CC BY
7мужской гормон тестостерон обладает способностью активировать окисление веществ в микросомах печени.
Опыты по изучению влияния фенозана на рецепторы дали следующие результаты. Непосредственного действия препарата на тонус изолированных отрезков мышц не обнаружено — не наблюдалось ни расслабления, ни сокращения тест-объектов. На величину эффектов агонистов рецепторов фенозан также не оказывал влияния.
Вместе с тем отчетливый и статистически значимый эффект СМД фенозана проявился в экспериментах с ОТК в присутствии антагонистов рецепторов — атропина и ЛДК. Атропин в концентрации 3- 10~ш М снижает на 50% контрактуру ОТК, вызванную ацетил-холином в концентрации 5-Ю-8 М, добавленным после 15-минутной инкубации атропина с ОТК. Если одновременно с атропином вводили фенозан в концентрации 2-10"15 М, то блокирующий эффект атропина не возникал.
В случае серотониновых рецепторов обнаружено, что реакция ОТК на серотонин (3- Ю-6 М) в присутствии ДЛК (1-Ю-9 М) после 15-ти минутного контакта ДЛК с ОТК уменьшается на 50 ±6%. При одновременном воздействии диэтиламида лизергиновой кислоты и фенозана (2-Ю-15 М) блокирующий эффект ДЛК усиливается до 78 ±12%.
Проведенные эксперименты показали, что фенозан в сверхмалых концентрациях оказывает влияние на процессы высшей нервной деятельности. Он проявляет антиамнезирующее действие. Кроме того, это вещество изменяет чувствительность животных к действию барбитуратов.
Непосредственно не оказывая влияния на синап-тические нейрорецепторы, фенозан изменяет величину эффектов специфических лигандов. По-видимому, это действие сверхмалых доз фенозана проявляется неспецифически посредством влияния на мембранные структуры.
ЛИТЕРАТУРА
1. Бурлакова Е.Б. Вестн. РАН, 1994, т. 64, № 5, с. 425.
2. Бурлакова Е. Б., Терехова С. Ф., Греченко Т. Н., Соколов E.H. Биофизика, 1986, т. 31, № 5, с. 921.
3. Хохлов А Н. Нейрохимия, 1989, т. 8, № 1, с. 3.
4. Горбатова E.H., Духович Ф.С., Курочкин В.К. Тез. II Межа. симп. «Механизмы действия сверхмалых доз». РАН, Москва, 1995.
5. Блаттнер Р., Классен X., Денерт X., Деринг X. Эксперименты на изолированных препаратах гладких мышц. М. Мир, 1983, с. 206.
УДК 581.143
Nod факторы ризобий — новые регуляторы роста растений
А. О. Овцына, И. А. Тихонович
АЛЕКСАНДРА ОЛЕГОВНА ОВЦЫНА — кандидат биологических наук, младший научный сотрудник лаборатории биотехнологии ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии. Область научных интересов: генетика и биохимия ранних этапов бобово-ризобиального симбиоза, обмен молекулярными сигналами между симбионтами.
ИГОРЬ АНАТОЛЬЕВИЧ ТИХОНОВИЧ — доктор биологических наук, профессор, академик РАСХН, директор ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии, заведующий лабораторией биотехнологии. Область научных интересов: симбиотическая азотфиксация, генетика и биохимия растительно-микробных взаимодействий, биопрепараты.
189620 Санкт-Петербург, Пушкин-8, ш. Подбельского, 3, ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии, E-mail [email protected]
В физиологии растений традиционно принято выделять пять основных типов растительных гормонов: ауксины, цитокинины, гиббереллины, абсцизовую кислоту и этилен [1]. С недавних пор обсуждается вопрос об отнесении к гормонам растений оли-госахаридов — небольших олигомеров Сахаров, действующих в сверхмалых концентрациях и влияющих на морфогенез растений [2, 3]. В предлагаемом обзоре представлены данные о новом типе регуляторных молекул, обладающих биологической активностью по отношению к растениям и сходных по структуре с олигосахаридами, но имеющих бактериальное происхождение — это факторы клубенькообразования, или Nod факторы, синтезируемые почвенными симбиоти-ческими бактериями ризобиями.
Роль бактерий ризобий в морфогенезе растений
К ризобиям относят обширную группу бактерий из семейства ЯЫгоЫасеае, вступающих в симбиоз с бобовыми растениями. В результате симбиоза на корнях растений образуются специфические органы фиксации атмосферного азота — корневые (реже стеблевые) клубеньки.
Изучение бобово-ризобиального симбиоза началось более 100 лет назад с открытия Гельригелем и Вильфартом фиксации азота в клубеньках бобовых растений. Механизмы инфекции ризобиями растений-хозяев варьируют, но наиболее распространенным способом является проникновение их в корень через корневые волоски: бактерии индуцируют закручива-
ния верхушек корневых волосков, затем формируется структура, называемая инфекционной нитью, которая прорастает через корневой волосок и кору корня. Из инфекционной нити бактерии высвобождаются и превращаются в бактероиды — сим-биотическую форму, фиксирующую азот воздуха. На некотором расстоянии от растущей инфекционной нити в коре корня индуцируются клеточные деления, дающие начало зоне роста клубенька.
