CC BY
179
Ф. К. Тиоева, А. А. Минин
МОТОРНЫЙ БЕЛОК КИНЕЗИН: МОЛЕКУЛЯРНЫЕ ОСНОВЫ МНОГОФУНКЦИОНАЛЬНОСТИ
Институт белка РАН, Москва
Обзор посвящен транспорту органелл, который осуществляется моторным белком кинези-ном. Анализируются свойства отдельных субъединиц кинезина и их роль в связывании того или иного «груза». Обсуждаются возможные механизмы регуляции функций кинезина в клетке.
Ключевые слова: кинезин, моторные белки, транспорт органелл.
The review is focused on organelle transport due to a motor protein kinesin. Features of kinesin individual subunits and their role in binding "cargo" are analyzed. Possible mechanisms of kinesin properties in the cell are discussed.
Key words: kinesin, motor proteins, organelle transport.
Нормальное функционирование различных клеток в составе тканей и органов высших животных и человека обеспечивается тем, что каждая эукариотическая клетка обладает способностью поддерживать свою организацию. В ответ на многообразные сигналы извне в клетках быстро перестраивается метаболизм, меняется форма клеток, запускаются процессы клеточного деления или дифференцировки. Все перечисленные процессы находятся под строгим контролем регуляторных систем, нарушение которых лежит в основе многих патологических изменений.
Важнейшую роль в поддержании структурного и функционального состояния клетки играет система внутриклеточного транспорта. Отдельные мембранные органеллы не сливаются между собой, и их компоненты не перемешиваются благодаря тому, что обмен между ними происходит через транспорт мембранных пузырьков. Помимо транспортных везикул крупные мембранные компартменты также время от времени перемещаются по цитоплазме, внося свой вклад в картину внутриклеточного транспорта. Различные транспортные потоки обслуживаются специализированными моторными белками, которые в качестве треков используют полярные цитоскелетные элементы клетки — микротрубочки или актиновые филаменты. Отдельная органелла, как принято считать, может нести на своей поверхности более одного моторного белка и, подчиняясь сигналу, менять направление движения или переходить с трека на трек [84].
Особенно важен активный перенос органелл для клеток, имеющих длинные отростки. Аксоны нервных клеток,
© Гиоева Ф. К., МининА. А., 2003 УДК 577.112
например, заполнены параллельно уложенными микротрубочками, вдоль которых идет интенсивный перенос мембранных везикул и многокомпонентных белковых комплексов. При изучении аксонального транспорта был обнаружен первый моторный белок, способный переносить органеллы по микротрубочкам в направлении их плюс-концов [10; 85]. Он получил название «кинезин» от греческого слова, означающего движение. Со временем пришлось добавить к этому названию «обычный, традиционный», а затем просто дать кинезину номер 1, поскольку вслед за ним было найдено около сотни родственных белков, демонстрирующих выраженную гомологию в области моторного домена и составивших обширное семейство кинезиновых моторов [37; 74]. Их разнообразные свойства и функции могли бы стать предметом отдельного обзора. Мы же ограничимся рассмотрением кинезина-1 и поэтому будем называть его просто кинезином. Особое внимание будет уделено роли легких цепей кинезина, структурное многообразие которых могло бы обеспечить основу его многофункциональности. Эта особенность кинезина, продемонстрированная многими исследователями и обусловленная, по-видимому, его способностью связывать различные «грузы», остается наименее изученной и является главной темой настоящего обзора.
Вначале исследование кинезина, в котором участвовало все большее число лабораторий, было сосредоточено на моторной активности белка, которую, как выяснилось, можно легко наблюдать in vitro. Оказалось возможным получить комплекс очищенного кинезина с искусственной органеллой — латексным шариком — и заставить кинезин в присутствии АТФ перемещать шарик вдоль микротрубочки, прикрепленной к поверхности стекла [29]. В альтернативном, не менее
изящном, эксперименте, адсорбированный на стекле кине-зин связывал микротрубочки из раствора и перемещал их по поверхности стекла [15; 41], которое в этом случае выступало в роли огромной органеллы. Благодаря возможности изучать транслокаторную активность кинезина в чистой системе in vitro сейчас уже многое известно о свойствах его АТФазной активности и тонком механизме его взаимодействия с микротрубочкой.
Гораздо менее понятно, как происходит связывание органеллы и как кинезин определяет, куда ее надо доставить, тем более что в отличие от других членов кинезинового суперсемейства кинезин функционирует в любой эукариотической клетке, перенося по микротрубочкам самые различные «грузы».
Разнообразие функций кинезина
Использование специфических антител и векторных ДНК, кодирующих мутантные цепи кинезина, а также анализ мутантных фенотипов позволили выявить целый ряд ор-ганелл и макромолекулярных комплексов, транспорт которых осуществляется кинезином.
1. Мембранные органеллы: митохондрии [73; 82], лизосо-мы [40; 64], секреторные везикулы, перемещающиеся от комплекса Гольджи к плазматической мембране [23; 46; 52; 56, 76; 92], транспортные везикулы, циклирующие между комплексом Гольджи и эндоплазматическим ретикулумом [58], мембраны комплекса Гольджи [25; 60].
2. Рибонуклеопротеидные комплексы, несущие мРНК [11; 13; 42; 78].
3. Цитоскелетные элементы: виментиновые филаменты [34; 57; 69], нейрофиламенты [94; 95], микротрубочки [2; 3].
4. Мультиферментные комплексы, участвующие в проведении внешнего сигнала [9; 88].
5. Специфические нейронные «грузы»: предшественники синаптических везикул [1; 24; 56; 61], рецепторы нейромедиаторов [30; 77].
6. Меланосомы в меланоцитах человека [86].
7. Вирусные частицы [14; 22; 72].
Такое разнообразие, конечно, не означает, что одна и та же молекула моторного белка является поливалентной и может, при наличии соответствующего сигнала, связывать и транспортировать по микротрубочке любой из перечисленных «грузов». В млекопитающих были найдены три гена, кодирующие тяжелые цепи (khcl, khc2, khc3), и три гена, кодирующие легкие цепи кинезина (klcl, klc2, ИсЗ) [47; 63; 65; 70; 93]. В нейронах экспрессируются два гена для тяжелой и два гена для легкой цепи. Более того, структурно различные молекулы кинезина получаются за счет альтернативного сплайсинга мРНК, кодирующих легкие цепи кинезина. Процессинг предшественника мРНК приводит к возникновению множественных изоформ легкой цепи, различающихся по С-конце-вым последовательностям [17; 50; 87]. Естественно предположить, что разнообразие молекул кинезина обеспечивает каждый вид «груза» своим мотором. Для того чтобы понять, насколько законно такое предположение, надо рассмотреть, каким образом кинезин взаимодействует со своим «карго».
