CC BY
42
ЖВАЧНЫЕ
В молоке коров контрольной Гр через 6 ч после введения молочной кислоты активность ЛДГ увеличилась на 52,2 % (р < 0,02), а у животных Гр II — на 45,8 % (р < 0,05) по сравнению с исходным уровнем. В молоке коров Гр III и IV активность ЛДГ совершенно не изменилась. Вероятно, ЛДГ в молочной железе таких животных не образуется, а поступает в молоко из крови. Полученные данные позволяют считать, что больные туберкулезом коровы в 3,7...5 раз слабее секре-тируют данный фермент в молоко, чем здоровые животные. Интересно, что под влиянием молочной кислоты в молоке коров также повышалась активность АЛТ. Это было особенно выражено у больных животных. Так, у коров Гр III она оказалась на 59,4 % (р < 0,05) больше, чем натощак, а у животных Гр IV это различие составило 62,2 % (р < 0,05). Активность других ферментов молока у коров под действием лактата практически не менялась.
Глицериновая нагрузка у коров контрольной Гр способствовала повышению активности АСТ в молоке через 3 ч в 2,5 раза (р < 0,02), а через 6 ч — в 2 раза (р < 0,05). Еще большую активность АСТ мы наблюдали в Гр II. У них под влиянием глицерина через 3 ч активность АСТ увеличилась в 2,7 раза (р < 0,05), а через 6 ч — в 3 раза (р < 0,02). Вместе с тем у животных Гр III активность АСТ в молоке повысилась только через 6 ч, причем всего на 47 % (р < 0,05). У коров Гр IV, реагирующих на туберкулин и КАМ, индукции АСТ не происходило. Что касается АЛТ, то большую, чем в норме, активность этого фермента мы зафиксировали после перорального однократного введения глицерина лишь у коров Гр I и II. У животных Гр IV, реагировавших на оба аллергена, глицерин не индуцировал повышения активности АЛТ в молоке.
Изменения активности ферментов молока под влиянием гидрокортизона у обследованных коров проявлялись следующим образом. У контрольных животных активность АСТ молока увеличилась к шестому часу эксперимента в 2 раза (р < 0,02), а у коров Гр II — на 59,4 % (р < 0,05). У коров остальных опытных Гр активность этого фермента в молоке не изменялась. Похожую картину наблюдали в отношении АЛТ и ЛДГ молока. Под влиянием гидрокортизона активность АЛТ статистически достоверно увеличилась в 2 раза (р < 0,05), через 6 ч после начала опыта только у коров Гр II. В то же время животные с выраженной реакцией на туберкулин (Гр III и IV) вновь проявили резистентность к индукции АЛТ гидрокортизоном. Что касается ЛДГ, то активность этого фермента в молоке возросла к шестому часу эксперимента после нагрузки гидрокортизоном как у контрольных коров, так и у животных Гр II на 54,2 % (р < 0,01) и на 47,9 % (р < 0,02) со-
ответственно. У коров Гр III и IV активность этого фермента не изменилась под действием гидрокортизона. Таким образом, этот глюкокортикоид проявил себя как мощный индуктор трансаминаз и ЛДГ у коров Гр I и II, но животные Гр III и IV оказались толерантными к такому его действию.
Заключение
У коров, реагирующих на туберкулин или на туберкулин и КАМ, развивается дисбаланс ферментов молока, проявляющийся значительным повышением активности АСТ, АЛТ и ЛДГ, при существенном снижении активности ЩФ и перок-сидазы.
В индукционных опытах установили, что у контрольной Гр коров и животных, реагирующих преимущественно на КАМ, лактат отчетливо повышает активность ЛДГ в молоке. У больных туберкулезом животных лактат не индуцировал повышения активности ЛДГ, но вызвал увеличение активности АЛТ. Под влиянием глицерина у животных, реагирующих только на туберкулин, активность АСТ и АЛТ в молоке повышалась в более поздние сроки, чем у животных первых двух групп, а у коров, реагирующих на туберкулин и КАМ, индукция трансаминаз вообще отсутствовала. Инъекция гидрокортизона животным Гр III и IV в отличие от коров контрольной группы, не стимулировала повышения в молоке активности АСТ, АЛТ и ЛДГ.
