CC BY
1212
ТЕХНОЛОГИЯ И АППАРАТЫ ПИЩЕВЫХ ПРОИЗВОДСТВ
УДК 614.7
М. В. Мичукова, А. В. Канарский, З. А. Канарская ОБЛАСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ КУЛЬТУРЫ DAPNIA MAGNA STR
Рассмотрены методы биотестирования воды, применение Daphnia magna Str в качестве тест-объекта. Дана характеристика Daphnia magna Str.-как объекта биотестирования. Указаны особенности питания Daphnia magna. Описаны процессы самоочищения природных водоемов и роль зоопланктона в них. Приведен опыт использования культуры Daphnia magna St. для очистки сточных вод и на корм для рыб. Обращено внимание на промышленное культивирование Daphnia magna для выращивания молоди рыб.
Применение методов биотестирования при оценке качества воды
Проблема качественного истощения водных ресурсов вследствие их загрязнения стала весьма актуальной. Антропогенный фактор в формировании химического состава вод становится по значимости в одном ряду с природными геохимическими и биологическими процессами.
Под качеством вод понимают совокупность физических, химических, и биологических свойств воды с учетом требований конкретных водопотребителей [20] Характеристика вод выражается в экспертных оценках - чистая, загрязненная, сильно загрязненная; удовлетворительная или неудовлетворительная и т. д.
Система ограничений, основанная на предельно-допустимых концентрациях (ПДК) загрязняющих веществ в воде не охраняет в полной мере водные экосистемы от деградации. Критерии качества вод водопотребителей различны в зависимости от цели использования: промышленные нужды, питьевое водоснабжение, естественное или искусственное воспроизводство рыб.
В «Критериях оценки экологической обстановки территорий для выявления зон чрезвычайной экологической ситуации и зон экологического бедствия» утвержденных. Минприроды РФ 30 ноября 1992 г. для совокупной оценки опасных уровней загрязнения водных объектов в дополнительные показатели для определения степени токсичности вод включен интегральный показатель - биотестирование (на низших ракообразных). При этом соответствующий уровень токсичности водной массы должен определяться во всех основных фазах гидрологического цикла [16].
Область применения метода биотестирования - очень широка: он применяется, наряду с физико-химическими методами, при установлении нормативных требований к качеству вод, при проведении экологического контроля за соблюдением нормативов допустимых сбросов химических веществ в водные объекты, нормативов допустимых воздействий хозяйственной и иной деятельности на водные объекты, осуществлении государственного экологического мониторинга за состоянием водных объектов в районах расположения источников антропогенного воздействия, проведении оценки изменения состояния водных экосистем, биоценозов. Конечною целью биотестов является оценка безопасности или иных свойств исследуемого объекта на организмах-моделях и на основании полученных резуль-
татов прогнозирование реакции организма человека и /или животных на этот объект [24].
Исследования в области разработки и использования метода биотестирования в водоохранной практике проводились во многих научно-исследовательских и учебных институтах. В 1980г. была признана необходимость применения биотестирования как показателя оперативной интегральной диагностики качества вод. В 1981-1986 гг. методики биотестирования были апробированы и рекомендованы для определения токсичности сточных и природных вод. По итогам апробации Всесоюзным научно-исследовательским институтом по охране вод (ВНИИВО) - головным институтом по разработке и использованию методов определения токсичности вод в 1990 г. было подготовлено и утверждено Государственным комитетом СССР по охране природы «Методическое руководство по биотестированию воды» (РД 118— 02—90). В этот документ вошли методики с использованием тест-объектов - представителей основных трофических звеньев водной экосистемы: водорослей, ракообразных и рыб. Позднее, для целей государственного экологического контроля Минприроды России, а затем Гос-комэкологией России были подготовлены и утверждены методики для определения токсичности воды с использованием в качестве тест-объектов инфузорий и ракообразных (ПНД Ф Т* 14.1:2:3:4.2-98; ПНД Ф Т 14.1:2:3:4.3-99; ПНД Ф Т 14.1:2:3:4.4-99), и для определения токсичности вод, почв и донных отложений - методика биотестирования по ферментативной активности бактерий (ПНД Ф Т 14.1:2:3:4.1-96, 16.2:2:3:1.2.-96) [26].
Биотестирование воды — это экспериментальное определение токсичности воды (водной вытяжки, раствора химического вещества) по изменению определенного показателя жизнедеятельности тест-объекта. В основе метода - экспериментальное установление концентраций загрязняющих веществ, которые вызывают наиболее значимые и легко определяемые нарушения у водных организмов - смертность, физиологические или патологические нарушения [20]
Разработано множество методик биотестирования, где в качестве тест-объектов используются организмы различных систематических групп (бактерии, водоросли, беспозвоночные животные, рыбы).
Бактерии включаются в минерализацию органического вещества и круговорот биогенных элементов. Они имеют короткий цикл жизни и быстро реагируют на изменения окружающей среды, что позволяет быстро выявить токсичные свойства веществ. В качестве критериев используют показатели ингибирования роста и дыхания микроорганизмов, энзимной активности и др. Для биоиндикации наиболее часто используются бактерии родов Pseudomonas, Bacillus, Vibrio, Tiobacillus, Cirobacter. Токсичность тяжелых металлов или других компонентов сточных вод часто устанавливают по нитрификационной способности Nitrobacter и по люминесценции Fotobacterrium posphreum . Для установления мутагенных свойств используются биотесты на Salmonella typhimurium и Escherichia coli.
Водоросли широко используют в биотестировании качества вод. Это наиболее простой и легкодоступный тест. Наиболее часто используемые виды - Selenastrrum capricornnutom, Ankistrodesmus falcatus, Chlorella vulgaris, Chlamymonas reinhardii, Scenedesmus acutus, Anabaena flosaquae, Skelonotonema costatum, Thalassiosira pseudonana. Регистрируют два наиболее распространенных параметра - число клеток и первичную продукцию в экспозиции с токсичным веществом и в контроле. Часто используют другие параметры, такие как морфология клеток, изменения их ультраструктуры, процессы фиксации азота и др.
* Примечание: ПНД Ф Т — федеральный природоохранный нормативный документ, регламентирующий токсикологические методы контроля.
Беспозвоночные также удобны в биотестировании. Они быстро адаптируются к лабораторным условиям и чувствительны к токсичным веществам. Daphnia magna, Daphnia pulex, Ceriodaphnia affinis, C. reticulate, Gamerus fasciatus, Hyalella azteca, Pontoporea affinis Chironomus tentans, Orconectis nais, Crassostrea virginica - распространенные тест-объекты для определения как острой, так и хронической токсичности вод. Для работы с дафниями принимают 24-часовой острый и 21 -дневный хронический тесты, учитывают смертность и рассчитывают концентрацию вещества, вызывающую 50%-ную гибель особей (LC50). В более продолжительных экспериментах определяют снижение воспроизводства организмов. В последние годы на беспозвоночных исследуют физиологические, морфологические и генетические последствия хронического воздействия токсиканта.
Рыбы используются в тех случаях, когда необходимо понимание механизмов действия токсикантов. Для биотестирования среди пресноводных видов используется радужная форель (Oncorhinchus mykiss), золотая рыбка ( Carassius auratus), карп (Carpinus carpio), гуппи (Lepomis macrochirus), гольян (Pimephales promelas). В остром эксперименте определяют летальную и полулетальную концентрацию загрязняющих веществ. В хроническом эксперименте возможно выявление физиологических, биохимических, генетических и морфологических изменений у рыб под влиянием тех или иных токсичных веществ. Наиболее распространенными тестами являются такие показатели, как потребление кислорода, ритм сердцебиения, поведение, выживаемость, а также в длительных экспериментах - рост, созревание и успешность воспроизводства. Предложено использовать более 13 биохимических тестов для выявления токсичных эффектов и стресса у рыб, например, ингибирование ряда ферментов - опсигеназы, дегидрогеназы, холинестеразы и др.
