviour of horse flies and deer flies (Tabanidae, Diptera) // Entomol. exp. et appl. 1965. V. 8. P. 189-192.
Корзиков Вячеслав Александрович - кандидат биологических наук, заведующий зоолого-энтомологической группой, зоолог; Васильева Ольга Леонидовна - энтомолог зоолого-энтомологической группы; ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Калужской области»
УДК 616.981.452(575.3) Котоманова В.Г., ТарасовМ.А.
ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Саратовской области» Роспотребнадзора, Саратов, Россия
ОСНОВНЫЕ ПРОГНОСТИЧЕСКИЕ КРИТЕРИИ ОЦЕНКИ ЭПИЗООТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ ОЧАГОВ ГЕМОРРАГИЧЕСКОЙ ЛИХОРАДКИ С ПОЧЕЧНЫМ СИНДРОМОМ (НА ПРИМЕРЕ САРАТОВСКОЙ ОБЛАСТИ)
В статье приводятся оригинальные данные по оценке эпизоотической активности очагов геморрагической лихорадки с почечным синдромом. Показано, что при резонансе основных факторов очаговости (инфицированно-сти хантавирусом, численности носителей и ИД основного носителя), превышающих средние многолетние значения в 2 и более раз, регистрируются эпидемические проявления вспышечного характера.
Ключевые слова: природноочаговость зоонозов, эпизоотическая и эпидемическая активность очагов.
Kotomanova V.G., TarasovM.A
FBUZ "Center for Hygiene and Epidemiology in the Saratov Region" Rospotrebnadzor, Saratov, Russia
