CC BY
18
УДК 612.823
Н. Е. МАКСИМОВИЧ, Е. И. БОНЬ, И. К. ДРЕМЗА
МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ, ЦИТОХИМИЧЕСКИЕ И ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ПРОЯВЛЕНИЯ ЭНЕРГЕТИЧЕСКИХ ПРОЦЕССОВ В ГОЛОВНОМ МОЗГЕ КРЫС ПРИ СУБТОТАЛЬНОЙ ЦЕРЕБРАЛЬНОЙ ИШЕМИИ
Гродненский государственный медицинский университет, Республика Беларусь
N. YE. MAKSIMOVICH, YE. I. BON, I. K. DREMZA
MORPHOLOGICAL, CYTOCHEMICAL AND FUNCTIONAL MANIFESTATIONS OF ENERGY PROCESSES IN THE RAT'S BRAIN IN SUBTOTAL CEREBRAL ISCHEMIA
Grodno State Medical University, Republic Belarus
РЕЗЮМЕ
Цель. Цель работы - изучить динамику респираторной активности митохондрий в ткани головного мозга крыс в условиях его субтотальной ишемии (СИГМ).
Методика. Исследования проведены на 24 крысах, разделенных на 2 группы. Опытную группу составили животные с СИГМ (n = 12), которую моделировали путем наложения на 1 час сосудистых зажимов на общие сонные артерии в условиях наркоза (в/в тиопентал натрия, 50-60мг/кг массы тела). В качестве контроля использовали группу интактных (ложнооперированных) крыс.
Результаты. Изучены показатели мито-хондриального дыхания в ткани головного мозга, а также проведены микроскопические и гистохимические исследования активности некоторых ферментов биоэнергетики нейронов в теменной коре головного мозга и гиппокампе.
Заключение. Установлено, что СИГМ вызывает нарушение внутриклеточных, в том числе внутримитохондриальных, ферментов, участвующих в энергетических процессах клетки, способствует нарушению дыхательной функции митохондрий, приводя к развитию энергетического дисбаланса.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: ИШЕМИЯ, МОЗГ, ДЫХАНИЕ, МИТОХОНДРИИ.
SUMMERY
Objective. Purpose of work was to study the dynamics of the change an of the respiratory function
of mythochondrias in the brain tissue of rats under conditions of subtotal cerebral ischemia (SCI).
Methods. In studies on 24 rats, divided into 2groups effects, the indices of mitochondrial respiration in brain tissue were studied. The experimental group consisted of animals with a SCI (n = 12), which was modeled by superimposing vascular clips on the common carotid arteries for 1 hour under anesthetic conditions (intravenous thyopenthal, 50-60 mg/kg). As a control, a group of intact (sham-operated) rats was used.
Results. Parameters of mitochondrial respiration in the brain tissue were studied, and microscopic and histochemical studies of the activity of certain neuronal bioenergetics enzymes in the parietal cortex and hippocampus were carried out.
Conclusion. It has been established that SCI causes a disturbance of intracellular, including intramitochondrial, enzymes involved in cell energy processes, contributes to the disturbance of the respiratory function of mitochondria, leading to the development of energy imbalance.
KEY WORDS: ISCHEMIA, BRAIN, RESPIRATION, MYTHOCHONDRIAS.
ВВЕДЕНИЕ
Цереброваскулярные и сердечно-сосудистые заболевания - наиболее актуальная медицинская и социальная проблема в мире. Ежегодно 450 000 человек переносят инсульты, из которых 75-80% имеют ишемическую природу [13, 16]. Ишемия головного мозга (ИГМ) приводит к целому ряду общих и локальных метаболических
и функциональных нарушений, патогенез которых сложен, многолик и до конца не изучен.
Развитие ИГМ представляет собой сложный каскад механизмов, включающих снижение энергопродукции и, как следствие, нарушение энергозависимых процессов в клетке, повышение глутаматной эксайтотоксичности, возрастание в нейронах уровня ионизированного кальция. Ведущим звеном патогенеза церебральной ишемии является остро возникающий дефицит кислорода в мозге, который приводит к последующему угнетению аэробного и активации анаэробного путей утилизации глюкозы, снижению энергообразования, сдвигу кислотно-основного состояния в сторону ацидоза. Нарушение метаболических процессов и ионного равновесия способствует развитию клеточного отека, изменению физико-химических свойств мембран нейронов и сосудистого эндотелия, усугубляемое активацией реакций свободнорадикального окисления, что в конечном итоге приводит к развитию некроза - инфаркта головного мозга [2, 3, 5, 6, 11, 12, 18].