Сопоставление методов биотестирования может быть проведено с различных точек зрения. Срочность ответа связана с концентрацией действующего вещества. Возрастание концентрации обычно сокращает срок наступления ответной реакции. Наиболее быстрые индивидуальные реакции на токсические воздействия равных концентраций удается регистрировать у простых организмов - водорослей и инфузорий. Наступление таких реакций ограничивается часами и сутками. Днями измеряется проявление ответных реакций у гидр, дафний и рыб по физиолого- биохимическим параметрам. С точки зрения технического оснащения наиболее доступными оказываются методы, основанные на регистрации общебиологических характеристик гидробионтов, хотя и они нуждаются в простейшем стационаре.
Доступность тест-объектов также приходится принимать во внимание при выборе соответствующих методов для целей биотестирования. Наиболее просто культивирование высших водных растений, возможное на отстоянной водопроводной воде. На воде из водоема или биологизированной водопроводной воде (вода из аквариума с растениями и аэрацией) возможно культивирование дафний. На специальных средах рекомендовано культивировать для биотестирования водоросли, инфузорий и др.
Основные требования к водно-токсикологическим биотестам можно свести к следующему: биотесты должны быть: а) экспрессными; б) чувствительными; в) легко доступными для исполнения; г) хорошо воспроизводимыми; д) достаточно точными, т.е. улавливать по возможности малые колебания концентрации исследуемых токсикантов; е) экономичными; ж) пригодными для инструментализации и автоматизации [7]
Большинству из данных требований соответствует тест-объект Daphnia magna Str. Популярность Daphnia magna как тест-объекта связана главным образом с тем, что она без особых трудностей выращивается в лабораторных условиях, довольно устойчива в искусственных условиях (при культивировании in vitro), дает целый комплекс тест-реакций и
имеет короткий жизненный цикл, позволяющий прослеживать последствия токсического воздействия (в малых концентрациях) на протяжении ряда поколений. Биотесты на Daphnia magna стандартизированы в ряде стран (США, Франция, Германия, Венгрия). Данный тест-объект является базовым объектом биотестирования для экотоксикологов. Дафний применяют не только для оценки токсичности воды, но и для установления токсичности загрязнений почв в вытяжках.
Использование Daphnia magna Str в качестве тест-объекта при биотестировании
Daphnia magna используется как тест-объект в водно-токсикологических исследованиях уже свыше 65 лет. Основу для такого широкого ее применения заложил еще в 1933 г. Э.Науманн в классической работе «Daphnia magna Straus als Versuchtiere» Во второй половине ХХ века в связи с возникшей повсеместно необходимостью оценки токсичности сточных вод, мониторинга природных вод, выяснения токсичности химических продуктов, широко используемых в народном хозяйстве и представляющих реальную или потенциальную угрозу для гидробионтов, и решения ряда других водоохранных задач, биотестирование на дафниях стало широко использоваться в исследовательской деятельности и в оперативном контроле загрязнения вод в США, Франции, Германии и других европейских странах, а также и в России, где развитие этой методики связано в первую очередь с работами Н. С. Строганова [28, 29] и Л.А. Лесникова [18].
Несмотря на большой опыт биотестирования на D. magna, остается еще ряд недостаточно проработанных аспектов этой методики[7].
1. D. magna — организм средней чувствительности к токсикантам, на много уступающий в этом отношении некоторым другим видам ветвистоусых ракообразных, инфузориям, коловраткам и другим беспозвоночным животным; это типичный обитатель малых водоемов (пруды, лужи) с высоким уровнем органического загрязнения (близким к а-мезосапробности), хорошо адаптированный к органическому загрязнению, а следовательно, и к органическим токсикантам.
2. D. magna отсутствует в Волге и ее бассейне. D. magna — не представительный объект для важнейших водных экосистем — рек и водохранилищ.
3. Среди ветвистоусых раков существует большая видоспецифичность откликов даже на один и тот же токсикант, при чем сопоставление эффективности тестов не всегда в пользу D. magna. Для целей региональной токсикодиагностики более приемлемы аборигенные виды ветвистоусых.
4. Самый сложный вопрос, связанный с использованием в биотестировании не только дафний, но и других ветвистоусых ракообразных. — это специфичность их размножения: чередование бесполых (гомозиготных) и половых (гетерозиготных) поколений, существенно отличающихся по своим экологическим особенностям и устойчивости к неблагоприятным факторам окружающей среды. Характерный для СIаdосега партеногенез не типичен для большинства гидробионтов, и поэтому возникает вопрос о возможности перенёсения результатов опытов на партеногенетических самках D. magna на гидробио-нтов с половым размножением.
5. Отклики на токсическое действие отличаются у различных стадий развития дафний. Существует мнение об их наибольшей чувствительности к токсикантам неполовозрелых самок или молоди (ювенисы). Однако в природных популяциях встречаются все возрастно-половые группы в разных количественных соотношениях в зависимости от сезона, температуры воды, обеспеченности пищей и других факторов. Основной показатель токсичности — медианную летальную концентрацию (LC50) определяют обычно в опытах на
овариальных самках. В хронических опытах могут появляться и самцы, и эфиппиальные самки, и молодь, т.е. тест-культура, становится гетерогенной.
В стандартах России размер тест-объектов не учитывается, между тем размеры тела ракообразных теснейшим образом связаны с их массой и интенсивностью обмена, определяющих токсикодинамику поступающих в организм животного ядов и время наступления летального эффекта, с чувствительностью и устойчивостью к ядам, поэтому на тест-объектах различного размера могут быть получены неравнозначные результаты.
6. Важнейшим условием биотестирования является правильный подбор объема тест-сосудов и плотности посадки дафний, от которой зависит экологическая комфортность среды. Если объем воды не обеспечивает жизненных потребностей тест-культуры (в кислороде, пище, кондиционировании среды), то устойчивость тест-объектов снижается, а действие токсикантов усиливается.
7. Тестирование рекомендуется проводить при 20+ 200С, повышение или понижение температуры существенно изменяют чувствительность гидробионтов к токсикантам: при 150С и ниже она резко снижается в связи с инактивацией ферментов, а выше 3000С многократно возрастает — в десятки и сотни раз.
Многие из описанных выше проблем использования метода биотестирования на Б. ша§;па проявляются лишь в том случае, если приходится сравнивать исследования, проводившиеся при различных, нестандартных условиях. Такие же трудности как плотность посадки, изменение чувствительности к токсикантам при различных температурах, различная чувствительность дафний различного возраста, размера и пола сводятся к нулю, если строго придерживаться рекомендованных методикой условий биотестирования.
Острый токсический эффект у дафний по Брагинскому [7] может проявляться комплексом визуально наблюдаемых симптомов:
1) показатели летального исхода (иммобилизация, оседание на дно сосуда, судороги, смерть). Эффект проявляется за короткие сроки (от 20 мин до 48 ч);
2) рефлекторно-поведенческие реакции:
• переход от скачкообразных движений к неупорядоченным; вращение вокруг своей оси — поведенческая реакция вращения (ПРВ) или «кувыркание»
• замедление взмахов антенн и частоты сердечного ритма;
• выброс яиц и развивающихся эмбрионов (аборт) — реакция абортирования яиц (РАЯ). Эффект обнаруживается по истечении минут (или даже секунд) и хорошо прослеживается под лупой или микроскопом;
3) изменение пигментации тела из многоцветной (характерной для дафний из природных биотопов, но не для культуральных) до темно-красной, бурой и коричневой; депигментация большого и малого глаз - эффект проявляется в течение минут, часов, наблюдается визуально или под лупой;
4) прекращение питания (выявляется под микроскопом) кишечники пустые при наличии в культуральной среде водорослей (хлорелла, сценедесмус).
