0Обзорная статья
УДК [616].61-092.9:612.314.2
https://doi.org/10.57034/2618723X-2024-03-06
Обзор методов определения скорости клубочковой фильтрации в доклинических исследованиях
М.В. Мирошников*, М.А. Ковалева, К.Т. Султанова
АО «НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ», Ленинградская обл., Россия * E-mail: [email protected]
Резюме. Потенциальный риск нефротоксического действия является важным аспектом, который необходимо учитывать уже на доклиническом этапе разработки лекарственного средства. Воздействие на почки токсических доз исследуемых веществ может сопровождаться повреждением клеток в первую очередь из-за высокой скорости кровотока в почке, клиренса, а также метаболизма ксенобиотиков. Скорость клубочковой фильтрации (СКФ) — один из показателей функционального состояния мочевыделительной системы. Проведен описательный анализ научной литературы, обобщающий методы определения СКФ, наиболее часто используемые в доклинических исследованиях у разных видов лабораторных животных, а также выявлены факторы, влияющие на это определение. Систематизированы значения СКФ у лабораторных животных при ее оценке различными методами. Поиск публикаций осуществляли в базах данных PubMed и Google Scholar. В обзор включали публикации, доступные для поиска на 12 марта 2024 г. Показано, что СКФ может являться одним из методов оценки риска возможного нефротоксического действия лекарственного средства. СКФ определяется с использованием эндогенных и экзогенных маркеров, которые имеют ряд преимуществ и недостатков. Согласно данным литературы, наиболее часто используемыми маркерами оценки СКФ являются инулин (экзогенный маркер) и эндогенный креатинин. Выбор наиболее оптимального маркера должен проводиться в контексте каждого отдельного доклинического исследования.
Ключевые слова: нефротоксичность, способы оценки, риск, доклинические исследования Благодарности. Работа выполнена без спонсорской поддержки.
Для цитирования: Мирошников М.В., Ковалева М.А., Султанова К.Т. Обзор методов определения скорости клубочковой фильтрации в доклинических исследованиях. Лабораторные животные для научных исследований. 2024; 3. 66-77. https://doi.org/10.57034/2618723X-2024-03-06.
Review
Review of methods for determining the glomerular filtration rate in preclinical studies
M.V. Miroshnikov*, M.A. Kovaleva, K.T. Sultanova
Research and manufacturing company "Home of Pharmacy", Leningrad oblast, Russia * E-mail: [email protected]
Abstract. The potential risk of nephrotoxic effects is an important aspect that should be considered already at the preclinical stage of drug development. Exposure of the kidneys to toxic doses of investigational substances may be accompanied by cell damage primarily due to high blood flow in the kidney, clearance as well as metabolism of xenobiotics. Glomerular filtration rate (GBR) is one of the indicators of the functional state of the urinary system. A descriptive analysis of scientific literature summarizing the methods of GBR determination most commonly used in preclinical studies in different types of laboratory animals was performed. The factors influencing its determination were revealed. The values of GBR in laboratory animals at its determination by different methods are systematized. animals at its determination by different methods. The research was done using PubMed and Google Scholar databases. The review included available publications as of March 12, 2024. It has been shown that GBR can be one of the methods for assessing the risk of possible nephrotoxic effects of a drug. GBR is determined using endogenous and exo-
© Мирошников М.В., Ковалева М.А., Султанова К.Т., 2024 Лабораторные животные для научных исследований
Том 7, №3 (2024) • Laboratory animals for science labanimalsjournal.ru
genous markers, which have several advantages and disadvantages. According to the literature, the most commonly commonly used markers for estimation of GBR are inulin (exogenous marker) and endogenous creatinine. The choice of the most optimal marker should be made in the context of each individual pre-clinical study.
Keywords: nephrotoxicity, assessment methods, risk, preclinical studies Acknowledgements. The study was performed without external funding.
For citation: Miroshnikov M.V., Kovaleva M.A., Sultanova K.T. Review of methods for determining the glomerular filtration rate in preclinical studies. Laboratory Animals for Science. 2024; 3. 66-77. https://doi.org/ 10.57034/2618723X-2024-03-06.
Введение
Почки играют важную роль в различных физиологических процессах, таких как поддержание водно-электролитного баланса, контроль артериального давления и выведение эндогенных и экзогенных веществ, включая лекарственные средства. Потенциальный риск нефро-токсичности лекарственных препаратов (ЛП) является аспектом, который необходимо учитывать при исследовании безопасности новых терапевтических агентов [1]. При разработке ЛП основное внимание в исследованиях повреждения почек уделяется токсичности в отношении различных структур нефрона [2]. Восприимчивость почек к лекарственному повреждению обусловлена тем, что в состоянии покоя на кровоснабжение канальцев приходится до 25% сердечного выброса, поэтому концентрация циркулирующего лекарственного средства в почках выше, чем в других органах. К тому же канальцы концентрируют фильтрат и, следовательно, подвергаются воздействию еще более высоких концентраций исследуемых соединений [3]. Решающая роль почек в выведении и детоксикации различных веществ делает их одним из основных органов-мишеней при изучении безопасности ЛП. Чрезмерная экспозиция почек высокими уровнями ЛП или их метаболитами может сопровождаться повреждением клеток [4, 5].
Около 90% всех лекарственных препаратов-кандидатов не доходит до этапа выведения на фармацевтический рынок в связи с выявлением побочных эффектов на разных стадиях их разработки [5]. Одной из причин подобной неудачи является нефротоксичность разрабатываемых соединений, которая обнаруживается лишь у 2-7% новых лекарственных препаратов-кандидатов в доклинических испытаниях, и лишь у 19-30% новых лекарственных средств, протестированных в клинических испытаниях [6, 7]. Такое несоответствие может быть связано не только с недостаточно
изученным влиянием разрабатываемых лекарственных средств на выделительную систему в целом, но и с дефицитом доступных методов, а также недооценкой возможной нефротоксич-ности изучаемых веществ в доклинических исследованиях [8]. В настоящее время требуется расширение методов оценки причин возникновения патологических нарушений органов мочевыделительной системы в дополнение к гистологическому исследованию, которое является основным методом [9].
Рекомендации по доклиническому изучению безопасности Международной конференции по гармонизации технических требований к регистрации фармацевтических продуктов, предназначенных для применения человеком (International Council for Harmonisation of Technical Requirements for Registration of Pharmaceuticals for Human Use, ICH) S7A1 и M3(R2)2, включают исследования фармакологической безопасности (как правило, препарат вводят животным однократно при экспозиции в терапевтическом диапазоне и выше) и токсичности повторных доз. В соответствии с руководством ICH S7A оценка функции почек рассматривается как дополнительное исследование и, следовательно, проводится не во всех случаях. Также информация представлена в Рекомендации коллегии Евразийской экономической комиссии от 27.10.2020 г. N 18 «О руководстве по исследованию фармакологической безопасности лекарственных препаратов для медицинского применения»3.
Для оценки влияния ЛП на функцию почек при проведении доклинических исследований рекомендовано определять объем мочи, удельный вес, осмолярность, рН, водно-электролитный баланс, белки, цитологию мочи, а также химический состав крови, ее биохимические показатели (азот мочевины крови, креатинин и белки плазмы).
