CC BY
34
УДК 582.475:581.557.24-141.2
ОПРЕДЕЛЕНИЕ МОРФОТИПОВ И ЖИЗНЕННОЙ АКТИВНОСТИ ЭК-ТОМИКОРИЗ ЕЛИ СИБИРСКОЙ МЕТОДАМИ ФЛУОРЕСЦЕНЦИИ И рДНК-АНАЛИЗА
Т.А. СИЗОНЕНКО, Д.М. ШАДРИН, Я.И. ПЫЛИНА
Институт биологии Коми НЦ УрО РАН, г. Сыктывкар tvor.83@mail.ru
Определены морфотипы эктомикориз ели сибирской в подзоне средней тайги Республики Коми и идентифицированы микобионты в них с использованием молекулярных методов выделения ДНК непосредственно из микоризных окончаний и последующим секвенированием ITS-региона рибосомных генов яДНК. Выделено 10 морфотипов эктомикориз ели, для четырех из которых микобионты идентифицированы до вида. Для всех морфотипов дана характеристика флуоресцентной активности грибного чехла, сети Гартига, коровой паренхимы и проводящего цилиндра. Выявленные методом ДНК-идентификации грибные симбионты Tomentella bryophila, Tomentella sublilacina, Cortina-rius hemitrichus образовывали эктомикоризы со средней степенью флуоресцентной активности. Аскомицет Cenococcum geophilum формировал грибные чехлы G-подтипа с высокой флуоресценцией.
Ключевые слова: эктомикориза, средняя тайга, микобионт, Picea obovata, молекулярная идентификация, флуоресцентная активность, грибной чехол
T.A. SIZONENKO, D.M. SHADRIN, YA.I. PYLINA. DEFINITION OF SIBERIAN SPRUCE ECTOMYCORRHIZAL MORPHOTYPES AND VITALITY BY FLUORESCENCE AND RDNA SEQUENCE ANALYSIS
Ectomycorrhizae play a key role in functioning of the forest ecosystems where they are the major consumers of carbon. Picea obovata is the main forest forming species in the European Northeast of Russia, forming ectomycorrhizae with high diversity of fungi species. Our pioneer study to identify Picea obovata ectomycorrhizae morphotypes was based on examining ectomycorrhizal roots and further subjecting them to DNA extraction, amplification and sequencing of ITS region of rDNA. Ectomycorrhizal root tips of Siberian spruce were sampled in bilberry-sphagnum spruce forest of European Russia (Komi Republic) during one growing season. We estimated ten mycorrhizal morphotypes, four species of ec-tomycorrhizal fungi were identified. One of the methods of studying the physiological activity of ectomycorrhizae is to determine the fluorescence intensity of live cells by fluorescein diacetat (FDA). Fluorescence activity of ectomycorrhizal covers depends on physiological condition of trees and species composition of fungi forming mycorrhiza. To access the activity we used ten ectomycorrhizal types of Picea obovata after staining the tissues of the ectomycorrhizae with FDA. Using fluorescence microscopy we revealed differences between ectomy-corrhizal types in the FDA-hydrolizing activity of various tissue layers of my-corrhizas: cortex, fungal cover, Hartig net and stele. Cortex and stele of all my-corrhizal morphotypes were mainly characterized by bright coloration indicating the successful functioning of fine spruce roots in the plant community. Identified by DNA-identification fungal symbionts Tomentella bryophila, Tomentella sublilacina, Cortinarius hemitrichus formed ectomycorrhizae with an average fluorescent activity. All main tissues of coniferous in ectomycorrhazas of Ceno-coccum geophillum were characterized by higher fluorescence activity. Ectomy-corrhizal morphotypes with fungal covers H and C were also highly active. The thickness of fungal covers of highly active ectomycorrhizae was maximal.
Keywords: ectomycorrhiza, middle taiga, micobiont, Picea obovata, fluorescence activity, molecular identification, ITS1, ITS2
Введение
Около 8 тыс. видов высших растений и 7-10 тыс. видов грибов планеты образуют микоризу, участ-
вующую в круговороте биогенных элементов, активизации минерального питания, оптимизации метаболизма растений, устойчивости к засухе, патогенам, засолению, тяжелым металлам [1]. У большинс-
тва древесных растений формируется эктомикори-за, структурно представляющая собой корень высшего растения, который покрывает грибной чехол, и в его коровую паренхиму по межклетникам проникают гифы гриба, образуя сеть Гартига.
У ели сибирской, основного лесообразующе-го вида на европейском Северо-Востоке России, микоризу формируют 150 и более видов микобион-тов [2]. В природных условиях визуально довольно сложно идентифицировать грибы, являющиеся ми-коризообразователями у разных древесных пород. Известно, что грибы, образующие плодовые тела, в микоризах встречаются редко и составляют 2030% от общего обилия. Остальные 70-80% микори-зообразователей составляют грибы, не образующие плодовых тел, и которые привыкли считать де-реворазрушающими сапротрофами либо эндофи-тами, или даже паразитами [3, 4]. Такие распространенные виды, как Suillus bovinus Kuntze и PaxШus involutus (Batsch) Fr., образующие большое количество плодовых тел, в эктомикоризах составляют только 7.4 и 11% от общего обилия грибов соответственно [5]. И наоборот, грибы рода Тотеп-tella с малозаметными плодовыми телами встречаются у 60% эктомикориз [6-8]. Поэтому в последнее время для идентификации микобионтов из микориз широко применяются молекулярные методы исследования, результаты которых соотносятся с макро-и микропризнаками строения микориз [9-11].