Иммобилизация или смерть устанавливаются легко, но этот конечный эффект может быть обусловлен самыми различными факторами: кислородным дефицитом, перенасыщенностью углекислотой, сдвигом рН, голоданием. Согласно Брагинскому [7] убедительных доказательств причин смерти дафний в тест-культуре именно от отравления без специального многофакторного эксперимента получить практически невозможно. Однако, вероятно, что в этом случае многие проблемы решает постановка опыта с контрольной водой при создании равных условий в контрольной и опытной воде: в этом случае условия в эксперименте отличаются только по фактору токсичность.
Л. А. Лесников [18] считает, что выдавливание яиц из выводковой камеры дафний является следствием раздвигания створок и клонических судорог, возникающих при отравлении. Но этот эффект можно: рассматривать и как безусловный рефлекс спасения потомства в условиях, когда материнский организм не способен обеспечить его защиту, так как сам находится в стрессовом состоянии. Выброс яиц легко улавливается при микроскопическом наблюдении (и даже под лупой). Выброс яиц можно наблюдать в капле воды под микроскопом или бинокуляром на предметном стекле с лункой, помещая дафний в растворы исследуемых веществ разной концентрации или в загрязненные или сточные воды в различных разведениях. Для этого даже не нужна специальная маточная культура, поскольку РАЯ воспроизводится однозначно у любых ветвистоусых, откуда бы их не брали. Специальная подготовка тест-воды также не нужна, тесты можно выполнять in situ - на водоеме, у сточной трубы и др. Эффект не градирован, т.е. он реализуется по принципу «все или ничего», причем обычно одновременно всеми самками одной экспериментальной группы, поэтому в данном случае не нужно высчитывать долю смертности или выживаемости так как эффект всегда 100%-ный.
Поведенческая реакция вращения (ПРВ) тела дафний вокруг своей оси связана с поражением нервных узлов и нарушением координации движений. Достоверно такой эффект обнаружен при воздействии на дафний ДДТ (дихлордифенилтрихлорэтан) и некоторых других пестицидов, а также тяжелых металлов, но есть основания предполагать его универсальность - в определительной таблице токсического действия веществ и физиологического состояния дафний Л. А. Лесникова [18] данная реакция определяется как недостаточность корма. Дело здесь не в химической природе токсиканта, а в том, что каждый организм способен реагировать на воздействие стресс-факторов только так, как позволяют его структурно-функциональная организация и генетическая программа.
Поскольку РАЯ и ПРВ проявляются до смерти особей, предшествуя их мобилизации, чувствительность таких показателей выше, чем показателей смертности. Они могут быть охарактеризованы временем отклика (ЕТ - эффективное время), которое обычно исчисляется минутами и даже секундами.
При оценке основного признанного в настоящее время токсикометрического показателя - выживаемости (смертности) предполагается, что за 24-48 ч острого опыта может отмереть не вся тест-культура, а какая-то ее часть что позволяет с использованием различных статистических приемов (для беспозвоночных преимущественно графический метод Дудорова) рассчитать основной показатель токсичности исследуемого вещества — медиальную летальную концентрацию.
В настоящее время в биотестировании наблюдается тенденция к введению сложных аппаратурных методик с целью автоматизации снятия результатов, экспрессности анализа и сведения к минимуму субъективных ошибок наблюдателей, что безусловно приводит к усложнению и удорожанию биотестов. Аппаратурные методы позволяют оценить такие показатели интоксикации (отравление организма токсичными веществами), как изменение ритма сердца дафний, интенсивности дыхания и даже нарушения электрокардиограммы [15].
Однако, основное достоинство биотестирования в сравнении с физикохимическими методами контроля качества сточных и природных вод является его высокая эффективность в обнаружении совокупного действия загрязняющих веществ, при относительно малых экономических затратах. Дафнии, как и другие тест-объекты, при решении прикладных задач водной токсикологии нужны главным образом как «датчики» сигнальной информации о токсичности среды и заменители сложных химических анализов, позволяющие оперативно констатировать сам факт токсичности (ядовитости, вредности)
водной среды ( да или нет ) независимо от того, обусловлена она наличием одного более или менее точно определяемого аналитически вещества или целого комплекса аналитически не определяемых веществ, какой обычно представляют собой сточные воды». Такая задача решается достаточно убедительно и без аппаратурного оснащения — притом быстро и дешево [7].
Характеристика Daphnia magna Str.-как объекта биотестирования
Ветвистоусые рачки - небольшие по размерам (длина тела у большинства до 1 мм) и очень разнообразны по внешнему виду. Морфология и биология рачков подробно изложены Е.Ф. Мануйловой (1964)[19] и Н.Н. Смирновым (1975)[27].
Систематическое положение:
1 Тип Членистоногие(Artropoda)
2 Подтип Жабродышащие(Branchiota)
3 Класс Ганадообразные(Crustacea)
4 Отряд Ветвистоусые(Cladocera)
5 Семейство Дафневые (Daphnidae)
6 Род Дафния(Daphnia)
7 Вид Daphnia magna Str.
Дафнии обитают в стоячих и слабопроточных водоемах, особенно часто во временных пересыхающих водоемах лужах. На территории России этот род широко распространен.
Тело овальной формы, сжато с боков, заключено в прозрачный хитиновый панцирь. Со спинной стороны вытянут в длинный щит. Створки на брюшной стороне соединены, образуют цепь. Тело нечетко сегментировано на головной, грудной и брюшной отделы.
На голове щит с раструмом, на нем - 2 антенны с осязательными щетинками, сильнее они развиты у самцов. В основании головы расположены 2 задние сильно развитые антенны, служащие для скачкообразного движения в толще воды.
Назначение ротовых конечностей кладоцер - фильтраторов направлять в кишечный канал, образующийся в пищевом желобке комок. С помощью конечностей также удаляется пища, направляющаяся по желобку в то время, когда пищеварительный тракт заполнен и происходит пищеварение. Пищеварительная система представлена кишечником, который подразделяется на три примерно равных по длине отдела - пищевод (передняя кишка), среднюю и заднюю кишку. У Daphniidae передняя часть средней кишки образует парные слепые отростки, так называемые печеночные выросты. Кровеносная система развита слабо. Имеется мешковидное сердце, замкнутое сзади и снабженное выходным отверствием спереди и парой остий по обеим сторонам. Сердце сокращается до 200-290 ударов в минуту. Полостная жидкость( кровь) бесцветна или слабо окрашена и включает мелкие (7-8 ц в диаметре) амебовидные клетки. Кровеносные сосуды не развиты. Из сердца кровь поступает в пространство между органами.
В грудном (торакальном) отделе расположено 5 пар грудных ножек. Они сильно расчленены, снабжены многочисленными щетинками, которые образуют сито. Функции ножек - это фильтрация воды для питания и дыхания, (частота движения ножек - 150-170 ударов в минуту) зависит от качества воды, температуры, состояния рачков. Половая система самки- яичники, самца - семенники, они расположены по обеим сторонам кишечника. Яичники в виде парных трубок тянутся по сторонам кишечника, открываясь короткими яйцеводами в выводковую камеру. Оплодотворение осуществляется обычно в момент прикрепления самца к заднему краю раковины самки. Из яичника через специальный канал яйца попадают в выводковую камеру. В выводковой камере происходит эмбриональное
развитие рачков. Выводковая камера - пространство между туловищем и спинным краем створок - играет огромную роль в распространении Cladocera. В образовании защитных оболочек вокруг оплодотворенных яиц принимает участие часть раковинки, формируется эфиппиум. В формировании седловидного эфиппиума дафний участвует только задняя часть спинного края раковины. Партеногенетические яйца во время нахождения в выводковой камере постепенно превращаются в подвижных зародышей, которые, оформившись в молодых рачков выходят из камеры с помощью движений постабдомена самки.