Бобово-ризобиальный симбиоз — специфичное явление: каждое растение-хозяин способно к симбиозу только с определенным видом ризобий. Узнавание потенциальными партнерами друг друга происходит на самой ранней стадии взаимодействия, при этом только в совместимых комбинациях происходит развитие симбиоза, а при распознавании бактерии как "чужеродной" симбиоз блокируется [4—6].
Открытие Nod факторов, их общая структура
Уже самые первые наблюдения за ранними этапами бобово-ризобиального симбиоза показали, что стерильная среда, в которой культивировались ризобии, очищенная от ризобий фильтрованием, способна вызывать деформацию корневых волосков растений [7]. Природа деформирующего вещества долгое время оставалась неизвестной, хотя было ясно, что это не индолилуксусная кислота — известный стимулятор роста, синтезирующийся в растениях, а вещество, специфичное для бобово-ризобиального симбиоза. В 1982 году Ван Брусель с соавт. [8, 9] возродил интерес к этой проблеме. Он показал, что способность к изменению морфологии корней коррелирует с наличием у бактерий симбиотической плазми-ды (кольцевой молекулы ДНК), несущей основные гены, необходимые для развития симбиоза.
Первые вещества из фильтратов бактерий ризобий, индуцирующие скручивания корневых волосков, были выделены в 1990 году из ризобий-симбионтов люцерны [10]. Они представляют собой липохитоолигосахариды — тетра- и пентамеры 1,4-М-ацегилглюкозамина, О-ацетилированные и N-ацилированные на нередуцирующем конце и суль-фатированные на редуцирующем конце. Остаток жирной С16-кислоты имеет две двойные связи в положениях 2 и 9 — кислотный фрагмент С16:2. Обнаруженные бактериальные молекулы получили название Nod факторов (от Nodulation — клубенькообразование).
Открытие Nod факторов инициировало активное их изучение в других видах ризобий. Оказалось, что все клубеньковые бактерии, в том числе генетически довольно отдаленные друг от друга, продуцируют ли-похитоолигосахаридные Nod факторы [4, 5, 11].
Основная структура Nod факторов одинакова: 1,4-олигомер N-ацетилглюкозамина, имеющий N-ациль-ный заместитель на нередуцирующем конце (рис.1) [12].
Таксономические различия между ризобиями отражаются в химических модификациях основной структуры Nod факторов. Так, ризобии-симбионты гороха и-вики производят, в отличие от симбионтов люцерны, Nod факторы без сульфатной группы и с другой специфической полиненасыщенной жирной кислотой — ¿18:4 [13], a Nod факторы ризобий-симбионтов сои включают вместо сульфата метилфу-козу и неспецифическую ацильную цепь С 18:1 — цис-вакценовую кислоту (наиболее широко распростра-
ни
— сульфат (ризобии люцерны) метилфукоза (ризобии сои) Н (ризобии вики, гороха)
,СНг
НгС
Н2С
СН2
,СН2
НС.
н& НС.
,СН2
СН2
НгС
НгС
,СН2
снг
нгсч
НзС С18:4
(ризобии вики, гороха)
НгС.
СНг
НзС С18:1
(ризобии сои)
Рис. 1. Структура Nod факторов ризобий.
Показаны наиболее важные заместители: ацильная нередуцирующем конце (С18:1 или С18:4) и заместителей в позиции R5 на редуцирующем конце
группа на варианты
ненный в ризобиях липид) [14-16] (см. рис.1). Более того, выяснилось, что именно структурные различия Nod факторов определяют специфичность ризобий по отношению к растениям-хозяевам. Так, удаление сульфатной группы из Nod факторов симбионтов люцерны приводит к тому, что они теряют способность заражать люцерну, но получают возможность инфицировать вику, природные симбионты которой производят несульфатированные Nod факторы [17]; симбионты гороха, получая дополнительную модификацию Nod факторов в виде фукозы на редуцирующем конце, приобретают способность инфицировать тропическое бобовое растение сиратро [18]. Таким образом, структура Nod факторов является важнейшей детерминан-той хозяйской специфичности симбиоза.
Индивидуальные бактериальные штаммы ризобий продуцируют семейства Nod факторов, которые могут немного различаться по длине молекулярной цепи и заместителям. Благодаря этому достигаются не только основные хозяйско-специфические различия между видами и биотипами ризобий, но и тонкие особенности, необходимые для оптимального клубенькообразо-вания на определенных растениях. Способность штаммов заражать широкий крут растений-хозяев часто коррелирует со способностью ризобий производить смесь различным образом модифицированных Nod факторов [19, 20]. Так, тропический штамм с очень широким кругом хозяев Rhizobium sp. NGR234, который заражает более 70 родов бобовых культур и небобовое растение Parasponia, продуцирует семейство Nod
факторов (более 18). Среди заместителей в этих факторах — карбамоильные группы на нередуцирую-щем конце, метальная группа в кислотном фрагменте, метилфукоза на редуцирующем конце, которая может быть либо О-ацетилирована, либо О-сульфатирована [19]. Кроме того, профиль Nod факторов, по-видимому, отражает адаптацию к расте-ниям-хояевам: ризобии, принадлежащие к разным систематическим группам, но заражающие одно и то же растение-хозяин, производят сходные наборы Nod факторов [14, 21].