Возрастные изменения в микоризных корнях можно изучать с помощью флуоресценции после окрашивания микориз диацетатом флуоресцеина. По степени окрашивания микоризных корней деревьев диацетатом флуоресцеина можно оценить физиологическое состояние этих органов и состояние растений в целом. Типы микориз, образованные разными видами грибов, различаются по степени флуоресценции сети Гартига, грибного чехла и стелы [12].
Цель работы - таксономическая идентификация микобионтов и выявление флуоресцентной активности разных морфотипов эктомикориз ели сибирской в условиях средней подзоны тайги.
Материал и методы
Материал собран в 2014 г. в ельнике чернич-но-сфагновом на территории заказника «Ляльский» Республики Коми, расположенном в подзоне средней тайги (62°17' с.ш., 50°40' в.д.). Ельник чернично-сфагновый сформирован на торфянисто-подзолис-то-глееватой почве, супесчаной, подстилаемой суглинками [13].
Образцы корней с лесной подстилкой размером 10 см х 10 см, глубиной 10 см отбирали в течение вегетационного сезона, хранили в холодильнике в полиэтиленовых пакетах при температуре +4°С и анализировали не более 10 суток [12]. Точки отбора проб были приурочены к взрослым деревьям ели в пределах границы проекции кроны. Всего в течение сезона было отобрано 20 почвенных проб. Корни очищали и отмывали в воде. Разделение микоризных окончаний на морфотипы производили с использованием бинокуляра на основании харак-
тера ветвления, цвета и формы окончаний, наличия ризоморф или свободного мицелия.
Поперечные срезы эктомикориз толщиной 810 мкм готовили на вибрационном микротоме для мягких тканей [14] и окрашивали диацетатом флуоресцеина (FDA, Sigma, 0.01 мг/мл в фосфатном буфере, рН 7.5) в течение 5 мин. в темноте [12]. Срезы после окрашивания промывали три раза в фосфатном буфере и просматривали под микроскопом Axiovert 200 M (Carl Zeiss, Германия), используя ртутную лампу НВО 100 W/2 и зеленый светофильтр. Всего было просмотрено 602 среза эктомикориз. Жизненное состояние микоризных корней оценивали визуально по интенсивности окрашивания клеток грибного чехла, сети Гартига, проводящего цилиндра и коровой паренхимы. Ярко-зеленый цвет характерен для активно функционирующих клеток, зеленый - среднеактивных, желто-зеленый - низкоактивных и коричневый свидетельствует об их старении и отмирании. В коровой паренхиме отмечали встречаемость таниновых клеток, имеющих коричневые клеточные стенки. При описании типа грибного чехла и его структуры использовали классификацию И.А. Селиванова [15].
Тотальная ДНК грибов была выделена с помощью набора «Quiagen» (Германия), согласно инструкциям производителя. Выделенную ДНК хранили при температуре -20 °С. Амплификацию фрагмента проводили в реакционной смеси объемом 25 мкл, содержащей 5 мкл ScreenMix («Евроген», Россия), 5 мкл каждого праймера (0.3 мкМ) («Евроген», Россия), 9,0 мкл воды без нуклеаз («Ambion», США) и 1,0 мкл геномной ДНК (1^100 нг). Для амплификации фрагмента ITS1-5.8S-ITS2 использовали прай-меры itsOF-T 5'-acttggtcatttagaggaagt-3' в комбинации с универсальным для грибов праймером ITS-4 5'-tcctccgcttattgatatgc-3', со специфичным для бази-диомицетов праймером ITS4B 5'-caggagacttgtacacg-gtccag-3' и специфичным для грибов р. Tomentella -ITS4-Tom 5'-aactcggacgaccagaggca-3'. Амплификацию проводили в термоциклере Swift MiniPro («ES-CO», Сингапур) по следующей схеме: предварительная денатурация - 5 мин. при 95°С; 35 циклов: денатурация - 30 с при 94°С, отжиг - 30 с при 59°С, элонгация - 40 с при 72°С и финальная элонгация -2 мин. при 72°С. Продукты реакции амплификации разделяли методом электрофореза в 1.3%-ном ага-розном геле в 1x триацетатном буферном растворе, окрашивали бромистым этидием, для визуализации использовали трансиллюминатор UVT-1 («Био-ком», Москва). В качестве маркера длины фрагментов ДНК использовали 100 bp Ladder DNA marker (100 bp-3000 bp) («Thermo Scientific», ЕС), для очистки полученного продукта - набор QIAquick Gel Extraction Kit (Qiagen, Германия). Количество выделенной ДНК и ПЦР-продукта определяли на анализаторе жидкости «Флюорат-02-Панорама» (ООО «Люмэкс», Россия). Секвенирование проводилось с использованием набора реагентов ABI Prism Big-Dye Terminator v. 1,1 на приборе ABI PRISM 310 Genetic Analyzer (Applied Biosystems, США) на базе ЦКП «Молекулярная биология» Института биологии Коми НЦ УрО РАН.