ЦЕЛЬЮ настоящей работы явилось изучение нарушений энергетических процессов в головном мозге в условиях экспериментальной субтотальной церебральной ишемии.
МЕТОДИКА
Эксперименты выполнены на 24 белых беспородных крысах-самцах массой 200-250 г. Моделирование субтотальной ишемии головного мозга (СИГМ) осуществляли путем перевязки обеих общих сонных артерий в условиях внутривенного тиопенталового наркоза (40-50 мг/кг массы тела). После 60-минутной ишемии проводили эвтаназию животных и взятие материала для исследований. Контрольную группу составляли ложнооперированные крысы. Микроскопические и гистохимические исследования активности некоторых ферментов биоэнергетики нейронов проводили в теменной коре головного мозга и гиппокампе. Кроме того, изучалось дыхание митохондрий, выделенных из головного мозга в его гомогенате (проводились микроскопические и иммуногистохимические исследования с целью изучения внутриклеточных, в том числе внутри-митохондриальных ферментов, участвующих
в энергетических процессах клетки). Для исследования митохондриального дыхания головной мозг извлекали на холоде (0-4 °С), осушали фильтровальной бумагой, взвешивали и гомогенизировали в среде выделения, содержащей 0,32 М сахарозы, 10 тМ Трис-HCl, 1 тМ ЭДТА, рН - 7,4 (в соотношении 1:10), используя гомогенизатор Поттера - Эльвейема с тефлоновым пестиком согласно модифицированному классическому методу Lai и Clark (1979) [8, 14, 17, 19, 20].
Митохондрии изолировали методом дифференциального центрифугирования. Ядерную фракцию отделяли центрифугированием при 600 g в течение 10 мин. (4 °С). Полученный супернатант центрифугировали при 8500 g в течение 10 мин. (4 °С), митохондриальный осадок дважды промывали в среде выделения и ресуспендировали до концентрации белка 35-40 мг/мл в среде выделения и хранили в короткой пробирке на льду. Концентрацию белка определяли по методу Лоури.
Для изучения митохондриального дыхания концентрированную суспензию митохондрий вносили в полярографическую ячейку со средой инкубации в количестве, обеспечивающем конечную концентрацию белка в ячейке 1 мг/мл. Инкубационная среда для регистрации дыхания митохондрий включала 0,17 М сахарозу, 40 mM KCl, 10 тМ Трис-HCl, 5 тМ KH2PO4, 8 тМ KHCO3, 0,1 тМ ЭДТА, рН - 7,4 [1].
Исследование митохондриального дыхания осуществляли полярографически путем регистрации скорости поглощения митохондриями кислорода в суспензии с помощью электрода Кларка, встроенного в термостатируемую герметичную полярографическую ячейку объемом 1,75 мл при температуре 25 °С (рис. 1).
Регистрация изменений напряжения кислорода (pO2) в суспензии митохондрий осуществлялась с помощью электронного регистратора КСП-4.
Калибровку электрода Кларка проводили путем последовательного продувания через ячейку воздуха (pO2 воздуха) и газообразного азота (pO2 = 0 мм рт. ст.) (рис. 2).
