CC BY
17
УДК 534.42.062-066:543.424:543.89
ОПРЕДЕЛЕНИЕ АМИКАЦИНА МЕТОДОМ РЭЛЕЕВСКОГО РАССЕЯНИЯ ПОСЛЕ КОВАЛЕНТНОГО СВЯЗЫВАНИЯ АНАЛИТА С ВОДОРАСТВОРИМЫМ ПОЛИМЕРОМ Т.О. Самарина, М.К. Беклемишев
(кафедра аналитической химии, e-mail: mkb@analyt.chem.msu.ru)
Предложен способ определения антибиотиков аминогликозидного ряда, основанный на ковалентном связывании аналита с водорастворимым полимером с последующим измерением интенсивности рэлеевского рассеяния света (Xex = ^em). Определение проводили на примере амикацина, амидную связь которого с сополимером 4-стиролсульфоновой и малеиновой кислот формировали карбодиимидным методом. Выбраны условия проведения этой реакции для получения максимальной интенсивности рассеяния продукта (время 15 мин, рН 7,0, ионная сила 0,02, измерение рассеяния при 362 нм). На определение амикацина не влияют (кратные соотношения, моль/моль): Al(III), Co(II), Cu(II), Fe(III), Ni(II), Zn(II) - 300, Cl- и NO3- - 250, Ca(II) и Mg(II) - 50, HCO3- - 20; азотсодержащие соединения и белок влияют при 20-50-кратных и 2,5-кратных соотношениях соответственно. Диапазон определяемых концентраций 0,2-35 мг/л (r = 0,993), смин = 0,08 мг/л (n = 10, P = 0,95). Проведен анализ порошка для приготовления инъекций и геля.
Ключевые слова: рэлеевское рассеяние, аминогликозиды, амикацин, карбодиимидная сшивка, анализ лекарственных препаратов.
Использование резонансного рэлеевского рассеяния света (РРС) в количественном анализе началось сравнительно недавно. В середине 1990-х годов Пастернак с соавторами предложили использовать упругое рассеяние света на частицах как метод изучения самоассоциации поглощающих молекул [1]. Регистрацию спектра РРС проводят на обычном спектрофлуори-метре в синхронном режиме, записывая спектр при равенстве длин волн возбуждения и регистрации (Хех = А,ет). Теоретическое обоснование и развитие метод получил в 1996-2000 гг. [2-4]. Метод РРС привлекателен своей простотой и чувствительностью (определение органических соединений на уровне мкг/л), однако он остается явно недоисследованным и мало используется на практике. С использованием РРС может быть развит целый ряд новых подходов к определению органических соединений, плодотворность которых следует проверять. Одним из таких подходов могло бы стать формирование сильно рассеивающих свет агрегатов аналита с высокомолекулярным реагентом за счет использования стандартных способов формирования ковалентных связей, относительно быстро реализуемых в водном растворе и не требующих нагревания.
Аминогликозиды (АГ) - бактерицидные антибиотики широкого спектра действия, активные в
отношении большинства грамотрицательных и грамположительных аэробных микроорганизмов и дающие значительный клинический эффект даже в случаях тяжелых бактериальных инфекций или в случаях угнетения иммунитета пациента [5-7]. Однако АГ обладают значительной нефротоксичностью и ототоксичностью, а также могут вызывать нервно-мышечную блокаду [8]. Существует задача определения этих антибиотиков в технологических средах, биологических жидкостях и пищевых продуктах. Так, по техническому регламенту на молоко и молочную продукцию РФ [9] содержание АГ в продукции недопустимо; по стандартам ЕС [10] и США [11] максимальный предел остаточного содержания АГ в молоке составляет 100 и 30 нг/мл соответственно. Определение АГ в биологических жидкостях позволяет отслеживать фармакокинетику препаратов и оценивать их воздействие на организм человека.
Большинство методик определения АГ относятся к хроматографическим с масс-спектро-метрическим окончанием [12-14], ТСХ и капиллярному электрофорезу [15], причем эти методы не всегда обеспечивают нужную чувствительность определения без концентрирования. Используют также микробиологические [32] и имму-ноферментные методы [33]. К наиболее простым
и доступным, с точки зрения рутинного анализа, можно отнести методы спектрофотометрии [16-23], флуориметрии [24-26] и Рэлеевского рассеяния [27-31] (табл. 1). Наиболее чувствительны методики, основанные на рассеянии света и люминесценции. Однако для достижения низких пределов обнаружения необходимо либо использовать дорогостоящие и токсичные реагенты (для получения флуоресцирующих производных АГ), либо синтезировать квантовые точки, либо модифицировать поверхности коммерческих квантовых точек.