Идентификацию таксонов эктомикоризных грибов, выделенных из микоризных окончаний до видового уровня, проводили с использованием BlastN алгоритма сравнения гомологичных последовательностей с ресурсами доступных баз данных GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/) и UNITE (https://unite.ut.ee/). В анализ вовлекались лишь последовательности, отвечающие требованиям хорошего качества. При определении границ изучаемых таксонов опирались на установленный для ITS грибов нижний порог, равный 97-98% [16, 17]. Полученные последовательности были депонированы в GenBank.
Статистическую обработку данных проводили, используя пакет программ Microsoft Excel 2003, STATISTICA 10 (лицензия Института биологии Коми НЦ УрО РАН). В работе (таблицах и рисунках) указаны средние арифметические значения и их стандартные отклонения.
Результаты и обсуждение
У хвойных описано достаточно высокое разнообразие морфотипов эктомикориз [9 - 11]. Предварительная идентификация эктомикориз по морфологическим признакам может существенно упростить молекулярную идентификацию [8, 18]. Однако определение морфотипов эктомикориз не всегда является простой задачей, поскольку часто из-за возраста, условий окружающей среды, недостаточной сохранности эктомикориз их цвет, форма и строение могут изменяться, и вследствие этого идентификация микобионта затрудняется [7, 8, 18, 19]. В частности, нами обнаружено, что темные коричневые микоризы часто приурочены к их стареющим частям и выявить вид микобионта в таком случае сложно или невозможно. В то же время наличие выраженных диагностических морфологических признаков, таких как шаровидные склероции и ризоморфы Paxillus involutus, или коралловидные ответвления Suillus bovinus, или красноватый оттенок Tomentellopsis submollis (Svrcek) Hjortstam способствуют успешной идентификации [5].
Всего в ходе полевых работ было отобрано 50 образцов микоризных окончаний ели сибирской. Из них только для семи образцов удалось успешно выделить ДНК грибов, провести амплификацию и секвенирование ITS-региона. Проведенная с помощью алгоритма BLAST идентификация полученных нуклеотидных последовательностей выявила присутствие в микоризных окончаниях семи таксонов, идентифицированных до вида или рода. Из них есть виды, не относящиеся к микоризообразовате-лям, и нами они исключены из анализа. К ним относятся сапротрофы рода Hemimycena, паразиты или эндофиты Blastobotrys raffinosifermentans Kurtzman [20], Itersonilia perplexans Derx [21], Botryotinia fucke-liana (de Bary) Whetzel [22]. Их присутствие в пробах было обусловлено, вероятно, наличием свободного мицелия сапротрофных грибов, прилегающего к микоризному окончанию, либо наличием паразитов или эндофитов в тканях корня. Встреченные нами основные морфотипы микориз приведены в табл. 1.
Таблица 1
Количество и процентное соотношение разных подтипов грибных чехлов и морфотипов эктомикориз ели в сезонной динамике
Table 1
Number and % ratio of different subtypes of fungal covers and morphotypes in ectomycorrhi-zas of Picea obovata during the seasonal dynamics
Подтип эктоми-коризы Вид микобионта или внешнее описание (номер в Генбанке) Количество эктомикориз, шт. Проценты от общего количества, %
Май Июнь Июль Сентябрь Итого
A Cortinarius hemitrichus (Ки711841) 26 0 0 1 27 4,5
B Tomentella subШacina (Ки711839) 120 82 52 128 382 63,5
Вч Темные гладкие 30 8 0 27 65 10,8
C С желтыми ризоморфами 0 0 37 0 37 6,2
F Коричневые гладкие 2 1 0 0 3 0,5
F4 Tomentella bryophila (Ки711840) 0 3 0 13 16 2,7
G Cenococcum geophilum 17 17 0 0 34 5,6
H С белым мицелием 14 0 0 0 14 2,3
Q С белым пушистым мицелием 7 0 0 0 7 1,2
RS Коричневые темные 13 1 0 3 17 2,7
Итого 229 112 89 172 602 100
Было определено 10 подтипов грибных чехлов по И.А. Селиванову [15]: А, В, С - плектенхима-тические, F, G, H - псевдопаренхиматические, Q -двойные, RS - бесструктурные. У подтипов В и F выделяли чехлы светлого (B и F) и темного цвета (Вч и F4).