Таким образом, впервые показано, что у коров с выраженной реакцией на туберкулин или на туберкулин и КАМ развивается повышенная резистентность ферментов молока к индуцирующему действию экзогенных субстратных и гормональных стимулов. Полученные данные раскрывают ранее неизвестные особенности секреции ферментов молока у коров с подозрением на туберкулез. Возможно, в будущем ими можно будет пользоваться в качестве дополнительных диагностических критериев этой болезни.
БИБЛИОГРАФИЯ
1. Горбатова К.К. Биохимия молока и молочных продуктов. - СПб.: ГИОРД, 2004.
2. Кассич Ю.А., Хоменко В.И., Позднякова. Эффективная пастеризация молока — важный фактор борьбы с туберкулезом: Ветеринарные проблемы промышленного животноводства. - Белая Церковь, 1985.
3. Ленинджер А. Основы биохимии: Учебное пособие. - М.: Мир, 1985.
4. Рогожин В.В. Биохимия молока и молочных продуктов. - М.: Гиорд, 2006.
V.A. Blinov, U.V. Platonova. Peculiarities of induction milk enzymes in cows with different reaction to tuberculin skin test
СЕКРЕТЫ МАСТЕРСТВА
УДК 619:619.2:612.015: 616.9
Окрашивание кислотоустойчивых бактерий
Б.П. Экви, РВЖ СХЖ
Сокращения: ГП — гистопрепарат(ы); М — мазок
Из-за наличия в составе клеточной стенки большого количества липидов кислотоустойчивые бактерии (в т.ч. многие микобактерии) плохо окрашиваются обычными анилиновыми красителями, но прочно удерживают карболовые красители. Этот принцип лежит в основе метода окраски Циля-Нильсена, проводимого в следующей последовательности:
1. Фиксация М на воздухе или метиловым спиртом.
2. Окрашивание раствором карболового фуксина Циля при 4-кратном подогревании над пламенем до образования паров — 2...5 мин.
3. Промывание водой.
4. Обесцвечивание 3%-м раствором соляной кислоты, приготовленным на 96%-м этиловом спирте — 3...5 с.
5. Промывание водой с последующим ополаскиванием 96%-м этиловым спиртом — 1...2 раза.
6. Контрастное окрашивание метиленовым синим — 3...5 мин.
7. Промывание водой, высушивание и микроскопирование.
В итоге туберкулезные микобактерии окрашиваются в рубиново-красный цвет, а кислото- и спирто-устойчивые сапрофиты становятся синими.
Флюоресцентное окрашивание облегчает обнаружение кислотоустойчивых бактерий как в М, так и в ГП.
В 1938 г П.К.Х. Хагеман предложил с этой целью окрашивать ГП аурамином. Основные этапы данного метода —
ЖВАЧНЫЕ
окрашивание флюорохромом и травление 0,5%-м раствором калия перманганата или 10%-м раствором хлорида железа, что обеспечивает потемнение фона. В отечественной лабораторной практике для окрашивания М нашла применение модификация этого метода, известная под названием «флюоресцентное окрашивание микобактерий по Поляковой» (цит. по [1]). Автор пользовалась двумя вариантами флю-орохромных красителей: 1) смесью 0,1%-го водного раствора аурамина ОО и 0,01%-го водного раствора родамина С; 2) смесью аурамина ОО (0,12 г), карболовой кислоты (5 мл) и дистиллированной воды (до 100 мл).
При окрашивании методом П.К.Х. Хагемана в ГП сильно деформируются клетки и тканевые структуры, что не всегда приемлемо. В связи с этим А.М. Роулатт и Л.А. Корнер предложили следующий метод окраски ГП:
1. Осветление ксилолом и обезвоживание в градиенте этилового спирта срезов зафиксированного в формалине материала.
2. Окрашивание теплым (60 °С) феноловым раствором аурамина! — 15 мин.
3. Промывание водой.
4. Дифференциация 0,5%-м раствором соляной кислоты,
приготовленным на 70%-м этиловом спирте, — 1 мин.
5. Промывание в проточной воде — несколько минут.
6. Окрашивание 0,01%-м водным раствором основного фуксина — 30 с.
7. Промывание в проточной воде, обезвоживание в трех сменах абсолютного этилового спирта до приобретения препаратом светло розового цвета.
8. Просветление двумя сменами ксилола.
При проведении флюоресцентной микроскопии в синем спектре от кислотоустойчивых бактерий исходит светло-желтое свечение, а фон и ткани окрашены в красно-оранжевый цвет. Только коллаген имеет желтый цвет, но его легко отличить от бактерий.