В основе РРС-методик определения АГ в большинстве случаев лежит принцип ассоциации протонированных по аминогруппам молекул аналита и противоположно заряженного красителя, полиэлектролита или функциональных групп поверхности наночастицы. Полученные таким образом ассоциаты могут давать интенсивный сигнал РРС. Однако сигнал могут давать и другие присутствующие в пробе катио-ногенные соединения, посторонние ионы и макромолекулы (белки, некоторые аминокислоты, ионы металлов), что мешает определению АГ.
В данной работе в целях повышения селективности определения аминогликозидного антибиотика амикацина методом РРС мы ре-
ализовали ковалентное связывание аналита с анионным полиэлектролитом - сополимером полистирол-4-сульфокислоты и малеиновой кислоты. Для такого связывания использовали широко применяемый (в основном, в биохимии) метод карбодиимидной сшивки [34] (схема). Такой способ формирования амидной связи удо -бен тем, что осуществим в водном или спиртовом растворе и не требует нагревания.
Экспериментальная часть
Для приготовления растворов использовали деионизованную воду (18 МОмсм), полученную на установке «МПИроге». Растворением точных навесок в воде готовили следующие растворы: 1,710-4 М дисульфат амикацина («АЫпсИ»); 0,1 М сополимер 4-стиролсуль-фоновой и малеиновой кислот (ПССК-со-МК, средняя молекулярная масса 20 кДа, натриевая форма, «Sigma-Aldrich»; в расчете на мономер; растворяли с использованием ультразвуковой бани в течение 5 мин при 25°С, 35 кГц); 0,1 М Н-гидроксисукцинимид (ГСИ). При необходимости исходные растворы ПССК-со-МК и ГСИ разбавляли в нужное число раз фосфатным буферным раствором (0,07 М, рН 8,0). N-(3-Диметиламинопропил)-Н - этилкарбодиимид
Т а б л и ц а 1
Аналитические характеристики методик определения некоторых аминогликозидов
Метод Аналит Предел обнаружения, мг/л Линейный диапазон, мг/л Объект Литература
СФ амикацин 1,30 5-100 ЛС [16]
СФ амикацин - 4-15 модельный раствор [17]
СФ гентамицин 0,40 30-120 ЛС [18]
СФ амикацин 0,02 0,06-0,10 ЛС, молоко [19]
ФЛ амикацин 0,5 0 5-100 плазма крови [24]
ФЛ амикацин 0,02 0,06-3,00 плазма крови [25]
ФЛ амикацин 1,2 10-6 (4-60)10-6 плазма крови [26]
РРС стрептомицин 6 7-10 ЛС [27]
РРС амикацин 0,003 0,01-1,7 ЛС [28]
РРС амикацин 0,004 0,04-6,0 моча, плазма [29]
РРС стрептомицин 0,005 0,02-5,2 моча, плазма [30]
РРС амикацин 0,005 0,09-7,2 моча, плазма [31]
О б о з н а ч е н и я. СФ - спектрофотометрия, ФЛ - флуориметрия, РРС - резонансное рассеяние света, ЛС - лекарственное средство.
С х е м а
Формирование амидной связи первичного амина с карбоновой кислотой методом карбодиимидной сшивки
(ЭКДИ, >97%, «Aldrich») переводили в гидрохлорид, для этого к 0,80 мл воды добавляли 20 мкл 1 М HCl и 6,8 мкл ЭКДИ. Другие реагенты были квалификации не ниже «х.ч.»
Спектры рэлеевского рассеяния регистрировали на спектрофлуориметре «Cary Eclipse» («Agilent», США) в синхронном режиме (АХ = 0, ширина щелей: dex = 2,5 нм, dem = 5,0 нм, напряжение на детекторе 600 В) в стеклянной кювете (1x1 см). Спектры трижды регистрировали и усредняли. В качестве аналитического сигнала использовали интенсивность рассеяния при 362 нм. Спектры поглощения и значения оптической плотности растворов регистрировали на спектрофотометре «СФ-102» («Аквилон», Россия), размер частиц определяли методом фотонной корреляционной спектроскопии на анализаторе частиц и Z-потенциала «NanoBrook Omni» («Brookhaven Ins. Corp.», США), pH контролировали на иономере «Эксперт 001» («Эконикс-Эксперт», Россия).