Для определения риска нефротоксического действия ЛП должна проводиться комплексная оценка мочевыделительной системы. Важно
ICH guideline S7A. Safety Pharmacology Studies for Human Pharmaceuticals. EMA. 2001.
ICH guideline M3(R2) on non-clinical safety studies for the conduct of human clinical trials and marketing authorisation for pharmaceuticals. EMA/CPMP/ICH/286/1995. EMA. 2009.
Рекомендация коллегии ЕЭК от 27.10.2020 № 18 «О руководстве по исследованию фармакологической безопасности лекарственных препаратов для медицинского применения». [Rekomendatsiya KoLLegii EEK ot 27.10.20 N. 18 "O rukovodstve po issLedovaniyu farmako-Logicheskoi bezopasnosti Lekarstvennykh preparatov dLya meditsinskogo primeneniya". (In Russ.)].
1
2
понимать, что такие биохимические показатели, как уровень креатинина и мочевины сыворотки крови, являются нечувствительными маркерами повреждения почек, они не оптимальны для выявления патологии почек на ранних стадиях [10]. Ранняя почечная дисфункция выявляется при измерении скорости клубочко-вой фильтрации (СКФ), поскольку она напрямую связана с функциональной активностью органа. Данный показатель может считаться одним из наиболее информативных для определения нормы или наличия патологии почек, он зависит от физиологического состояния организма и фармакологического воздействия. Снижение СКФ является одним из критериев определения стадии острого или хронического заболевания почек [11]. СКФ оценивается по измерению клиренса различных веществ, которые могут служить маркерами нарушения функции почек, или уровней маркеров эндогенной фильтрации [12].
Цель работы — обобщение и оценка методов определения СКФ в доклинических исследованиях, выявление факторов, влияющих на ее определение, а также анализ значимости СКФ для оценки безопасности лекарственных препаратов в исследованиях с использованием лабораторных животных.
Методы
Представленный описательный обзор обобщает не только научные публикации о методах определения СКФ, методологии, преимуществах и недостатках используемых маркеров, но и значения СКФ у лабораторных животных при ее определении различными методами. Поиск публикаций выполняли в базах данных PubMed и Google Scholar. В обзор включали публикации, доступные для поиска на 12 марта 2024 г.
Методы оценки
скорости клубочковой фильтрации
Общая информация
Оптимальный маркер СКФ должен обладать широким перечнем характеристик [13]. Необходимо чтобы его выведение из организма осуществлялось только почками путем клубоч-ковой фильтрации, при этом он должен свободно фильтроваться клубочком и не подвергаться связыванию с другими веществами. Кроме того, необходимо чтобы маркер реабсорбировал-ся после фильтрации клубочком. В том случае, когда все эти условия соблюдены, почечный клиренс маркера будет равен СКФ.
Маркеры СКФ могут либо продуцироваться эндогенно, либо вводиться в организм экзо-генно с единственной целью — регистрировать снижение их концентрации в плазме крови. Все маркеры клубочковой фильтрации должны легко измеряться [14]. СКФ определяется двумя
способами. Первый — исследование почечного клиренса маркера. В этом случае осуществляется сбор и определяется количество выделенного маркера фильтрации в моче и крови, затем рассчитывается СКФ [15]. Вторым способом является клиренс, который вычисляется путем измерения скорости исчезновения маркера из крови после болюсной инъекции маркера. Для проведения анализа требуются только образцы крови (сыворотки или плазмы) [16]. При использовании этого метода математический расчет клиренса более сложен. Кривая исчезновения маркера в плазме создается путем построения логарифма концентрации маркера в плазме в зависимости от времени. Площадь под фармакокинетической кривой (area under curve, AUC) рассчитывается с помощью математических моделей, затем определяется плазменный клиренс путем деления дозы введенного маркера на AUC [17].
Особенность оценки СКФ — ее стандартизация по размеру тела. Чаще всего используется площадь поверхности тела (клиническая практика) и масса тела (доклинические и клинические исследования). При проведении доклинических исследований in vivo СКФ в основном выражается в мл/мин/кг, что позволяет сравнивать этот показатель у животных разной массы [18].
Крысы, собаки, карликовые свиньи и приматы являются наиболее распространенными видами, используемыми для оценки функции почек в доклинических исследованиях. Метод основан на анализе образцов мочи и/или плазмы животных, для этого оптимально, чтобы они находились в сознании и свободно передвигались по клетке. Сбор мочи для количественного анализа требует либо катетеризации мочевого пузыря (чаще у крупных животных), либо использования метаболических клеток (в основном у грызунов, но также иногда у собак и приматов), в которые можно собирать порции мочи у животных в течение определенного периода времени [19].
При измерении СКФ учитывается размер тела животного и возраст. Важным аспектом является пищевая депривация до и во время исследования, поскольку, например, потребление белка может повлиять на конечный результат (завышение значений через 1,5-8,0 ч после приема пищи). Свободный доступ к воде также важен во время этих исследований, так как обезвоживание снижает СКФ [20, 21].
Далее представлены наиболее часто используемые методы оценки СКФ в доклинических исследованиях.
Экзогенные маркеры
Инулин
Инулин, физиологически инертный полимер фруктозы, является наиболее подходящим соединением, которое можно использовать
в качестве экзогенного маркера клубочковой фильтрации [12].
Клиренс можно рассчитать на основе однократного или многократного введения данного маркера, для чего следует исходить из плазменного клиренса и использовать следующую формулу [22]:
CX=Ax/Px,
где Clx — клиренс вещества х, Ax — количество введенного маркера, Px — кривая зависимости концентрации вещества х в плазме от времени.
Достоинством являются специфичность инулина как маркера и отсутствие побочных эффектов на фоне его введения. Минусы — высокая стоимость проведения анализа, ограниченные коммерческие источники, необходимость постоянного наблюдения во время всей процедуры. Кроме того, катетеризация мочевого пузыря обычно требует предварительной седации или анестезии животного, что может изменить СКФ. Таким образом, оценка СКФ по клиренсу инулина трудоемкий процесс [16, 21, 23] и не подходит для доклинических исследований с использованием мелких лабораторных животных (песчанка, хомяк). Важно отметить анализ данных литературы, показавший, что инулин успешно используется для оценки СКФ у большого количества видов, таких как мыши, крысы, морские свинки, хорьки, собаки, кошки, кролики и карликовые свиньи.
Синистрин
Синистрин, как и инулин, используют в качестве экзогенного маркера для оценки функции почек. Синистрин, меченный флуоресцеин-изо-тиоцианатом (fluorescein-isothiocyanate-labelled sinistrin, FITC-S), обнаруживается в плазме крови и моче с помощью спектрофлуориметра. В сочетании с устройством NIC-kidney (флуоресцентный индикатор), которое крепится на тело животного, СКФ у лабораторных животных может быть измерена чрескожно. Метод основан на измерении флуоресценции после введения FITC-S. Чрескожное измерение чаще всего проводится под наркозом, что можно отнести к минусам методики. Животное помещается в систему визуализации для регистрации данных. Для расчета СКФ используется формула [24]:
СКФ (мл/мин/100 г массы тела)= =31,26 (мл/100 г массы тела) -- f1/2(FITC-S) (в мин),
где 31,26 (мл/100 г массы тела) — коэффициент для расчета СКФ, t (FITC-S) (в мин) — период полувыведения FITC-синистрина. Для расчета общей СКФ (без учета массы тела) коэффициент 31,26 (мл/100 г массы тела) можно заменить на 124,45 (в мл).
