CC BY
119
СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ БИОЛОГИЯ, 2015, том 50, № 3, с. 267-277
Молекулярные и клеточные механизмы симбиоза
УДК 633.31/37:581.557.2:577.175.19 doi: 10.15389/agrobiology.2015.3.267rus
НЕГАТИВНАЯ ГОРМОНАЛЬНАЯ РЕГУЛЯЦИЯ РАЗВИТИЯ СИМБИОТИЧЕСКИХ КЛУБЕНЬКОВ. СООБЩЕНИЕ I. ЭТИЛЕН*
(обзор)
А.В. ЦЫГАНОВА, В.Е. ЦЫГАНОВ
Процесс формирования симбиотических клубеньков в результате взаимодействия бобовых растений и ризобий контролируется обоими партнерами. Со стороны растения важная роль принадлежит системе гормональной регуляции, в которую вовлечены все классы фитогормонов, выявленные у растений. Негативная регуляция клубенькообразования имеет большое значение, поскольку формирование симбиотического клубенька является для растения весьма энергозатратным процессом. Более того, при взаимодействии с неэффективным штаммом ризобий возможно формирование клубеньков, в которых не происходит фиксация азота, что не выгодно для растения. В настоящее время имеются данные о вовлечении в негативную регуляцию развития клубеньков четырех фитогормонов: этилена, абсцизовой, жас-моновой и салициловой кислот. В обзоре рассмотрена роль этилена в негативной регуляции клубенькообразования. Этилен негативно контролирует количество формируемых симбиотических клубеньков на различных стадиях их развития. Так, первый негативный эффект этилена проявляется уже на уровне кальциевых осцилляций, вызываемых действием Nod-факторов, продуцируемых ризобиями. В дальнейшем этилен негативно влияет на деформации корневых волосков, стимулируемых Nod-факторами, рост инфекционной нити, а также на развитие клубенькового примордия. У тропического бобового Sesbania rostrata Bremek. & Oberm. этилен подавляет активность клубеньковой меристемы, что приводит к формированию детерминированного типа клубенька (с ограниченной активностью меристемы), в то время как в отсутствие этилена формируются недетерминированные клубеньки (с продолжительной активностью меристемы). В то же время выявлено, что у сои Glycine max (L.) Merr. этилен не участвует в регуляции клубенькообразования. По-видимому, роль этилена нельзя однозначно связывать с типом формируемых клубеньков, так как у других бобовых растений, формирующих, как и соя, детерминированные клубеньки, этилен негативно влияет на число образуемых клубеньков. Предполагается, что синтез этилена в инокулированных корнях запускается Nod-факторами, при этом активируются защитные реакции растений, ведущие к ограничению количества формируемых клубеньков. Гиперклубенькообразующий мутант Medicago truncatula Gaertn. sickle, несущий мутацию в гене MtEIN2 — ключевом компоненте пути сигнальной трансдукции этилена, характеризуется, по данным протеомного анализа, сниженным уровнем активации защитных реакций. Примечательно, что не только растения, но и ризобии могут контролировать уровень этилена в ризосфере, влияя тем самым на количество формируемых клубеньков. Одним из таких механизмов служит синтез некоторыми штаммами ризобий ризобитоксина, имеющего структурное сходство с ингибитором синтеза этилена аминоэтоксивинилглицином (АВГ). Другой механизм распространен более широко среди ризобий и связан с синтезом АЦК-дезаминазы, фермента, расщепляющего предшественник синтеза этилена 1-аминоциклопропан-1-карбоновую кислоту (АЦК). Таким образом, очевидно, что регуляция уровня этилена может иметь важное практическое значение, потенциально позволяя увеличить способность растений к клубенькообразованию. Хотя следует заметить, что число формируемых на растении клубеньков является предметом тонкой регуляции со стороны растения, поскольку образование клубенька сопряжено с большими энергетическими затратами. Более того, нельзя забывать, что этилен стимулирует развитие корневых волосков, поэтому снижение его уровня может повлиять на всасывающую способность корня и привести к дефициту питательных элементов.
Ключевые слова: растительно-микробные взаимодействия, бобово-ризобиальный симбиоз, симбиотический клубенек, фитогормоны, этилен, ризобии, защитные реакции, АЦК-дезаминаза, ризобитоксин.
Почвенные бактерии, называемые ризобиями, могут вовлекаться в симбиотические взаимодействия с бобовыми растениями и индуцировать на корнях новые органы — азотфиксирующие клубеньки (1, 2). В основе формирования азотфиксирующих клубеньков лежит сигнальный диалог
Работа финансово поддержана Российским научным фондом (№ 14-24-00135).
267
между ризобиями и бобовыми растениями (3).
Выделяемые корнями бобовых флавоноиды индуцируют у ризобий экспрессию генов клубенькообразования (4, 5). В результате ризобии синтезируют специфические сигнальные молекулы — липохитоолигосахариды, называемые Nod-факторами (5). В последнее десятилетие были выявлены гены бобовых растений, вовлеченные в начальные этапы рецепции Nod-фактора и передачи сигнала (3, 6, 7). Сигнал запускает различные ответы растения: поляризацию мембран, осцилляции кальция в корневых волосках и реорганизацию элементов цитоскелета в них (8). В результате происходят деформации корневых волосков и их характерное скручивание. Одновременно с этим в клетках внутренних слоев коры корня и пе-рицикла реактивируются клеточные деления, которые приводят к формированию клубенькового примордия (9). Ризобии инфицируют ткани симбиотического клубенька с помощью тубулярных структур, называемых инфекционными нитями (9). В результате это приводит к выходу бактерий в цитоплазму растительной клетки и к их дифференцировке под влиянием растительных клубенек-специфичных цистеин-богатых пептидов (10) в специализированные формы — бактероиды (9, 11), которые в клетках растения-хозяина могут фиксировать атмосферный азот в аммоний (12).