Есть и более практическая причина, по которой необходимо разобраться в молекулярных механизмах, лежащих в основе многообразных функций этого транспортного белка.
Поскольку нарушение функций моторных белков в клетках является причиной многих патологических процессов, они стали объектом интенсивных поисков терапевтических средств, направленных на преодоление таких патологий. Проблема специфичности используемого лекарства встает особенно остро, если мишень, на которую направлено его действие, представляет собой такую полифункциональную молекулу, как кинезин. Во избежание побочных действий применяемого средства необходимо точно знать, что оно влияет именно на тот процесс, с которым связана данная патология.
Строение молекулы кинезина
Молекула кинезина состоит из двух тяжелых и двух легких полипептидных цепей, молекулярная масса которых варьирует в разных организмах в пределах 110—135 и 60— 85 кДа соответственно [8; 54]. На электронных микрофотографиях, полученных методом негативного контрастирования, такой гетеротетрамер выглядит как слегка изогнутый длинный стержень, несущий на одном конце две глобулярные «головки», а на другом — веерообразный «хвост» [38]. Форму молекулы определяет димер тяжелых цепей, в котором две полипептидные цепи уложены параллельно. «Головки» кинезина образуются глобулярными N-концевыми районами тяжелых цепей и являются моторными доменами, т. к. в них локализованы центр АТФазной активности и участок взаимодействия с микротрубочками [97]. С-концевые домены тяжелых цепей также глобулярны и вместе с прилежащими легкими цепями формируют «хвостовой» район молекулы, необходимый для связывания транспортируемого «груза» [21].
Две функционально различные части молекулы разделены длинным суперспиральным стержнем, образованным центральными р-спиральными участками тяжелых цепей [96]. Стержень имеет два подвижных шарнирных участка, благодаря которым молекула кинезина может сворачиваться, так что ее хвостовой район сближается с моторными головками [35]. Переход из одной конформации в другую in vitro можно вызвать изменением ионной силы среды и оценить по изменению коэффициента седиментации. Как оказалось, альтернативные конформации свойственны не только изолированному природному кинезину, но и рекомбинантной тяжелой цепи, т. е. это свойство молекулы не зависит от присутствия легких цепей [81].
В легкой цепи кинезина также выделяются три структурных домена. N-концевой участок полипептида, включающий около 200 аминокислотных остатков, которые объединены в гептадные повторы, обеспечивает связывание с тяжелой цепью [21; 28; 87]. Следующий за этим участком протяженный центральный район содержит несколько так называемых «tetratricopeptide repeats» (TPR) — длинных несовершенных повторов, образующих характерную структуру с высокой вероятностью белок-белковых взаимодействий [32], что делает TPR-домен легкой цепи наиболее подходящим кандидатом на роль посредника, связывающего «груз» с моторной цепью кинезина. С-концевой участок легкой цепи обеспечивает разнообразие молекул кинезина, поскольку по нему происходит альтернативный сплайсинг мРНК. Как следствие, легкие цепи кинезина представлены в клетках
несколькими изоформами, которые различаются по своим С-концевым последовательностям [5; 17; 50; 87; 91].
Связывание кинезина с «грузом»
Единого механизма, обеспечивающего такое связывание, видимо, нет. «Хвостовой район» молекулы кинезина, который осуществляет взаимодействие с органеллами и немембранными комплексами, подлежащими транспорту, включает в себя как С-концевые домены тяжелых цепей, так и легкие цепи, и каждый из компонентов может играть роль в связывании «1руза».
Так, кинезин из яйцеклеток морского ежа in vitro специфично связывается посредством С-концевого участка тяжелой цепи (и независимо от присутствия легких цепей) с выделенными из того же источника микросомами [79], которые в основном представляют собой мембраны эндоплазматичес-кого ретикулума. В подтверждение этих данных, в аналогичной мембранной фракции, выделенной из мозга цыпленка, был обнаружен первый рецептор кинезина — трансмембранный белок кинектин [83], с которым кинезин взаимодействует через тот же С-концевой участок тяжелой цепи [66].
В тяжелой цепи кинезина человека непосредственно за районом связывания легких цепей следует участок, по которому она взаимодействует с так называемым белком, ассоциированным с синаптосомами (SNAP25), и его аналогом в ненервных клетках SNAP23. По-видимому, тяжелая цепь может образовать комплекс одновременно с легкой цепью и SNAP [20]. Функция кинезина оказалась необходимой для правильной локализации oskar мРНК в задней части ооцита Drosophila, что составляет важный этап в определении переднезадней оси тела личинки [11; 13]. Неожиданным явилось наблюдение, что локализация oskar мРНК не нарушается в ооцитах мух, мутантных по легкой цепи кинезина [67].
Все эти примеры свидетельствуют о том, что ряд кинези-новых «карго» связывается непосредственно с тяжелой цепью кинезина. Примечательно в этой связи, что кинезин, найденный в грибах, вообще не содержит легких цепей, хотя успешно выполняет транспортные функции [51].
Вместе с тем транспорт других кинезиновых «грузов» зависит строго от его легких цепей. О важности легких субъединиц кинезина говорят, например, результаты исследования null-мутантов по легким цепям кинезина, и в частности тот факт, что мутации по тяжелым и по легким цепям кинезина дают сходный фенотип [71]. В аксонах нервных клеток, дефектных по кинезину эмбрионов Drosophila, например, хорошо заметны места скопления мембранных органелл: синаптических пузырьков, митохондрий, предшественников лизосом, которые являются компонентами быстрого аксонального транспорта. Картину дополняет недоразвитие нервных окончаний и недостаточная секреция нейромедиаторов. Скопления органелл в аксонах мутантов по кинезину, по-видимому, физически мешают транспорту, осуществляемому другими моторными белками, и поэтому носят такой генерализованный характер [31]. Этот фенотип сходен с фенотипами, возникающими в моторных нейронах позвоночных при развитии некоторых нейродегенераций, что указывает на нарушение быстрого аксонального транспорта как на ключевой элемент этих патологических состояний [43].