Основным преимуществом метода является простота его выполнения, при которой не требуются отбор проб и быстрое получение результата. Недостаток метода — влияние анестезии на значения СКФ. Важно отметить, что кровоток не зависит от толщины кожи, однако эти параметры различаются в разных областях тела лабораторного животного, поэтому для проведения измерения нужно выбирать одну и ту же область тела. Кроме того, считывание информации на пигментированной или воспаленной коже может привести к уменьшению или увеличению амплитуды сигнала, это может исказить реальные значения СКФ [24-26]. Описанный метод является дорогостоящим и не применяется для лабораторных животных с пигментированным кожным покровом. Наиболее часто использовался на мышах, крысах, собаках и кошках.
Радиоактивные маркеры СКФ можно точно измерить с помощью радиоактивных веществ, в частности йогексолом, йодиксанолом, 51Сг-ЭДТА, 1251-йоталамат и 99тТс^ТРА и др. Полученные с помощью данных веществ результаты наиболее точно отражают истинные значения СКФ и хорошо коррелируют с клиренсом инулина. Практически все перечисленные вещества быстро выводятся с мочой в неизменном виде и не связываются с белками плазмы, что является несомненным преимуществом их использования. К недостаткам использования данных маркеров относятся токсичность, необходимость соблюдения строгих правил их хранения и использования, а также наличие специального оборудования и радиологических лабораторий.
Йогексол — низкомолекулярное неионоген-ное рентгеноконтрастное вещество для внутривенного применения, имеющее низкую ос-молярность. Для определения СКФ требуется от 1/50 до 1/10 радиационной дозы. Поскольку йогексол почти полностью выводится при клубочковой фильтрации, не реабсорбируется, не секретируется и не метаболизируется почками, его можно рассматривать как идеальный маркер фильтрации. К недостаткам йогексола можно отнести необходимость многократных заборов крови в течение короткого периода времени после введения, что увеличивает инвазивность и сложность проведения манипуляций особенно у мелких лабораторных животных (мышь, крыса). Также недостатками являются возможная канальцевая реабсорбция или связывание с белками и развитие аллергических реакций [27-29]. Данный метод успешно используется на крупных лабораторных животных, таких как собаки, кошки и яванские макаки.
Йодиксанол — неионный йодсодержащий рентгеноконтрастный препарат. Менее не-фротоксичен, чем низкоосмолярные контрастные вещества, включая йогексол. Процедура
определения СКФ при помощи йодиксанола требует небольшого количества образца сыворотки (80 мкл) по сравнению с используемым инулином, при этом нет необходимости сбора мочи, ввиду этого маркер более целесообразен для применения в доклинических исследованиях, поскольку не вызывает повышенного стресса у животных [30, 31]. В доклинических исследованиях используется в основном на крупных животных, таких как собаки, кошки, кролики и яванские макаки.
51Сг-ЭДТА — маркер, широко применяемый для оценки СКФ. Его плазменный клиренс также хорошо коррелирует с клиренсом инулина. Однако аналогично йогексолу ЭДТА может реабсорбироваться почечными канальцами, что приводит к неверным значениям СКФ. Это является существенным недостатком метода. По некоторым данным литературы, оценка почечного и плазменного клиренса 51Сг-ЭДТА является более точным методом по сравнению с оценкой клиренса инулина [16, 32]. В доклинических исследованиях используется не так часто, как йогексол.
1251-йоталамат представляет собой высо-коосмолярный анионный контрастный агент с некоторым связыванием с белками, который подвергается активной секреции проксимальными канальцами, что приводит к переоценке плазменного клиренса. Использование йоталамата требует дорогостоящего анализа, возможно развитие аллергической реакции [33-35].
99тТс^ТРА ранее использовался в доклинических исследованиях для определения СКФ на собаках. Поскольку отсутствуют более свежие публикации, можно сделать вывод, что в настоящее время не применяется в экспериментальной работе на животных. К минусам можно отнести высокую токсичность, диссоциацию и связывание с белками плазмы [36, 37].
Эндогенные маркеры
Цистатин С
Белок с низкой молекулярной массой (13 кДа), который продуцируется ядросодержащими клетками с постоянной скоростью. В исследованиях на крысах было показано отсутствие связывания между цистатином С и белками плазмы. Цистатин С обладает оптимальными для эндогенного маркера СКФ свойствами: постоянная продукция и концентрация в сыворотке крови при отсутствии изменений СКФ, низкая внутрииндивидуальная вариабельность. Следовательно, цистатин может быть использован в качестве маркера повреждения проксимальных канальцев. Методика его определения требует предварительной валидации, в настоящее время информации о перспективности и применимости данного маркера у лабораторных животных в доклинических исследованиях недостаточно [38, 39].
Клиренс эндогенного креатинина Креатинин — продукт распада креатинфосфата в мышечной ткани, который свободно фильтруется клубочками и не связывается с белками. Его уровень в организме зависит от объема мышечной массы и интенсивности процессов метаболизма животного. Канальцевая реаб-сорбция незначительна. Клиренс эндогенного креатинина позволяет оценить СКФ путем измерения концентрации креатинина в крови и моче. Интерпретация изменения уровня креатинина в динамике часто дает более полную и точную оценку функции почек, чем при однократном измерении. Клиренс креатинина представляет собой оптимальный способ измерения скорости клубочковой фильтрации. Клиренс эндогенного креатинина требует временного сбора мочи от 12 до 24 ч при содержании животного в метаболической клетке [40].
В научной литературе [41, 42] описано значительное количество методов оценки клиренса эндогенного креатинина у лабораторных животных, при этом не всегда полученные значения совпадают между собой даже для одного и того же вида животных. Факторами, влияющими на результаты определения уровня эндогенного креатинина, являются сезонные и географические особенности, наличие или отсутствие депривации по еде и воде, эмоциональный фон животных, способ забора биологического материала, метод анализа и способ расчета СКФ. Клиренс креа-тинина — наиболее часто используемый метод оценки СКФ в доклинических исследованиях ввиду экономической доступности и простоты выполнения манипуляций.
В табл. 1 суммированы достоинства и недостатки описанных методов оценки СКФ у лабораторных животных.
В табл. 2 представлены данные литературы по уровням СКФ различных лабораторных животных, рассчитанным с помощью маркеров, описанных в обзоре. Наиболее часто используемыми маркерами СКФ являются инулин, йогексол и клиренс эндогенного креатинина.