Фитогормоны — важные сигнальные молекулы, участвующие в большинстве физиологических процессов в растениях. Очевидно, что они играют важную роль в инициации, развитии и функционировании симбиотических клубеньков. К настоящему времени показано участие всех групп фитогормонов (ауксина, цитокининов, этилена, абсцизовой кислоты, жасмоновой кислоты, салициловой кислоты, гиббереллинов) в развитии симбиотического клубенька (13-19).
В представляемом обзоре нами рассматривается негативная регуляция развития и функционирования симбиотических клубеньков этиленом.
Влияние этилена на клубенькообразование. Негативный эффект этилена на число и азотфиксирующую активность формируемых симбиотических клубеньков был выявлен более 40 лет назад при исследовании различных растений: гороха (Pisum sativum L.) (20, 21), фасоли (Phaseolus vulgaris L.) (22), клевера (Trifolium repens L.) (21). В то же время было показано, что обработка корней растений люцерны (Medicago sativa L.) ингибитором синтеза этилена аминоэтоксивинилглицином (АВГ) приводила к 2-кратному увеличению числа формирующихся клубеньков, что свидетельствовало об участии этилена в регуляции клубенькообразования у бобовых растений (23). В дальнейшем подтвердилось, что ингибиторы синтеза и действия этилена стимулируют клубенькообразование (24).
Также предположили, что этилен опосредует негативный эффект нитратов на клубенькообразование, поскольку обработка растений люцерны (M sativa) АВГ увеличивала число клубеньков на растениях, подвергавшихся действию нитратов (25). В то же время исследования влияния нитратов и света на клубенькообразование у гороха (P. sativum) сорта Sparkle показали, что нитрат блокирует развитие клубеньков на более ранней стадии (до формирования инфекционных нитей), чем обработка этиленом или светом (большинство инфекций блокировались в корневых волосках или клетках наружных слоев коры) (26). Кроме того, у растений, выращенных при действии нитрата (в отличие от экзогенного этилена), обработка ингибитором действия этилена (Ag+) восстанавливала число клубеньков только на главном, но не на боковых корнях (26).
На горохе (P. sativum), белом доннике (Melilotus alba annua Desr.) и сое (Glycine max (L.) Merr.) было описано влияние этилена на клубенькооб-
268
разование у молодых растений (27). При обработке этиленом (0,07 мкл/л) число формируемых клубеньков снижалось в 2 раза у растений гороха сортов Sparkle и Rondo. Увеличение количества этилена (0,45 мкл/л) приводило к полному ингибированию процесса формирования клубеньков. Сходную чувствительность проявили растения донника, в то время как у сои число клубеньков не изменялось. Обработка экзогенным этиленом не вызывала уменьшения количества инфекций у растений гороха и донника, но останавливала их развитие в клетках корневых волосков или наружных слоев коры. Таким образом, было показано, что этилен может влиять более чем на одну стадию развития клубенька, блокируя как рост инфекционной нити из клетки эпидермиса к наружным слоям коры, так и инициацию клубенькового примордия (27).
В экспериментах с горохом (P sativum) было выявлено, что клубеньки закладываются напротив ксилемных полюсов (28). Позднее показали, что напротив флоэмных полюсов локализуется АЦК-оксидаза — фермент, контролирующий финальную стадию биосинтеза этилена из 1-ами-ноциклопропан-1-карбоновой кислоты (АЦК). Обработка корней АВГ или Ag+ приводила к формированию части клубеньков напротив флоэмных полюсов. Таким образом, был сделан вывод, что именно этилен определяет место закладки симбиотического клубенька (29).
С использованием модельного бобового растения Medicago trunca-tula Gaertn. продемонстрировали, что этилен блокирует развитие клубеньков на различных стадиях развития (30). Причем негативный эффект этилена проявлялся с самых ранних стадий развития симбиоза — до или во время осцилляций кальция, вызываемых действием секретируемых ризо-биями Nod-факторов. Этилен также блокировал деформации корневых волосков и инициацию роста инфекционных нитей. Ранее показали, что этилен у M. truncatula блокирует рост инфекционной нити после инициации ее роста (31). Было сделано предположение, что множественные эффекты этилена могут объясняться существованием либо блока развития клубенька на одной ранней стадии, либо нескольких стадий развития клубенька, блокируемых независимо (30). Активация синтеза этилена, вызываемая инокуляцией растений Sinorhizobum meliloti, может регулировать количество успешных инфекций, завершаемых формированием клубеньков, посредством ингибирования дальнейшей инициации инфекций или блокированием части уже развивающихся инфекционных нитей (30).
Известно, что тропическое полуводное бобовое растение Sesbania rostrata Bremek. & Oberm. формирует различные типы клубеньков — детерминированные (с ограниченной активностью меристемы) или недетерминированные (с продолжительной активностью меристемы) в зависимости от условий произрастания. Причем ведущую роль в определении типа клубенька играет этилен: добавление ингибитора его действия (Ag+) в субстрат приводило к образованию недетерминированных клубеньков, а этефона (2-хлорэтилфосфоновой кислоты, разлагающейся с выделением этилена) — детерминированных (32). Таким образом, показан негативный эффект этилена на функционирование клубеньковой меристемы.
Интересной моделью для изучения роли этилена в регуляции клубенькообразования оказались растения Vicia sativa ssp. nigra (L.) Ehrh., инокулированные штаммом Rhizobium leguminosarum bv. viciae. При росте на свету они формировали аберрантные толстые короткие корни («thick short root» — Tsr-фенотип), на которых наблюдалось аномальное расположение клубеньков (33). Показано, что в корнях, растущих на свету, Nod-факторы ризобий индуцируют усиленный ответ, выражающийся в сверх-
269
продукции этилена, с чем и связаны описанные фенотипические проявления (34). Tsr-фенотип сопровождался изменением поперечной (относительно продольной оси клетки) организации микротрубочек на продольную, что приводило к увеличению диаметра клетки и утолщению корня. Tsr-фенотип мог быть получен и обработкой корней этефоном, а его проявление ингибировалось обработкой растений АВГ, при этом восстанавливалось клубенькообразование на главном корне (34).