Важным условием регуляции оптимального клу-бенькообразования является количество Nod факторов. Установлено, что Nod факторы биологически активны в концентрациях
Ю-9—Ю-12 М. Экспериментальное усиление продукции Nod факторов бактериями не только не приводит к увеличению количества индуцируемых ими клубеньков, но, напротив, вызывает значительное снижение клубенькообразования [22]. Воздействие на корни растений Nod факторов в концентрации Ю-4 М, которая на несколько порядков превышает физиологическую, полностью подавляет авторегуляцию клубенькообразования, в норме наблюдаемой под влиянием бактерий и Nod факторов [23]. Таким образом, Nod факторы стимулируют симбиотические реакции лишь в очень малых концентрациях, гак что их действие можно отнести к уникальным эффектам сверхмалых доз. Суммарная биологическая активность Nod факторов на различных растениях-хозяевах определяется их химической структурой и концентрацией в зоне корня.
Контроль синтеза Nod факторов
Гены, отвечающие за синтез Nod факторов, были локализованы в симбиотических плазмидах, и было установлено, что их работа регулируется координирование [5, 6]. Запуск работы этих генов индуцируется флавоноидами, выделяемыми из корней растений-хозяев соответствующих ризобий (рис.2) [24—28]. Специфические флавоноиды узнаются бактериальным белком — регулятором транскрипции NodD. Комплекс флавоноид-NodD активирует работу генов синтеза и секреции Nod факторов [29—31]. К настоящему времени установлены функции белковых продуктов большинства этих генов. На рис.3 приведена общая схема синтеза Nod факторов [4].
Мономерные предшественники синтеза производятся из фруктозо-6-фосфата под действием глюкоз-аминсинтазы NodM [32].Основная структура Nod факторов синтезируется белками NodA, NodB и NodC. Белок NodC является хитоолигосахарид-синтазой, синтезирующей олигомеры Nod факторов размером до 5 остатков ацетилглюкозамина [33—35]. Белок NodB
Rhizobium leguminosarum
Рис.2 Схема сигнальных взаимодействий между горохом и его симбиотической клубеньковой бактерией Rhizobium leguminosarum [12].
Корни растений выделяют специфические флавоноиды, которые в комплексе с бактериальным белком NodD активируют синтез бактериальных сигнальных молекул — Nod факторов
деацетилирует терминальный нередуцирующий аце-тилглюкозамин [36], а белок NodA присоединяет жирную кислоту к этому глюкозамину [37, 38].
Следующая группа белков участвует в специфической модификации олигосахаридного скелета. Транс-феразная активность была показана для белков NodL, NodX, NodH, NodS, NodZ, NoeC, NoeE, NolL.
Известны три О-ацетилтрансферазы, каждая из которых ацетилирует Nod факторы в определенном положении: NodL добавляет О-ацетильную группу в Сб-позицию нередуцирующего конца Nod фактора [39]; NodX ацетилирует Сб-позицию редуцирующего конца Nod фактора [40]; NolL ацетилирует фукозный остаток на Nod факторе (одну из возможных модификаций фактора) [41].
Сульфотрансфераза NodH переносит сульфатную группу на редуцирующий конец фактора [16]. Донор сульфата — 31 -фосфоаденозин-51 -фосфосульфат (ФАФС), продуцируется комплексом из белков NodP (АТФ-сульфурилаза) и NodQ (АФС-киназа) [16, 17]. Другая сульфотрансфераза — NoeE специфически сульфатирует фукозный заместитель на Nod факторе [42]. Метальная группа переносится на нередуцирующий конец Nod фактора от S-аденозилметионина (SAM) N-метилтрансферазой NodS [43, 44].
Белок NodZ присоединяет к редуцирующему концу N-глюкозамина остаток 2-О-метилфукозы [18, 45, 46]. Предшественник фукозы — ГДФ-фукоза синтезируется, по-видимому, продуктом гена nolK [46]. Добавление D-арабинозы к Nod факторам осуществляется белком NoeC [46].
Белки NodE и NodF, функционирующие соответственно как кетоацилсинтаза и ацилпереносящий белок, необходимы для синтеза высоконенасыщенной ацильной цепи на нередуцирующем конце Nod фактора [13, 38, 47]. Длина молекулярной цепи и степень насыщенности жирной кислоты определяет меж- видовые и даже внутривидовые различия в хозяйской специфичности ризобий [48, 49]. Различия в структуре
фруктозо-6-фосфат
j NodM
глюкозамин-6-фосфат
но—\
но но
UDP
o=c
HO—\
"SCS^o-
GlcNAc
HO HO
СНз
NodC
0=C
СНз
0=C
HO HO' HO
СНз
NodB
ю HO \
N№
o=S СНз
донор ацила
NodA
R-»0—\
^Rl
HO HO
ацил NodE NodF
HO HO
^JH
0=C
СНз
НО НО
ОН
ГДФ-фукоза
СНз
NodZ R5 = Фукоза
NolL
R5 = ацетилфукоза
R5o НО
ОН
ацетилКоА
Д1
о=с
NodL SAM
СНз
NodS
R4 = ацетил Rl = метил
R50 НО
О.