Влияние анестезии на скорость клубочковой фильтрации у животных
Анестезия обычно используется в биомедицинских исследованиях и тестировании как для предотвращения боли во время хирургических процедур, так и для седации, когда животные могут испытывать длительный дистресс. Большинство средств для общей анестезии оказывает дозозависимое действие на животное. Системными побочными эффектами, которые могут возникнуть у животных в результате введения средств для анестезии, являются изменения частоты сердечных сокращений, сердечного выброса, системного артериального давления, другие клинические
Таблица 1.
Достоинства и недостатки методов оценки скорости клубочковой фильтрации у лабораторных животных
Маркер
Достоинства метода
Недостатки метода
Экзогенные маркеры
Инулин Считается эталонным маркером.
Отсутствие побочных эффектов. Большое количество данных литературы на многих лабораторных видах животных
Стоимость.
Необходимость постоянного мониторинга концентрации введенного вещества во время процедуры.
Необходимость катетеризации мочевого пузыря.
Необходимость использования седации
или анестезии.
Трудоемкий процесс.
Сложность проведения процедуры
на мелких лабораторных животных
Синистрин Простота постановки методики. Следует считывать информацию строго с определенного участка тела. Несоблюдение дозировки вещества не влияет на значения СКФ. Не требуется взятие проб крови и мочи Стоимость. Чрескожное измерение. Влияние пигментации кожи на оценку СКФ. Необходимость проведения процедуры на одном и том же участке тела. Влияние анестезии
Радиоактивные вещества
Йогексол,
51Сг-ЭДТА,
1251-йоталамат,
99mTc-DTPA,
йодиксанол
Точность измерения. Согласованность с клиренсом инулина. Минимальное связывание с белками плазмы. Быстро выводится с мочой в неизменном виде. Большое количество данных литературы на многих лабораторных видах животных (йогексол)
Стоимость.
Необходимость соблюдения строгих правил хранения и использования.
Необходимость наличия специального оборудования и радиологической лаборатории. Необходимость многократного забора крови в течение короткого периода времени. Возможность развития аллергической реакции на йод. Высокая трудоемкость методики
Эндогенные маркеры
Цистатин С Схож по информативности Представлены разнородные данные литературы
с эндогенным клиренсом креатинина. Постоянная продукция и концентрация в сыворотке крови при отсутствии изменений СКФ
Креатинин Не подвергается метаболизму в почках.
Полная и точная оценка функции мочевыделительной системы. Большое количество данных литературы по многим видам лабораторных животных
Необходим сбор мочи в течение длительного периода времени (от 12 до 24 ч). Различия в полученных значениях в разных исследовательских учреждениях могут быть обусловлены широким перечнем различных особенностей (сезонность, питание, способ исследования и подсчета и др.)
проявления токсического действия на органы и системы. Таким образом, при выборе анестетика для изучения СКФ необходимо учитывать общее состояние животного, тип и степень боли или дистресса, связанные с процедурой, данные о безопасности препарата (препаратов), а также цель исследования [89].
Примеры возможного влияния препарата для анестезии на СКФ у лабораторных животных приведены в табл. 3. Так, применение ти-обутабарбитала у крыс снижает артериальное давление, почечный кровоток и СКФ. Функция почек и одиночного нефрона при тиобу-
табарбиталовой и тиопенталовой анестезии оценивается как значительно сниженная [90]. Анестезия при помощи пропофола или комбинации ксилазина, кетамина и галотана не изменяла функцию почек у здоровых собак породы бигль, но СКФ значительно снижалась при введении животным медетомидина [91]. В ряде статей было показано, что изофлуран, севоф-луран и кетамин вызывают снижение СКФ у лабораторных животных (и у людей). Тиопентал, пропофол и этомидат вызывали снижение СКФ значительно реже, чаще всего данные ЛП не вызывали никаких изменений СКФ у лабо-
Таблица 2.
Скорость клубочковой фильтрации у лабораторных животных, определенная различными методами (данные литературы)*
Маркер Мыши Крысы Морские свинки Хорьки
Инулин 236,69±16,55 мкл/мин (tf) [23], 140±22 мкл/мин (?) [23], 140 мкл/мин [43], 186±34 мкл/мин [44] 1,740 мл/мин [45], 0,86 мл/мин/100 г [46], 1,91±0,27 мл/мин [47] 0,23 мл/мин/100 г [48], 1,31 мл/мин [49] 3,02±1,78 мл/мин/кг [50]
Синистрин 1,381±0,264 мкл/мин/100 г [57] 1,41±0,14 мл/мин/100 г [24], 1,2±0,2 мл/мин/100 г [25], 4,34±2,22 мл/мин [58] - -
Йогексол 353±72 мкл/мин (tf) [60], 189±100 мкл/мин (?) [60] 414±47 мкл/мин [61] - -
Йодиксанол - 8,0±1,9 мл/мин/кг [67] - -
51Сг-ЭДТА 330 мкл/мин [43] 2,24 мл/мин [72] - -
99mTc-DTPA - — - -
Клиренс эндогенного креатинина 211,11±26,56 мкл/мин (tf) [23], 157,36±20,02 мкл/мин (?) [23], 0,004-0,080 мл/мин [40], 175 мкл/мин [43], 329±17 мкл/мин [76], от 283±35 до 382 ± 40 мкл/мин [77] 0,14-0,63 мл/мин [40], 523±27 мкл/мин [78], 485±55 мкл/мин [79], 579±22 мкл/мин [80], 1,11±0,18 мл/мин/кг [81] 0,07-0,24 мл/мин [40], 0,18±0,01 мл/мин [82], 0,366±0,131 мл/мин/100 г [83] 0,23-2,0 мл/мин [40], 2,5±0,93 мл/мин/кг [50]
Примечание. * — единицы измерения значений сохранены в виде, представленном в источнике литературы;«—» — нет данных.
Таблица 3.
Влияние анестетика на скорость клубочковой фильтрации у лабораторных животных
Название анестетика Влияние на скорость клубочковой фильтрации Вид лабораторного животного
Тиобутабарбитал (инактин) 4. Крыса
Морфин Собака
Тиопентал Крыса
а
Медетомидин Собака
Комбинация ксилазин—кетамин—галотан Не влияет »
Изофлуран
Севофлуран 4.
Кетамин
Пропофол Мышь, крыса, кролик, собака
Этомидат Практически не влияет (возможно
Циклопропан минимальное влияние)
Галотан
Примечание. I — снижение; J.J. — значительное снижение.