Созревающие в яичнике ооциты соединяются по четыре и располагаются группами, в каждой из которых развивается одна клетка, а остальные служат питательными. Яйца бывают миктическими, подлежащие оплодотворению, с гаплоидным числом хромосом и амиктические, или партеногенетические, - диплоидные. Пол яйца обусловлен воздействием окружающей среды. За 15 минут до откладки яйца в выводковую камеру внешние воздействия могут повлиять на пол будущего зародыша.
Эмбрион в выводковой камере развивается от 1 -до 4 суток. Молодь выходит во время линьки (сбрасывание панциря), вслед за этим в выводковую камеру поступают яйца следующего помета. У Daphnia magna в летнее время при достаточном количестве пищи в начале и конце жизни молодь нового помета отрождается каждые 2 дня, в середине жизни ежедневно.
Благодаря прозрачному панцирю хорошо просматриваются окраска тела, внутренние органы: кишечник, жировые капли, выводковая камера с эмбрионами и т.д., что позволяет полнее оценить состояние дафний.
Короткий биологический цикл развития позволяет проследить рост и развитие дафний на всех жизненных стадиях. В течение жизни дафний выделяют ряд стадий, сопровождающихся линьками: первые три - ювенальные через 2, 24, 36 часов; четвертая - созревание яиц; пятая - откладывание яиц с интервалом 2-3 суток; шестая - не откладываются яйца. Растет интенсивно в первые дни после рождения. При хорошем питании размеры дафний после каждой линьки удваиваются. Молодь 0.7-0.9 мм в длину, половозрелые самки - 2.2-2.4 мм, самцы - 2-2.1 мм. Максимальная длина тела самки 6.0 мм при влажной биомассе 7-10 мг.
В жабрах (овальные выросты ножек) происходит газообмен. Дафния устойчива к изменению кислородного режима (до 2 мгО2/л ), что связано со способностью синтезировать гемоглобин.
Планктонные ракообразные, относящиеся к роду дафний, являются активными фильтраторами. Пропуская через свой организм большие объёмы воды, они способны накапливать значительные количества токсических веществ, способствуя тем самым естественному самоочищению воды. Скорость аккумуляции загрязняющих веществ у этой группы организмов очень велика [7].
Дафнии размножаются партеногенетически, без оплодотворения, рождаются самки (при благоприятных условиях). При резком ухудшении условий (недостаток пищи, понижении температуры и так далее) половозрелые самцы и половое размножение - зимние яйца(1-2 шт.).
В седлышке - эфиппиуме, образуются из части створок самок при линьке, на стадию покоя. Весной из них появляются самки, которые будут размножаться партеногене-тически . Период созревания при +200С до +20С и хорошем питании 5-8 дней. Длительность эмбрионального развития обычно 3-4 дня. По истечении этого времени происходит вымет молоди. Партеногенетическое поколение следует одно за другим каждые 3-4 дня. Вначале число яиц в кладке 10-15, затем возрастает до 30-40 и более. Формирование яиц
прекращается за 2-3 дня до смерти. В природе дафнии живут 20-25 дней, а в лаборатории при оптимальном режиме 3-4 месяца и более [14].
Особенности питания йарЬп1а тадпа
Подавляющее большинство планктонных ракообразных в пресных водах относится к «мирным» формам, питающимся водорослями, бактериями и детритом. Размеры пищевых частиц, наиболее часто потребляемых ракообразными в пресных водах, находятся в приделах 1-20 мкм. Основной способ, с помощью которого нехищные планктонные ракообразные улавливают свои объекты, - это фильтрация. Туловищные конечности у Cladocera утратили функцию органов движения, а приобрели функцию собирания мелких пищевых частиц. Брюшная стенка тела превратилась в пищевой желобок - единственный путь транспортировки пищи к ротовому отверстию, а створки раковины наряду с защитной функцией приобрели приспособления, позволяющие регулировать поступление пищевых частиц.
Все действия аппарата осуществляются многочисленными различными по строению щетинками. Одни из щетинок конечностей выполняют функцию фильтрации, другие очистительную, третьи - подхватывают пищу и направляют ее в пищевой желобок. Многочисленные мельчайшие щетинки, покрывающие стенки пищевого желобка, обеспечивают дальнейшее продвижение пищевых частиц [19]. Специфическое для водных животных фильтрационное питание характеризуют скоростью фильтрации воды и скоростью питания (рацион). Скорость фильтрации условно определяют как объем воды, который при данной концентрации пищи содержит число частиц, равное потребленному, т. е. как объем воды, осветленный (обловленный) организмами в единицу времени. Скорость питания, или рацион животного, - это количество потребленной им пищи за единицу времени. Когда известны масса съеденной пищи и масса потребителя, то рацион часто представляют как отношение этих величин, которые выражены в эквивалентных единицах [9].
Максимальная скорость фильтрации наблюдается при низкой концентрации взвеси в среде. Начиная с известной концентрации пищи, скорость фильтрации минимальна и не зависит от количества взвеси в воде. Рацион с увеличением концентрации до некоторой определенной величины возрастает, при дальнейшем ее нарастании он остается постоянным. Риглер (1961) предложил называть концентрацию пищи, выше которой рацион животного остается практически неизменным, критической, а Л. М.Сущеня [30] точкой трофического насыщения.
Важно, что у ветвистоусых ракообразных создаваемые в процессе фильтрации токи воды приносят не только корм, но и кислород. По мнению Богатовой [4] уменьшение потреблении пищи, т. е. сохранение рациона на одном уровне при высоких концентрациях корма, может быть осуществлено путем уменьшения скорости фильтрации замедлением движения грудных ножек, что неизбежно приведет интенсивности дыхания и ухудшению общего состояния животных. При постоянном уровне фильтрации и постоянной скорости движения грудных ножек рацион рачков с увеличением концентрации корма увеличивается, и только после достижения чрезмерно высоких концентраций пищи при чрезмерной нагрузки на фильтрационный аппарат ветвистоусых наступает уменьшение скорости фильтрации, ухудшение условий дыхания и общего состояния рачков и затем их гибель. По мнению Гутельмахера [13] постоянство рациона выше критической концентрации у веслоногих ракообразных достигается благодаря тому. Что они фильтруют воду не постоянно, а периодически. Он отмечает, что у ветвистоусых фильтрационный аппарат работает непрерывно, но при высоких концентрациях пищевых частиц, когда кишечник заполнен,
частицы пищи продолжая продвигаться по пищевому желобку к ротовому отверстию, с помощью движения ротовых конечностей и постабдомена вновь возвращаются в воду. В опытах Потера при критической концентрации Chlamidomonas reinhardi, равной 0,2 мгС/л, число движений постабдомена у Daphnia magna составляло 2 раза в минуту, а при 2 и 20 мг С/л соответственно 3 и 5 [14].
Большинство кладоцер, будучи более «тонкими» (т.е. потребляющими более мелкие частицы) фильтраторами, не способны (за редким исключением) к индивидуальному захвату отдельных частиц, а избирательность их питания в значительной степени обеспечивается размерами фильтрующих ячеек. Тем ни менее, размер пространства между сету-лами у кладоцер может отражать способность того или иного вида отфильтровывать частицы определенного размера. Так, Геллер и Мюллер, получив с помощью электронного сканирующего микроскопа снимки фильтрующего аппарата установили, что расстояние (в мкм) между сетулами у Daphnia magna St. составляет- 0,3-0,8. Daphnia magna - крупный вид с мелкоячеистым фильтрующим аппаратом, причем расстояние между сетулами фильтрующих конечностей у этого вида не меняется с возрастом [14]. Такое сохранение мелкоячеистой структуры фильтрующего аппарата позволяет D. magna специализироваться на потреблении особо мелких частиц. Недаром этот вид более успешно, чем другие, может культивироваться на чисто бактериальном корме [23] и, имеет по мнению Потера, Геллера и др. очень высокую в сравнении с другими кладоцерами скорость отфильтровы-вания мелких (менее 1 мкм) бактерий [14].