ОН
ми „, ФАФС
/чн rS=h -'К5= сульфат
0=^ NodH
СНз
Рис. 3. Механизм биосинтеза Nod факторов [4].
Показаны функции основных ферментов биосинтеза Nod факторов.
Сокращения: GlcNAc — N-ацетилглюкозамин; ГДФ-фукоза — гуанозиндифосфофукоза; АцетилКоА — ацетил-кофермент А; ФАФС — З'-фосфоаденозин-З'-фосфосульфат; SAM — S-аденозил-метионин
ацильной цепи, по-видимому, зависят от субстратной специфичности кетоацилсинтазы NodE [49]. Белок NodG гомологичен редуктазе и может вовлекаться в модификацию жирной кислоты [50].
Описанные выше ферменты принимают участие в синтезе коровой структуры и модификации Nod факторов ризобий. Имеется еще ряд генов, влияющих на клубенькообразование и хозяйскую специфичность симбиоза, функции которых связаны с дальнейшей судьбой синтезированных олигосахаридов и описаны пока очень неполно.
Большинство секретируемых бактерией Nod метаболитов накапливается вначале внутри клеток. Предполагается, что они транспортируются через мембрану с помощью белков Nodi и NodJ [51]. Эти белки влияют на эффективность секреции Nod факторов и сходны с белками секреции капсульных полисахаридов грамотрицательных бактерий [52,53]. Белок NodT, имеющий сходство с белками внешней мембраны,
образующих часть секреторного комплекса, предположительно вовлекается в секрецию Nod факторов в комплексе с Nodi и NodJ [54].
Действие Nod факторов на растение-хозяин
Добавление Nod факторов к корням растений в концентрации Ю-8—10"12 М вызывает различные реакции корневых волосков и клеток внутренней и внешней коры корня [4, 5]. Некоторые из них, такие как индукция клеточных делений в корне и преин-фекционных нитей (см. ниже), очень сходны с реакцией корней на инфекцию бактерией, в то время как другие ответные процессы (массовые деформации корневых волосков и пр.) характерны именно для очищенных Nod факторов. Под воздействием Nod факторов происходит деполяризация мембран корневых волосков [55-57], изменение потоков Н+ и Са2+-ионов через мембрану [58]; индукция течения цито-
плазмы, деформации корневых волосков и реинициа-ция полярного роста кончика корня [59]. Nod факторы запускают в работу ряд растительных генов, включение которых четко коррелирует с ранними стадиями симбиоза [60], а также генов флавоноидного биосинтеза, таких как фенилаланинаммонийлиаза и халкон-синтаза, что приводит к усилению синтеза растением флавоноидных индукторов, в свою очередь, активирующих синтез новых Nod факторов [61].
Роль Nod факторов в образовании корневых клубеньков была убедительно доказана на многих видах растений. Эти липохитоолигосахариды при воздействии на корни в отсутствие бактерий индуцируют образование примордия клубенька — ткани, где реинициируются клеточные деления и начинается рост клубенька [13, 62]. На корнях люцерны примордий может развиться в полностью сформированный «пустой» клубенек, который имеет все анатомические и гистологические признаки истинного клубенька, но не содержит бактерий [62]. У большинства других растений этого не происходит, и развитие клубенька тормозится на стадии небольшого выроста [12]. Исключительная способность люцерны к образованию «пустых» клубеньков, вероятно, связана с тем, что существуют некоторые естественные генотипы люцерны, формирующие корневые клубеньки при полном отсутствии ризобий и Nod факторов [63].
Кроме участия в индукции развития клубенька, митогенные липохитоолигосахариды вызывают образование структур, названных преинфекционными нитями, — цитоплазматических тяжей, пронизывающих внешнюю кору корня [64]. При этом клетки коры корня претерпевают морфологические изменения (компактизация ядер и миграция их в центр клетки), которые можно интерпретировать как результат активации клеточного цикла [65]. В экспериментах на суспензии клеток люцерны было установлено, что Nod факторы действительно стимулируют прохождение клеточного цикла: в клетках усиливается включение тимидина, увеличивается количество клеток, находящихся в фазе деления, активируются гены-маркеры клеточного цикла [66].