Собаки Кошки Кролики Карликовые свиньи Яванские макаки
3,51±0,60 мл/мин/кг [12], 3,39±0,7318 мл/мин/кг [12], 3,83±0,83 мл/мин/кг [52], 41,8±13,9 мл/мин/м2 [51] 2,07-3,69 мл/мин/кг [53],
2,95±0,49 мл/мин/кг [54]
4,01±0,14 мл/мин/кг [55] 4,15 мл/мин/кг [56]
3,8-5,5 мл/мин/кг [59] 1,9-2,7 мл/мин/кг [59] — — —
1,56-2,96 мл/мин/кг [12], 3,22-6,23 мл/мин/кг [12],
2,91±0,60 мл/мин/кг [62], 2,75±0,74 мл/мин/кг [62], 16-47 мл/мин/м2 [65] — 2,50±0,321 мл/мин/кг [66]
2,215±0,860 мл/мин/кг [63] 2,16 мл/мин/кг [64]
4,40±0,82 мл/мин/кг [68] 2,18-6,01 мл / мин/кг [30] 20-80 мл/мин/м2 [65] — 2,9±0,7 мл/мин/кг [67], 3,06±0,50 мкл/мин/кг [70], 3,28±0,71 мл/мин/кг [71]
— 2,4±1,3 мл/мин/кг [73], 2,42±0,29 мл/мин/кг [74] — 3,82 мл/мин/кг [56] —
2,563±0,990 мл/мин/кг [63], 1,92±1,42 мл/мин/кг [75] — — — —
1,7-5,8 мл/мин [40], 3,7±0,77 мл/мин/кг [51], 2,0-4,5 мл/мин/кг [84], 2,66±0,14 мл/мин/кг [85]
0,50-4,0 мл/мин [40], 2,7±1,12 мл/кг/мин [52], 1,6-3,8 мл/мин/кг [84]
0,10-1,65 мл/мин [40], 4,99±1,16 мл/мин [86]
0,61-4,9 мл/мин [40], 1,7±0,2 мл/мин/кг [87]
29-6,3 мл/мин [40], 1,84-2,53 мл/кг/мин [88]
раторных животных. Пропофол в умеренных и низких дозах оказывает минимальное влияние на СКФ [92]. Например, морфин вызывает уменьшение объема мочи у хорошо гидра-тированных собак. Дозы морфина более 2 мг на 1 кг массы тела, вводимого собакам, вызывают снижение клиренса креатинина. Также он снижается при использовании циклопропана, диэтилового эфира и галотана.
Относительный вклад препарата в изменение почечной гемодинамики в конкретной клинической ситуации трудно оценить из-за разных режимов дозирования и возможных различий в реактивности почечного кровотока у животных [93]. Дальнейшее развитие методов оценки СКФ может привести к привлечению большего внимания к этому вопросу.
Заключение
Данных гистологических и биохимических исследований часто бывает недостаточно для получения исчерпывающей информации в отношении влияния лекарственного препарата на структурное и функциональное состояние мочевыделительной системы. Проведенный анализ показал, что скорость клубочковой фильтрации может являться дополнительным
методом оценки риска возможного нефроток-сического действия лекарственного препарата и имеет особое значение при изучении фармакологической безопасности и общих токсических свойств.
Представленные в статье экзогенные и эндогенные маркеры скорости клубочковой фильтрации обладают рядом преимуществ и недостатков. Согласно литературным данным, наиболее часто используемыми маркерами оценки СКФ являются инулин (экзогенный маркер) и эндогенный креатинин.
Рекомендовано выбирать наиболее оптимальный маркер в контексте каждого отдельного доклинического исследования. К параметрам выбора можно отнести цель и задачи исследования, его продолжительность, используемый вид лабораторного животного, материально-техническое обеспечение лаборатории.
СПИСОК ИСТОЧНИКОВ
1. Perazella M.A. Pharmacology behind common drug nephrotoxicities // Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 2018. Vol. 13. N. 12. P. 1897-1908.
2. Nigam S.K., Wu W., Bush K.T. et al. Handling of drugs, metabolites, and uremic toxins by kidney proximal tubule drug transporters // Clinical journal of the American Society of Nephrology. 2015. Vol. 10. N. 11. P. 2039-2049.
3. Griffin B.R., Faubel S., Edelstein C.L. Biomarkers of drug-induced kidney toxicity // Therapeutic drug monitoring. 2019. Vol. 41. N. 2. P. 213.
4. Bajaj P., Chowdhury S.K., Yucha R. et al. Emerging kidney models to investigate metabolism, transport, and toxicity of drugs and xenobiotics // Drug Metabolism and Disposition. 2018. Vol. 46. N. 11. P. 1692-1702.
5. Sun D., Gao W., Hu H. et al. Why 90% of clinical drug development fails and how to improve it? // Acta Phar-maceutica Sinica B. 2022. Vol. 12. N. 7. P. 3049-3062.
6. Susa K., Kobayashi K., Galichon P., et al. ATP/ADP biosensor organoids for drug nephrotoxicity assessment // Frontiers in Cell and Developmental Biology. 2023. Vol. 11. P. 1138504.
7. Мазеркина И.А., Евтеев В.А., Прокофьев А.Б. и др. Экспериментальные модели клеточных линий для скрининга нефротоксичности // Ведомости Научного центра экспертизы средств медицинского применения. 2021. Т. 11. № 3. С. 160-166. [Mazerki-na I.A., Evteev V.A., Prokof'ev AB. et al. Eksperimen-tal'nye modeli kletochnyh linij dlya skrininga nefro-toksichnosti // Vedomosti Nauchnogo centra ekspertizy sredstv medicinskogo primeneniya. 2021. Vol. 11. N. 3. P. 160-166. (In Russ.)].
8. Fuchs T.C., Hewitt P. Biomarkers for drug-induced renal damage and nephrotoxicity — an overview for applied toxicology // The AAPS journal. 2011. Vol. 13. N. 4. P. 615-631.
9. Bonventre J.V., Vaidya V.S., Schmouder R. et al. Next-generation biomarkers for detecting kidney toxicity // Nature biotechnology. 2010. Vol. 28. N. 5. P. 436440.
10. Lopez-Giacoman S., Madero M. Biomarkers in chronic kidney disease, from kidney function to kidney damage // World journal of nephrology. 2015. Vol. 4. N. 1. P. 57.
11. Gounden V., Bhatt H., Jialal I. Renal function tests. 2018.
12. Linnetz E.H., Graves T.K. Glomerular filtration rate in general small animal practice // Compend. Contin. Educ. Vet. 2010. Vol. 32. N. 10. P. E1-E5.
13. Gowda S., Desai P.B., Kulkarni S.S. et al. Markers of renal function tests // North American journal of medical sciences. 2010. Vol. 2. N. 4. P. 170.
14. Ferguson M.A., Waikar S.S. Established and emerging markers of kidney function // Clinical chemistry. 2012. Vol. 58. N. 4. P. 680-689.
15. Brater D.C. Measurement of renal function during drug development // British journal of clinical pharmacology. 2002. Vol. 54. N. 1. P. 87.
16. Gu X., Yang B. Methods for Assessment of the Glomerular Filtration Rate in Laboratory Animals // Kidney Diseases. 2022. Vol. 8. N. 5. P. 381-391.
17. Von Hendy-Willson V.E., Pressler B.M. An overview of glomerular filtration rate testing in dogs and cats // The Veterinary Journal. 2011. Vol. 188. N. 2. P. 156165.
18. Eriksen B.O., Melsom T., Mathisen U.D. et al. GFR normalized to total body water allows comparisons across genders and body sizes // Journal of the American Society of Nephrology. 2011. Vol. 22. N. 8. P. 1517-1525.