Основные выделенные таксоны принадлежат к отделу Basidiomycota и один таксон - к Ascomyco-ta. Наиболее часто (около 63%) встречались микоризы, сформированные Tomentella sublilacina (Ellis & Holw.) Wakef. и характеризующиеся образованием грибного чехла В-подтипа (табл. 1, рис. 16). Согласно исследованиям других авторов, микоризы, образуемые данным видом гриба, коричневые с большим количеством отходящих от грибного чехла гиф [23]. Количество эктомикориз с грибными чехлами подтипов А, С и G составляло от 4,5 до 6,2 %. Cortinarius hemitrichus (Pers.) Fr. образовывал микоризу с грибным чехлом подтипа А белого цвета с обильными ризоморфами, что подтверждают данные литературы для этого рода гриба [23]. Микоби-онт, образующий чехол С-подтипа, нам не удалось идентифицировать молекулярным методом, он характеризовался образованием желтого обильного мицелия на поверхности грибного чехла с отходящими от него гифами (рис. 1е). Чехол G-подтипа был образован, вероятно, Cenococcum geophilum Fr., так как в литературе это достаточно известный
Рис. 1. Морфотипы эктомикориз, образованные разными микобионтами: а - Tomentella bryophila; б - Tomentella sublilacina; в - неизвестный таксон, образующий чехол подтипа С; г - Cortinarius hemitrichus; д - неизвестный таксон, образующий чехол подтипа H; е - Cenococcum geophilum. Масштабная линейка соответствует 2 мм.
Fig. 1. Morphotypes of ectomycorrhizas formed by different mycobionts: a - Tomentella bryophila, b - Tomentella sublilacina, c - unknown taxon, forming mantel of C type, d - Cortinarius hemitrichus, e - unknown taxon, forming mantel of H type, f - Cenococcum geophilum. 2 mm scale.
и легкоузнаваемый морфотип микоризы, имеющий темный чехол с отходящими от него жесткими плотными гифами [23]. Этот космополитный аскомицет появляется в микоризах при неблагоприятных условиях, так как обладает высокой устойчивостью к негативным условиям среды, в частности, к засухе [24, 25]. Также нами был определен микобионт, формирующий грибной чехол подтипа Fч темного цвета, им оказался базидиомицет Тоте^еНа Ьгуо-philа (Реге.) М^ Larsen, который составлял небольшую долю морфотипов во всем разнообразии эктомикориз в течение сезона. Данный гриб формирует микоризу коричневого цвета, с возрастом он становится темно-коричневым. Отходящие от чехла гифы многочисленны, коричневые, прочные, толстостенные [26]. Еще три морфотипа, составляющие небольшую долю в общем количестве микориз, не были идентифицированы и формировали грибные чехлы подтипов Н, Q, RS.
Проведен флуоресцентный анализ выделенных морфотипов эктомикориз ели сибирской, и выявлена флуоресцентная активность грибного чехла,
сети Гартига, проводящего цилиндра и коровой паренхимы.
Известно, что характеристика состояния корня растения в большой степени зависит от активности стелы или проводящего цилиндра [12]. В сезонной динамике проводящий цилиндр эктомикориз характеризовался высокой флуоресценцией (табл. 2). Эктомикоризы с грибными чехлами подтипов Н, G, С и А отличались ярко окрашенным проводящим цилиндром. Наименее активна стела была у чехлов подтипа RS. По степени снижения флуоресценции проводящего цилиндра можно выделить следующий ряд: H>C>Fч>G>A>B>Bч>F>Q>RS.
Ранее нами показана высокая корреляция между интенсивностью флуоресцентного окрашивания грибного чехла и сети Гартига у эктомикориз ели [27]. Коровая паренхима и грибной компонент, включающий чехол и сеть Гартига, отличались высокой степенью флуоресценции в июне и июле, низкой - в мае. Коровая паренхима была активна у грибных чехлов подтипов Н, F, В и С, грибной чехол и сеть Гартига - у чехлов подтипов Н, G, F и С. По
Таблица 2
Сезонная динамика встречаемости (%) эктомикориз с разной интенсивностью флуоресценции тканей
Table 2
Seasonal dynamics of occurrence (%) of ectomycorrhizas with different intensity of tissue fluorescence
Ткани микориз Ярко-зеленый (++) Зеленый (+) Желто-зеленый (+/-) Коричневый (-)
Май
Грибной чехол 41 95 48 45
Сеть Гартига 44 93 47 45
Коровая паренхима 84 126 9 10
Проводящий цилиндр 150 73 5 1
Июнь
Грибной чехол 41 59 8 2
Сеть Гартига 48 52 8 2
Коровая паренхима 83 27
Проводящий цилиндр 97 13 0 0
Июль
Грибной чехол 17 52 14 6
Сеть Гартига 19 51 13 6
Коровая паренхима 53 35 0 0
Проводящий цилиндр 76 13 0 0
Сентябрь
Грибной чехол 35 106 22 7
Сеть Гартига 35 106 22 7
Коровая паренхима 70 88 7 5
Проводящий цилиндр 114 52 4 0
степени снижения флуоресцентной активности формируется следующий ряд: для коровой паренхимы H>F>B>C>Bч>Fч>G>A>Q>RS, сети Гартига C>B>Bч>Fч>A>Q>RS, грибного чехла Н^>С^>В> Fч>A>Bч>Q>RS.