Получение N-гидроксисукцинимидного эфира сополимера полистиролсульфоновой и ма-леиновой кислот проводили согласно [35] с изменениями: к 0,04 мл 0,1 М раствора ПССК-со-МК добавляли 0,1 мл 0,07 М КН2Р04 (рН 5,0), затем 0,4 мл 0,04 М гидрохлорида ЭКДИ, перемешивали и оставляли на 1-2 мин, после чего вводили 0,25 мл 0,1 М раствора ГСИ и 0,35 мл деионизованной воды. После добавления каждого реактива раствор перемешивали. Полученный раствор выдерживали при комнатной температуре 5-7 мин для получения эфира ПССК-со-МК, после чего в течение суток (температура хранения 2-8°С) использовали для получения ассоциатов ПССК-со-МК, ковалентно связанных по аминогруппам амикацина.
Ковалентное связывание эфира сополимера полистиролсульфоновой и малеиновой кислот с амикацином. К 0,2 мл полученного эфира ПССК-со-МК добавляли 0,5 мл деионизованн-ной воды, 0,1 мл 0,07М фосфатного буферного
раствора (рН 7,2), 0,04 мл 1 М НаС1 и не более 1,2 мл анализируемого раствора, содержащего амикацин; раствор доводили до 2,0 мл деиони-зованной водой, тщательно перемешивали и через 15 мин регистрировали спектр РРС. Строили градуировочную зависимость в координатах: интенсивность РРС (усл. ед.) - концентрация амикацина (М). Предел обнаружения рассчитывали по формуле: смин = 35/£ (п = 10, Р = 0,95), где 5 - среднеквадратичное отклонение сигнала фона, £ - тангенс угла наклона линейной зависимости аналитического сигнала от концентрации амикацина.
Результаты и их обсуждение
На рис. 1 представлены спектры РРС системы ПССК-со-МК - амикацин. Сигналы РРС самого амикацина и Н-гидроксисукцинимидного эфира ПССК-со-МК в отсутствие амикацина малы. При введении амикацина интенсивность РРС-сигнала значительно возрастает, что свидетельствует об образовании более крупных частиц, рассеивающих свет. Эти данные также подтверждены методом лазерной корреляционной спектроскопии: размер ковалентно связанных ас-социатов эфира ПССК-со-МК с амикацином, определенных этим методом, равен 210±37 нм (для концентрации амикацина 1,710-5 М).
Коллоидные растворы ассоциатов устойчивы во времени (до 2 сут). Размер ассоциатов возрастает с увеличением концентрации антибиотика. При высокой концентрации амикацина (2,5 10-4 М) образуются еще более крупные частицы (400±56 нм) с потерей раствором агрега-тивной устойчивости. В дальнейшем при выборе условий проведения реакции и определении аналитических характеристик в качестве аналитического сигнала использовали сигнал РРС в максимуме спектра рэлеевского рассеяния (362 нм).
Получение М-гидроксисукцинимидного эфира ПССК-со-МК. Для получения максимального аналитического отклика найдены наи-
Рис. 1. Спектры РРС амикацина (1), Ж-гидроксисук-цинимидного эфира полимера ПССК-со-МК до (2) и после (3) ковалентного связывания с амикацином (1.7 10-5 М амикацина, 4 10-4 М Ж-гидроксисукцинимидного эфира ПССК-со-МК, рН 7,0, 15 мин)
лучшие условия образования ГСИ эфира ПССК-со-МК. Оптимальное время проведения реакции составляет 5-7 мин, продукт реакции стабилен в течение как минимум 4 ч при комнатной температуре и не менее суток при хранении в холодильнике. На рис. 2 представлены зависимости сигнала PPC от рН реакционной смеси (рис. 2, а) и мольного соотношения ПССК-со-МК к ЭКДИ (рис. 2, б). Максимальный отклик получен в диапазоне рН 5-6; в дальнейшем реакцию проводили в среде 0,07 М КН2Р04 (рН 5,0).
Для получения максимального числа активированных карбоксильных групп в сополимере ПССК-со-МК (что должно обеспечить достижение высокого сигнала РРС) варьировали коли -чество ГСИ и ЭКДИ на стадии получения эфира ПССК-со-МК. Максимальные сигналы РРС до-
стигаются при введении 3-4-кратного мольного избытка ЭКДИ по отношению к ПССК-со-МК (рис. 2). Минимальное мольное соотношение ЭКДИ к ГСИ для наиболее полного образования активированного эфира ПССК-со-МК составляет 1,0:2,5.