Генетический анализ роли этилена в клубенькообразовании. Исследования роли этилена в клубенькообразовании далее развивались с использованием адекватных генетических моделей — мутантов по симбиотическим генам, проявляющих повышенную чувствительность или нечувствительность к этилену, трансгенных растений с повышенной или пониженной продукцией этилена.
У гороха (P sativum) были описаны этиленчувствительные мутанты по генам Pssym5 и Pssyml6 (35, 36). Мутант по гену Pssym5 формирует лишь несколько клубеньков на корнях, однако их число значительно возрастает при обработке растений ингибиторами действия или синтеза этилена, а также при культивировании корневых систем мутантных растений в условиях пониженной температуры. При этом по продукции этилена мутантные растения не отличались от растений дикого типа, что свидетельствует о повышенной чувствительности мутантов по гену Pssym5 к этилену (35). У мутанта по гену Pssym5 E2 наблюдается абортация инфекционных нитей и преждевременная остановка клеточных делений коры корня, в результате чего формируется сильно сниженное по сравнению с диким типом число клубеньковых примордиев и самих клубеньков (37).
У R50 (мутант гороха по гену Pssyml6) число клубеньков ниже, чем у дикого типа, а инфекционные нити растут не по направлению к центру корня, а сильно ветвятся в увеличенных клетках коры. При этом лишь небольшая доля этих нитей связана с клеточными делениями и формированием клубенькового примордия. Более того, в случае появления примор-дия он имеет аномальную структуру, будучи сформированным клетками, претерпевшими в основном лишь антиклинальные деления, и уплощенную форму. Ингибиторы синтеза и действия этилена восстанавливали способность к клубенькообразованию у мутанта R50 (36). У мутанта гороха E132 (Pssym21) с сильно сниженной способностью к клубенькообразованию обработка растений ионами кобальта или серебра повышала число формируемых на корнях клубеньков, однако оно значительно уступало таковому на корнях дикого типа (сорт Sparkle) (38).
Мутант гороха R82 по гену Pssym17 характеризовался уменьшенными и утолщенными корнями, а также укороченным стеблем и сниженным (по сравнению с диким типом) числом клубеньков. Кроме того, он продуцировал повышенное количество этилена, однако ингибиторы действия и синтеза этилена не приводили к восстановлению нормального фенотипа (39).
У M. truncatula был получен мутант sickle, нечувствительный к этилену и формирующий в 10 раз больше клубеньков, чем исходная линия (31). Этот фенотип был обусловлен успешным завершением многочисленных инфекций (формированием клубеньков), в то время как у дикого типа большинство инфекций абортировались. При этом в отличие от дикого типа мутант sickle был нечувствителен к обработке этиленом и АЦК, что позволило предположить, что у него нарушена передача этиленового сигнала. Позднее показали, что sickle несет мутацию в ортологе Arabidopsis thaliana ETHYLENE-INSENSITIVE (EIN2) — ключевого компонента в
270
сигнальной трансдукции, активируемого этиленом (40). Исследования протеомов корней дикого типа и мутанта sickle, подвергшихся обработке АЦК и инокуляции ризобиями, позволили выявить белки, дифференциально синтезирующиеся во время развития клубенька (41). Так, обработка АЦК индуцировала в корнях дикого типа синтез стрессовых белков pprg-2 (белки семейства PR10), АЦК-оксидазы, ингибитора протеиназ типа Куница, аскорбатпероксидазы и белков теплового шока. У мутанта в иноку-лированных корнях синтез pprg-2, ингибитора протеиназ типа Куница и АЦК-оксидазы был снижен, что указывает на то, что эти стресс-активируе-мые белки регулируются этиленом в процессе клубенькообразования. Вероятно, их сниженный синтез у мутанта по сравнению с диким типом позволяет развиваться значительно большему количеству инфекций и клубеньков. Таким образом, негативный эффект этилена на клубенькообразование может быть опосредован синтезом стресс-активируемых белков (41).
Трансгенные растения Lotus japonicus (Regel) K. Larsen с мутированным геном Cm-ERS1/H70A, кодирующим рецептор этилена из сетчатой дыни (Cucumis melo L.), которые проявляли нечувствительность к этилену, были использованы для изучения его роли в развитии клубеньков у растений лядвенца японского. Отмечалось заметное увеличение числа инфекционных нитей и клубеньковых примордиев, при этом число зрелых клубеньков у растений дикого типа и трех проанализированных трансгенных линий не различалось (42). У трансгенных линий в корнях было показано усиление экспрессии гена NIN, необходимого для формирования инфекционных нитей и клубеньковых примордиев. (43). Очевидно, что ранние стадии развития симбиотических клубеньков у L. japonicus, включая образование инфекционных нитей и индукцию клубеньковых примор-диев, негативно регулируются этиленом (вероятно, опосредованно через ген NIN) (42). Трансгенные растения L. japonicus, несущие ген Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. с доминантной мутацией AtETR1 и проявляющие нечувствительность к этилену, демонстрировали увеличение числа клубеньков (при уменьшении числа формируемых напротив ксилемных полюсов) и увеличение количества бактероидов, ограниченных общей симбиосом-ной мембраной (44).
Проведенный недавно скрининг мутантов лядвенца японского (L. japonicus) выявил три аллельных мутанта enigma, проявляющих нечувствительность к этилену и его повышенную продукцию (по сравнению с диким типом) (45). У мутантов по гену LjEIN2a число клубеньков снижено (в отличие от M truncatula sickle, несущего мутацию в ортологичном гене MtEIN2 и имеющего гиперклубенькообразующий фенотип) (31). При этом у мутантов enigma большинство клубеньков формировались напротив протофлоэмных полюсов, подтверждая влияние измененного этиленового статуса на закладку клубеньков. Столь неожиданное противоречие, вероятно, может быть объяснено присутствием в геноме L. japonicus второй копии гена — LjEIN2b (45). В независимо проведенном исследовании у L. japonicus были идентифицированы две копии гена EIN2 — EIN2-1 и EIN2-2, а выключение обоих генов с помощью РНК-интерференции привело к увеличению числа формируемых клубеньков (46).