В целом, по степени флуоресценции наиболее активными являлись микоризы с грибными чехлами подтипов Н, G, F, С (табл. 3). Чаще всего в коричневый цвет были окрашены эктомикоризы с двойными и бесструктурными (RS) грибными чехлами. При этом микоризы, образованные идентифицированными микобионтами Тоте^еНа Ьгуо-philа, Тоте^еНа subШacina, Cortinarius hemitrichus, обладали средней активностью.
70
0 ---------------------—
B G Q A F RS H F4 C Вч
Рис. 2. Толщина грибных чехлов разных подтипов эктомикориз ели сибирской.
Fig. 2. Thickness of fungal covers in different subtypes of ectomycorrhizas of spruce (Picea obovata).
Таблица 3
Флуоресцентная активность разных типов эктомикориз и их соотношение (%) с мая по сентябрь
Table 3
Fluorescent activity of different types of ectomycorrhizas and their ratio (%) from May to September
Подтип Ярко- Зеленый Желто- Коричне-
эктомикоризы (++) (+) вый (-)
Грибной чехол
А 11,1 66,7 3,7 18,5
В 17,5 49,5 22,3 10,7
Вч 10,8 86,2 1,5 1,5
С 43,2 43,2 5,4 8,2
F 33,3 66,7 0 0
Fч 12,5 87,5 0 0
G 79,4 17,6 0 3,0
H 100 0 0 0
Q 0 85,7 14,3 0
RS 0 35,3 11,8 52,9
Сеть Гартига
А 11,1 66,7 3,7 18,5
В 18,9 48,4 22,0 10,7
Вч 17,0 80,0 1,5 1,5
С 46,0 43,2 2,7 8,1
F 66,7 33,3 0 0
Fч 12,5 87,5 0 0
G 82,4 14,7 0 2,9
H 100 0 0 0
Q 0 85,7 14,3 0
RS 0 35,3 11,8 52,9
Коровая паренхима
А 18,5 74,1 0 7,4
В 51,8 41,9 3,7 2,6
Вч 43,1 55,4 1,5 0
С 48,65 48,65 0 2,7
F 66,7 33,3 0 0
Fч 37,5 62,5 0 0
G 22,0 12,0 0 0
H 92,9 7,1 0 0
Q 0 100 0 0
RS 11,8 64,7 5,9 17,6
Прово дящий цилиндр
А 81,5 18,5 0 0
В 71,5 26,1 2,4 0
Вч 69,2 30,8 0 0
С 89,2 10,8 0 0
F 66,7 33,3 0 0
Fч 87,5 12,7 0 0
G 85,3 14,7 0 0
H 92,9 7,1 0 0
Q 0 100 0 0
RS 52,9 41,2 0 5,9
Существует мнение, что разные типы чехлов представляют собой последовательный ряд возрастных изменений эктомикоризы, в связи с этим наиболее «молодыми» являются плектенхиматиче-ские типы чехлов, наименее - бесструктурные [28, 29]. Самыми развитыми являются чехлы псевдопа-ренхиматического и двойного сложения. Максимальной толщиной обладали грибные чехлы подтипов Н, G, Q и С (рис. 2). Если предположить, что самые толстые грибные чехлы развиваются при наиболее активной коровой паренхиме, поскольку она является поставщиком необходимых для его формирования веществ, то можно отметить, что весьма развитыми являлись чехлы у микориз с коровой паренхимой высокой флуоресценции, наименее - с коричневой (рис. 3). Максимальной толщиной обладали чехлы с ярко-зеленым окрашиванием, мини-
40 35
И 20
5 ---------------
e g bg b bl
Рис. 3. Флуоресцентное окрашивание грибных чехлов эктомикориз ели различной толщины (e - желто-зеленый, g - зеленый, bg - ярко-зеленый, b -коричневый, bl - черный).
Fig. 3. Fluorescent staining of fungal covers of Picea obovata ectomycorrhizas of different thickness (e -yellow-green, g - green, bg - bright-green, b -brown, bl - black).
мальной - с коричневым и желто-зеленым окрашиванием. Согласно нашим данным, какой-либо связи между толщиной чехла и активностью коровой паренхимы не наблюдалось, однако в более развитых чехлах наблюдали меньшее количество таниновых клеток, что свидетельствует о лучшем функционировании эктомикоризы и согласуется с данными других авторов, которые установили максимальное количество таниновых клеток в микоризах с наименее развитыми бесструктурными чехлами [30].
Заключение
Таким образом, у ели сибирской в ельнике чернично-сфагновом подзоны средней тайги выделено 10 морфотипов эктомикориз, для четырех из которых идентифицированы микобионты. Выявленные методом ДНК-идентификации грибные симбионты Tomentella bryophila, Tomentella sublilacina, Co-rtinarius hemitrichus образовывали эктомикоризы со средней степенью флуоресцентной активности. Cenococcum geophilum формировал грибные чехлы G-подтипа с высокой флуоресценцией. Также высокоактивны были морфотипы с грибными чехлами Н и С. Толщина грибного чехла в указанных типах эктомикориз была максимальна. Все полученные данные являются предварительными. Для выявления полного набора эктомикоризных грибов, кон-сортивно связанных с елью сибирской, требуются дальнейшие исследования.