Действие Nod факторов, по-видимому, опосредуется другими растительными гормонами. В пользу этого свидетельствуют следующие факты: эффект индукции Nod факторами псевдоклубеньков на корнях люцерны мимикрируется ингибиторами транспорта ауксинов и флавоноидами [67]; мутанты ризобий, неспособные к синтезу Nod факторов, восстанавливают способность к образованию клубеньков после введения в них гена биосинтеза цитокинина [68]; чувствительность к ауксинам и баланс между ауксинами и цитокининами влияют на клубенькообразование у люцерны [69]. Nod факторы и цитокинин сходным образом стимулируют деления клеток коры корня и включают некоторые гены, активные в делящихся клетках [31]. Недавно было показано, что Nod факторы и индуцируемые ими флавоноиды вызывают временное ингибирование транспорта ауксинов в корнях, приводящее к локальному изменению баланса фитогормонов. В точке сдвига баланса и возникают клеточные деления, дающие начало зоне роста клубенька [70].
Кроме эффекта ауксинов и цитокининов, широко описано влияние на клубенькообразование другого растительного гормона — эндогенного этилена. Этилен подавляет образование клубеньков [71], но в то же
время он является необходимым элементом регуляции клубенькообразования, так как количество сайтов инфекции и расположение будущих клубеньков относительно сосудистых пучков в корне контролируются этиленом [72, 73].
Таким образом, растительные гормоны участвуют в регуляции клубенькообразования и для передачи сигнала к делению клеток Nod факторы частично используют те же пути, что и основные гормоны растений.
Липохитоолигосахариды — универсальные регуляторы роста и развития
Появились данные, позволяющие предположить, что вещества, сходные по структуре с Nod факторами и влияющие на процессы дифференцировки клеток, содержатся в растениях, в том числе и в небобовых, и даже в организме животных [4, 12]. Об этом свидетельствует, например, тот факт, что введение в растения табака генов, контролирующих ферменты синтеза Nod факторов — белков NodB (хитоолигосахарид-деацетилаза) и NodA (ацилтрансфераза), приводит к серьезным изменениям в развитии растения: замедляется рост, снижается апикальное доминирование, наблюдается редукция органов, появляются листья с измененной морфологией [74]. Представляется вполне вероятным, что растения содержат субстраты для ферментов, модифицирующих хитиновые остатки, а производные хитина могут выполнять важные сигнальные функции в процессе развития растений. Возможным субстратом для белков NodA и NodB могут быть открытые недавно олигосахаридсодержащие производные гликопротеинов нуклеопорного комплекса или их предшественники [75].
Было показано также, что Nod факторы в наномо-лярных концентрациях способны восстанавливать нормальное развитие эмбрионов у температурочувст-вительных соматических эмбриогенных мутантов моркови [76]. Олигомеры хитина не дают такого эффекта, следовательно, для активности требуется остаток жирной кислоты Nod фактора. Восстановление эмбриогенеза достигается также при добавлении 32-kD эндохи-тиназы моркови [77]. Поскольку хитин и его производные являются единственными известными субстратами для этого фермента, можно предположить, что эндохитиназа высвобождает активные Nod факторпо-добные молекулы путем расщепления более длинных макромолекул, присутствующих в клетках моркови [76].
Структура Nod факторов, углеродный скелет которых идентичен короткому фрагменту хитина, может быть сходной со структурой продуктов расщепления хитиназой более высокомолекулярных субстратов, но в то же время позволяет им служить непосредственным субстратом для хитиназ. Nod факторы действительно расщепляются растительными хитиназами, причем их устойчивость к расщеплению зависит от природы заместителя в углеродном скелете фактора и от длины полимерной цепи. Декорированные Nod факторы, несущие сульфатную, ацетильную, фуко-зильную группы, более устойчивы, чем незамещенные факторы [78; А.О. Овцына с соавт., неопубликованные данные].
Субстратная специфичность хитиназ по отношению к различным образом модифицированным Nod факторам настолько высокая, что позволяет проводить идентификацию хгаиназ по характеру расщепления ими различных Nod факторов [79].
Растительна» ""»о синТез„Г ХИтиназы НамЯ
Расге„;яРУЮГСЯ в ХоДе ак-
стресса Па^генНоГЯ Н°Й Ре"
"Ричем " в отсутсгв^ Ча"о
синтез их г, ^ ВЛяется сп~ Пат°гена
обработхи* Тп1Т*аеТС» ГеНов
ауксинами и ?ЗДерМаль"ой Разу После
Петунии аз 8 Репрод^т личная
* -
рам, в п ' ул- Р°дственныг \т сущестВо-ний. В ^Р0ЛЬ ХИгиназ в 1ПОЗВодадо бы бь/ли Л00ан? 0адой"ой * молекул
Лось> что в £а„Расте»ий ^НЬ^' "еин- ..........................ц|ц11.........
Растениях ё Иствит^ьно „„ факт°Рами ХВОс™. ' 6[% эмбрион^Ии а«тител к _
адигомепГ й бел°К ИобГ * квотных- В качестве 'ралви^я. Факторах; 69% °^Лка **о0г -
<ЬаггУ РИзаци1° угл/п ' 0гвечаюШИй ^ Ко»1роля в эмбРИоНов „м™
фактора, имеет я углеРод>того й за „ ° ИНа*тивиппв; ЭмбРионы Вйпг7„ ИМел« сходные
е^Н0В (»¡^ ****** хвое РЬ!5^одяТ РИз°биаль„ы;1^Ров закл^^^пулирован^
ен ФерменЛ^6«- В
NodZ 9нЗон
Рис. 5. Структура Nod факторов, требуемая для заражения бактериями афганского гороха [86].