Анализ мутантов бобовых растений выявил тесную связь между путями сигнальной трансдукции этилена и ауксина. Так, мутант гороха (P sativum) SGEcrt (curly roots), формирующий компактную корневую систему с извитыми корнями в субстратах повышенной плотности, характеризовался усилением синтеза ауксина (47) и сниженным клубенькообразованием (48). Обработка растений АВГ восстанавливала число клубеньков до на-
271
блюдаемого у дикого типа (49).
У мутанта L. japonicus rel3, дефектного по синтезу ta-siPHK (трансдействующая малая интерферирующая РНК), регулирующей активность ARF3a, ARF3b и ARF4 (Auxin Response Factors), число клубеньков снижалось по сравнению с таковым у дикого типа, а добавление АВГ восстанавливало этот показатель до значений, характерных для дикого типа. Вероятно, изменения в пути сигнальной трансдукции ауксина у мутанта ведет к усилению продукции этилена или большей чувствительности к нему, что, в конечном счете, выражается в уменьшении числа клубеньков (50).
Роль этилена в клубенькообразовании у сои и других бобовых растений с детерминированным типом симбиотических клубеньков. У сои (G. max) инокуляция ризобиями спустя 4 нед приводила к активации синтеза этилена и накоплению предшественника синтеза этилена АЦК у растений. Основное увеличение было связано с функционированием клубеньков, при этом количество выделяемого этилена не зависело от эффективности используемого штамма. В отличие от бобовых, формирующих недетерминированные клубеньки, у сои этефон в физиологически активных концентрациях не оказывал ингибирующего действия на формирование клубеньков (51). В более поздних исследованиях индукция синтеза этилена корнями растений сои наблюдалась через 3 сут после инокуляции эффективным штаммом Bradyrhizobium japonicum, но отсутствовала в случае гетерологичного штамма R. leguminosarum bv. vi-ciae или при использовании мутанта, у которого блокировано скручивание корневых волосков (как результат, клубеньки не формировались) (52). Применение ингибитора синтеза этилена АВГ приводило к снижению количества этилена, но не влияло на число клубеньков, что поставило вопрос о роли этилена в клубенькообразовании у сои (52). В этой связи были привлечены мутантные линии сои, нечувствительные к этилену, в том числе T119N54 с мутацией в гене etr-1, который кодирует один из рецепторов этилена (53). Было показано, что у дикого типа Hobbit 87 и этилен-нечувствительного мутанта etr1-1 число клубеньков у растений, как обработанных, так и не обработанных ингибитором действия этилена (тиосульфатом серебра), не различалось. Более того, этилен также не участвует в негативной регуляции клубенькообразования нитратами. При обработке растений АЦК у растений дикого типа Hobbit 87 (в отличие от мутанта etr-1) наблюдалось снижение числа клубеньков. Авторы объясняют это влиянием этилена на развитие корневой системы у растений дикого типа Hobbit 87, что выражается в уменьшении длины корней. Был сделан вывод, что в отличие от гороха (P sativum) и люцерны (M truncatula) у сои этилен не играет существенной роли в регуляции клубенькообразования, что связано с разными типами формирующихся клубеньков — недетерминированных в первом случае и детерминированных во втором (53). В других экспериментах с использованием ингибиторов биосинтеза этилена (хлорид кобальта и АВГ) у сои также не выявили влияния этилена на подавление нитратами клубенькообразования и азотфиксации (54).
В то же время описанные выше исследования трансгенных растений L. japonicus, выявившие чувствительность клубенькообразования к этилену у этого вида бобовых, который имеет детерминированные клубеньки, опровергли гипотезу о связи нечувствительности сои к этилену с типом клубеньков. Также чувствительность клубенькообразования к этилену была показана для другого бобового растения с детерминированными клубеньками — фасоли (P. vulgaris), у которой обработка АВГ и ионами кобальта увеличивала число клубеньков, а этефоном — уменьшала (55).
272
Влияние ризобий на содержание этилена в корнях бобовых растений. Учитывая негативную роль этилена в клубенькообразовании, неудивительно, что ризобии используют различные стратегии для уменьшения содержания этилена (56). Так, штаммы Bradyrhizobium elkanii продуцируют ризобитоксин — ингибитор АЦК-синтазы (один из ключевых ферментов в биосинтезе этилена). Примечательно, что ризобитоксин имеет структурное сходство с АВГ. Синтез ризобитоксина штаммом USDA94 снижал количество этилена, выделяемого инокулированными корнями, и увеличивал число клубеньков на корнях растения-хозяина Macroptilium atropurpureum (DC.) Urb. В то же время мутант с дефектом по синтезу ризобитоксина формировал сниженное (по сравнению с исходным штаммом) число клубеньков (57). При инокуляции мутантным по синтезу ризобитоксина штаммом B. elkanii растений маша Vigna radiata (L.) R. Wilczek число зрелых клубеньков на корнях тоже снижалось относительно варианта с исходным штаммом USDA61. В то же время мутант формировал значительное число незрелых клубеньков, что свидетельствует о негативном влиянии этилена на поздних стадиях развития клубеньков (58).
Еще один механизм снижения количества этилена — присутствие у ризобий фермента АЦК-дезаминазы, разлагающей АЦК (59). При этом наличие АЦК-дезаминазной активности может способствовать развитию симбиоза в стрессовых условиях (например, при загрязнении почв тяжелыми металлами) (60). В то же время выключение АЦК-дезаминазы у различных видов ризобий приводит к неодинаковым результатам, и снижение клубенькообразования наблюдается не у всех видов (61).