Литература
1. Taylor A.F.S., Alexander I.J. The ectomycorr-hizal symbiosis: life in the real world // My-cologist. 2005. № 19. Р. 102-112.
2. Шубин. В.И. Особенности организации макро-мицетов-симбиотрофов в лесных экосистемах // Грибные сообщества лесных экоси-
стем. М.-Петрозаводск: Карельский научный центр РАН, 2004. Т. 2. С. 272-286.
3. Gardes, M., Bruns T.D. Community structure of ectomycorrhizal fungi in a Pinus muricata forest: above- and below-ground views // Can. J. Bot. 1996. Vol. 74. P. 1572-1583.
4. Jonsson L., Dahlberg A., Nilsson M. et al. Ec-tomycorrhizal fungal communities in late-successional Swedish boreal forests and composition following wildfire // Mol. Ecol. 1999. Vol. 8. P. 205-217.
5. Nieto M.P., Carbone S.S. Characterization of juvenile maritime pine (Pinus pinaster Ait.) ectomycorrhizal fungal community using mor-photyping, direct sequencing and fruitbodies sampling // Mycorrhiza. 2009. Vol. 19. P. 91-98
6. Koljalg U, Dahlerg A., Taylor A.F.S. et al. Diversity and abundance of resupinate thele-phoroid fungi as ectomycorrhizal symbionts in Swedish boreal forest // Mol. Ecol. 2000.Vol. 9. P. 1985-1996.
7. Horton T.S., Bruns T.D. The molecular revolution in ectomycorrhizal ecology: peeking into the black-box // Mol. Ecol. 2001. Vol. 10. P. 1855-1871.
8. Wurzburger N, Bidartondo M.I., Bledsoe C.S. Characterization of Pinus ectomycorrhizas from conifer and pygmy forest using morphotyping and molecular methods // Can. J. Bot. 2001. Vol. 79. P. 1211-1216.
9. Agerer R. (ed.). Colour Atlas of Ectomycorrh-izae. Einhorn-Verlag, Schwabisch Gmund, 1987-2008. Vol. I - VI.
10. Roman M., Claveria V., Miguel M. A revision of the descriptions of ectomycorrhizas published since 1961 // Mycol. Res. 2005. Vol. 109 (10). P. 1063-1104.
11. Courty P.-E., Buée M., Diedhiou A.G. et al. The role of ectomycorrhizal communities in forest ecosystem process: New perspectives and emerging concepts // Soil Biol. Biochem. 2010. Vol. 42. P. 679-698.
12. Qian X. M., Kottke I., Oberwinkler F. Influence of liming and acidification on the activity of the mycorrhizal communities in a Picea abies (L.) Karst. stand. // Plant Soil. 1998. Vol. 199. P. 99-109.
13. Коренные еловые леса Севера: биоразнообразие, структура, функции / Отв. ред. К.С. Бобкова, Э.П. Галенко. СПб.: Наука, 2006. 337 с.
14. Скупченко В.Б. Вибрационная микротомия мягких тканей. Сыктывкар, 1979. 56 с. (Сер. препр. «Новые научные методики» / Коми фил. АН СССР; Вып. 2).
15. Селиванов ИА. Микосимбиотрофизм как фор-
ма консортивных связей в растительном покрове Советского Союза. М.: Наука, 1981. 232 с.
16. Koljalg U., Nilsson R. H., Abarenkov K. et al. Towards a unified paradigm for sequence-based identification of fungi // Mol. Ecol. 2013. Vol. 22. P. 5271-5277.
17. Smith M.E., Gryganskyi A., Bonito G. et al. Phylogenetic analysis of the genus Modicella reveals an independent evolutionary origin of sporocarp-forming fungi in the Mortierellales// Fungal Biol. Genetics. 2013. Vol.61. P. 61 - 68.
18. Sakakibara S. M, Jones M. D, Gillespie M. et al. A comparison of ectomycorrhiza identification based on morphotyping and PCR-RFLP analysis // Mycol. Res. 2002. Vol. 106. P. 868-878.
19. Burke D.J., Martin K.J., Rygiewicz P.T., Topa MA. Ectomycorrhizal fungi identification in single and pooled root samples: terminal restriction fragment length polymorphism (TRFLP) and morphotyping compared // Soil Biol. Bio-chem. 2005. Vol. 37. P. 1683-1694.
20. Kurtzman C.P. Blastobotrys americana sp. nov., Blastobotrys illinoisensis sp. nov., Blastobotrys malaysiensis sp. nov., Blastobotrys muscicola sp. nov., Blastobotrys peoriensis sp. nov. and Blastobotrys raffinosifermentans sp. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. Vol. 57(5). P. 1154-1162.
21. Horita H., Yasuoka S. Black streak of edible burdock caused by Itersonilia perplexans in Japan // J. Gen. Plant. Pathol. 2002. Vol. 68. P. 277-283.