Кормом для дафний служат: нансестон - одноклеточные водоросли, частицы детрита, мелкие простейшие и ультрасестон - бактерии, очень мелкий детрит и растворенное органическое вещество [19]. Разные компоненты, составляющие пищу Cladocera, имеют не одинаковую пищевую ценность: наибольшей обладают из микроорганизмов - водоросли Chlorela и другие протококковые, из - грибов клетки дрожжей, из бактерий -Azotobacter и др. Животные и растительные остатки, составляющие детрит, - хорошая пища для Cladocera. Огромное содержание бактерий в детрите еще больше повышает его пищевую ценность [14].
По мнению А.П. Павлютина [22], на трофическую роль детрита указывают следующие факторы: 1) в нем содержится много веществ, которые могут быть легко усвоенными водными животными; 2) частицы детрита в значительном количестве встречаются в кишечнике водных беспозвоночных животных; 3) его органическое вещество способно гидролизоваться пищеварительными ферментами.
Г. А. Васильева [10] установила, что в зависимости от состава детрит имеет различную пищевую ценность. Эффективность детрита из фитопланктона по мнению М.А. Есиповой (1969), почти в 2 раза выше, чем гидролизных дрожжей, служащих основным кормом при массовом заводском культивировании дафний.
Результаты исследований И.Б. Богатовой [4, 6] свидетельствуют о большом пищевом значении для D. magna эвглен (Euglena proxima, E. acus, E. texta, E. tripteris, E. granulate) трахеломонасов (Trachelomonas volvocina, T. planctonica), хламидомонаса (Chlamydomonas conferta) и о слабом пищевом значении Oscillatoria micropodium. Экспериментальные работы Н.С. Гаевской [11] и других исследователей по кормлению Daphnia magna показали большое пищевое значение протококковых водорослей. Однако высокая концентрация водорослей и старые клетки хлореллы ингибируют питание дафний и оказывают угнетающее действие [17].
Известны опыты, показывающие возможность использования Daphnia magna в качестве пищи растворенные органические вещества (РОВ). По мнению А.Г.Родиной [23]
РОВ можно рассматривать как дополнительный к оформленной пищи источник питания. Вероятно, возможны два реальных (косвенных) пути ассимиляции РОВ планктонными фильтраторами - через трансформацию в бактериальную массу и непосредственное усвоение в форме агрегатов органического вещества. По мнению Джелиса и Кларка БарИта ша§иа способна потреблять только коллоидные и не может использовать истинные растворы [14]. Напротив, А.Г. Родина [23] считала допустимым непосредственное усвоение РОВ дафниями через кишечник. Н.М. Крючкова и В.Х. Рыбак [17] в своих опытах на стерильных особях D. magna показали, что легкоусвояемое растворенное органическое вещество (в виде гидролизата водорослей в концентрации 7 ккал/л способно длительное время - 21 -28 суток поддерживать жизнь и рост молоди дафний, но не обеспечивает их генеративного роста. Таким образом, дафнии могут питаться РОВ в стерильной среде при относительно низких концентрациях легкоусвояемых органических веществ.
Очень крупные частицы, например колонии некоторых цианобактерий (сине -зеленных «водорослей») или диатомовых водорослей, не только не могут использоваться в пищу кладоцерами, но и часто мешают нормальному процессу фильтрации, снижая скорость потребления мелких доступных кормовых объектов. Доказательство этого было получено Вебстер и Постерсом, показавшими, что скорость отфильтровывания кладоцерами полноценного корма (взвеси Scenedesmus) значительно снижается при добавлении в среду «мешающих» частиц - озерного сетного фитопланктона или нитей водорослей Lyngbya, при этом у дафний происходит сужение щели карапакса и повышение частоты очищающих движений постабдомена [14].
Обеспеченность пищей - важнейший фактор динамики роста и численности планктонных ракообразных, а следовательно, и их продуктивности. От обеспеченности пищи зависит, насколько полно сможет реализовать свой репродуктивный потенциал популяция ракообразных. Нехватка пищи не только ограничивает рождаемость, но порой выступает и как фактор смертности, т. е. служит непосредственной причиной гибели особей, особенно на ранних стадиях развития.
Процессы самоочищения природных водоемов и роль зоопланктона в них
Вопрос о формировании качества воды тесно связан с изучением процессов самоочищения, которые имеют место в любом водоеме и осуществляются в результате биологического круговорота веществ при участии всего населения водоема. Понимание участия и роли водных организмов в этих процессах необходимо для целей сохранения водных ресурсов, поддержания качества воды в водоемах и водотоках, для устойчивого использования водных и водно-биологических ресурсов.
Для формирования качества воды, ее очищения в водных объектах важны многие физические, химические и биотические процессы.
С. А. Остроумов, указывая на центральное место биотических процессов в системе самоочищения воды, предлагает следующую классификацию процессов самоочищения по функциональным блокам [21]:
1. Фильтры.
Фильтры включают в себя следующие функциональные фильтрующие системы: а) совокупность беспозвоночных животных, которые питаются путем фильтрации во-ды(совокупность гидробионтов-фильтраторов) б) макрофиты (высшие водные растения), которые задерживают часть биогенов и загарязняющих веществ, поступающих в водный объект с прилегающей территории; в) бентос (донные организмы), задерживающие и поглощающие часть биогенов(азот, фосфор) и поллютантов (загрязняющих веществ), мигри-
рующих на границе раздела вода/донные осадки; г) микроорганизмы, сорбированные на взвешенных частицах, перемещающихся относительно водной массы вследствие гравитационного оседания частиц под действием сил тяжести; в результате водная масса и микроорганизмы перемещаются относительно друг друга, что эквивалентно ситуации, когда вода профильтровывается через зернистый субстрат с прикрепленными микроорганизмами; последние извлекают из воды растворенные органические вещества (РОВ) и биогены.
2. Блок механизмов переноса, перекачивания химических веществ из одной части экологической система в другую (насосы).
Блок состоит из нескольких функциональных систем, куда входят: а) функциональный насос, способствующий перемещению части поллютантов из водной толщи в донные осадки (седиментация, сорбация); б) функциональный насос, обеспечивающий перемещение части поллютан-тов из водной толщи в атмосферу - испарение; в) функциональный насос определяющий перемещение части биогенов из воды на окружающую водный объект территорию - совокупность миграционных процессов в связи с вылетом из воды взрослых стадий (imago) насекомых, у которых личиночная стадия проведена в воде; г) аналогичный функциональный насос, перемещающий часть биогенов из воды на окружающую водный объект территорию - в связи с питанием птиц гидробионтами; рыбоядные птицы изымают биомассу из водной экосистемы, но гнездятся на территории, окружающей водоем или водоток.
3. Блок расщепления молекул загрязняющих веществ (мельница).
К функциональным системам расщепления загрязняющих веществ относятся: а) мельница внутриклеточных ферментативных процессов; б) мельница внеклеточных ферментов, находящихся в водной среде; в) мельница фотохимических процессов сенсибилизированных веществами биологического происхождения; г) мельница свободнорадикальных процессов с участием лигандов биологического происхождения.