В отличие от плодовой мушки, имеющей по одному гену для тяжелой и легкой цепи, геномы млекопитающих содержат не менее трех генов для каждой субъединицы кинезина [63; 65; 70; 93]. В нейронах мыши функционируют две тяжелые цепи кинезина — продукты разных генов [90; 93], имеющие молекулярные массы 130 и 124 кДа. Попытка дифференцированно проследить за ними in vivo показала, что оба варианта тяжелой цепи перемещаются по аксону, но первая движется в 5—6 раз быстрее, чем вторая. Более того, разные тяжелые цепи колокализуются с различными белковыми маркерами органелл — участниц быстрого аксонального транспорта [24]. Такая специфическая локализация может означать, что разные тяжелые цепи кинезина выполняют разные транспортные функции. Альтернативное объяснение, впрочем, может заключаться в том, что каждая из тяжелых цепей образует тетрамерный комплекс с определенной легкой цепью и именно эта легкая цепь определяет вид «груза».
Из трех генов, кодирующих легкие цепи кинезина, klcl экспрессируется преимущественно в нервных клетках, a klc2 — во всех тканях организма, т. е. разные легкие цепи явно выполняют разные функции [70]. Продукт третьего гена был недавно обнаружен в семенниках, где он локализуется на специфических структурах сперматидов, что подтверждает различие функций [6; 47]. Введение мутации по гену klcl у мышей вызывает нарушение локализации и функционирования тяжелой цепи, несмотря на наличие нормального пула легкой цепи 2 [71 ]. Это наблюдение ясно показывает, что разные цепи невзаимозаменяемы, т. е. выполняют разные функции. Видимо, поэтому продукты разных генов легких цепей не объединяются в составе одной тетрамерной молекулы кинезина [70].
Ряд данных подтверждает идею о том, что характерный TPR-домен легких цепей может опосредовать связывание ки-незином некоторых видов «грузов». Первым свидетельством в пользу такого предположения явилось наблюдение, сделанное при изучении мембранного транспорта в изолированной аксоплазме. Оказалось, что антитела против TPR-домена легких цепей останавливают движение везикул по микротрубочкам и этот эффект обусловлен тем, что под действием антител кинезин теряет связь с мембранами [80].
В последнее время были идентифицированы некоторые внутриклеточные партнеры легких цепей кинезина, которые могут играть роль рецепторов для легкой цепи кинезина на поверхности мембранных органелл. Так, в Drosophila был обнаружен ассоциированный с мембраной белок Sunday Driver (продукт гена syd), участвующий во взаимодействии кинезина с аксональным «карго». Мутации по этому белку приводили к характерному внешнему виду личинок, аналогичному тому, что возникает при мутациях по кинезину. Одним из признаков мутантного фенотипа было аберрантное накопление аксональных везикул, указывающее на нарушение их транспорта вдоль аксона. Детальное изучение взаимодействия белка Sunday Driver с легкой цепью кинезина выявило, что связывание происходит через TPR-домен легкой цепи [9].
В результате поиска белков, взаимодействующих с TPR-доменом легкой цепи кинезина, с использованием дигиб-ридной дрожжевой системы были найдены три белка, специфически связывающие этот участок кинезина и сходные
функционально структурные белки, взаимодействующие с c-jun ЫН2-терминальной киназой (c-jun NH2-tenninal kinase interacting proteins, JIPl, JIP2, JIP3) [88]. Интересно, что JIP3 оказался дрожжевым аналогом белка Sunday Driver. Результаты этих работ указывают на две принципиально новые особенности взаимодействия кинезина с «карго»: во-первых, рецептор для мотора может быть растворимым белком, не связанным с мембраной, т. е. кинезин транспортирует не только мембранные везикулы, но и крупные белковые комплексы; во-вторых, кинезин транспортирует молекулы, осуществляющие передачу сигнала и, видимо, сам ими регулируется [88].
Аналогичным образом, через TPR-домен легкой цепи, с кинезином связывается предшественник амилоидного пептида (amyloid precursor protein, АРР), играющий ключевую роль в развитии болезни Альцгеймера. У мыши, мутантной по гену легкой цепи 1, которая экспрессируется преимущественно в нервных клетках, аксональный транспорт АРР заметно снижается. Авторы предполагают, что в норме АРР функционирует как рецептор кинезина на мембранном «карго», и для транспорта такого снабженного АРР «груза» по аксону необходима легкая цепь 1 [49]. При развитии болезни Альцгеймера происходит протеолиз АРР с образованием р-амилоидного пептида и С-концевого фрагмента АРР, при этом кинезин освобождается от связи с мембраной. Эта реакция происходит в аксональных органеллах, содержащих Р-секретазу и презенилин-1, которые являются компонентами быстрого аксонального транспорта и переносятся по микротрубочкам кинезином [48].
Интересной экспериментальной моделью для исследования транспорта, опосредованного кинезином, оказалось перемещение по клетке вирусных частиц. Вирус коровьей оспы, близкий родственник возбудителя оспы человека, использует полимеризацию актина в подмембранном слое цитоплазмы для распространения из клетки в клетку. Но для того чтобы добраться из центра клетки, где происходит сборка вирусных частиц, к плазматической мембране, вирус связывается с TPR-доменом легкой цепи кинезина и становится одним из кинезиновых «карго» [72].
Перечисленные примеры однозначно указывают на TPR-домен легкой цепи как на ключевой элемент, необходимый для связывания кинезина с некоторыми видами «грузов». Однако использование TPR-фрагмента легкой цепи как конкурентного ингибитора взаимодействия кинезина с органел-лами дает неоднозначный результат. Экспрессия этого фрагмента вызывала в нейронах перераспределение отдельных везикулярных маркеров, но при этом никак не влияла на положение мембранных органелл в других культивируемых клетках [88]. Этот факт заставляет сомневаться в том, что роль участка связывания «груза» принадлежит в молекуле кинезина исключительно TPR-домену его легкой цепи.
Альтернативная идея заключается в том, что, помимо TPR-домена (или наряду с ним), во взаимодействие кинезина с органеллой может быть вовлечен С-концевой участок легкой цепи. Изучение локализации отдельных изоформ легкой цепи с использованием специфических антител, полученных против их уникальных участков, обнаружило, что разные изоформы ассоциированы с разными органеллами — митохондриями [50] или мембранами комплекса Гольджи [33].
Кинезин, ассоциированный с виментиновыми филамента-ми, также имеет в своем составе специфическую легкую цепь [57]. Вероятно, структурная вариабельность легких цепей обеспечивает функциональное разнообразие молекул кинезина, т. е. внутриклеточный пул кинезина является, в сущности, смесью молекул, каждая из которых приспособлена к тому или иному «грузу».
