CC BY
5
абсорбция (коэффициент поглощения) которого должна быть в интервале 1,0—1,5.
На наш взгляд, нецелесообразно ускорение ферментативной реакции за счет встряхивания и повышения температуры, так как при исследовании большого количества образцов (несколько планшетов) это создает технические трудности. Необходимо иметь значительный опыт для точного визуального определения коэффициента поглощения в интервале (1,0—1,5), что вносит элементы субъективизма. Проще ориентироваться на меньшую концентрацию (стандарт 2) для обеспечения максимальной чувствительности метода. Произвольный выбор времени проведения ферментативной реакции антигенов может привести к снижению чувствительности метода, что особенно может проявиться при ошибке в приготовлении стандартных образцов (увеличение концентрации стандарта). Из сказанного вытекает вывод о необходимости уточнения времени проведения ферментативной реакции и, возможно, ввести диапазон значений ОД для наименьшей концентрации стандарта (стандарт 2) с целыо недопущения ошибок при приготовлении стандарта (неправильная первичная навеска, ошибка в дальнейших разведениях). При отсутствии стабильного стандартного образца желательно введение внутреннего контроля реакции.
Выводы. 1. Применяемые при постановке ИФА для определения энзимов савиназы и карезима в воздухе
производственных помещений иммунореагенты (иммуноглобулин для сорбции на планшет, специфические антитела, конъюгат антител) обеспечивают высокую чувствительность, специфичность результатов.
2. Для контроля проведения реакции, получения воспроизводимых результатов в условиях производственной лаборатории, необходимо внести ряд уточнений в инструкцию, в частности лимитировать условия проведения заключительного этапа (ферментативной реакции) ИФА.
3. В целях стандартизации метода необходимо предусмотреть введение внутреннего контроля реакции.
Литература
1. Кашлвева Т. К., Русакова Е. В., Иванова М. 10. Ц Болгаро-советский симпозиум по вирусным инфекциям, 1-й: Материалы. — Варна, 1990. — С. 222— 223.
2. Тартаковский И. С., Радченко О. В., Русакова Е. В. и др. // Журн. микробиол. — 1988. — № 5. — С. 79-81.
3. Хардина А. А., Лапаева И. А., Русакова Е. В. // Иммунопрофилактика детских инфекций. — Алма-Ата, 1988. - С. 84-86.
Поступила 23.03.98
© Н. В. САНЯГИНА. Б. В. СУЛЬДИН, 1999 УДК 614.771/.777:546.811]-(Г74
Н. А. Санягина, Б. В. Сульдин
О МЕТОДАХ ОПРЕДЕЛЕНИЯ СОЕДИНЕНИЙ ТРИБУТИЛОЛОВА В ВОДЕ И ПОЧВЕ
Мордовский государственный университет им. Н. П. Огарева, Саранск
Соединения трибутилолова находят применение в металлоорганическом синтезе, в качестве антиоксидан-тов синтетического каучука и долгое время использовались как биоциды в виде 0,1% и 0,2% растворов и про-тивообрастающие средства [1, 5]. Применяемые соединения трибутилолова (трибутилоловонитрат — ТБОН, трибутилоловоацетат — ТБОА, бис-трибутилолово (оксид) — ТБТО, трибутилоловохлорид — ТБОХ) характеризуются низкой растворимостью в водных и почвенных растворах [3], а в качестве основного продукта их разложения обнаружен токсичный ТБТО, загрязняющий аг-роландшафты. Предельно допустимая концентрация соединений трибутилолова в воде 0,1—0,2 мг/л, в почве 1 — 2 мг/кг [4].
Соединения этого класса металлоорганических соединений вследствие низкой растворимости в воде и прочной связи с почвенно-поглощающим комплексом трудно экс-
Таблица 1
Оценка правильности и воспроизводимости результатов определения соединений трибутилолова в воде различными методами анализа
Соединение Метод анализа Введено, мг/л Найдено, мг/л
ТБОХ Фотоколориметрический 50,0 34,0 ± 16,0 0,10
Электрохимический 1,0 0,8 ± 0,2 0,04
ГЖХ 37,0 34,0 ± 3,0 0,03
ТБОА Фотоколориметрический 40,0 35,0 ± 5,0 0,10
Электрохимический 1,0 0,8 ± 0,2 0,04
ГЖХ 110,0 72,0 ± 28,0 0,03
ТБОН Фотоколориметрический 50,0 42,6 ± 7,4 0,10
Электрохимический 60,0 54,3 ± 5,7 0,04
ГЖХ 40,0 34,7 ± 5,3 0,03
трагируются и анализируются. Для их определения необходимо применять различные методы анализа |5, 6].