Показаны две модификации структуры Nod фактора, необходимые для придания ризобиям способности к заражению афганского гороха: фукозил (присоединение контролируется фукозилтрансфе-разой NodZ) и ацетил (присоединение контролируется ацетил-трансферазой NodX)
фукозил, соответственно, в Сб-положение редуцирующего конца Nod фактора [40, 45]. Следовательно, для симбиоза с афганским горохом бактериям требуется неспецифическая модификация редуцирующего конца Nod фактора [86]. Таким образом, путем введения в бактерии дополнительных генов удалось создать пары симбионтов, специфически взаимодействующих друг с другом.
Штаммы ризобий с высокой эффективностью азотфиксации широко используются для обработки выращиваемых бобовых культур. Свойство заражать избранные линии растений является очень важным для этих штаммов, поскольку оно позволяет вновь вносимым бактериям избегать конкуренции с местными почвенными штаммами ризобий, обычно более конкурентоспособными, но менее эффективными, чем вносимые. В результате возрастает общая эффективность фиксации азота бобовыми культурами.
Другой путь — химический синтез Nod факторов позволяет получать практически неограниченные количества этих молекул с любыми модификациями. Тестирование биологической активности синтетических Nod факторов и их разнообразных производных дает возможность проанализировать, каким образом структура Nod факторов связана с их активностью [87, 88]."К синтетическим Nod факторам могут быть присоединены флуоресцентные и фотоактивируемые группы. Такие маркированные производные Nod факторов открывают новые возможности изучения взаимодействия Nod факторов с растениями [4].
Потениальные области применения Nod факторов ризобий разнообразны. Это использование их как регуляторов клеточного цикла и морфогенеза в культуре растительных тканей; введение в биопрепараты как стимуляторов симбиоза; применение в фундамен-
4.
5.
6.
7.
9.
10. 11. 12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20. 21.
тальных научных исследованиях как средства для изучения путей передачи сигналов в клетках и поиска сходных с Nod факторами регулятор-ных хитиноподобных молекул в растениях и животных. В качестве одного из способов поиска предлагается радиоактивное мечение возможных хитоолигосахаридных субстратов в исследуемых тканях с помощью трансфераз, модифицирующих ризобиальные Nod факторы [4].
Дальнейшее изучение и использование Nod факторов ризобий представляется весьма перспективным, поскольку эти биологически активные молекулы, помимо уже известных их специфических сигнальных функций на ранних этапах симбиоза и запуска процесса формирования клубеньков бобовых растений, могут выполнять роль регуляторных молекул более широкого спектра действия, влияющих на морфогенез растений и животных.
ЛИТЕРАТУРА
1. Гудвин Т., Мерсер Э. -Введение в биохимию растений, т. 2. Под ред. B.J1. Кретовича. М.: Мир, 1986, 312 с.
2. Albersheim P., Darvill A.G., Mcneil М. е. a. In: Structure and Function of Plant Genomes. Eds.: O. Ciferri, L. Dure. 1983, N.-Y.: Plenum, p. 293-312.
3. Ryan C.A., Farmer E.F. Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol., 1991, v. 42, p. 651-674.
Spaink H.P. Crit. Rev. Plant Sci., 1996, v. 15, p. 559-582. Denarie J, Debelle P., Prome J.C. Ann. Rev. Biochem., 1996, v. 65, p. 531-535.
Schultze M., Kondorosi A. Ann. Rev Genet., 1998, v. 32, p. 33-57.
McCoy E. Proc.Roy. Soc. London B, 1932, v. 110, p. 514-533.
Van Bnissel A.A.N., Так Т., Wetselaar A. e. a. Plant Sci. Lett., 1982, v. 27, p. 317-325.
Van Brusset A.A.N., Zaat S.A.J., Canter Cremers H.C.J, e. a. J.Bacterid., 1986, v. 165, p. 517-522. Lerouge P., Roche P., Faucher C. e. a. Nature, 1990, v. 344, p. 781-784.
Schultze M., Quiclet - Sire В., Kondorosi E. e. a. Proc. Nat.
Acad. Sci. USA, 1992 v. 89, p. 192-196.
Spaink HP, Wijfjes A.H.M., van Vliet T.B. e. a. Austral.
J. Plant Physiol., 1993, v. 20, p. 381-392.
Spaink H.P., Shee/ey D.M., van Brussel A.A.A. e. a. Nature,
1991, v. 354, p. 125-130.
Carlson R. W., Sanjuan J., Bhat U. V. e. a. J. Biol. Chem.,
1993, v. 268, p. 8372-8381.
Bec-Ferte M.P., Krishnan H.B., Prome D. Biochemistry,
1994, v. 33, p. 11782-11788.