Если эта идея верна, то каждая тетрамерная молекула кинезина содержит идентичные легкие цепи и специальный механизм должен обеспечивать их сборку. Наши недавние, пока неопубликованные, данные свидетельствуют, что это действительно так: разные изоформы легкой цепи не способны ко-иммунопреципитировать. Поскольку участок связывания тяжелой цепи располагается близко к N-концу легкой [21], мы предлагаем модель, в соответствии с которой тяжелая цепь взаимодействует с растущими легкими цепями во время их синтеза на рибосомах, подобно тому как формируются внутримолекулярные связи между тяжелыми и легкими цепями иммуноглобулинов в в клетках мышиной миеломы [4]. Взаимодействие между субъединицами иммуноглобулинов, впрочем, основано на образовании дисульфидных связей, в то время как субъединицы кинезина, вероятнее всего, взаимодействуют по типу «спираль — спираль» [21; 28].
С моделью, которую мы предлагаем, хорошо согласуется ряд экспериментальных данных. Прежде всего, в экспериментах по транзитной экспрессии легкой цепи в культивируемых клетках было замечено, что экзогенный белок образует нерастворимые агрегаты, чего можно избежать при одновременном введении вектора, кодирующего тяжелую цепь, которая, по-видимому, способствует правильному сворачиванию легких цепей [87]. Кроме того, продукты генов Ыс1 и к1с2 не образуют совместных комплексов, как это следует из результатов иммунопреципитации, а кинезины, содержащие эти продукты в своем составе, различаются по свойствам [71]. Как видно, запрет на объединение в одной молекуле разных легких цепей касается и продуктов разных генов, и изоформ продукта отдельного гена. Наконец, при выделении кинезина из разных клеток и тканей было замечено присутствие в препарате молекул, лишенных легких цепей [19; 35; 36; 79]. Так, соотношение тяжелых и легких цепей в препарате кинезина из мозгового вещества надпочечников составляло 2:1 [62]. В более поздних исследованиях фракция кинезина без легких цепей обнаруживалась при гель-фильтрации или центрифугировании в градиенте концентрации сахарозы препарата, выделенного из бычьего мозга [36; 75] и яйцеклеток морского ежа [45; 79]. Функция этих свободных тяжелых цепей кинезина пока неизвестна. Мы предполагаем, что они необходимы для правильной сборки молекул кинезина.
Итак, молекула кинезина своими моторными головками взаимодействует с микротрубочкой и, гидролизуя АТФ, смещается в направлении ее плюс-конца. Хвостовой же конец молекулы связывает транспортируемый «груз», используя разные механизмы. Некоторые виды «карго» связываются с кинезином через С-концевые участки его тяжелых цепей; присутствие в непосредственной близости легких цепей по крайней мере не мешает этому связыванию. Другие «грузы» используют для связывания легкие цепи кинезина, в частности их TPR-yчacтки, хотя и вариабельные С-концевые
последовательности оказываются важны в том или ином случае. Транспорт, осуществляемый кинезином в нервных клетках, может служить иллюстрацией таких альтернативных механизмов.
В нейронах кинезин осуществляет везикулярный транспорт синаптических везикул из тела клетки в аксон и рецепторов нейромедиаторов в дендриты. В числе таких рецепторов — рецептор АМРА. Взаимодействующий с одной из субъединиц этого рецептора белок GRIP1 непосредственно связывается с тяжелой цепью кинезина и индуцирует транспорт рецептора АМРА в дендриты [77]. На такой механизм указывает тот факт, что при введении мутации в ген тяжелой цепи кинезина или доминантно-негативном ингибировании ее функции нарушается специфическое распределение GRIP1 в нейронах, а экспрессия экзогенного фрагмента GRIP1, которым он связывается с тяжелой цепью кинезина, вызывает накопление эндогенного кинезина в соме и денд-ритах [77]. Интересно, что при экспрессии минимального фрагмента JIP3, способного связывать кинезин, накопление кинезина происходило в соме и аксоне [77]. Иными словами, адрес, по которому доставляется «карго», в данном случае определяется самим «карго».
Регуляция функций кинезина
Контроль за взаимодействием кинезина с «карго» является, видимо, одним из путей регуляции его транспортной функции. Первые указания на существование такой регуляции были получены при наблюдении in vitro везикулярного транспорта в изолированной аксоплазме гигантского аксона кальмара [7], а также в смеси очищенных мембран комплекса Гольджи с микротрубочками и цитозолем [27]. В обоих случаях негидролизуемый аналог ГТФ, а также ингибиторы киназ и фосфатаз широкого профиля заметно замедляли транспорт мембранных везикул, что указывало на участие ГТФ-связы-вающих белков. Как известно, малые ГТФазы семейства Rab рекрутируют и/или активируют некоторые белки, участвующие в слиянии мембран и везикулярном транспорте. В активированном виде они ассоциируют с определенными ком-партментами, что делает их идеальными кандидатами на роль контролеров связывания моторных белков со специфическими мембранами.
Недавние открытия дают первые свидетельства такой регуляции. Оказалось, например, что кинектин — рецептор кинезина на мембранах специфически взаимодействует с активной формой малой ГТФазы RhoG своим центральным доменом. Детальное изучение этого взаимодействия показало, что активация или ингибирование RhoG заметно вляют на интенсивность транспорта лизосом, зависимого от кинезина [89]. Сам кинезин, точнее, его тяжелая цепь, с помощью белка RanBP-2 (Ran Binding Protein 2) вступает во взаимодействие с малой ГТФазой Ran. Белок RanBP-2 локализуется на порах ядерной оболочки и в районе центросомы и, как предполагают, опосредует транспорт между ядром и цитоплазмой [12; 59].
Примером регулятора другого рода, с которым взаимодействует кинезин, является так называемый белок 14-3-3 [44]. Это представитель обширного семейства небольших белков, главным свойством которых является способность связываться
с участком полипептидной цепи, содержащим фосфосерин. Благодаря этому свойству белки 14-3-3 участвуют в различных сигнальных процессах, опосредованных фосфорилированием белков. Белок 14-3-3 непосредственно связывается с молекулой кинезина через его легкую цепь при условии, что она фос-форилирована по остатку серина в положении 575 [44].
Фосфорилирование, по-видимому, действительно играет важную роль в регуляции функций кинезина. Обе цепи кинезина фосфорилируются in vitro и in vivo по остаткам серина, однако данные об эффекте такой модификации противоречивы и неоднозначны, что, впрочем, может определяться типом клеток и расположением сайтов фосфорилирования, т. е. модифицирующими кинезин ферментами. Например, фосфорилирование тяжелой цепи цАМФ-зависимой проте-инкиназой облегчает связывание кинезина с аксональными мембранами в мозге куриного эмбриона [55]. С другой стороны, фактор некроза опухолей (tumor necrosis factor, TNF) вызывает в культивируемых клетках мыши линии L929 ги-перфосфорилирование легких цепей кинезина посредством активируемой митогеном киназы р38. В результате такого воздействия митохондрии перемещаются с периферии клетки в околоядерную область, что свидетельствует об ингибировании ассоциированного кинезина [18]. Это наблюдение не только указывает на зависимость транспортной функции кинезина от фосфорилирования, но и раскрывает связь транспорта органелл с рецептор-опосредованными путями проведения сигнала. На основании гомологии со структурными белками сигнального каскада MAP-киназы c-jun, авторы этой работы предположили, что белок Sunday Driver может помимо связывания кинезина с мембраной играть роль в организации пути передачи внешнего сигнала.