19. Benjamin A., Gallacher D.J., Greiter-Wilke A. et al. Renal studies in safety pharmacology and toxicology: A survey conducted in the top 15 pharmaceutical companies //
Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 2015. Vol. 75. P. 101-110.
20. Martin W.F., Armstrong L.E., Rodriguez N.R. Dietary protein intake and renal function // Nutrition & metabolism. 2005. Vol. 2. N. 1. P. 1-9.
21. Fleming J.S., Zivanovic M.A., Blake G.M. et al. Guidelines for the measurement of glomerular filtration rate using plasma sampling // Nuclear medicine communications. 2004. Vol. 25. N. 8. P. 759-769.
22. Delanaye P. How measuring glomerular filtration rate? Comparison of reference methods // InTech. 2012. P. 21-58.
23. Qi Z., Whitt I., Mehta A. et al. Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance // American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2004. Vol. 286. N. 3. P. F590-F596.
24. Schock-Kusch D., Sadick M., Henninger N. et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats // Nephrology Dialysis Transplantation. 2009. Vol. 24. N. 10. P. 2997-3001.
25. Schock-Kusch D., Xie Q., Shulhevich Y. et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves // Kidney international. 2011. Vol. 79. N. 11. P. 1254-1258.
26. Pérez Z.H., Weinfurter S., Gretz N. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents // JoVE (Journal of Visualized Experiments). 2016. N. 109. P. e53767.
27. Delanaye P., Ebert N., Melsom T. et al. Iohexol plasma clearance for measuring glomerular filtration rate in clinical practice and research: a review. Part 1: How to measure glomerular filtration rate with iohexol? // Clinical kidney journal. 2016. Vol. 9. N. 5. P. 682-699.
28. Miyamoto K. Use of plasma clearance of iohexol for estimating glomerular filtration rate in cats // American Journal of Veterinary Research. 2001. Vol. 62. N. 4. P. 572-575.
29. Passos M.T., Nishida S.K., Cámara N.O. et al. Iohexol clearance for determination of glomerular filtration rate in rats induced to acute renal failure // Plos One. 2015. Vol. 10. N. 4. P. e0123753.
30. Iwama R., Sato T., Katayama M. et al. Relationship of glomerular filtration rate based on serum iodixanol clearance to IRIS staging in cats with chronic kidney disease // Journal of Veterinary Medical Science. 2015. P. 1033-1035. DOI: 10.1292/jvms.14-0494.
31. Katayama R., Yamaguchi N., Yamashita T. et al. Calculation of glomerular filtration rate in conscious rats by the use of a bolus injection of iodixanol and a single blood sample // Journal of pharmacological and toxi-cological methods. 2010. Vol. 61. N. 1. P. 59-64. DOI: 10.1016/j.vascn.2009.10.002.
32. Van den Brom W.E., Biewenga W.J. Assessment of glomerular filtration rate in normal dogs: analysis of the 51Cr-EDTA clearance and its relation to several endogenous parameters of glomerular filtration // Research in Veterinary Science. 1981. Vol. 30. N. 2. P. 152-157.
33. Soveri I., Berg U.B., Bjork J. et al. Measuring GFR: a systematic review // American journal of kidney diseases. 2014. Vol. 64. N. 3. P. 411-424. DOI: 10.1053/ j.ajkd.2014.04.010.
34. Gaspari F., Perico N., Remuzzi G. Measurement of glomerular filtration rate // Kidney International Supplement. 1997. Vol. 63. P. S151-S154.
35. de Vries P. M., Navis G., de Jong P. E. et al. Can continuous intraperitoneal infusion of 125I-iothaLamate and 131I-hippuran be used for measurement of GFR in conscious rats? // Renal failure. 1998. Vol. 20. N. 2. P. 249-255. DOI: 10.3109/08860229809045109.
36. Barbour G.L., Crumb C.K., Boyd C.M. et al. Comparison of inulin, iothalamate, and 99mTc-DTPA for measurement of glomerular filtration rate // Journal of Nuclear Medicine. 1976. Vol. 17. N. 4. P. 317-320.
37. Nankivell B.J., Fawdry R.M., Harris D.C.H. Assessment of glomerular filtration rate in small animals by intraperitoneal 99mTc DTPA // Kidney international. 1992. Vol. 41. N. 2. P. 450-454. DOI: 10.1038/ ki.1992.63.
38. Ghys L.F.E., Paepe D., Lefebvre H.P. et al. Evaluation of cystatin C for the detection of chronic kidney disease in cats // Journal of veterinary internal medicine. 2016. Vol. 30. N. 2. P. 1074-1082. DOI: 10.1111/ jvim.14256.
39. Ghys L., Paepe D., Smets P. et al. Cystatin C: a new renal marker and its potential use in small animal medicine // Journal of veterinary internal medicine. 2014. Vol. 28. N. 4. P. 1152-1164. DOI: 10.1111/jvim.12366.
40. Мирошников М.В., Султанова К.Т., Ковалева М.А. и др. Определение референтных интервалов клиренса эндогенного креатинина у лабораторных животных // Лабораторные животные для научных исследований. 2022. № 4. [Miroshnikov M.V., Sultanova K.T., Kovaleva M.A. et al. Opredelenie refe-rentnyh intervalov klirensa endogennogo kreatinina u laboratornyh zhivotnyh // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnyh issledovanij. 2022. N. 4. (In Russ.)]. DOI: 10.57034/2618723X-2022-04-03.
41. Dunn S.R., Qi Z., Bottinger E.P. et al. Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice // Kidney international. 2004. Vol. 65. N. 5. P. 1959-1967.
42. Finco D.R., Tabaru H., Brown S.A. et al. Endogenous creatinine clearance measurement of glomerular filtration rate in dogs // American journal of veterinary research. 1993. Vol. 54. N. 10. P. 1575-1578.
43. Qi Z., Breyer M.D. Measurement of glomerular filtration rate in conscious mice // Kidney Research. Humana Press. 2009. P. 61-72.
44. Park J.K., Ronkina N., Höft A. et al. Deletion of MK2 signalling in vivo inhibits small Hsp phosphorylation but not diabetic nephropathy // Nephrology Dialysis Transplantation. 2008. Vol. 23. N. 6. P. 1844-1853.
45. Price D.A., Okolicany J., Maack T. Renal receptors and effects of atrial natriuretic factor in compensatory renal hypertrophy // Kidney international. 1992. Vol. 42. N. 1. P. 75-82. DOI: 10.1038/ki.1992.263.
46. Fleck C. Determination of the Glomerular Filtration Rate (GF R): Methodological Problems, Age-Dependence, Consequences of // Physiol. Res. 1999. Vol. 48. P. 267-279.
47. Zager R.A. Exogenous creatinine clearance accurately assesses filtration failure in rat experimental nephropathies // American Journal of Kidney Diseases. 1987. Vol. 10. N. 6. P. 427-430.
48. Dicker S.E., Heller H. The mechanism of water diuresis in adult and newborn guinea-pigs // The Journal of Physiology. 1951. Vol. 112. N. 1-2. P. 149.
49. Spitzer A., Brandis M. Functional and morphologic maturation of the superficial nephrons relationship to total kidney function // The Journal of Clinical Investigation. 1974. Vol. 53. N. 1. P. 279-287.