Условия получения ковалентно связанных ассоциатов эфира ПССК-со-МК с амикацином. На полноту образования амидной связи сильно влияет кислотность раствора. Максимальный сигнал РРС отмечен при рН 7,0 (фосфатный буферный раствор, рис. 3). Время, необходимое для полного образования ассоциатов из эфира ПССМ-со-МК и амикацина, не превышает 15 мин. Образование ассоциатов эфира ПССК-со-МК с амикацином подавляется при высокой ионной силе раствора. Так, при значении ионной силы 0,06 сигнал РРС уменьшается на 10% по сравнению с определением в дистиллированной воде.
Введение органических растворителей, смешивающихся с водой, также приводит к уменьшению аналитического сигнала. Так, 10 об.% тетрагидрофурана снижают сигнал РРС на 37%, а 10 об.% этанола или ацетона уменьшают сигнал более чем на 50%. В выбранных условиях (время реакции 15 мин; рН 7,0; I = 0,02 M; X = 362 нм, общий объем 2 мл), по методике, указанной в экспериментальной части, установлены аналитические характеристики определения ами-кацина. Диапазон определяемых концентраций (0,03-4,20) 10-5 М (r = 0,993), для 2,510-5 М относительное стандартное отклонение (sr) не превышает 5%, предел обнаружения (n = 10, P = 0,95) составляет 110-7 М (0,08 мг/л).
Рис. 2. Влияние условий получения ГСИ эфира ПССК-со-МК на интенсивность рэлеевского рассеяния раствора: а - рН реакционной смеси (2 10-5 М амикацина); б - мольное соотношение
ПССК-со-МК к ЭКДИ (2 10-5 М амикацина)
Рис. 3. Зависимость сигнала РРС от рН (а) и ионной силы среды (б) при образовании ковалентно связанных ассоциатов эфира ПССК-со-МК с амикацином (3 10- М амикацина,
ПССК-со-МК, 15 мин)
Правильность методики определения амикацина оценивали на модельных растворах в де-ионизованной воде по методу «введено-найдено» (табл. 2).
Благодаря ковалентному связыванию эфира ПССК-со-МК с амикацином можно достичь относительно селективного определения последнего в присутствии мешающих веществ (табл. 3). Определению сильнее всего мешают другие антибиотики аминогликозидного ряда (неомицин) и белок (вероятно, из-за взаимодействия анионного полиэлектролита и белка с образованием интерполимерных комплексов [36]). Определение амикацина возможно в присутствии 10-75-кратного количества соединений, имеющих одну или две первичные аминогруппы, способные взаимодействовать с N-гидроксисукцинимидным эфиром ПССМ-со-МК аналогично амикацину (кроме тетрациклина, это все органические соединения, приведенные в табл. 3).
Анализ реальных объектов. Для проверки применимости предложенного подхода проведен анализ порошка для приготовления инъекционных растворов Амикозита (прямое определение после приготовления раствора из препарата с
последовательным разбавлением исходного раствора перед проведением определения) и геля, содержащего амикацин и Ликацин-Гель. Определение вели методом добавок. Результаты представлены в табл. 4.
Из представленных результатов видно, что предлагаемый подход к определению амикацина как модельного соединения позволяет определять аминогликозидные антибиотики на низком уровне (смин = 0,08 мг/л, n = 10, P = 0,95). Сравнение полученных характеристик с характеристиками известных спектроскопических методик приведено в табл. 1. Чувствительность предложенного метода либо не уступает чувствительности спектрофото-метрических и флуориметрических методик, либо находится на их уровне, за исключением методик РРС с применением квантовых точек как частиц, рассеивающих свет. При этом в предлагаемой методике влияние посторонних ионов на определение проявляется меньше - катионы металлов и анионы при соотношении к аналиту 50:1 и выше вызывают изменение сигнала РРС не более чем на 7%. В то же время в работах [29, 31] уже 3-10-кратные количества катионов металлов вызывают снижение сигналов РРС более чем на 10% вследствие комплек-сообразования с поверхностными функциональными группами модифицированных квантовых точек или красителей. Как и в большинстве РРС-методик определения амикацина, сильно мешает белок, вызывая ложноположительные результаты.
Проведенный анализ лекарственных средств показал применимость разработанной методики для целей практического анализа. Методика позволяет экспрессно определять АГ в фармпрепаратах с приемлемыми аналитическими характеристиками.