Итак, в настоящее время принято считать, что активный синтез этилена в корнях бобовых растений инициируется в результате действия Nod-факторов, продуцируемых ризобиями. Этилен негативно контролирует формирование клубеньков как на самых ранних (во время осцилляций кальция, вызываемых действием Nod-фактора), так и на последующих (рост инфекционной нити, формирование клубенькового примордия и поддержание клубеньковой меристемы) стадиях развития клубенька. Исключение представляют растения сои, при этом следует отметить, что нечувствительность клубенькообразования у сои, вероятно, не связана с типом формируемого клубенька, поскольку у других бобовых развитие клубеньков — это чувствительный к этилену процесс. Показана активация этиленом защитных реакций в корне растений, что, вероятно, служит механизмом реализации негативного действия этилена на клубенькообразование. Синтез этилена напротив флоэмных полюсов предопределяет место закладки клубенька напротив ксилемных полюсов. Интересным примером адаптивной эволюции ризобий можно считать формирование у них различных механизмов, направленных на снижение содержания этилена в ризосфере (синтез некоторыми штаммами ризобитоксина и широкое распространение среди штаммов ризобий АЦК-дезаминазной активности).
ЛИТЕРАТУРА
1. Цыганова А.В., Китаева А.Б., Б р е в и н Н.Дж., Цыганов В.Е. Клеточные механизмы развития симбиотических клубеньков у бобовых растений. Сельскохозяйственная биология, 2011, 3: 34-40.
2. Цыганова ВА., Цыганов В.Е. Роль поверхностных компонентов ризобий в симбиотических взаимодействиях с бобовыми растениями. Успехи современной биологии, 2012, 132(2): 211-222.
3. Oldroyd G.E. Speak, friend, and enter: signalling systems that promote beneficial symbiotic associations in plants. Nature Rev. Microbiol., 2013, 11: 252-263 (doi: 10.1038/nrmicro2990).
4. Cooper J.E. Early interactions between legumes and rhizobia: disclosing complexity in a molecu-
273
lar dialogue. J. Appl. Microbiol. 2007, 103: 1355-1365 (doi: 10.1111/j.1365-2672.2007.03366.x).
5. Geurts R., Federova E., Bisseling T. Nod factor signaling genes and their function in the early stages of Rhizobium infecton. Curr. Opin. Plant Biol., 2005, 8: 346-352 (doi: 10.1016/j.pbi.2005.05.013).
6. Kouchi H., Imaizumi-Anraku H., Hayashi M., Hakoyama T., Naka-gawa T., Umehara Y., Suganuma N., Kawaguchi M. How many peas in a pod? Legume genes responsible for mutualistic symbioses underground. Plant Cell Physiol., 2010, 51: 1381-1397 (doi: 10.1093/pcp/pcq107).
7. Борисов А.Ю., Штарк О.Ю., Жуков В.А., Неманкин Т.А., Наумкина Т.С., Пинаев А.Г., Ахтемова Г.А., Ворошилова В.А., Овчинникова Е.С., Рычагова Т.С., Цыганов В.Е., Жернаков А.И., Кузнецова Е.В., Гришина О.А., Сулима А.С., Федорина Я.В., Чеботарь В.К., Бисселинг Т., Лемансо Ф., Д ж и а н и н а з з и - П и р с о н В., Ратэ П., Санхуан Х., Сто -у га ар д Й., Берг Г., Макфи К., Эллис Н., Тихонович И.А. Взаимодействие бобовых с полезными почвенными микроорганизмами: от генов растений к сортам. Сельскохозяйственная биология, 2011, 3: 41-47.
8. Timmers A.C.J. The role of the plant cytoskeleton in the interaction between legumes and rhizobia. J. Microsc., 2008, 231: 247-256 (doi: 10.1111/j.1365-2818.2008.02040.x).
9. Gage D.J. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2004, 68: 280-300 (doi: 10.1128/MMBR.68.2.280-300.2004).
10. Van de Velde W., Zehirov G., Szatmari A., Debreczeny M., Ishihara H., Kevei Z., Farkas A., Mikulass K., Nagy A., Tiricz H., Satiat-Jeunemaоtre B., Alunni B., Bourge1 M., Kucho K., Abe M., Kereszt A., Maroti G., Uchiumi T., Kondorosi E., Mergaert P. Plant peptides govern terminal differentiation of bacteria in symbiosis. Science, 2010, 327(5969): 1122-1126 (doi: 10.1126/science. 1184057).
11. Brewin N.J. Plant cell wall remodelling in the Rhizobium-Legume symbiosis. Crit. Rev. Plant Sci., 2004, 23: 293-316 (doi: 10.1080/07352680490480734).
12. Udvardi M., Poole P.S. Transport and metabolism in legume-rhizobia symbioses. Ann. Rev. Plant Biol., 2013, 64: 781-805 (doi: 10.1146/annurev-arplant-050312-120235).
13. G u i n e l F.C., G e i l R.D. A model for the development of the rhizobial and arbuscular my-corrhizal symbioses in legumes and its use to understand the roles of ethylene in the establishment of these two symbioses. Can. J. Bot., 2002, 80: 695-720 (doi: 10.1139/B02-066).
14. Desbrosses G.J., Stougaard J. Root nodulation: a paradigm for how plant-microbe symbiosis influences host developmental pathways. Cell Host Microbe, 2011, 10(4): 348-358 (doi: 10.1016/j.chom.2011.09.005).
15. Ryu H., Cho H., Choi D., Hwang I. Plant hormonal regulation of nitrogen-fixing nodule organogenesis. Mol. Cells, 2012, 34(2): 117-126 (doi: 10.1007/s10059-012-0131-1).
16. Suzaki T., Ito M., Kawaguchi M. Genetic basis of cytokinin and auxin functions during root nodule development. Front. Plant Sci., 2013, 4: 1-6 (doi: 10.3389/fpls.2013.00042).
17. Nag at a M., Suzuki A. Effects of phytohormones on nodulation and nitrogen fixation in leguminous plants. In: Advances in biology and ecology of nitrogen fixation /T. Ohyama (ed.). InTech, Rijeka, Croatia, 2014: 111-128 (doi: 10.5772/57267).
18. Hayashi S., Gresshoff P.M., Ferguson B.J. Mechanistic action of gibberellins in legume nodulation. J. Integr. Plant Biol., 2014, 56(10): 971-978 (doi: 10.1111/jipb.12201).
19. Ferguson B.J., Mathesius U. Phytohormone regulation of legume-rhizobia interactions J. Chem. Ecol., 2014, 40: 770-790 (doi: 10.1007/s10886-014-0472-7).