50. Esteves M.I., Marini R.P., Ryden E.B. et al. Estimation of glomerular filtration rate and evaluation of renal function in ferrets (Mustelaputoriusfuro) // American journal of veterinary research. 1994. Vol. 55. N. 1. P. 166-172.
51. Bovee K.C., Joyce T. Clinical evaluation of glomerular function: 24-hour creatinine clearance in dogs // Journal of the American Veterinary Medical Association. 1979. Vol. 174. N. 5. P. 488-491.
52. Osbaldiston G.W., Fuhrman W. The clearance of creatinine, inulin, para-aminohippurate and phenosulphotha-lein in the cat // Canadian Journal of Comparative Medicine. 1970. Vol. 34. N. 2. P. 138.
53. Haller M., Rohner K., Müller W. et al. Single-injection inulin clearance for routine measurement of glomerular filtration rate in cats // Journal of Feline Medicine and Surgery. 2003. Vol. 5. N. 3. P. 175-181. DOI: 10.1016/S1098-612X(03)00005-6.
54. Katayama M., Saito J., Katayama R. et al. A single blood sample method using inulin for estimating feline glomerular filtration rate // Journal of Veterinary Internal Medicine. 2013. Vol. 27. N. 1. P. 17-21. DOI: 10.1111/ jvim.12017.
55. Michigoshi Y., Yamagishi N., Satoh H. et al. Using a single blood sample and inulin to estimate glomerular filtration rate in rabbits // Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 2011. Vol. 50. N. 5. P. 702-707.
56. Fahraeus B., Lorentzon R. Renal clearance studies in the pig // Urological Research. 1974. Vol. 2. N. 2. P. 61-68.
57. Schreiber A., Shulhevich Y., Geraci S. et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice // American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2012. Vol. 303. N. 5. P. F783-F788.
58. Zöllner F.G., Schock-Kusch D., Bäcker S. et al. Simultaneous measurement of kidney function by dynamic contrast enhanced MRI and FITC-sinistrin clearance in rats at 3 tesla: initial results // PLoS One. 2013. Vol. 8. N. 11. P. e79992.
59. Steinbach S., Krolop N., Strommer S. et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats // PLoS One. 2014. Vol. 9. N. 11. P. e111734. DOI: 10.1371/journaLpone.0111734.
60. Rodriguez-Rodriguez A.E., Luis-Lima S., Donate-Correa J. et al. Iohexol plasma clearance simplified by Dried Blood Spot (DBS) sampling to measure renal function in conscious mice // Scientific Reports. 2021. Vol. 11. N. 1. P. 1-7.
61. Masereeuw R., Moons M.M., Smits P. et al. Glomerular filtration and saturable absorption of iohexol in the rat isolated perfused kidney // British journal of pharmacology. 1996. Vol. 119. N. 1. P. 57-64.
62. Goy-Thollot I., Chafotte C., Besse S. et al. Iohexol plasma clearance in healthy dogs and cats // Veterinary Radiology & Ultrasound. 2006. Vol. 47. N. 2. P. 168-173.
63. Moe L., Heiene R. Estimation of glomerular filtration rate in dogs with 99M-Tc-DTPA and iohexol // Research in veterinary science. 1995. Vol. 58. N. 2. P. 138-143.
64. Heiene R., Reynolds B.S., Bexfield N. H. et al. Estimation of glomerular filtration rate via 2-and 4-sample plasma clearance of iohexol and creatinine in clinically normal cats // American journal of veterinary research. 2009. Vol. 70. N. 2. P. 176-185.
65. Walday P., Heglund I.F., Golman K. et al. Renal effects of iodixanol in experimental animals // Acta Radiologica. 1995. Vol. 36. N. 399. P. 204-212. DOI: 10.1177/ 0284185195036s39925
66. Zhang C., Ding S., Fang Y. et al. Iohexol clearance for determination of glomerular filtration rate in cynomolgus monkeys (Macaca fascicularis) // Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 2017. Vol. 56. N. 3. P. 330-333.
67. Heglund I.F., Michelet A.A., Blazak W.F. et al. Preclinical pharmacokinetics and general toxicology of iodixanol // Acta Radiologica. 1995. Vol. 36. N. 3991. P. 69-82.
68. Sasaki Y., Iwama R., Shimamura S. et al. Estimation of glomerular filtration rate in dogs by a single-blood sample method involving iodixanol // American Journal of Veterinary Research. 2015. Vol. 76. N. 9. P. 828-835.
69. Michigoshi Y., Katayama R., Yamagishi N. et al. Estimation of glomerular filtration rate in rabbits by a single-sample method using iodixanol // Laboratory animals. 2012. Vol. 46. N. 4. P. 341-344.
70. Iwama R., Sato T., Sakurai K. et al. Estimation of glomerular filtration rate in cynomolgus monkeys (Macaca fascicularis) // Journal of Veterinary Medical Science. 2014. Vol. 74. N. 10. P. 1423-1436. DOI: 10.1292/ jvms.14-0218.
71. Satoh H., Nomiya N., Imai D. et al. A method for estimating the glomerular filtration rate in conscious monkeys // Journal of Applied Toxicology. 2016. Vol. 36. N. 2. P. 266-270.
72. Seefeldt T., Houghton D.C. Plasma clearance of 51Cr-EDTA as an estimator of glomerular filtration rate in conscious rats // Journal of applied toxicology. 1990. Vol. 10. N. 6. P. 439-442.
73. Vandermeulen E., Van Hoek I., De Sadeleer C. et al. A single sample method for evaluating 51chromi-um-ethylene diaminic tetraacetic acid clearance in normal and hyperthyroid cats // Journal of veterinary internal medicine. 2008. Vol. 22. N. 2. P. 266-272.
74. Debruyn K., Vandermeulen E., Saunders J.H. et al. Effect of background region of interest and time-interval selection on glomerular filtration ratio estimation by percentage dose uptake of 99mTc-DTPA in comparison with 51Cr-EDTA clearance in healthy cats // Journal of feline medicine and surgery. 2013. Vol. 15. N. 8. P. 698-705.
75. Krawiec D.R., Twardock A.R., Badertscher R. et al. Use of 99mTc diethylenetriaminepentaacetic acid for assessment of renal function in dogs with suspected renal disease // J. Am. Vet. Med. Assoc. 1988. Vol. 192. N. 8. P. 1077-1080.
76. Takahashi N., Boysen G., Li F.Y. L. I. et al. Tandem mass spectrometry measurements of creatinine in mouse plasma and urine for determining glomerular filtration rate // Kidney international. 2007. Vol. 71. N. 3. P. 266271. DOI: 10.1038/sj.ki.5002033.
77. Nasir O., Artunc F., Saeed A. et al. Effects of gum arabic (Acacia Senegal) on water and electrolyte balance in healthy mice // Journal of Renal Nutrition. 2008. Vol. 18. N. 2. P. 230-238. DOI: 10.1053/J.JRN. 2007.08.004.