SchwedockJ., Long S.R. Nature, 1990, v. 348, p. 644—647. Roche P., Debelle F, Mailett F. e. a. Cell, 1991, v. 67, p. 1131-1143.
Lopez-Lara I.M., Blok-Tip L., Quinto C. e. a. Mol. Microbiol., 1996, v. 21, № 2, p. 397-408. Relic В., Falmont F, Kopsinska J. e. a. Mol. Plant-Microbe Interact., 1994, v. 5, № 6, p. 764—774. Lopez-Lara I.M., van der Drift K.M.G.M., van Brus selA.A.N, e. a. Plant Mol. Biol., 1995, v 29, p. 465. Lorquin J., Lortet G., Ferro M. e. a. Mol. Plant — Microbe Interact., 1997, v.10, p. 879-890.
22. Downie J.A., Davies A.E., Sutton J.M. e. a. In: Proc. of the 1st Eur. Nitrogen Fixation Conf. Eds. G. Kiss, G. Endre., Szeged: OfTicina Press, Hungary, 1994, p. 54—58.
23. Van Brüssel A.A.N., Tak T., Boot C.J.M. e. a. Abstrs I2'h Int. Congress on Nitrogen Fixation. Foz do Iguacu— Parana-Brazil, 1999, p. 69.
24. Peters N.K., Frost J. W., Long SR. Science, 1986, v. 233, p. 977-980.
25. Kosslak R.M., Bookland R., Barkel J. e. a. Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 1987, v. 84, p. 7428-7432.
26. Djordjevic M.A., Redmond W., Batley M., Rolfe G.B. EMBO J., 1987, v. 6, № 5, p. 1173-1179.
27. Hartwig U.A., Maxwell C.A., Joseph C.M., Phil-lippsD.A. J. Bacteriol., 1990, v. 172, p. 2769-2773.
28. Hartwig U.A., Phillips DA. Plant Physiol., 1991, v. 95, p. 804-807.
29. Spaink H.P., WijfTelman C.A., Pees E. e. a. Nature, 1987, v. 328, p. 337-340.
30. Schlaman H.R.M., Okker R.J.H., Lugtenberg B.J.J. J. Bacteriol., 1992, v. 174, p. 5177-5182.
31. Schultze M., Kondorosi A. World J. Microbiol. Biotechnol., 1996, v. 12, p. 137-149.
32. Baev N., Endre G., Petrovics G. e. a. Mol. Gen. Genet., 1992, v. 228, p. 11333. Debelle F., Rosenberg C., Denarie J. Mol. Plant-Microbe
Interact., 1992, v. 5, p. 443—446.
34. Atkinson E.M., Long S.R. Mol. Plant-Microb. Interact.,
1992, v. 5, p. 439-442.
35. Geremia R.A., Mergaert P., Geelen D. e. a. Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 1994, v. 91, p. 2669-2673.
36. John M., Rohrig H., Schmidt J. e. a. Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 1993, v. 90, p. 625-629.
37. Atkinson E.M.,PalcicM.M., Hondsgaul O. e.a. Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 1994, v. 91, p.8418-8422.
38. Ritsema T., WijfTelman A. H. M., Lugtenberg B. J. J., Spaink H.P Mol. Gen. Genet., 1996, v. 251, p. 44-51.
39. Bloemberg G.V., Thomas - Oates J.E., Lugtenberg B.J.J., Spaink HP. Mol. Microbiol., 1994, v. 11, № 4, p. 793.
40. Firmin J.L., Wilson K.E., Carlson R.W. e. a. Mol. Microbiol., 1993, v. 10, № 2, p. 351—360.
41. Frieberg C, Fellay R., Bairoch A. e. a. Nature, 1997, v. 387, p. 394-401.
42. Hanin M., Jabbouri S., Quesada-Vincens D. e. a. Mol. Microbiol., 1997, v. 24, p. 1119-1129.
43. Geelen D., Mergaert P., Geremia R.A. e. a. Mol. Microbiol., 1993, v. 9, p. 145-154.
44. Jabbouri S., Fellay R., Talmont F. e. a. J.Biol Chem., 1995, v. 270, № 39, p. 22968-22973.
45. Stacey G., Luka S., Sanjuan J. e. a. J.Bacteriol., 1994, v. 176ss, p. 620-633.
46. Mergaert P., D'Haeze W., Fernandez-Lopez M. e. a. Mol. Microbiol., 1996, v. 21, № 2, p. 409-419.
47. Demont N., Debelle F., Aurelle H. e. a. J. Biol. Chem.,
1993, v. 268, p. 20134-20142.