20. Drennan D.S.H., Norton C. The effect of ethrel on nodulation in Pisum sativum L. Plant Soil, 1972, 36: 53-57 (doi: 10.1007/BF01373456).
21. Goodlass G., Smith K.A. Effects of ethylene on root extension and nodulation of pea (Pisum sativum L.) and white clover (Trifolium repens L.). Plant Soil, 1979, 51: 387-395 (doi: 10.1007/BF02197785).
22. Grobbelaar N., Clarke B., Hough M.C. The nodulation and nitrogen fixation of isolated roots of Phaseolus vulgaris L. III. The effect of carbon dioxide and ethylene. Plant Soil, 1971, Spec. Vol.: 215-221 (doi: 10.1007/BF02661852).
23. Peters N.K., Crist-Estes D.K. Nodule formation is stimulated by the ethylene inhibitor aminoethoxyvinylglycine. Plant Physiol., 1989, 91(2): 690-693 (doi: 10.1104/pp.91.2.690).
24. Caba J.M., Recalde L., Ligero F. Nitrate-induced ethylene biosynthesis and the control of nodulation in alfalfa. Plant Cell Environ., 1998, 21: 87-93 (doi: 10.1046/j. 1365-3040.1998.00242.x).
25. Ligero F., Caba J.M., Lluch C., Olivares J. Nitrate inhibition of nodulation can be overcome by the ethylene inhibitor aminoethoxyvinylglycine. Plant Physiol., 1991, 97(3): 12211225 (doi: 10.1104/pp.97.3.1221).
26. Lee K.H., La Rue T.A. Ethylene as a possible mediator of light- and nitrate-induced inhibition of nodulation of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1992, 100(3): 1334-1338
274
(doi: 10.1104/pp.100.3.1334).
27. Lee K.H., La Rue T.A. Exogenous ethylene inhibits nodulation of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1992, 100(4): 1759-1763 (doi: 10.1104/pp.100.4.1759).
28. Libbenga K.R., H arkes P.A.A. Initial proliferation of cortical cell the formation of root nodules in Pisum sativum L. Planta, 1973, 114: 17-28 (doi: 10.1007/BF00390281).
29. H e id s t r a R., Yang W.C., Yal c i n Y., Peck S., E mo ns A., Ka mm e n A., B is -s e l i n g T. Ethylene provides positional information on cortical cell division but is not involved in Nod factor-induced root hair tip growth in Rhizobium-legume interaction. Development, 1997, 124: 1781-1787.
30. Oldroyd G.E.D., Engstrom E.M., Long S.R. Ethylene inhibits the Nod factor signal transduction pathway of Medicago truncatula. Plant Cell, 2001, 13: 1835-1849 (doi: 10.1105/TPC.010193).
31. Penmetsa R.V., Cook D.R. A legume ethylene-insensitive mutant hyperinfected by its rhizobial symbiont. Science, 1997, 275(5299): 527-530 (doi: 10.1126/science.275.5299.527).
32. Fernandez-Lopez M., Goormachtig S., Gao M., D’Haeze W., Van Montagu M., Holsters M. Ethylene-mediated phenotypic plasticity in root nodule development on Sesbania rostrata. PNAS USA, 1998, 95(21): 12724-12728 (doi: 10.1073/pnas.95.21.12724).
33. Zaat S.A.J., Van Brussel A.A.N., Tak T., Lugtenberg B.J.J., Kijne J.W. The ethylene-inhibitor aminoethoxyvinylglycine restores normal nodulation by Rhizobium legumino-sarum biovar. viciae on Vicia sativa subsp. nigra by suppressing the «thick and short roots» phenotype. Planta, 1989, 177: 141-150 (doi: 10.1007/BF00392802).
34. Van Spronsen P.C., Van Brussel A.A.N., Kjine J.W. Nod factors produced by Rhizobium leguminosarum biovar viciae induce ethylene-related changes in root cortical cells of Vicia sativa ssp. nigra. Eur. J. Cell Biol., 1995, 68(4): 463-469.
35. F e a r n J.C., L a Ru e T.A. Ethylene inhibitors restore nodulation to sym 5 mutants of Pisum sativum L. cv. Sparkle. Plant Physiol., 1991, 96(1): 239-244 (doi: 10.1104/pp.96.1.239).
36. Guinel F.C., Sloetjes L.L. Ethylene is involved in the nodulation phenotype of Pisum sativum R50 (sym16), a pleiotropic mutant that nodulates poorly and has pale green leaves. J. Exp. Bot., 2000, 51(346): 885-894 (doi: 10.1093/jexbot/51.346.885).
37. Guinel F.C., La Rue T.A. Light microscopy study of nodulation initiation in Pisum sativum L. cv. Sparkle and its low-nodulating mutant E2 (sym 5). Plant Physiol., 1991, 97(3): 1206-1211 (doi: 10.1104/pp.97.3.1206).
38. Markwei C.M., La Rue T.A. Phenotypic characterization of sym21, a gene conditioning shoot-controlled inhibition of nodulation in Pisum sativum cv. Sparkle. Physiol. Plant., 1997, 100(4): 927-932 (doi: 10.1111/j.1399-3054.1997.tb00019.x).
39. Lee K.H., La Rue T.A. Pleiotropic effects of sym-17. A mutation in Pisum sativum L. cv. Sparkle causes decreased nodulation, altered root and shoot growth and increased ethylene production. Plant Physiol., 1992, 100(3): 1326-1333 (doi: 10.1104/pp.100.3.1326).
40. Penmetsa R.V., Uribe P., Anderson J., Lichtenzveig J., Gish J.-C., Nam Y.W., Engstrom E., Xu K., Sckisel G., Pereira M., B a ek J.M., Lopez-Meyer M., Long S.R., Harrison M.J., Singh K.B., Kiss G.B., Cook D.R. The Medicago truncatula ortholog of Arabidopsis EIN2, sickle, is a negative regulator of symbiotic and pathogenic microbial associations. Plant J., 2008, 55: 580-595 (doi: 10.1111/j.1365-313X.2008.03531.x).