В работах И.Н. Андроникова [2] проведена количественная оценка участия зоопланктона в процессах самоочищения. При этом выявлено, что активное участие фильтра-торов зоопланктона в процессе самоочищения в водоеме носит резко выраженный сезонный характер и приходится главным образом на июль-август. В эти месяцы зоопланктон каждые трое суток профильтровывает весь объем воды, а верхний двухметровый слой за 1,5 суток. Для всего летнего сезона (VI-IX) эта величина составляет в среднем 5 суток при диапазоне колебаний для отдельных слоев от 1(0-2м) до 44(8-10м) суток. В процессе фильтрации зоопланктон для удовлетворения своих пищевых потребностей изымает около 10% от содержания в воде взвешенного органического вещества. За вегетационный сезон это составляет 7 тыс. тонн, из которых 70% приходятся на июль-август и 95% на четыре месяца летнего биологического сезона (VI-IX).
В работах Т.Н. Герасимова и П.И. Погожева П.И. [12] показано, что мелкоразмерный зоопланктон в условиях выедания ихтиофауной не способен подавлять развитие фитопланктона. Однако, в последующих исследованиях по использованию крупноразмерного вида зоопланктона Daphnia magna в условиях проточности экосистемы и при изоляции от рыб для снижения биомассы фитопланктона, показано, что особи Daphnia magna при биомассе 92мг/л в период интенсивного цветения водорослей способны снижать биомассу M. аeruginosa за 1 час в 3,4 раза (до 0,24 мг/л), что обуславливает снижение трофности водоемов и увеличение прозрачности воды.
Опыт использования культуры Daphnia magna St. для очистки сточных вод
Опыт использования ракообразных для очистки сточных вод предприятий незначителен. Данные исследования основаны на положении, что в основе механизма самоочище-
ния лежат трофические связи организмов и то, что в природных водах зоопланктон действует как естественный биологический фильтр.
В настоящее время ведутся работы по отработке технологии очистки сточных вод животноводческих хозяйств с применением культуры Daphnia magna St. исследовательской группой Саратовского ГУ [1]. Александров В.В., Миронова Н.А. В основу решения проблемы очистки стоков был выбран процесс самоочищения воды с помощью интенсификации биопроцессов . При этом гидробионтов выращивали в очистных каналах для осветления воды в прудах с животноводческими стоками, стекающими в водоемы по поверхности земли.
В качестве объектов выращивания были выбраны ветвистоусые рачки-дафнии. Первоначально решалась задача определения срока самоочистки животноводческих стоков до уровня пригодности для дафний. Стабильной выживаемости удалось достигнуть лишь на девятые-десятые сутки, поскольку первородные бактериальные элементы деструкции без фитопланктонной поддержки не столь эффективно подготавливают среду для дафний.
Вторым этапом являлось определение степени разбавления стоков до величин, приемлемых для выживания планктонных организмов. Наиболее благоприятные условия для развития дафний создаются при десятикратном разведении. По мере нарастания общей биомассы дафний вода загрязняется продуктами обмена этих животных, что действует на них угнетающе. Снятие биопродукции дафний является обязательным условием решает данную проблему и является обязательным условием работы очистных сооружений.
Производительность очистных сооружений по биомассе дафний составила 20 г/м3 в сутки. Плотность дафний в воде составляла 5 г/м3. В исследованиях сделан вывод о реальности осуществления очистки животноводческих стоков с помощью поликультуры микроводорослей и рачкового планктона.
В работе Б. А. Флерова, В.А. Гремячих и Ю.Г. Изюмова [31] было исследовано влияние действия бытовых сточных вод в ряду поколений на плодовитость и размеры Ceriodaphnia affmis, показано, что в течение семи поколений Ceriodaphnia affmis росли и размножались, находясь в воде коллекторного водоема, в который поступают бытовые стоки. Гибели животных в эксперименте не отмечено, однако в ряду поколений, начиная с третьего снизилась плодовитость а начиная со второго уменьшились размеры новорожденных рачков. В последующих поколениях изменение этих показателей шло параллельно с изменениями показателей в контрольной линии.
Есть работы по изучению источников питания дафний и возможности их промышленного выращивания.
В работе "Влияния, связанные с клетками микроцистинов на выживание и питание Daphnia Бр." показано, что потребление с пищей микроцистинов токсично для всех видов рода Daphnia и выживание дафний коррелирует с интенсивностью потребления микроцистинов. Клетки Microcyestis подавляют интенсивность питания дафний.
В ходе исследований по изучению состава незаменимых жирных кислот и отношение фосфора к углероду в культивируемых водорослях как индикаторы качества корма для дафний выяснилось, что незаменимые жирные кислоты сильнее влияют на качество корма для дафний чем фосфор.
Существует опыт выращивания дафний на стоках, такие исследования проводились в очистных и стабилизационных прудах со сточными водами в Люксембурге. В данных исследованиях определили биомассу Daphnia magna, бактерио- и фитоплланктона(1 и II), а также продукцию бактерио- и фитопланктона. С января по июнь интенсивность потребления дафний фитопланктона составляла за сутки 66-92%, продукции фитопланктона -2-
90%, в июле интенсивность выедания фитопланктона возросла и достигла 171% биомассы 310% продукции фитопланктона. Выедание дафний бактериопланктона в сутки колебалось от 0,1 до 18% по биомассе и от 0,8 до 226% продукции бактериопланктона. Выедание дафний бактериопланктона не приводило к снижению его биомассы из-за значимого поступления аллохтонного бактериопланктона.
Daphnia magna, развивающуюся в сточных водах аэрированного стабилизационного пруда использовали, как коммерческий источник хитина. При этом на протяжении трех лет изучалась продукция хитина Daphnia magna. Максимальная продукция соматического хитина наблюдалась летом. В год в пруду Э=59000 м2 образовалось 1200 кг хитина. Экзувии также могут быть дополнительным источником хитина. Описаны свойства хитина дафний и методы его получения.
Дафнии - как корм для рыб
В настоящее время развитие рыбоводства, получение большого количества рыбы с единицы площади, в значительной мере зависит от вида и качества используемых кормов. Разные виды рыб различаются по характеру питания. Для кормления рыб там, где это возможно, используют так называемые «искусственные» корма, т.е. мертвое съедобное для рыб органическое вещество наземного происхождения. Однако область применения искусственных кормов ограничена немногими видами рыб. Наряду с всеядными рыбами имеются рыбы с узким пищевым спектром, морфологически и физиологически приспособленные к питанию одним или немногими видами корма. Личинок большинства рыб можно выращивать только на живых кормах, т.е. на живых организмах, специально культивируемых для этой цели. Применение «живых кормов», основным путем получения которого является его искусственное разведение, даёт наиболее высокие результаты.
Проблема получения живых кормов для выращивания в искусственных условиях молоди рыб занимает одно из центральных мест в индустриальном рыбоводстве.
Основу естественной кормовой базы большинства рыб составляют организмы второго и последующих трофических звеньев - различные водные беспозвоночные. Для целей массового культивирования пригодны лишь немногие, высокопродуктивные виды, обладающие широкой экологической валентностью. Daphnia magna - вид, занимающий одно из первых мест по масштабам его использования в качестве живого корма для рыб. Этот вид характеризуется высокой суточной удельной продукцией: по данным И.Б. Богатовой в среднем она равна 0,45 (максимальная 0,65) [4]. Daphnia magna может существовать в широком диапазоне температур. Ее культивирование возможно при температуре 4-9 0С и при высоких значениях температуры порядка 28-29 0С. Нижний температурный предел ее существования близок к нулю, верхний - к 33-340С. Этот вид выносит существенное понижение содержания в воде кислорода до значений близких к нулю.