48. Spaink H.P, Bloemberg G.V., Van Brüssel AA.N. e. a. J. Mol. Plant-Microbe Interact., 1995a, v. 8, p. 155.
49. Bloemberg G.V., Kamst E., Harteveld M. e. a. Mol. Microbiol., 1995, v. 16, № 6, p. 1123-1136.
50. Slabas A.R., Chase D., Nishida I. e. a. Biochem. J., 1992, v. 283, p. 321-326.
51. Evans I.J., Downie J.A. Gene, 1986, v. 43, p. 95.
52. Vazquez M., Santana O., Quinto C. Mol. Microbiol., 1993, v. 8, № 1, p. 369-377.
53. Spaink H.P., Wijfjes A.H.M., Lugtenberg B.J.J. J. Bacteriol., 1995, v. 177, p. 6276-6281.
54. Rivilla R., Sutton J.M., Downie J.A. Gene, 1995, v. 161, p. 27-31.
55. Ehrhardt D.W., Atkinson E.M., Long SR. Science, 1992, v. 256, p. 998-1000.
56. Kurkdjian A C. Plant Physiol., 1995, v. 107, p. 783.
57. Felle H.H., Kondorosi E., Kondorosi A., Schultze M. Plant J., 1995, v. 7, p. 939-947.
58. Allen N.S., Bennet M.N., Cox D.N. In: Advances in Molecular Genetics of Plant-Microbe Interactions. Dordrecht., 1994, p. 107-114.
59. Hcidstra R, Geurts R., Franssen H. e. a. Plant Physiol.,
1994, v. 105, p. 787-797.
60. Horvath B.,Heidstra R„ Lados M. e.a.. Plant J., 1993, v. 4, p. 727-733.
61. Recourt K, Schripsema J., Kijne J.W. e. a. Plant Mol. Biol.,
1991, v. 16, p 841-852.
62. Truchet G., Roche P., Lerouge P. e. a. Nature, 1991, v. 351, p. 670-673.
63. Truchet G., Barker D.G., Camut S. e. a. Mol. Gen. Genet., 1989, v. 219, p. 65-68.
64. Van Brussel A.A.N., Bakhuizen R., van Spronsen P.C. e. a. Science, 1992, v. 257, p. 70—72.
65. Verma DPS. Plant Cell, 1992, v. 4, p. 373-382.
66. Savoure A., Magyar Z., Pierre M. e. a. EMBO J., 1994, v. 13, p. 1093-1102.
67. Hirsch A.M., Bhuvaneswari T.V., Torrey J.G., Bisseling T. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1989, v. 86, p. 1244-1248.
68. Long S.R., Cooper J. In: Molecular Genetics of Plant — Microbe Interactions. Eds.: R. Palacios, D.P.S. Verma, 1988, St-Paul: Amer. Phytopathological Soc. Press. P. 163.
69. Kondorosi E., Hoffmann B., Endre G. e. a. In: New Horizons in Nitrogen Fixation. Eds.: R. Palacios, 1993, Kluwer Acad. Publ., Netherlands, p. 357.
70. Mathesius U., Schlaman H.R.M., Spaink HP. e. a. Plant J., 1998, v. 14, p. 23-34.
71. Feam J.C., LaRue TA. Plant Physiol., 1992, v. 96, p. 239.
72. Pemnetsa R. V., Cook D.R. Science, 1997, v. 275, p. 527.
73. Heidstra R., Yang W.C., Yalcin Y e. a. Development, 1997, v. 124, p. 1781-1787.
74. Schmidt J., Rohgrig H., John M. e. a. Plant J., 1993, v. 4, № 4, p. 651-658.
75. Heese-Peck A., Cole R.N., Borkhsenious O. e. a. Plant Cell,
1995, v. 7, p. 1459-1471.
76. De Jong A.J., Heidstra R., Spaink HP. e. a. Plant Cell., 1993, v. 5, p. 615-620.
77. De Jong A.J., Cordewener J., Lo Schiavo F. E. e. a. Ibid.,
1992, v. 4, p. 425-433.
78. Staehelin C., Schultze M., Kondorosi E. e. a. Plant J., 1994, v. 5, № 3, p. 319-330.
79. Schultze M., Staehelein C., Brunner F. e. a. Plant J., 1998, v. 16, p. 571-580
80. Leung D.W.M. Phytochemistry, 1992, v. 31, p. 1899.
81. Benhamou N, Asselin A. Biol, of the Cell., 1989, v. 67, p. 341-350.
82. Rosa F, Sargent T.D., Rebbert M.L. e. a. Develop. Biol., 1988, v. 129, p. 114-123.
83. Semino C.E., Specht C.A., Raimondi A., Robbins P.W. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1996, v. 93, p. 4548.
84. Semino C.E., Robbins P.W. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1995, v. 92, p. 3498-3501.
85. Bakkers J., Semino C.E., Stroband H. e. a. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1997, v. 94, p. 7982-7986.
86. Ovtsyna A.O., Geurts R., Bisseling T. e. a. Mol. Plant-Microbe Interact., 1998, v. 11, № 5, p. 418.
87. Stokkermans T.J. W., fkeshita S., Cohn J. e. a. In: Proc. of the I Eur. Nitrogen Fixation Conf. Eds.: G.B. Kiss, G. Endre, 1993, Szeged: OfTicina Press, p. 59.
88. Stokkermans T.J.W., fkeshita S., Cohn J. e. a. Plant Physiol., 1995, v. 108, p. 1587-1595.