Т а б л и ц а 2
Проверка правильности определения амикацина в модельных растворах (n = 3, P = 0,95)
Введено, М Найдено s г
М % от введенного
0,050 0,053±0,002 94 0,11
1,50 1,47±0,070 92 0,05
4,00 4,23±0,110 95 0,07
Т а б л и ц а 3
Влияние посторонних веществ на определение 2,5-10-5 М амикацина после его ковалентного связывания с эфиром полистиролсульфокислоты и малеиновой кислоты
Вещество/ион Соотношение вещество :амикацин, моль/моль Отклонение сигнала РРС при введении мешающего иона, %
Al(III) 400 1,2
Fe(III) 350 2,4
Cu(II), Ni(II), Co(II), Zn(II) 300 -6,0
Cl-, NO3- 250 5,0
HCO3- 24 6,1
Ca(II) 50 4,2
Mg(II) 80 3,4
Ампициллин 75 5,6
Тетрациклин 50 -5,8
Изониазид 40 -3,2
Цефтриаксон 34 5,8
^^Диэтилэтилендиамин 20 -2,2
Триэтилентетрамин 20 -3,4
Триметоприм 10 -3,3
Бычий сывороточный альбумин 2,5 7,6
Неомицин 2 4,0
Т а б л и ц а 4
Результаты определения амикацина в лекарственных препаратах
(n = 3, P = 0,95)
Препарат Заявлено производителем Найдено
концентрация % от заявленного
Амикозит (Eczacibasi Ilac Sanayi, Турция) 50 мг/мл 48,6±0,2 мг/мл 97
Ликацин (Lisapharma, Италия) 50 мг/г 44±1 мг/г 88
Работа выполнена на средства гранта РНФ (проект № 14-23-00012). Авторы благодарят партнерскую лабораторию Agilent Technologies и ООО «СокТрейд Ко» за предоставленное оборудование.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Pasternack R.F., Collings P.J. // Science. 1995. Vol. 269. P. 935.
2. Yguerabide J., Yguerabide E.E. // J. Cellur. Biochem. 2001. Vol. 37. P. 71.
3. Satpute S.K., Banpurkar A.G., Dhakephalkar P.K., Banat
I.M., Chopade B.A. // Critic. Rew. Biotech. 2010. Vol. 30. P. 127.
4. Lu W., BandB.S.F.,Yu Y., Li Q.G., Shang J.C. et al. // Mi-crochim. Acta. 2007. Vol. 158. P. 29.
5. ShakilS., KhanR., ZarrilliR., KhanA.U. // J. Biomed. Sci. 2008. Vol. 15. P. 5.
6. Loomans E. E. M. G., Van W. J., Koets M., Van A. A.II J. Agric. Food Chem. 2003. Vol. 51. P. 587.
7. Finberg R.W., Moellering R.C., Tally F.P., Craig W.A., Pankey G.A. et al. // Clinic. Infect. Diseases. 2004. Vol. 39. P. 1314.
8. McCracken G.H. II Am. J. Med. 1986. Vol. 80(6B). P. 172.
9. Федеральный закон Российской Федерации № 88-ФЗ «Технический регламент на молоко и молочную продукцию». http:Ilwww.rg.ru/2008I06I20Ireglament-dok.html Просмотрено 28.01.2015.
10. The European Agency for the Evaluation of Medicinal Products, Committee for Veterinary Medicinal Products, Gentamicin Summary Report. L., 2001.
11. Heller D.N., Clar S.B., Righter H.F. // J. Mass Spectr. 2000. Vol. 35. P. 39.
12. Robert C., Gillard N., Brasseur P.-Y., Ralet N., Dubois M., DelahautP. //Food Control. 2015. Vol. 50. P. 509.
13. Bijleveld Y., Haanb T., Toerschea J., Jorjani S., Leec J. // J. Chromatogr. B. 2014. Vol. 951-951. P. 110.
14. Holthoona F.L., Essersa M.L., Muldera P.J., Steadb S.L., Caldowb M. et al. // Anal. Chim. Acta. 2009. Vol. 637. P. 135.
15. SteadD.A. II J. Chromatogr. B. 2009. Vol. 747. P. 69.
16. Omar M. A., Nagy D.M., Hammad M.A., Aly A.A.// J. Appl. Pharm. Sci. 2013. Vol. 3. P. 151.
17. Шачнева Е.Ю. //Астр. Вест. Экол. Обр. 2013. Vol. 25. С.103.