41. Prayitno J., Imin N., Rolfe B.G., Mathesius U. Identification of ethylene-mediated protein changes during nodulation in Medicago truncatula using proteome analysis. J. Proteome Res., 2006, 5: 3084-3095 (doi: 10.1021/pr0602646).
42. Nukui N., Ezura H., Yuhashi K.I., Yasuta T., Minamisawa K. Effects of ethylene precursor and inhibitors for ethylene biosynthesis and perception on nodulation in Lotus japonicus and Macroptilium atropurpureum. Plant Cell Physiol., 2000, 41(7): 893-897 (doi: 10.1093/pcp/pcd011).
43. Schauser L., Roussis A., Stiller J., Stougaard J. A plant regulator controlling development of symbiotic root nodules. Nature, 1999, 402(6758): 191-195 (doi: 10.1038/46058).
44. Lohar D., Stiller J., Kam J., Stacey G., Gresshoff P.M. Ethylene insensitivity conferred by a mutated Arabidopsis ethylene receptor gene alters nodulation in transgenic Lotus japonicus. Ann. Bot., 2009, 104(2): 277-285 (doi: 10.1093/aob/mcp132).
45. Chan P.K., Biswas B., Gresshoff P.M. Classical ethylene insensitive mutants of the Arabidopsis EIN2 orthologue lack the expected «hypernodulation» response in Lotus japonicus. J. Integr. Plant Biol., 2013, 55: 395-408 (doi: 10.1111/jipb.12040).
46. Miyata K., Kawaguchi M., Nakagawa T. Two distinct EIN2 genes cooperatively regulate ethylene signalling in Lotus japonicus. Plant Cell Physiol., 2013, 54(9): 1469-1477 (doi: 10.1093/pcp/pct095).
47. Tsyganov V.E., Pavlova Z.B., Kravchenko L.V., Rozov S.M., Borisov A.Y., L u t o v a L.A., Tikhonovich I.A. New gene Crt (curly roots) controlling pea (Pisum sativum L.) root development. Ann. Bot., 2000, 86(6): 975-981 (doi: 10.1006/anbo.2000.1266)
48. Pavlova Z.B., Tsyganov V.E., Kravchenko L., Lutova, L.A. Use of pea (Pisum
275
sativum L.) mutants impaired in modulation and root formation to study the role of phytohormones in nodule development. Proc. 12th Int. Congr. «Nitrogen fixation: from molecules to crop productivity» /F.O. Pedrosa, M. Hungria, G. Yates, W.E. Newton (eds.). Dordrecht, Boston, London, 2000: 244 (doi: 10.1007/0-306-47615-0_122).
49. Tsyganov V.E., Pavlova Z.B., Hlavachka A., Lutova L.A., Baluska F., Volkmann D., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Mutational analysis of ehtylene functions in pea (Pisum sativum L.) root morphogenesis and nodule development. Book of abstracts of the 5th Eur. Nitrogen Fixation Conference. Norwich, 2002: 10.5.
50. Li X., Lei M., Yan Z., Wan Q., Chen A., Sun J., Lou D. The REL3-mediated TAS3 ta-siRNA pathway integrates auxin and ethylene signaling to regulate nodulation in Lotus ja-ponicus. New Phytol., 2014, 201(2): 531-544 (doi: 10.1111/nph.12550).
51. Hunter W.J. Ethylene production by root nodules and effect of ethylene on nodulation in Glycine max. Appl. Environ. Microbiol., 1993, 59(6): 1947-1950.
52. Suganuma N., Yamauchi H., Yamamoto K. Enhanced production of ethylene by soybean roots after inoculation with Bradyrhizobium japonlcum. Plant Sci., 1995, 111: 163-168 (doi: 10.1016/0168-9452(95)04239-Q).
53. S c h m i d t J.S., H a r p e r J.E., H o ffm a n T.K., B e n t A.F. Regulation of soybean nodulation independent of ethylene signaling. Plant Physiol., 1999: 119(3): 951-960 (doi: 10.1104/pp.119.3.951).
54. Puiatti M., Sodek L. Ethylene and the inhibition of nodulation and nodule activity by nitrate in soybean. Rev. Bras. Fisiol. Veg., 1999, 11(3): 169-174.
55. T a mi mi S.M., Timko M.P. Effects of ethylene and inhibitors of ethylene synthesis and action on nodulation in common bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Soil, 2003, 257: 125-131 (doi: 10.1023/A:1026280517660).
56. Ma W., Penrose D.M., Glick B.R. Strategies used by rhizobia to lower plant ethylene levels and increase nodulation. Can. J. Microbiol., 2002, 48(11): 947-954 (doi: 10.1139/w02-100).
57. Yuhashi K.-I., Ichikawa N., Ezura H., Akao S., Minakawa Y., Nukui N., Yasuta T., Minamisawa K. Rhizobitoxine production by Bradyrhizobium elkanli enhances nodulation and competitiveness on Macroptilium atropurpureum. Appl. Environ. Microbiol., 2000, 66: 2658-2663 (doi: 10.1128/AEM.66.6.2658-2663.2000).
58. Duodu S., Bhuvaneswari T.V., Stokkermans T.J.W., Peters N.K. A positive role for rhizobitoxine in Rhizobium-legume symbiosis. Mol. Plant-Microbe Interact., 1999, 12(12): 1082-1089 (doi: 10.1094/MPMI.1999.12.12.1082).
59. Ma W., Guinel F.C., Glick B.R. Rhizobium leguminosarum biovar viciae 1-amino-cyclopropane-carboxylate deaminase promotes nodulation of pea plants. Appl. Environ. Microbiol., 2003, 69(8): 4396-4402 (doi: 10.1128/AEM.69.8.4396-4402.2003).
60. Safronova V.I., Piluzza G., Zinovkina N.Y., Kimeklis A.K., Belimov A.A., Bullitta S. Relationships between pasture legumes, rhizobacteria and nodule bacteria in heavy metal polluted mine waste of SW Sardinia. Symbiosis, 2012, 58(1-3): 149-159 (doi: 10.1007/s13199-012-0207-x).