При заводском выращивании молоди рыб на культивируемых для этой цели кормовых животных одним из наиболее существенных моментов является оценка питательности естественных кормов по их химическому составу. Пищевая ценность водных беспозвоночных, даже если учитывать только содержание в них основных питательных веществ и аминокислотный состав белков намного превышает ценность применяемых в рыбоводстве искусственных кормов. Белок водных беспозвоночных содержит большое количество незаменимых аминокислот. Согласно литературным данным в теле Daphnia magna содержится 86,4-95,6% влаги [6], диапазон содержания сырого протеина от 30,8% до 61,0 % в пересчете на сухое вещество, количество сырого жира - от 1,6 до 7,3% к сухому веществу, количество углеводов от 20,0 до 31,2 % к сухому веществу, зола - от 13,3 до 38,1 %. Содержа-
ние протеина, углеводов, жира в дафниях в зависит от условий содержания, а также от возраста культуры. У голодных животных количество сырого протеина может уменьшаться в 2 раза, а содержание жира в три раза по сравнению с сытыми формами. Калорийность дафний составляет от 5,06 до 5,61 ккал/г сухого органического вещества, при голодании калорийность Daphnia magna понижается на 9% [6]. Пищевая ценность того или иного корма зависит также и от аминокислотного состава различных белков. Животному организму требуются биологически ценные белки, содержащие все необходимые аминокислоты. У Daphnia magna следующий аминокислотный состав белка: лизин 2,9-3,6%; гистидин 1,9-3,1%; аргинин 1,9-2,8%; аспарагиновая кислота 3,7-7,3%; серин 2,2-5,2%; глицин 4,3-5,2%; глютаминовая кислота 4,5-6,1%; треонин 2,5%; аланин 2,3 -5,3%; тирозин - 1,2 -1,4%; метионин +валин 4,5-5,7%; фенилаланин 6,1 -7,1%; лейцин + изолейцин 5,6 - 6,3%. Искусственные корма уступают естественным по основным биохимическим показателям, кроме того они доступны для личинок и молоди рыб, при их применении развивается поисковая способность, они не загрязняют бассейны и другие агрегаты, применяемые в для выращивания рыб. В результате применения дафний в качестве живого корма, масса сеголетков увеличивается по сравнению с контролем на 7,3 г, рыбопродуктивность на 30т/км2, а кормовые затраты снижаются на 34,8% [9]
Промышленное культивирование Daphnia magna для выращивания молоди рыб
Культивирование - это выращивание объектов в искусственных или максимально приближенных к естественным условиям обитания, оптимальных для получения необходимой характеристики культуры (продукция, эффективность роста и др.), либо в искусственно сформированных условиях, отличающихся от условий естественного обитания вида, но оптимальных по заданному параметру.
Для Daphnia magna для массового культивирования оптимальны следующие условия [14]:
1. Содержание кислорода 6-7мг/л;
2. Температура 18-240С, положительный эффект переменной температуры отмечен в терморежиме 20+50С;
3. Концентрация корма: сценедесмус - 1-2,3 млн. кл./см3 хлорелла-1-2млн. кл./см3 гидролизные дрожжи - 50г/м3;
4. Чередование света и темноты при соотношении 12:12 или 16:8.
Продуктивность Daphnia magna, как и любого животного зависит от роста и размножения. Опыты по индивидуальному культивированию для изучения динамики роста дафний показали, что рост D. magna продолжается в течение всей жизни и прекращается лишь в период созревания яиц.
Более высокий темп наблюдается в первом периоде индивидуальной жизни D. magna (10-12 сут), в дальнейшем он снижается. Новорожденная молодь имела в среднем длину тела 800 мк, все 0. 02 мг, При размере 2300 мк и все 0,9 мг самки достигали половой зрелости. Эмбриональное развитие молоди из яйца продолжалось от 2 до 3 сут (в среднем 2,
4 сут при 200G). Половозрелость наступала на 6-7-е сутки при 200 .
Существуют различные типы культивирования Daphnia magna в бассейнах, садках, прудах, которое может быть непроточным (периодическое), проточным (непериодическое), а также комбинированным - различные сочетания этих двух типов.
Выращивание дафний в бассейнах. Непроточное, периодическое культивирование
Для массового периодического культивирования дафний в бассейнах обычно используют бассейны различного размера. Обязательным условием является небольшая (не более 1 метра) глубина. Дно бассейна должно иметь небольшой наклон в сторону спуска воды. При съеме продукции происходит спуск бассейна, а культивируемые животные поступают к открытому концу спускной трубы в привязанный мешок из мельничного сита. Вода уходит по желобу, а кормовые животные остаются в мешке. При этом в качестве удобрений или кормовой базы использовали в опытах М.К. Аскерова [3] 1) конский навоз - по 1,5 кг/м3 при зарядке и половина дозы при подкормке через 8 суток; 2) кормовые дрожжи - 15-20 г/м3 при зарядке и половина дозы при подкормке через 5 суток; 3) миниральные (суперфосфат, аммиачная селитра или сульфат аммония) по 7 мг фосфора или 12 мг азота на 1 л воды; 4) различные комбинации органических и минеральных удобрений.
М.М. Брискина [8] культивировала Daphnia magna в цементных бассейнах с непроточной водой. Площадь бассейнов 50м , объем 25-30м . В качестве удобрений использовали кормовые дрожжи Torulopsis utilis. Для получения 1 кг дафний взято 250 г дрожжей, причем в августе при 21,30С израсходовано 172 кг, а в ноябре при 6,20 С - 480г. Суточная продукция с мая по октябрь составила 12-42 г/м3 [9].
В бассейнах под открытым небом в опытах Ф Галена продуктивность дафний колебалась от 20 (корм-пищевые дрожжи) до 27г/(м3сут). При этом периодическое снятие урожая так же как и в опытах Брискиной привело к более высокому получению продукции на единицу объема культуры в бассейне. Качество продукции при этом лучше: особи хорошо упитаны, в выводковых камерах значительное количество молоди. При одноразовом снятии продукции в момент угасания культуры большая часть дафний не имеет эмбрионов, а часть дафний начинает закладывать эфиппиумы [5].
Массовое выращивание дафний в бассейнах. Полупроточное культивирование
При культивировании в полупроточных условиях [10] происходит ежедневный слив около 30% объема культуры. В этих условиях среднесуточная продукция составляет 72,7 г/м3, приросты после слива устойчивы. Если сравнивать прирост продукции со сливом и без него, то окажется, что прирост в первом случае в 2,3 раза больше, а затраты пищи в 1,44 раза меньше по сравнению с культурой без слива.
Выращивание дафний бассейновым методом в 70-х годах вышло за рамки лаборатории. Первый опыт массового производственного культивирования дафний был проведен на Куринском производственно-экспериментальном заводе в бетонных бассейнах общей площадью 2521 м2. За время культивирования было получено и скормлено рыбам 3 тонны дафний. Ежегодный сбор биомассы дафний на различных заводах составил 2-10 т [5]. Валовой съем продукции достигается главным образом за счет использования большого количества бассейнов.
Проточное непериодическое культивирование дафний в бассейнах
При культивировании в проточной среде животные поступают в мешок, прикрепленный к сливной трубе непрерывно и продукция снимается по мере накопления мешка.
Для повышения обмена среды и разнообразия корма массовое выращивание ветвистоусых рачков стало осуществляться в садках из сетки. Садки были расположены в водоемах и в бассейнах-охладителях ТЭС и АЭС. Такая многоканальная система культивирования имеет ряд преимуществ.
Многоканальная система выращивания дафний в садках. Проточное культивирование
В многоканальной системе используют садки из капронового, металлического или иного сита, ячея которого полностью или частично задерживает культивируемых животных. Здесь продукты обмена непрерывно удаляются из садка, и туда поступает корм для дафний - бактерии и фитопланктон из окружающей среды. Недостаток садкового культивирования заключается в зависимости режима садка от условий, сложившихся в водоеме.