18. Frutos P., Torrado S., Perez-Lorenzo M. E., Frutos G. // J. Pharm. Biomed. Anal. 2000. Vol. 21. P. 1149.
19. Caglayan M.G., Onur F. II Spectr. Lett. 2014. Vol. 47. P. 771.
20. Levin G. I., Sosnina L. N. II Antib. Khimioter. 2014. Vol. 59. P. 10.
21. Ni Y., Xia Z, Kokot S. // Cur. Anal. Chem. 2012. Vol. 8. P. 382.
22. Zaubitzer F., Buryak A., Severin K. // Chem. Eur. J. 2006. Vol. 12. P. 3928.
23. Confino M., Bontchev P. // Mikrochim. Acta. 1990. Vol. III. P. 305.
24. Ogun S., Miki Y.// J. Chromatogr. B. 1996. Vol. 686. P. 205.
25. Sánchez-Martínez M.L., Aguilar-CaballosM.P., Gómez-Hens A.// J. Pharm. Biomed. 2004. Vol. 34. P. 1021.
26. Omar M.A., Nagy D.M., Hammad M.A., Aly A.A. // Pharm. Sci. Tech. 2013. Vol. 12. P. 828.
27. Florea M., Monciu C.-M., Ilie M.// Farmacia. 2014. Vol. 62. P. 318.
28. Wenli H., Fei Q., Jingchuan S.,Wei L., Junqing Y., Qing M. // Cur. Pharm. Anal. 2014. Vol. 10. P.105.
29. Liu S., Hu X., Liu Z. // Sci. China. B. 2006. Vol. 49. P. 507.
30. Liu Z., Liu S., Wang L., Peng J., He Y. // Spectrochim. Acta A. 2009. Vol. 74. P. 36.
31. Wang L., Peng J., Liu Z., He Y. // Luminescence. 2010. Vol. 25. P. 424.
32. Sánchez-Martínez M.L., Aguilar-Caballos M.P., Gómez-Hens A.// Talanta. 2009. 78. P. 305.
33. Yamamoto C.H., Pinto T.J.A.// J. AOAC Int. 1996. Vol. 79. P. 434.
34. Sehgal D., Vijey I.K. // Anal. Biochem. 1994. Vol. 218. P. 87.
35. http://www.covachem.com/pibs/edc_sulfo_nhs_proto-col.pdf (просмотрено 28.01.2015).
36. Cooper C.L., Dubin P.L., Kayitmazer A.B., Turk-sen S. // Curr. Opin. Coll. Interf. Sci. 2005. Vol. 10. P. 52.
Поступила в редакцию 10.04.15
DETERMINATION OF AMIKACIN BY RAYLEIGH SCATTERING METHOD BASED ON THE COVALENT BONDING OF THE ANALYTE WITH A WATER SOLUBLE POLYMER
T.O. Samarina, M.K. Beklemishev
(Division of Analytical Chemistry)
A method for the determination of aminoglycoside antibiotics based on the covalent bonding of the analyte with a water-soluble polymer by Rayleigh scattering method (Xex = Xem) is proposed. Determination of amikacin (as model analyte) is carried out by the carbodiimide crosslinking technique that forms amide bonds between the co-polymer of 4-styrenesulfonic acid and maleic acid and primary amine groups of amikacin. Conditions of the reaction have been selected to obtain maximum scattering intensity of the product: reaction time 15 min, pH 7.0, ionic strength 0.02, measuring of scattering intensity at 362 nm. The determination of amikacin is not influenced by (mol/mol ratio): Al(III), Co(II), Cu(II), Fe(III), Ni(II), Zn(II) - 300, Cl- and NO3-250, Ca(II) and Mg(II) - 50, HCO3- - 20; nitrogen compounds affect at 20 - 50-fold, protein - 2.5-fold ratio. The calibration plot was constructed over the range of 0.235 mg/L (r = 0.993), LOD (3s-criterium) is 0.08 mg/L (n = 10, P = 0.95). The analyses on the drug powder for injection and gel have been performed.
Key words: Rayleigh scattering method, aminoglycosides, amikacin, carbodiimide cross-linking technique, drug analysis.
Сведения об авторах: Самарина Татьяна Олеговна - мл. науч. сотр. кафедры аналитической химии химического факультета МГУ, канд. хим. наук (samato13@mail.ru); Беклемишев Михаил Константинович - вед. науч. сотр. кафедры аналитической химии химического факультета МГУ, докт. хим. наук (mkb@analyt.chem.msu.ru).