22. De Miccolis Angelini R.M., Habib W, Rotolo C,
Pollastro S., Faretra F. Selection, characterization and genetic analysis of laboratory mutants of Botryotinia fuckeliana (Botrytis cinerea) resistant to the fungicide boscalid // Eur. J. Plant. Pathol. 2010. Vol. 128. P. 185-199.
23. Agerer R. Fungal relationships and structural identity of their ectomycorrhizae //Mycol. Progress. 2006. Vol. 5. P. 67-107.
24. Pigott C.D. Survival of mycorrhiza formed by Cenococcum geophilum Fr. in dry soils // New Phytol. 1982. Vol. 92. Р. 295-304.
25. Matsuda Y, Noguchi Y, Ito S.-I. Ectomycor-rhizal fungal community of naturally regenerated Pinus thunbergii seedlings in a coastal pine forest//J. For. Res. 2009. Vol.14. P. 335-341.
26. Jakucs E., Eros-Honti Z., Seress D., Kovacs G.M. Enhancing our understanding of anatomical diversity in Tomentella ectomycorrhizas: characterization of six new morphotypes // Mycorrhiza. 2015. Vol. 25. P. 419-429.
27. Сизоненко ТА. Сезонная динамика флуоресцентной активности и структуры эктомико-риз ели сибирской в условиях средней тайги // Микология и фитопатология. 2015. Т. 49. № 5. С. 297-304.
28. Семенова ЛА. Морфология сосны обыкновенной в спелых лесах // Микоризные грибы и микоризы лесообразующих пород Севера. Петрозаводск, 1980. С.103-132.
29. Веселкин Д.В. Реакция эктомикориз Pinus sylvestris L. на техногенное загрязнение различных типов // Сибирский экологический журнал. 2005. № 4. С. 753-761.
30. Веселкин Д.В. Морфологическая изменчивость и адаптивное значение эктомикориз хвойных (Pinaceae Lindl.): Автореф. дис... докт. биол. наук. Екатеринбург, 2013. 44 с.
References
1. Taylor A.F.S., Alexander I.J. The ectomycorrhizal symbiosis: life in the real world. Mycologist. 2005. № 19. P. 102-112.
2. Shubin V.I. Osobennosti organizatsii makromi-tsetov-simbiotrofov v lesnykh ekosistemakh [Peculiarities of organization of symbiotrophic macromycetes in forest ecosystems] // Grib-nye soobshchestva lesnykh ekosistem [Fungal communities in forest ecosystems]. Moscow-Petrozavodsk: Karelian Sci. Centre, RAS. 2004. Vol. 2. P. 272 - 286.
3. Gardes, M., Bruns T.D. Community structure of ectomycorrhizal fungi in a Pinus muricata forest: above- and below-ground views // Can. J. Bot. 1996. Vol. 74. P. 1572-1583.
4. L.Jonsson, A.Da-hlberg, M.Nilsson et al. / Ectomycorrhizal fungal communities in late-successional Swedish boreal forests and composition following wildfire // Mol. Ecol. 1999. Vol. 8. P. 205-217.
5. Nieto M.P., Carbone S.S. Characterization of juvenile maritime pine (Pinus pinaster Ait.) ectomycorrhizal fungal community using mor-photyping, direct sequencing and fruitbodies sampling//Mycorrhiza. 2009. Vol.19. P.91-98.
6. Kôljalg U, Dahlerg A., Taylor A.F.S. et al. Diversity and abundance of resupinate thele-phoroid fungi as ectomycorrhizal symbionts in Swedish boreal forest // Mol. Ecol. 2000.Vol. 9. P. 1985-1996.
7. Horton T.S., Bruns T.D. The molecular revolution in ectomycorrhizal ecology: peeking into the black-box // Mol. Ecol. 2001. Vol. 10. P. 1855-1871.
8. Wurzburger N., Bidartondo M.I., Bledsoe C.S. Characterization of Pinus ectomycorrhizas from conifer and pygmy forest using morpho-typing and molecular methods // Can. J. Bot. 2001. Vol. 79. P. 1211-1216.
9. Agerer R. (ed.). Colour Atlas of Ectomycorr-hizae. Einhorn-Verlag, Schwabisch Gmund. 1987-2008. Vol. I - VI.
10. Roman M, Claveria V., Miguel M. A revision of the descriptions of ectomycorrhizas published since 1961 // Mycol. Res. 2005. Vol. 109 (10). P. 1063-1104.
11. Courty P.-E., Buée M., Diedhiou A.G. et al. The role of ectomycorrhizal communities in forest ecosystem process: New perspectives and emerging concepts // Soil Biol. Biochem. 2010. Vol. 42. P. 679-698.
12. Qian X.M., Kottke I., Oberwinkler F. Influence of liming and acidification on the activity of the mycorrhizal communities in a Picea abies (L.) Karst. stand. // Plant Soil. 1998. Vol. 199. P. 99-109.
13. Korennye elovye lesa Severa: bioraznoobrazie, struktura, funktsii [Virgin spruce forests of the North: biodiversity, structure, functions]. Eds. K.S. Bobkova, E.P. Galenko. St.Peter-sburg: Nauka, 2006. 337 p.