БИБЛИОГРАФИЯ
1. Шуляк Б.Ф. Руководство по бактериальным инфекциям собак, т.1. Грамп-оложительные бактерии. - М.: Олита, 2003.
2. Hagemann P.K.H. Munch Med Wschr, 1938, 85, 1066.
3. Rowlatt A.M., Corner L.A. The use of a conventional counterstain with the auramine fluorescent stain for acid-fast organisms, to obtain better histological contrast. Austr Vet J, 1981, 57, 53—54.
B.P. Equi. Staining acid-fast bacteries
УДК 6 9:619, 612.015: 6 6.9 ПерВЫЙ ^уНЯй иЗолЯЦии
энтерогеморрагического серотипа O145:H кишечной палочки от крупного рогатого скота в Аргентине
Н.Л. Падола1, M.E. Санз, П.М.А. Лючези1, И.Е. Бланко2, Дж. Бланко2, M. Бланко2, A.I. Эчеверрия1, Г.Х. Арройо1, А.Е. Парма1
1 Universidad Nacional del Centro-CIC (г. Тандил, Аргентина)
2 Laboratorio de Referencia E. coli Universidad Stgo. de Compostela (г. Люго, Испания)
Сокращения: КРС — крупный рогатый скот; Mp — мегаплазмида; ЭГШК — энтерогемморагические штаммы кишечной палочки
Введение
Основной причиной геморрагическтого колита, тромбо-гемолитической тромбоцитопенической пурпуры1 и гемолитического уремического синдрома человека считают ЭГШК [17, 22]. В предыдущих публикациях мы сообщали о частом обнаружении ЭГШК в кишечнике КРС, особенно телят, и предположили, что люди чаще всего заражаются ими при употреблении в пищу сырого молока и мяса, не прошедших адекватной термической обработки [5, 11, 16, 28]. За последнее десятилетие в США, Канаде, Великобритании, Японии и ряде других стран зарегистрировали ряд вспышек упомянутых выше синдромов [1, 9, 15, 26]. В Аргентине отмечают самую высокую инцидентность гемолитического уремического синдрома (300...400 случаев/год — ежегодно заболевают 22 ребенка из 100 000 детей моложе 4-летнего возраста). Этот показатель составляет в штате Орегон (США) 2,6/100 000, в штате Вашингтон — 3,0/100 000, в Канаде, Великобритании, Чили и Уругвае — 3.5/100 000 [13]. Несмотря на то, что в Аргентине уже изолировали от больного гемолитическим уремическим синдромом ЭГШК, относящийся к серотипу 0157:
Синонимы: болезнь Мошкович, тромботическая микроангиопатия.
H7 [25], считается, что этот серотип распространен в нашей стране не так широко, как в США [13]. Недавно мы опубликовали перечень ЭГШК, не относящихся к серотипу O157: H7, которые обнаружены в Аргентине у КРС и в кормах [21], причем некоторые из них известны как возбудители тромбо-цитарной тромбоцитопенической пурпуры и гемолитического уремического синдрома.
В Европе 80 % веротоксинпродуцирующих штаммов E. coli, изолируемых от пациентов с диареей, относятся к серогруп-пам O26, O91, 0103, O111, O113, O128, O145, а не к O157 [6]. В 1984 г. Ю. Кюдох и соавт. [12] описали вспышку болезни, поразившей 100 детей. От них впервые в Японии выделили серотип O145:H- кишечной палочки. Л. Бьютин и соавт. [2] отнесли этот серотип к числу новых опасных патогенов. В последующем исследователи изолировали его от КРС и людей в США, Канаде и Бельгии [7, 11, 23, 27, 29, 31]. Другой серотип, O145:H25, оказался причастен к заболеванию гемолитическим уремическим синдромом жителей Великобритании [31]. Тем временем от клинически здорового КРС в Канаде [27] и Германии [30] изолировали серотипы O145:H8 и O145:H28 соответственно.
Арсенал факторов вирулентности ЭГШК включает веро-токсины (VT1, VT2 и их варианты), ген eae, обеспечивающий прикрепление к клеткам эпителия кишечника и сглаживание их поверхности, и Mp размером 60 МДт [17]. Цели данной публикации состоят в информировании о первом случае изо-
РВЖ СХЖ №4-2008
25