78. Гоженко А.И., Доломатов С.И., Лобанов А.К. и др. Влияние рифампицина на функциональное состояние почек белых крыс // Нефрология. 2005. Т. 9. № 2. С. 101-103. [Gozhenko A.I., Dolomatov S.I., Lo-banov A.K. et al. Vliyanie rifampicina na funkcional'noe sostoyanie pochek belyh krys // Nefrologiya. 2005. Vol. 9. N. 2. P. 101-103. (In Russ.)].
79. Гоженко А.И., Карчаускас В.Ю., Доломатов С.И. Влияние водной и гиперосмотической нагрузок на клиренс креатинина при экспериментальной нефропа-тии, вызванной хлоридом ртути // Нефрология. 2002. Т. 6. № 3. С. 72-74. [Gozhenko A.I., Karchauskas V.Yu., Dolomatov S.I. Vliyanie vodnoj i giperosmoticheskoj na-gruzok na klirens kreatinina pri eksperimental'noj ne-fropatii, vyzvannoj hloridom rtuti // Nefrologiya. 2002. Vol. 6. N. 3. P. 72-74. (In Russ.)].
80. Гоженко А.И., Доломатов С.И., Доломатова Е.А. Реакция почек белых крыс на введение малых доз нитрита натрия // Нефрология. 2004. Т. 8. № 2. С. 86-89. [Gozhenko A.I., Dolomatov S.I., Dolomatova E.A. Reakciya pochek belyh krys na vvedenie malyh doz nitrita natriya // Nefrologiya. 2004. Vol. 8. N. 2. P. 86-89. (In Russ.)].
81. Байрашева В.К., Бабенко А.Ю., Дмитриев Ю.В. и др. Новая модель сахарного диабета 2-ого типа и диабетической нефропатии у крыс // Трансляционная медицина. 2016. Т. 3. № 4. С. 44-55. [Bajrasheva V.K., Babenko A.Yu., Dmitriev Yu.V. et al. Novaya model' sa-harnogo diabeta 2-ogo tipa i diabeticheskoj nefropatii u krys // Translyacionnaya medicina. 2016. Vol. 3. N. 4. P. 44-55. (In Russ.)].
82. Daily III J. W., Sachan D.S. Choline supplementation alters carnitine homeostasis in humans and guinea pigs // The Journal of nutrition. 1995. Vol. 125. N. 7. P. 1938-1944.
83. Oyen I., Boylan J.W. Renal Clearance in the Unanesthe-tized Guinea Pig: Depression of Inulin Clearance by Creatinine // Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 1962. Vol. 111. N. 2. P. 253-257.
84. Ермакова Т.А. Оценка скорости клубочковой фильтрации методом исследования клиренса эндогенного креатинина // Ветеринария Кубани. 2008. № 5. С. 29-30. [Ermakova T.A. Ocenka skorosti klubochkovoj fil'tracii metodom issledovaniya klirensa endogennogo kreatinina // Veterinariya Kubani. 2008. N. 5. P. 29-30. (In Russ.)].
85. Braun J.P., Lefebvre H.P., Watson A.D.J. Creatinine in the dog: a review // Veterinary Clinical Pathology. 2003. Vol. 32. N. 4. P. 162-179.
86. Ullah N., Khan M.A., Khan T. et al. Protective effect of Cinnamomum tamala extract on gentamicin-induced nephrotic damage in rabbits // Tropical Journal of Pharmaceutical Research. 2013. Vol. 12. N. 2. P. 215-219. DOI: 10.4314/tjpr.v12i2.13.
87. Sleeman P., Patel N. N., Lin H. et al. High fat feeding promotes obesity and renal inflammation and protects against post cardiopulmonary bypass acute kidney injury in swine // Critical Care. 2013. Vol. 17. N. 5. P. 1-15. DOI: 10.1186/cc13092.
88. Weekley L.B., Deldar A., Tapp E. Development of renal function tests for measurement of urine concentrating ability, urine acidification, and glomerular filtration rate in female cynomolgus monkeys // Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 2003. Vol. 42. N. 3. P. 22-25.
89. Gibbs K.M., Izer J.M., Reeves W.B. et al. Effects of General Anesthesia on 2 Urinary Biomarkers of Kidney Injury — Hepatitis A Virus Cellular Receptor 1 and Lipo-calin 2 — in Male C57BL/6J Mice // Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 2019. Vol. 58. N. 1. P. 21-29. DOI: 10.30802/AALAS-JAALAS-18-000062.
90. Fish R., Danneman P. J., Brown M. et al. (ed.). Anesthesia and analgesia in laboratory animals. Academic press, 2011.
91. Fusellier M., Desfontis J.C., Madec S. et al. Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs // American journal of veterinary research. 2007. Vol. 68. N. 8. P. 807-811.
92. Veteriankey. URL: https://veteriankey.com/anesthesia-for-smaü-animal-patients-with-renaL-disease (дата обращения: 04.2024).
93. Rosen S.M. Effects of anaesthesia and surgery on renal haemodynamics // British Journal of Anaesthesia. 1972. Vol. 44. N. 3. P. 252-258.
Информация об авторах
М.В. Мирошников, кандидат медицинских наук,
руководитель отдела лабораторной диагностики,
https://orcid.org/0000-0002-9828-3242
М.А. Ковалева, кандидат биологических наук, руководитель научно-методической группы, https://orcid.org/0000-0002-0740-9357 К.Т. Султанова, кандидат медицинских наук, руководитель отдела экспериментальной фармакологии и токсикологии, https://orcid.org/0000-0002-9846-8335 АО «НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ», 188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволжский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, к. 245.
Information about the authors
M.V. Miroshnikov, PhD, Head of Laboratory Diagnostics Department, [email protected], https://orcid.org/0000-0002-9828-3242
M.A. Kovaleva, PhD, Head of the scientific and methodological group, https://orcid.org/0000-0002-0740-9357 K.T. Sultanova, PhD, Head of the Department of Experimental Pharmacology and Toxicology, https://orcid.org/0000-0002-9846-8335
Research and manufacturing company "Home of Pharmacy", 188663, Russia, Leningrad oblast, Vsevolozhskiy district, Kuzmolovskiy t.s., Zavodskaya st. 3-245.
Вклад авторов в написание статьи
М.В. Мирошников — идея, сбор и анализ данных литературы, написание текста рукописи.
М.А. Ковалева — систематизация данных литературы, редактирование текста рукописи, критический пересмотр содержания. К.Т. Султанова — анализ данных литературы, написание текста рукописи.
Сведения о конфликте интересов Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Дата поступления рукописи
в редакцию: 20.02.2024
Дата рецензии статьи: 09.04.2024
Дата принятия статьи к публикации: 15.07.2024
Authors contribution
M.V. Miroshnikov — idea, collection and analysis of literature data, writing of the text of the manuscript.
M.A. Kovaleva — systematisation of literature data, writing and editing of the text of the manuscript, critical revision of the article content. K.T. Sultanova — analysis of literature data, writing of the text of the manuscript.
Conflict of interest
The authors declare no conflict of interest requiring disclosure in this article.
Received: 20.02.2024 Reviewed: 09.04.2024 Accepted for publication: 15.07.2024