Помимо связывания с «грузом» под контролем находится и механо-химическая активность кинезина. Было замечено, что в компактной конформации кинезин обладает гораздо меньшей АТФазной активностью [16; 26]. Более того, ингибирующий эффект, который «хвост» молекулы оказывает на активность моторного домена, наглядно проявляется при обработке кинезина протеазами. Моторный домен при протеолизе сохраняется в виде устойчивого к деградации фрагмента с молекулярной массой 45 кДа, по крайней мере в 10 раз лучше связывается с микротрубочками и в 4—5 раз быстрее гидролизует АТФ, чем полная молекула кинезина [53]. Таким образом, хвостовая часть молекулы в определенных условиях действительно подавляет транслокаторную активность кинезина.
Претерпевает ли кинезин подобные конформационные переходы in vivo? Играют ли какую-либо роль в этом процессе легкие цепи кинезина, которые в компактной конформации неизбежно должны оказываться в непосредственной близости к активному центру? Большая часть кинезина в клетке находится в свободном, не связанном с «грузом» и микротрубочками состоянии [39; 68], поэтому можно предположить, что компактная неактивная конформация удерживает «порожний» кинезин от напрасной траты АТФ и ненужного взаимодействия с микротрубочками, которое препятствовало бы транспорту. Эта идея нашла подтверждение в экспериментах по транзитной экспрессии тяжелой и легкой цепей кинезина в культивируемых клетках линии COS. Экзогенная тяжелая цепь, будучи экспрессирована
одна, часто оказывалась локализованной на микротрубочках. Коэкспрессия легкой цепи препятствовала этому взаимодействию и индуцировала образование полных молекул кинези-на в компактной конформации, что говорит об ингибиторной функции легких цепей. Перевести кинезин в активное состояние оказалось возможным, изменяя pH лизирующего раствора с 7,2 до 6,8, что, видимо, также вызывало изменение конформации его молекул, хотя седиментационные свойства кинезина при этом не менялись [87]. Следовательно, активность кинезина in vivo подвержена регуляции за счет изменения конформации молекул, и ключевую роль в этой ретуля-ции играют его легкие цепи.
Процесс инициации транспорта, видимо, можно представить таким образом: получив сигнал, кинезин разворачивается и связывается с органеллой, что как бы блокирует инги-бирующее влияние его «хвоста» на моторный домен и делает его активным для взаимодействия с АТФ и микротрубочкой. С этого момента легкие цепи перестают играть роль ингибиторов и, напротив, способствуют удержанию «груза».
Заключение
Итак, анализ имеющихся данных показывает, что многообразие функций кинезина связано с его способностью взаимодействовать со многими молекулами, одни из которых непосредственно играют роль рецепторов на поверхности различных органелл, а другие участвуют в формировании транспортных комплексов и работают, скорее всего, как регуляторы. Роль легких цепей не совсем ясна, но их участие в специфическом связывании некоторых «грузов» дает основания предполагать, что они имеют большое значение в многообразии функций кинезина.
ЛИТЕРА ТУРА
1. Amaratunga A., Leeman S. Е., Kosik К. S., Fine R. Е. Inhibition of kinesin synthesis in vivo inhibits the rapid transport of representative proteins for three transport vesicle classes into the axon //
J. Neurochem. - 1995. - Vol. 64, N 5. - P. 2374-2376.
2. Amos L. A. Kinesin from pig brain studied by electron microscopy 11 J. Cell Sci. - 1987. - Vol. 87 (Pt. 1). - P. 105-111.
3. Andrews S. B., Gallant P. E., LeapmanR. D. etal. Single kinesin molecules crossbridge microtubules in vitro // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1993. - Vol. 90, N 14. - P. 6503-6507.
4. Bergman L. W., Kuehl W. M. Formation of an intrachain disulfide bond on nascent immunoglobulin light chains //J. Biol. Chem. — 1979. — Vol. 254, N 18. - P. 8869-8876.
5. Beushausen S., KladakisA., Jaffe H. Kinesin light chains: identification and characterization of a family of proteins from the optic lobe of the squid Loligo pealii // DNA Cell Biol. - 1993. - \bl. 12, N 10. - P. 901-909.
6. Bhullar B., Zhang Y., Junco A. et al. Association of kinesin light chain with outer dense fibers in a microtubule-independent fashion // J. Biol. Chem.-2003.-Vol. 278, N 18.-P. 16 159-16 168.
7. Bloom G. S., Richards B. W., Leopold P. L. et al. GTP gamma S inhibits organelle transport along axonal microtubules // J. Cell Biol. — 1993. — Vol. 120, N2.-P. 467-476.
8. BloomG. S., Wagner М. C., PfisterK. K., Brady S. T. Native structure and physical properties of bovine brain kinesin and identification of the ATP-binding subunit polypeptide // Biochemistry. — 1988. — Vol. 27, N9.-P. 3409-3416.
9. Bowman A. B., KamalA., Ritchings B. W. etal. Kinesin-dependent axonal transport is mediated by the sunday driver (SYD) protein // Cell. —
2000. - Vol. 103, N 4. - P. 583-594.
10. Brady S. T. A novel brain ATPase with properties expected for the fast axonal transport motor // Nature. — 1985. — Vol. 317 (6032). —
P. 73-75.
11. Brendza R., Serbus L., Saxton W., Duffy J. Posterior localization of Dynein and dorsal-ventral axis formation depend on Kinesin in Drosophila oocytes // Curr. Biol. — 2002. — Vol. 12, N 17. — P. 1541.
12. Cat Y., Singh В. B., AslanukovA. et al. The docking of kinesins, KIF5B and KIF5C, to Ran-binding protein 2 (RanBP2) is mediated via a novel RanBP2 domain // J. Biol. Chem. - 2001. - Vol. 276, N 45. -
P. 41 594-41 602.
13. Cha B. J., Serbus L. R., Koppetsch B. S., TheurkaufW. E. Kinesin I-dependent cortical exclusion restricts pole plasm to the oocyte posterior// Nat. Cell Biol. — 2002. — Vol. 4, N 8. — P. 592—598.