После регистрации скорости базального (эндогенного) дыхания в отсутствие субстрата (V:) в суспензию митохондрий поочередно вводили
Рисунок 1 - Полярографическая ячейка для исследования респираторной активности митохондрий 1 - ячейка; 2 - термостатируемая камера; 3 - электрод Кларка; 4 - магнитная мешалка; 5 - герметизирующая пробка; 6 - каналы для дозированного анаэробного введения субстратов
и АДФ; 7 - уплотнительное кольцо; 8 - канал для выведения воздуха и избытка жидкости; 9 - штуцер для подключения к ультратермостату
Рисунок 2 - Калибровочный график сО2 воздуха - содержание кислорода в воздухе (или растворе при рО2 воздуха), сО2 - содержание кислорода при продувании ячейки газообразным азотом, г^-атомов кислорода/мин/1 mgмитохондриального белка
субстраты дыхания (малат - 2 тМ/глутамат - 5 тМ или сукцинат - 5 тМ), а затем АДФ в количестве 200 нмоль/мл. По полученным полярограммам (рис. 3) рассчитывали скорость дыхания митохондрий в разных метаболических состояниях и рассчитывали коэффициенты, характеризующие сопряжение процессов окисления и фосфорили-рования. Регистрировали следующие параметры дыхания митохондрий: У2 - скорость субстрат-зависимого дыхания, У3 - скорость дыхания, сопряженного с фосфорилированием (после внесения
Рисунок 3 - Кривая скорости поглощения кислорода изолированными митохондриями головного мозга крысы. Стрелками слева направо обозначены моменты внесения в ячейку: суспензии митохондрий, растворов субстрата (сукцината или малата/глутамата, АДФ и выход дыхания в четвертое метаболическое состояние, соответственно. Показатели тканевого дыхания: У1 - базальное (эндогенное) поглощение кислорода
интактными митохондриями; У2 - скорость субстрат-стимулируемого дыхания (сукцината, малата/глутамата); У3 - АДФ-стимулированное дыхание - скорость дыхания, сопряженного с фосфорилированием; У4 - дыхание митохондрий после завершения фосфорилирований АДФ. Показатели, характеризующие сопряженность процессов окисления и фосфорилирования: У3/У2 - коэффициент акцепторного контроля; У3/У4 - коэффициент дыхательного контроля; АДФ/О - коэффициент фосфорилирования (отношение количества, внесенного АДФ к количеству потребленного кислорода за время полного фосфорилирования)
АДФ), У4 - скорость дыхания после завершения фосфорилирования добавленного АДФ. Определяли показатели, характеризующие сопряжение процессов окисления и фосфорилирования в митохондриях: коэффициент акцепторного контроля (АК = У3/У2), коэффициент дыхательного контроля (ДК = У3/У4) и коэффициент фосфорилирования - АДФ/О [1].
Для гистохимического исследования после эвтаназии животных быстро извлекали головной мозг, кусочки переднего отдела коры больших
Таблица 1 - Показатели дыхания митохондрий головного мозга крыс при субтотальной ишемии (СИГМ), Ме (LQ; Ш)
Показатели/единицы Субстрат Группы животных
Контроль (n = 6) СИГМ (n = 6)
малат/глутамат 17,34 (14,5; 19,1) 19,25 (17,6; 23,8)
сукцинат 16,54 (15,4; 17,3) 25,18 (18.7; 27,4)*
V2 (нг ат. О2/мин/мг/белка) малат/глутамат 35,8 (25,7; 27,5) 35,15 (34,5; 38,1)
сукцинат 33,5 (28,2; 35,8) 39,31 (36,3; 42,4)*
V3 (нг ат. О2/мин/мг/белка) малат/глутамат 51,2 (48,4; 56,4) 49,5 (48,2; 50,4)
сукцинат 65,5 (65,3; 68,4)## 48,8(48,2; 50,4)*
V4 (нг ат. О2/мин/мг/белка малат/глутамат 31,0 (27,2; 34,3) 32,7 (30,3; 36,7)
сукцинат 56,41(36,2; 40,4)## 39,5(37,3; 40,8)*Ф
Vj-VJ^IOO/V! малат/глутамат 193,8 (165,4; 248,2) 160,7 (113,4; 173,9)*
сукцинат 292,5 (288,7; 302,4)# 115,9 (83,9; 176,9)*
АК (Vj/V^) малат/глутамат 2,00 (1,84;2,26) 1,45 (1,26;1,33)
сукцинат 2,00(1,91; 2,32) 1,24 (1,18;1,29)*
ДК (V3/V4) малат/глутамат 1,65 (1,64; 1,66) 1,42 (1,35;1,58)*
сукцинат 1,75 (1,69; 1,86)## 1,34 (1,23; 1,36)*
ADP/О малат/глутамат 2,08 (1,87; 2,18) 1,51 (1,43;1,54)*
сукцинат 1,86 (1,83; 1,87) 1,18 (1,15;1,20)*Ф
V1 - базальное (эндогенное) поглощение кислорода интактными митохондриями;
У2 - скорость субстрат-стимулируемого дыхания (сукцината, малата/глутамата);
V3 - АДФ-стимулированное дыхание - скорость дыхания, сопряженного с фосфорилированием;
V4 - дыхание митохондрий после потребления добавленного АДФ;
V3/V2- коэффициент акцепторного контроля;
V3/V4 - коэффициент дыхательного контроля;
АБР/О - коэффициент фосфорилирования;
* - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением показателей в контрольной группе;
* - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением показателей в контрольной группе с внесением м/г; ф - р < 0,05, - р < 0,001, по сравнению со значением показателей в опытной группе с внесением м/г.