Существуют два способа использования садков для культивирования Daphnia magna. Первый, разработанный О.Д. Романычевой [25], заключается в том, что в рыбоводных прудах ставят садки из металлической сетки, ячея которой свободно пропускает молодь дафний во внешнюю среду и задерживает крупных половозрелых самок размером 3 -
6 мм, сохраняя их от выедания рыбой. Основное назначение таких садков - повышение естественной кормовой базы рыбоводных прудов при выращивании в них рыбы.
Второй тип садков предусматривает сохранение в садке всей популяции культивируемых животных. Продукция Daphnia magna в садках примерно в 10 раз выше, чем в бассейнах на непроточной основе. Эта технология включает в себя круглогодичное культивирование в сетчатых садках на теплых водах водоёмов-охладителей или в бассейнах, там, где это возможно.
Е.Я. Садыхова [14] разработала конструкцию сетчатого садка с приспособлением для перемешивания воды. Перемешивающее устройство приводится в движение при помощи ветра и специальных парусов. Первоначально зарядку Daphnia magna вносят в садки из чистой лабораторной культуры. Культура в садках достигает максимального развития через 3-4 недели после зарядки. После этого дафний отлавливают из садков и перевозят в бидонах или полиэтиленовых пакетах с водой в рыбоводное прудовое хозяйство.
Выращивание дафний в прудах
При выращивании дафний в прудах - питомниках зарядку дафний (выращенную в садках) помещают в небольшой пруд-питомник, одновременно туда вносят корм для них -кормовые дрожжи и пр. Культура в прудах-питомниках достигает максимального развития через 20-21 сут. Средняя биомасса Daphnia magna в прудах - питомниках составляет 200300г/м3. Из пруда - питомника можно брать в выростные пруды 23% от общей биомассы дафний без ущерба для размножения популяции дафний. При этом в прудах-питомниках можно продолжать культивирование дафний и держать культуру до осени. Подобным образом осуществляется культивирование дафний и в выростных прудах, причем максимальное развитие дафний приходится на период, когда молодь карпа ощущает острый недостаток естественного корма. При производственном культивировании Daphnia magna в зарыбленных выростных прудах результаты оценивают не только по биомассе и продукции культивируемых животных, но главным образом по увеличеснию массы выращиваемой рыбы, рыбопродуктивности прудов и снижению кормовых затрат по сравнению с контролем, в котором интродукция дафний не производилась.
Литература
1. Александров В.В. Дафниевы каналы, как основа разработки малых очистных сооружений для животноводческих хозяйств. СГУ.
2. Андроникова И.Н. Количественная оценка участия зоопланктона в процессах самоочищения // Гидробиологические основы самоочищения вод. Ленинград, 1976. С. 30-35.
3. Аскеров М.К. Комбинированный метод разведения дафний для молоди осетровых рыб // Учен. Зап. Азерб. Ун-та им. С.М. Кирова. 1965. №3. С. 43-48.
4. Богатова И.Б. Рыбоводная гидробиология. М.: Пищевая промышленность, 1980. 168 с.
5. Богатова И. Б.Промышленное разведение ветвистоусых ракообразных в СССР // Современные проблемы изучения ветвистоусых ракообразных. - С-Пб Гидрометеоиздат, 1992. 132с.
6. Богатова М.А., Овинникова В.В., Тагирова Н.А. Химический состав некоторых планктонных животных при разных условиях выращивания // Гидробиологический журнал том'УП №5.1971. Киев: Наукова думка, С. 55-58.
7. Брагинский Л.П. Методологические аспекты токсикологического биотестирования на daphnia magna Str. И других ветвистоусых ракообразных (критический обзор). //Гидробиологический журнал. 2000. Т.36. №5. С.50-71.
8. Брискина М.М. Способы обеспечения живыми кормами молоди рыб.- В кн.: Материалы совещания по вопросам рыбоводства. М., 1960. С. 133-142.
9. Брискина М.М. Методика разведения низших ракообразных и гаммарид на Чайкендском рыбоводном заводе. Аннотация к работам, выполненным ВНИИ Морского рыбного хозяйства и океанографии в 1955 г. М., 1956. №1. С. 5-9.
10. Васильева Г.А. Исследование по экологии ветвистоусых в связи с выращиванием их как живого корма для рыб // Труды Моск. Технол. Ин-та рыбной пром. 1959. Т.10. С.-88-138.
11. Гаевская Н. С. Опыт установления кормового коэффициента водорослевого корма для Daphnia magna в полевых условиях // Зоол. Журн. 1945. Т. 24. Вып. 2. С. 79-89.
12. Герасимова Т.Н., Погожев П.И. Снижение трофического статуса водоемов с помощью крупноразмерного зоопланктона//Водные ресурсы. 2002. Т. 29. № 4. С.450-459.
13. ГутельмахерБ.Л. Трофометаболические взаимодействия зоо- и фитопланктона. Л. Изд. Наука, 1986.
14. Коккова В.Е Непрерывное культивирование беспозвоночных. Изд-во «Наука» СО АН СССР, 1980. 168с.
15. Колупаев Б.И. Дыхание гидробионтов в токсической среде. Казань: Изд-во Казанского университета, 1992. 128с.
16. Критерии оценки экологической обстановки территорий для выявления зон чрезвычайной экологической ситуации и зон экологического бедствия от 30 ноября 1992 г. Минприроды РФ
17. Крючкова Н.М., Рыбак В.Х. Рост Daphnia magna Straus в среде, обогащенной растворенными органическими веществами//Гидробиологический журнал. Киев: Наукова думка. 1976.
18. Лесников Л.А. Методика оценки влияния воды из природных водоёмов на дафний// Методики биологических исследований по водной токсикологии / М.: Наука, 1971. С. 157-166.
19. Мануйлова Е.Ф. Ветвистоусые рачки фауны СССР. М., 1964. 233 с.
20. Моисеенко Т.И. Экотоксикологический подход к оценке качества вод // Водные ресурсы. 2005. Т. 32. №
2. С.184-195.
21. Остроумов С.А. О гидробиологическом механизме самоочищения водных объектов: от теории к практи-ке//Водное хозяйство России. Т. 6. 2004. № 3. С. 193-201.
22. Павлютин А. П. Пищевая ценность детрита для водных животных // Общие основы изучения водных экосистем. Л., 1979. С. 106-113.
23. Родина А.Г. Экспериментальное исследование дафний // Труды Всесоюз. гидробиол. общ-ва. 1950. Т. 2.
24. Розанцев Э.Г. Черемных Е.Г. Биотестирование или биологическая оценка безопасности в настоящем и будущем // Экология и промышленность России, октябрь 2003г. С. 44-47.
25. Романычева О.Д. Разведение дафний при помощи сетчатых садков // Рыбное хозяйство. 1963. № 3. С. 15-17.
26. Руководство по определению методом биотестирования токсичности вод, донных отложений, загрязняющих веществ и буровых растворов.— М.: РЭФИА, НИА-Природа, 2002. 118 с.
27. Смирнов Н.Н. Зоология беспозвоночных. Т.3. Биология ветвистоусых ракообразных. 1975. 117 с.
28. Строганов Н.С. Метод биотестирования качества вод с использованием дафний // Методы биоиндикации и биотестирования природных вод. Ленинград: Гидрометиоиздат, Вып. 1. 1987. С. 14-60.
29. Строганов Н.С. Методика определения токсичности водной среды. М.: Наука, 1971.С. 14-60.
30. Сущеня Л.М. Количественные закономерности питания ракообразных. Минск, 1975. 205 с.
31. Флеров Б.А., Гремячих В.А., Изюмов Ю.Г. Плодовитость и размеры Ceriodaphnia affinis Lill в ряду поколений при действии бытовых сточных вод // Известия АН Серия Биологическая. 2003. №3. С.375-377.
© М. В. Мичукова; А. В. Канарский - д-р техн. наук, проф. каф. пищевой биотехнологии КГТУ;
З. А. Канарская - канд. техн. наук, доц. той же кафедры