14. Chu J. J., Ng M. L. Trafficking mechanism of West Nile (Sarafend) virus structural proteins // J. Med. Virol. — 2002. — Vbl. 67, N 1. —
P. 127-136.
15. Cohn S. A., Ingold A. L., Scholey J. M. Correlation between the ATPase and microtubule translocating activities of sea urchin egg kinesin // Nature. - 1987. - Vol. 328, N 6126. - P. 160-163.
16. CoyD.L., Wagenbach М., Howard J. Kinesin takes one 8-nm step for each ATP that it hydrolyzes I I J. Biol. Chem. — 1999. — Vol. 274, N 6. — P. 3667-3671.
17. CyrJ. L., PfisterK. K., Bloom G. S. etal. Molecular genetics of kinesin light chains: generation of isoforms by alternative splicing // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1991. - Vol. 88, N 22. - P. 10 114-10 118.
18. De Vos K., Severin F., Van Herreweghe F. et al. Tumor necrosis factor induces hyperphosphorylation of kinesin light chain and inhibits kinesin-mediated transport of mitochondria // J. Cell Biol. — 2000. — Vol. 149, N6. - P. 1207-1214.
19. Deluca J. G., Newton C. N., Himes R. H. et al. Purification and characterization of native conventional kinesin, HSET, and CENP-E from mitotic hela cells // J. Biol. Chem. — 2001. — Vol. 276, N 30. —
P. 28 014-28 021.
20. Diefenbach R. J., Diefenbach E., Douglas M. W., Cunningham A. L. The heavy chain of conventional kinesin interacts with the SNARE proteins SNAP25 and SNAP23 // Biochemistry. - 2002. - Vol. 41, N 50. -
P. 14 906-14 915.
21. Diefenbach R. J., Mackay J. P., Armati P. J., Cunningham A. L. The С-terminal region of the stalk domain of ubiquitous human kinesin heavy chain contains the binding site for kinesin light chain // Biochemistry. — 1998. — Vol. 37, N 47. — P. 16 663—16 670.
22. Diefenbach R. J., Miranda-Saksena М., Diefenbach E. et al. Herpes simplex virus tegument protein US 11 interacts with conventional kinesin heavy chain // J. Virol. — 2002. — Vol. 76, N 7. — P. 3282—3291.
23. Donelan M. J., Moifini G., Julyan R. et al. Ca2+-dependent dephosphorylation of kinesin heavy chain on beta-granules in pancreatic beta-cells. Implications for regulated beta-granule transport and insulin exocytosis // J. Biol. Chem. - 2002. - Vol. 277, N 27. - P. 24 232—24 242.
24. Elluru R. G., Bloom G. S., Brady S. T. Fast axonal transport of kinesin in the rat visual system: functionality of kinesin heavy chain isoforms j I Mol. Biol. Cell. - 1995. - Vol. 6, N 1. - P. 21-40.
25. Feiguin F., Ferreira A., Kosik K. S., Caceres A. Kinesin-mediated organelle translocation revealed by specific cellular manipulations //
J. Cell Biol. - 1994. - Vol. 127, N 4. - P. 1021-1039.
26. Friedman D. S., Vale R. D. Single-molecule analysis of kinesin motility reveals regulation by the cargo-binding tail domain // Nat. Cell Biol. — 1999. - Vol. 1, N 5. - P. 293-297.
27. Fullerton А. Т., Bau M. Y., Conrad P. A., Bloom G. S. In vitro reconstitution of microtubule plus end-directed, GTPgammaS-sensitive motility of Golgi membranes // Mol. Biol. Cell. — 1998. — Vol. 9,
N 10. — P. 2699-2714.
28. Gauger A. K., Goldstein L. S. The Drosophila kinesin light chain. Primary structure and interaction with kinesin heavy chain I I J. Biol. Chem. - 1993. - Vol. 268, N 18. - P. 13 657-13 666.
29. Gelles J., Schnapp B. Sheetz M. P. Tracking kinesin-driven movements with nanometre-scale precision // Nature. — 1988. — Vol. 331, N6155.-P. 450-453.
30. Gho M., Mcdonald K., Ganetzky B., Saxton W. M. Effects of kinesin mutations on neuronal functions // Science. — 1992. — Vol. 258, N5080.-P. 313-316.
31. Gindhart J. G., Desai C. J., Beushausen S. et al. Kinesin light chains are essential for axonal transport in Drosophila // J. Cell Biol. — 1998. — Vol. 141,N2.-P. 443-454.
32. Gindhart J. G., Goldstein L. S. Tetratrico peptide repeats are present in the kinesin light chain //Trends Biochem. Sci. — 1996. — Vol. 21,
N 2. - P. 52-53.
33. Gyoeva F. K., Bybikova E. M., Minin A. A. An isoform of kinesin light chain specific for the Golgi complex // J. Cell Sci. — 2000. — Vol. 113 (Pt. 11). - P. 2047-2054.
34. Gyoeva F. K., Gelfand V. I. Coalignment of vimentin intermediate filaments with microtubules depends on kinesin // Nature. — 1991. —
Vol. 353, N 6343. - P. 445-448.
35. Hackney D. D., Levitt J. D., Suhan J. Kinesin undergoes a 9 S to 6 S conformational transition// J. Biol. Chem. — 1992. — \bl. 267, N 12. — P. 8696-8701.
36. Hackney D. D., Levitt J. D., Wagner D. D. Characterization ofalpha2 beta2 and alpha2 forms of kinesin // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1991. - Vol. 174, N 2. - P. 810-815.
37. Hirokawa N. Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport // Science. — 1998. — Vol. 279, N 5350. — P. 519-526.
38. Hirokawa N., Pflster K. K., YorifujiH. etal. Submolecular domains of bovine brain kinesin identified by electron microscopy and monoclonal antibody decoration // Cell. — 1989. — Vol. 56, N 5. — P. 867-878.
39. Hollenbeck P. J. The distribution, abundance and subcellular localization ofkinesin //J. Cell Biol. — 1989. — Vol. 108, N 6. —
P. 2335-2342.
40. Hollenbeck P. J., Swanson J. A. Radial extension of macrophage tubular lysosomes supported by kinesin // Nature. — 1990. — Vol. 346,
N 6287. - P. 864-866.
41. Howard J., Hudspeth A. J., Vale R. D. Movement of microtubules by single kinesin molecules // Nature. — 1989. — Vol. 342, N 6246. —
P. 154-158.
42. Huang Y. S., Carson J. H., Barbarese E., Richter J. D. Facilitation of dendritic mRNA transport by CPEB // Genes Dev. — 2003. — Vol. 17, N 5. - P. 638-653.