Цель работы — оценка методов анализа соединений трибутилолова в воде и почве.
Для анализа использовали фотометрический метод с применением в качестве реагента на олово (IV) 3,5,7-триоксифенилфлуорона, дитизона, электрохимический метод, основанный на измерении их электропроводности, газожидкостной хроматографии (ГЖХ) с детектором по захвату электронов. Степень конверсии ТБОХ из водного раствора составляет 80—90%, трибутилоловогидри-да за счет легкости его разложения — 17—22%. Правильность и воспроизводимость методик анализа оценивали методом "введено—найдено". Относительное стандартное отклонение (5Г) отдельного результата рассчитывали статистическими методами, применяемыми в аналитической химии [2]. Результаты, характеризующие оценку правильности и воспроизводимости методов определения оловоорганических соединений в воде и почве, приведены в табл. 1 и 2.
Таблица 2
Оценка правильности и воспроизводимости результатов определения остаточных количеств соединений трибутилолова в почве различными методами анализа
Соединение Метод анализа Введено, мг/кг Найдено, мг/кг •У,
ТБОХ Фотоколориметрический 200,0 2,0 0,10
ГЖХ 1200,0 102,0 0,03
ТБОА Фотоколориметрический 40,0 38,0 0,04
ГЖХ 52,0 0,7 0,03
ТБОН Фотоколориметрический 300,0 15,0 0,10
ГЖХ 1320,0 112.0 0,03
Из приведенных результатов видно, что оптимальным методом анализа соединений трибутилолова в воде и почве является ГЖХ с применением детектора по захвату электронов. Современные данные литературы, характеризующие анатиз загрязнений почв, воды и продукции растениеводства оловоорганическими соединениями, свидетельствуют о совершенствовании методов экстракции и условий хроматографирования. В ряде работ [7—9] подтверждены полученные нами данные аналитических исследований соединений трибутилолова, т. е. показано, что степень извлечения ТБОХ из морских отложений составила 93,3 ± 3,7%.
Вывод. Из применяемых физико-химических методов анализа соединений трибутилолова в воде и почве наиболее чувствительными и экспрессными оказались электрохимический и ГЖХ. При определении соединений трибутилолова фотоколориметрическим методом с применением 3,5,7-триоксифенилфлуорона и дитизона ошибка увеличивается, что, вероятно, связано с чистотой реагентов и стабильностью фенилфлуоронатов и ди-тизонатов олова (IV).
J1 итература
1. Атрощвнко Г. П., Гарабажну С. Г. // Химия в сельск. хоз-ве. — 1981. — № 2. — С. 46.
2. Доерфель К. Статистика в аналитической химии. — М., 1969.
3. Макин Г. И., Санягина Н. А., Нестерова Г. Н., Суль-дчн Б. В. Растворимость солей трибутилолова в воде и в органических растворителях. — Черкассы, 1990.
4. Олово и оловоорганические соединения. ВОЗ. — М„ 1984.
5. Санягина Н. А. Физико-химические свойства и превращения оловоорганических соединений в окружающей среде: Автореф. дис. ... канд. хим. наук. — М., 1995.
6. Шушунова А. Ф., Санягина Н. А., Макин Г. И. // Журн. аналит. химии. — 1993. — Т. 48, № 4. — С. 698-702.