14. Skupchenko V.B. Vibratsionnaya mikrotomiya myagkikh tkanei [Vibrating microtome of soft
tissues]. Syktyvkar, 1979. 56 p. (Series of preprints "New Sci. Methods") / Komi Branch, USSR Ac. Sci.; Issue 5).
15. Selivanov IA. Mikosimbiotrofizm kak forma konsortivnyh svyazej v rastitel'nom pokrove Sovetskogo Soyuza [Mycosimbiotrophy as a form of consorting relations in the vegetation of the Soviet Union]. Moscow: Nauka, 1981. 232 p.
16. Koljalg U, Nilsson R.H., Abarenkov K. et al. Towards a unified paradigm for sequence-based identification of fungi // Mol. Ecol. 2013. Vol. 22. P. 5271-5277.
17. Smith M.E., Gryganskyi A., Bonito G. et al. Phylogenetic analysis of the genus Modicella reveals an independent evolutionary origin of sporocarp-forming fungi in the Mortierellales // Fungal Biol. Genetics. 2013. Vol. 61. P. 61 - 68.
18. Sakakibara S.M., Jones M.D., Gillespie M. et al.
A comparison of ectomycorrhiza identification based on morphotyping and PCR-RFLP analysis // Mycol. Res. 2002. Vol. 106. P. 868878.
19. Burke D.J., Martin K.J., Rygiewicz P.T., Topa M.A. Ectomycorrhizal fungi identification in single and pooled root samples: terminal restriction fragment length polymorphism (TRFLP) and morphotyping compared // Soil Biol. Biochem. 2005. Vol. 37. P. 1683-1694.
20. Kurtzman C.P. Blastobotrys americana sp. nov., Blastobotrys illinoisensis sp. nov., Blastobotrys malaysiensis sp. nov., Blastobotrys muscicola sp. nov., Blastobotrys peoriensis sp. nov. and Blastobotrys raffinosifermentans sp. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. Vol. 57(5). P. 1154-1162.
21. Horita H., Yasuoka S. Black streak of edible burdock caused by Itersonilia perplexans in Japan // J. Gen. Plant. Pathol. 2002. Vol. 68. P. 277-283.
22. De Miccolis Angelini R. M, Habib W, Rotolo C, Pollastro S., Faretra F. Selection, characterization and genetic analysis of laboratory mutants of Botryotinia fuckeliana (Botrytis cinerea) resistant to the fungicide boscalid // Eur. J. Plant. Pathol. 2010. Vol. 128. P. 185-199.
23. Agerer R. Fungal relationships and structural identity of their ectomycorrhizae //Mycol. Progress. 2006. Vol. 5. P. 67-107.
24. Pigott C.D. Survival of mycorrhiza formed by Cenococcum geophilum Fr. in dry soils // New Phytol. 1982. Vol. 92. Р. 295-304.
25. Matsuda Y., Noguchi Y, Ito S.-I. Ectomy-corrhizal fungal community of naturally regenerated Pinus thunbergii seedlings in a coastal pine forest // J. For. Res. 2009. Vol. 14. P. 335-341.
26. Jakucs E., Eros-Honti Z, Seress D., Kovacs G. M. Enhancing our understanding of anatomical diversity in Tomentella ectomycorrhizas: characterization of six new morphotypes // Mycorrhiza. 2015. Vol. 25. P. 419-429.
27. Sizonenko TA. Sezonnaya dinamika fluorest-sentnoi aktivnosti i struktury ektomikoriz eli sibirskoi v usloviyakh srednei taigi [Seasonal dynamics of fluorescence activity and structure of siberian spruce ectomycorrizae in the middle taiga] // Mikologiya i fitopatologiya [Mycology and Phytopathology]. 2015. Vol. 49. №. 5. P. 297 - 304.
28. Semenova LA. Morfologiya sosny obyknoven-noj v spelyh lesah [Morphology of mycorrhi-zae of Scots pine in mature forests] // Mi-koriznye griby i mikorizy lesoobrasuyushchikh porod Severa [Mycorrhizal fungi and my-corrhizae of tree species of the North]. Petrozavodsk, 1980. P. 103 - 132.
29. Veselkin D.V. Reakciya ehktomikoriz Pinus syl-vestris L. na tekhnogennoe zagryaznenie razlichnyh tipov [Reaction of the ectomy-corrhizae of Pinus sylvestris L. on industrial pollution of various types] // Sibirskiy eko-logicheskiy zhurnal [Contemporary Problems of Ecology]. 2005. № 4. P. 753 - 761.
30. Veselkin D.V. Morfologicheskaya izmenchivost' i adaptivnoe znachenie ektomikoriz khvoinykh (Pinaceae Lindl.) [Morphological variability and adaptive significance of conifers ectomy-corrhizae (Pinaceae Lindl.)]. Abstract of diss... Dr.Sci. (Biology). Ekaterinburg, 2013. 44 p.
Статья поступила в редакцию 10.05.2016.