43. Hurd D. D., Saxton W. M. Kinesin mutations cause motor neuron disease phenotypes by disrupting fast axonal transport in Drosophila // Genetics. - 1996. - Vol. 144, N 3. - P. 1075-1085.
44. Ichimura T., Wakamiya-Tsuruta A., Itagaki C. et al. Phosphorylation-dependent interaction of kinesin light chain 2 and the 14-3-3 protein // Biochemistry. — 2002. — W. 41, N 17. —
P. 5566-5572.
45. Johnson C. S., Buster D., Scholey J. M. Light chains of sea urchin kinesin identified by immunoadsoiption // Cell Motil. Cytoskeleton. — 1990. - Vol. 16, N 3. - P. 204-213.
46. Johnson K. J., HallE. S., Boekelheide K. Kinesin localizes to the trans-Golgi network regardless of microtubule organization // Eur. J. Cell Biol. - 1996. - Vol. 69, N 3. - P. 276-287.
47. Junco A., Bhullar B., Tarnasky H. A., van der Hoorn F. A. Kinesin light-chain KLC3 expression in testis is restricted to spermatids // Biol. Reprod. - 2001. - Vol. 64, N 5. - P. 1320-1330.
48. KamalA., Almenar-Queralt A., Leblanc J. F. et al. Kinesin-mediated axonal transport of a membrane compartment containing beta-secre-tase and presenilin-1 requires APP // Nature. — 2001. — \fol. 414, N 6864. - P. 643-648.
49. KamalA., Stokin G. B., YangZ. et al. Axonal transport of amyloid precursor protein is mediated by direct binding to the kinesin light chain subunit of kinesin-1 // Neuron. — 2000. — Vol. 28, N 2. —
P. 449-459.
50. Khodjakov A., Lizunova E. M., Minin A. A. et al. A specific light chain ofkinesin associates with mitochondria in cultured cells I I Mol. Biol. Cell. - 1998. - Vol. 9, N 2. - P. 333-343.
51. Kirchner J., Woehlke G., Schliwa M. Universal and unique features of kinesin motors: insights from a comparison of fungal and animal conventional kinesins // Biol. Chem. — 1999. — Vol. 380, N 7—8. —
P. 915-921.
52. Kreitzer G., Marmorstein A., Okamoto P. et al. Kinesin and dynamin are required for post-Golgi transport of a plasma-membrane protein //
Nat. Cell Biol. - 2000. - Vol. 2, N 2. - P. 125-127.
53. Kuznetsov S. A., Vaisberg E. A., Murphy B. D., Gelfand V. I. 45 kDa fragment of the kinesin molecule possesses high ATPase activity and binds to microtubules // Mol. Biol. — 1989. — Vol. 23, N 2. —
P. 580-587.
54. Kuznetsov S. A., Vaisberg E. A., Shanina N. A. et al. The quaternary structure of bovine brain kinesin // EMBO J. — 1988. — Vol. 7, N 2. — P. 353-356.
55. Lee K. D., Hollenbeck P. J. Phosphorylation ofkinesin in vivo correlates with organelle association and neurite outgrowth // J. Biol.
Chem. - 1995. - Vol. 270, N 10. - P. 5600-5605.
56. Leopold P. L., Mcdowall A. W., Pflster K. K. et al. Association of kinesin with characterized membrane-bounded organelles // Cell Motil. Cytoskeleton. — 1992. — Vol. 23, N 1. — P. 19—33.
57. Liao G., Gundersen G. G. Kinesin is a candidate for cross-bridging microtubules and intermediate filaments. Selective binding ofkinesin to detyrosinated tubulin and vimentin // J. Biol. Chem. — 1998. —
Vol. 273, N 16. - P. 9797-9803.
58. Lippincott-Schwartz J., Cole N. B., Marotta A. et al. Kinesin is the motor for microtubule-mediated Golgi-to-ER membrane traffic //
J. Cell Biol. - 1995. - Vol. 128, N 3. - P. 293-306.
59. Mavlyutov T. A., Cai Y, Ferreira P. A. Identification of RanBP2~ and Kinesin-Mediated Transport Pathways with Restricted Neuronal and Subcellular Localization //Traffic. — 2002. — Vol. 3, N 9. —
P. 630-640.
60. Minin A. A. Dispersal of Golgi apparatus in nocodazole-treated fibroblasts is akinesin-driven process // J. Cell Sci. — 1997. — Vol. 110 (Pt. 19). - P. 2495-2505.
61. Morin P. J., Liu N. G., Johnson R. J. et al. Isolation and characterization of rapid transport vesicle subtypes from rabbit optic nerve //
J. Neurochem. - 1991. - Vol. 56, N 2. - P. 415-427.
62. Murofushi H., Ikai A., Okuhara K. et al. Purification and characterization ofkinesin from bovine adrenal medulla//J. Biol. Chem. — 1988. — Vol. 263, N 25. - P. 12 744-12 750.
63. Nakagawa T., Tanaka Y., Matsuoka E. et al. Identification and classification of 16 new kinesin superfamily (KIF) proteins in mouse genome I I Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1997. - Vol. 94, N 18. - P. 9654-9659.
64. Nakata T., Hirokawa N. Point mutation of adenosine triphosphate-binding motif generated rigor kinesin that selectively blocks anterograde lysosome membrane transport //J. Cell Biol. — 1995. — \fol. 131,
N4.-P. 1039-1053.
65. Niclas J., Navone F., Hom-Booher N., Vale R, D. Cloning and localization of a conventional kinesin motor expressed exclusively in neurons I I Neuron. - 1994. - Vol. 12, N 5. - P. 1059-1072.
66. Ong L. L., Lim A. P., Er C. P. et al. Kinectin-kinesin binding domains and their effects on organelle motility // J. Biol. Chem. — 2000. —
Vol. 275, N 42. - P. 32 854-32 860.
67. Palacios I. M., Johnston D. S. Kinesin light chain-independent function of the Kinesin heavy chain in cytoplasmic streaming and posterior localisation in the Drosophila oocyte // Development. — 2002. — Vol. 129, N23. -P. 5473-5485.
68. PfisterK. K, Wagner M. C., Stenoien D. L. et al. Monoclonal antibodies to kinesin heavy and light chains stain vesicle-like structures, but not microtubules, in cultured cells // J. Cell Biol. — 1989. — Vol. 108, N4.-P. 1453-1463.
69. Prahlad V, Yoon M., MoirR. D. et al. Rapid movements of vimentin on microtubule tracks: kinesin-dependent assembly of intermediate filament networks // J. Cell Biol. - 1998. - Vol. 143, N1. - P. 159-170.