7. Chau Y. К., Yang F., Brow M. // Anal. chim. Acta. -1995. - Vol. 304, N 1. - P. 85-89.
8. Mortensen G., Pedersen В., Pritzl G. // Appl. Organom-et. Chem. - 1995. - Vol. 9, N 1. - P. 65-73.
9. Nagase M. // Anal. Sei. — 1990. - Vol. 6, N 6. -P. 851-855.
Поступила 0S.04.9S
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 1999 УДК 615.917:547.281.Ц.015.4.074
Н. В. Зайцева, Т. С. Уланова, Т. Д. Карнажицкая, Ю. А. Тырыкина ОПРЕДЕЛЕНИЕ ФОРМАЛЬДЕГИДА В БИОЛОГИЧЕСКИХ ЖИДКОСТЯХ
Научно-исследовательский клинический институт детской экопатологии, Пермь
Критерием оценки качества окружающей среды и ее неблагоприятного воздействия на состояние здоровья детского населения является определение ксенобиотиков в биологических средах. Одним из наиболее распространенных соединений, которое поступает в окружающую среду с выбросами промышленных предприятий, автотранспорта, образуется при сгорании многих органических соединений, накапливается внутри помещений, выделяясь из строительных и отделочных материалов, является формальдегид (2, 3, 12, 14].
Формальдегид вносит существенный вклад в образование фотохимического смога, раздражает слизистые оболочки глаз и верхних дыхательных путей, токсичен для центральной нервной системы [7, 10]. По токсикологическим свойствам формальдегид относится ко 2-му классу опасности. Быстро и полно всасывается при любом пути поступления в организм [7].
По данным литературы, для определения формальдегида в биологических средах используются колориметрические методы, основанные на реакции взаимодействия формальдегида с такими реагентами, как хромотроповая кислота, раствор кодеина в серной кислоте, резорцин и др. Недостатком этих методик является их неспецифичность [1, 6].
В настоящее время для определения токсичных веществ в биологических средах широко применяются методы газовой и высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) [4, 8, 9, 11].
Прямое определение формальдегида на газовом хроматографе с использованием детектора ионизации в пламени невозможно из-за разложения молекулы формальдегида в пламени детектора [5].
Многие авторы предлагают определение формальдегида в виде его производных с помощью ВЭЖХ [13, 15— 18]. J. Kaminski и соавт. [16] описали метод определения формальдегида в молоке путем превращения анализируемого вещества в 2,4-динитрофенилгидразон формальдегида, экстракции последнего гексаном и определения на жидкостном хроматографе "Varían Vista" при
длине волны УФ-детектора 345 нм. Предел определения данного метода составляет 0,089 мкг/мл.
Для разработки метода определения формальдегида в биологических средах (кровь, моча) нами использован жидкостный хроматограф с насосом высокого давления НРР 5001 (Чехословакия) и УФ-детектором с длиной волны 365 нм.
Определение формальдегида в крови и моче проводили с помощью 2,4-динитрофенилгидразина (2,4-ДНФГ). 2,4-ДНФГ и образующийся 2,4-динитрофенилгидразон формальдегида (2,4-ДНФГФ) селективно определялись методом ВЭЖХ и надежно идентифицировались с помощью УФ-детектора.
Были подобраны оптимальные условия проведения реакции взаимодействия формальдегида, присутствующего в пробе, и 2,4-ДНФГ. К 50 мл мочи прибавляли 2,5 мл 0,2% раствора 2,4-ДНФГ в 2 М соляной кислоте, 1 — 2 капли концентрированной соляной кислоты, 5 мл гек-сана и проводили одновременную дериватизацию и экстракцию образующегося 2,4-ДНФГФ. Для крови объем анализируемой пробы составлял 2 мл, количество 0,2% раствора 2,4-ДНФГ в 2 М соляной кислоте — 2 мл, количество экстрагента — 5 мл.
Экспериментально определили время проведения экстракции. При одновременном внесении 2,4-ДНФГ и гексана в пробу максимальный выход продукта 2,4-ДНФГФ наблюдался через 15—17 мин, при дальнейшем увеличении времени экстракции происходило уменьшение его концентрации в экстрагенте. Степень превращения формальдегида в гидразон оценивали сравнением полученных данных с результатами анализа стандартного раствора чистого 2,4-ДНФГФ в ацетонитриле.
После экстракции отделяли гексан от биопробы, центрифугировали экстракт при 2000 об/мин в течение 2 мин (для мочи) и 3 мин (для крови). Верхний слой количественно переносили в бюкс с притертой пробкой и выпаривали под ИК-лампой. Остаток, содержащий 2,4-ДНФГФ, растворяли в ацетонитриле и анализировали на жидкостном хроматографе. Определение 2,4-ДНФГФ проводили на обращенно-фазном сорбенте Берагоп С 18.