61. Murset V., Hennecke H., Pessi G. Disparate role of rhizobial ACC deaminase in root-nodule symbioses. Symbiosis, 2012, 57(1): 43-50 (doi: 10.1007/s13199-012-0177-z).
ФГБНУ Всероссийский НИИ сельскохозяйственной Поступила в редакцию
микробиологии, 30 сентября 2014 года
196608 Россия, г. Санкт-Петербург—Пушкин, ш. Подбельского, 3, e-mail: tsyganov@arriam.spb.ru
Sel’skokhozyaistvennaya biologiya [Agricultural Biology], 2015, V. 50, № 3, pp. 267-277
NEGATIVE HORMONAL REGULATION OF SYMBIOTIC NODULE DEVELOPMENT. I. ETHYLENE (review)
A.V. Tsyganova, V.E. Tsyganov
All-Russian Research Institute for Agricultural Microbiology, Federal Agency of Scientific Organizations, 3, sh. Podbel’skogo, St. Petersburg, 196608 Russia, e-mail tsyganov@arriam.spb.ru Supported by Russian Science Foundation (project № 14-24-00135)
Received September 30, 2014 doi: 10.15389/agrobiology.2015.3.267eng
Abstract
The process of symbiotic nodule formation resulting from interaction between legume plants and rhizobia is controlled by both partners. From the plant side the important role belongs to a system of hormonal regulation, involving all classes of phytohormones identified in plants. Negative regulation of nodulation is very important for the plant since the symbiotic nodule formation is
276
highly energy-consuming process. Moreover, nodules lacking nitrogen fixation might be formed during interaction with ineffective strain of rhizobia, and it is disadvantageous for the plant. Up to now, there are data about involving of four phytohormones into negative regulation of nodule formation: ethylene, abscisic, jasmonic and salicylic acids. In this review, the role of ethylene in negative regulation of nodulation is discussed. Ethylene negatively regulates the number of developing symbiotic nodules at different stages of their formation. The first negative effect of ethylene appears at the level of calcium spiking, triggered by Nod-factors produced by rhizobia. Further, ethylene negatively influences deformations of roots hairs, stimulated by Nod-factors, infection thread growth, as well as nodule primordium development. In tropical legume Sesbania rostrata Bremek. & Oberm. ethylene represses the activity of nodule meristem, leading to formation of determinate type of nodule (with temporal meristem activity), while at the absence of ethylene indeterminate nodules (with prolonged meristem activity) are formed. At the same time, it was found that in soybean Glycine max (L.) Merr., ethylene is not involved in regulation of nodulation. It seems that ethylene involvement into regulation of nodule formation is not strictly dependent on the type of nodules, since in the other legume plants, forming determinate nodules, number of nodules is negatively affected by ethylene. It is suggested that ethylene synthesis in inoculated roots is triggered by Nod-factors, which activate plant defense responses, leading to restriction of number of forming nodules. Hypernodulating mutant of Medicago truncatula Gaertn. sickle, carrying a mutation in the gene MtEIN2, which is the key component in ethylene signal transduction pathway, is characterized by decreased level of defense response activation, as it was shown by proteomic analysis. It is interesting that not only the plants, but rhizobia as well can control ethylene level in rhizosphere and therefore influence nodule number. One of such mechanisms is the synthesis of rhizobitoxin by some rhizobial strains, which has structural similarity with inhibitor of ethylene synthesis aminoethoxyvinilglycine (AVG). The other mechanism is more widespread among rhizobia and it deals with synthesis of ACC deaminase, an enzyme, which cleaves the precursor of ethylene synthesis 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid (ACC). Thus, regulation of ethylene level may be important for practical application, potentially allowing to increase plant’s ability to nodulation. However, it should be taken into account that nodule number is precisely regulated by the plant because nodule formation is very energy-consuming process. Even more, it is necessary to remember that ethylene stimulates development of root hairs and decrease of their level may influence an intake ability of root and lead to deficiency of nutrient elements.
Keywords: plant-microbe interactions, legume-rhizobial symbiosis, symbiotic nodule, phytohormones, ethylene, rhizobia, plant defense, ACC deaminase, rhizobitoxin.
Редакция журнала «Сельскохозяйственная биология» выполняет рассылку электронных оттисков опубликованных статей
Для получения электронного оттиска Вам необходимо:
❖ отослать точное описание заказа (авторы и название статьи, год, номер журнала, страницы) по адресу felami@mail.ru, указав Ваши фамилию, имя, отчество (полностью), город, где проживаете, контактные e-mail и телефон;
❖ получить из редакции по своему e-mail подтверждение заказа (с присвоенным ему номером);
❖ оплатить услугу, указав в платежном документе в графе «Назначение платежа» присвоенный заказу номер и Ваши фамилию, имя, отчество.
Оттиски высылаются на Ваш контактный e-mail после зачисления оплаты на счет редакции.
Банковские реквизиты редакции:
Получатель: Банк получателя:
ИНН 7708051012 Редакция журнала «Сельскохозяйст- Сбербанк России ОАО г. Москва,
венная биология», Марьинорощинское ОСБ 7981, БИК 044525225,
г. Москва, р/с 40703810638050100603 к/с 30101810400000000225
В назначении платежа укажите номер заказа, Ваши фамилию, имя, отчество.
Стоимость услуги:
❖ один оттиск — 120 руб.,
❖ не более шести оттисков (абонемент) — 360 руб.,
❖ не более двенадцати оттисков (абонемент) — 700 руб.
НДС не облагается. Абонементное обслуживание предполагает предоставление указанного числа оттисков за период не более каждого текущего года по предоплате.
E-mail для заказа электронных оттисков — felami@mail.ru
© Электронные оттиски являются интеллектуальной собственностью редакции журнала «Сельскохозяйственная биология». Внесение в них каких бы то ни было изменений и дополнений не допускается. Перепечатка, тиражирование, размещение в средствах информации, в том числе электронных и сети Интернет, а также коммерческое распространение возможны только с разрешения редакции.
277