70. Rahman A., Friedman D. S., Goldstein L. S. Two kinesin light chain genes in mice. Identification and characterization of the encoded proteins //
J. Biol. Chem. - 1998. - Vol. 273, N 25. - P. 15 395-15 403.
71. Rahman A., Kamal A., Roberts E. A., Goldstein L. S. Defective kinesin heavy chain behavior in mouse kinesin light chain mutants // J. Cell Biol. - 1999. - Vol. 146, N 6. - P. 1277-1288.
72. RietdorfJ., Ploubidou A., Reckmann I. et al. Kinesin-dependent movement on microtubules precedes actin-based motility of vaccinia virus // Nat. Cell Biol. - 2001. - Vol. 3, N 11. - P. 992-1000.
73. Rodionov V. I., Gyoeva F. K, Tanaka E. et al. Microtubule-dependent control of cell shape and pseudopodial activity is inhibited by the antibody to kinesin motor domain // J. Cell Biol. — 1993. — Vol. 123, N 6 (Pt. 2).-P. 1811-1820.
74. Sack S., Kull F. J., Mandelkow E. Motor proteins of the kinesin family. Structures, variations, and nucleotide binding sites // Eur. J. Biochem. — 1999. - Vol. 262, N 1. - P. 1-11.
75. Sadhu A., Taylor E. W. A kinetic study of the kinesin ATPase //
J. Biol. Chem. - 1992. - Vol. 267, N 16. - P. 11 352-11 359.
76. Schmitz F., Wallis К. Т., Rho M. et al. Intracellular distribution of kinesin in chromaffin cells // Eur. J. Cell Biol. — 1994. — Vol. 63,
N 1,-P. 77-83.
77. Setou М., SeogD. H., Tanaka Y. et al. Glutamate-receptor-interacting protein GRIP1 directly steers kinesin to dendrites // Nature. — 2002. - Vol. 417, N 6884. - P. 83-87.
78. Severt W. L., Biber T. U., Wu X. et al. The suppression of testis-brain RN A binding protein and kinesin heavy chain disrupts mRNA sorting in dendrites//J. Cell Sci. - 1999. - Vol. 112 (Pt. 21). -
P. 3691-3702.
79. Skoufias D. A., Cole D. G., Wedaman K. P., Scholey J. M. The carboxyl-terminal domain of kinesin heavy chain is important for membrane binding // J. Biol. Chem. — 1994. — Vol. 269, N 2. —
P. 1477-1485.
80. Stenoien D. L., Brady S. T. Immunochemical analysis of kinesin light chain function // Mol. Biol. Cell. — 1997. — Vol. 8, N 4. —
P. 675-689.
81. Stock M. F., Guerrero J., Cobb B. et al. Formation of the compact con-fomer of kinesin requires a COOH-terminal heavy chain domain and inhibits microtubule-stimulated ATPase activity // J. Biol. Chem. —
1999. - Vol. 274, N 21. - P. 14 617-14 623.
82. Tanaka Y., Kanai Y., Okada Y. et al. Targeted disruption of mouse conventional kinesin heavy chain, kif5B, results in abnormal perinuclear clustering of mitochondria // Cell. — 1998. — Vol. 93, N 7. —
P. 1147-1158.
83. Toyoshima I., Yu //., Steuer E. R., Sheetz M. P. Kinectin, a major kinesin-binding protein on ER // J. Cell Biol. — 1992. — Vol. 118, N5.-P. 1121-1131.
84. Vale R. D. The molecular motor toolbox for intracellular transport // Cell. — 2003. — Vol. 112, N 4. — P. 467-480.
85. Vale R. D., Reese T. S., Sheetz M. P. Identification of a novel force-generating protein, kinesin, involved in microtubule-based motility // Cell. - 1985. - Vol. 42, N 1. - P. 39-50.
86. Vdncoillie G., Lambert J., Mulder A. et al. Kinesin and kinectin can associate with the melanosomal surface and form a link with microtubules in normal human melanocytes // J. Invest. Dermatol. —
2000. - Vol. 114, N 3. - P. 421-429.
87. Verhey K. J., Lizotte D. L., Abramson T. et al. Light chain-dependent regulation of Kinesin's interaction with microtubules j I J. Cell Biol. — 1998. - Vol. 143, N 4. - P. 1053-1066.
88. Verhey K. J., Meyer D., Deehan R. et al. Cargo of kinesin identified as JIP scaffolding proteins and associated signaling molecules // J. Cell Biol. — 2001. - Vol. 152, N 5. — P. 959-970.
89. Vignal E., BlangyA., Martin M. et al. Kinectin is a key effector of RhoG microtubule-dependent cellular activity j I Mol. Cell Biol. —
2001. - Vol. 21, N 23. - P. 8022-8034.
90. Vignali G., Niclas J., Sprocati M. T. et al. Differential expression of ubiquitous and neuronal kinesin heavy chains during differentiation of human neuroblastoma and PC12 cells // Eur. J. Neurosci. — 1996. — Vol. 8, N3. - P. 536-544.
91. Wedaman K. P., Knight A. E., Kendrick-Jones J., Scholey J. M. Sequences of sea urchin kinesin light chain isoforms // J. Mol. Biol. — 1993.-Vol. 231, NT. —P. 155-158.
92. Wubbolts R., Fernandez-Borja M., Jordens I. et al. Opposing motor activities of dynein and kinesin determine retention and transport of MHC class II-containing compartments // J. Cell Sci. — 1999. —
Vol. 112 (Pt. 6). - P. 785-795.
93. Xia C. H., Rahman A., YangZ., Goldstein L. S. Chromosomal localization reveals three kinesin heavy chain genes in mouse // Genomics. —
1998. - Vol. 52, N 2. - P. 209-213.
94. Xia C. H., Roberts E. A., Her L. S. et al. Abnormal neurofilament transport caused by targeted disruption of neuronal kinesin heavy chain KIF5A //J. Cell Biol. - 2003. - Vol. 161, N 1. - P. 55-66.
95. YabeJ. T., PimentaA., Shea T. B. Kinesin-mediated transport of neurofilament protein oligomers in growing axons I I J. Cell Sci. —
1999. - Vol. 112 (Pt. 21). - P. 3799-3814.
96. Yang], T., Laymon R. A., Goldstein L. S. A three-domain structure of kinesin heavy chain revealed by DNA sequence and microtubule binding analyses // Cell. - 1989. - Vol. 56, N 5. - P. 879-889.
97. YangJ. T., Saxton W. M., Stewart R. J. et al. Evidence that the head of kinesin is sufficient for force generation and motility in vitro // Science. - 1990. - Vol. 249, N 4964. - P. 42-47.