полушарий замораживали в жидком азоте. В срезах толщиной 10 мкм, изготовленных в криостате Leica CM 1840, Германия (-12 °С), в нейронах пятого слоя теменной коры и пирамидального слоя поля СА1 гиппокампа определяли активность дегидрогеназ: восстановленной формы никотинамидаденинди-нуклеотида НАДН (НАДН-ДГ: акцептор - окси-доредуктаза; КФ 1.6.93.3; по Нахласу и др., 1958), сукцината (СДГ: акцептор - оксидоредуктаза; КФ 1.3.99.1; по Нахласу и др., 1957) и лактата (ЛДГ; L = лактат: НАД-оксидоредуктаза; КФ 1.1.1.27; по Гесс и др., 1958). Изучение гистологических препаратов, их микрофотографирование, морфометрию и ден-ситометрию осадка хромогена в гистологических препаратах проводили с помощью микроскопа
Axioscop 2 plus (Zeiss, Германия), цифровой видеокамеры (LeicaDFC320, Германия) и программы анализа изображения ImageWarp (Bitflow, США) [4].
Полученные данные анализировали методами непараметрической и параметрической статистики в зависимости от нормальности распределения признаков с помощью программы Statistica 10.0 для Windows (StatSoft, Inc., США). Результаты представлены в виде Me (LQ; UQ), где Me - медиана, LQ - значение нижнего квартиля; UQ - значение верхнего квартиля, а также среднего и ошибки среднего М ± m. Различия между показателями контрольной и опытной групп считали достоверными при р < 0,05 (Mann - Whitney U-test и t-критерий Стьюдента) [4, 7].
Рисунок 4 - Значения коэффициентов акцепторного и дыхательного контроля, а также коэффициент фосфорилированияу крыс с субтотальной ишемией головного мозга СИГМ. Субстрат - малат/глутамат У3/У2- коэффициент акцепторного контроля; Уз/У4 - коэффициент дыхательного контроля;
АБР/О - коэффициент фосфорилирования; * - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением показателей в контрольной группе
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Как видно из представленных данных, 1-часовая субтотальная ишемия головного мозга (СГИМ), вызванная перевязкой обеих общих сонных артерий у крыс, сопровождалась существенными нарушениями митохондриального дыхания клеток головного мозга (табл. 1).
При использовании в качестве НАД-зависимых субстратов смеси малат/глутамата отмечались следующие изменения показателей респираторной активности митохондрий, по сравнению с контрольной группой ложнооперированных животных: повышение скорости базального дыхания (У1) на 19,5%, скорости субстрат-ин-дуцированного дыхания (У2) на 34,7%, р < 0,05, (рис. 4) со снижением коэффициента акцепторного контроля (У3/У2) - до 1,45 (1,27; 1,53), р < 0,01 (в контроле - 1,99 (1,84; 2,26) на 31,9%, р коэффициента дыхательного контроля (У3/У4) - до 1,42 (1,35; 1,58), в контроле - 1,65 (1,64; 1,66, р < 0,01), на 13,9%, р < 0,05; коэффициента фосфорилирования АБР/О - до 1,51 (1,43; 1,54; р < 0,01) на 21,4% (р < 0,05), в контроле - 2,08 (1,87; 2,18; р < 0,01). Изменений скорости АДФ-стимулированного дыхания (У3) и скорости дыхания после фосфорилирования АДФ (У4) после внесения смеси малат/глутамат не наблюдалось, р > 0,05.
При внесении в дыхательную ячейку в качестве субстрата дыхания сукцината выявлено, по сравнению с контрольной группой
Рисунок 5 - Значения коэффициентов акцепторного и дыхательного контроля, а также коэффициент фосфорилирования у крыс с субтотальной ишемией головного мозга СИГМ. Субстрат - сукцинат У3/У2 - коэффициент акцепторного контроля; У3/У4 - коэффициент дыхательного контроля;
АБР/О - коэффициент фосфорилирования; * - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением показателей в контрольной группе
ложнооперированных животных, повышение скорости базального дыхания (У1) на 50,4%, р < 0,001; скорости субстрат-индуцированного дыхания (У2) - на 17,5%, р < 0,05, а также снижение скорости АБР-стимулированного дыхания (У3) - на 25,5% (р < 0,05) и скорости дыхания после фосфорилирования АБР (У4) - на 39,5%, р < 0,001 со снижением коэффициента акцепторного контроля (У3/У2) - до 1,24 (1,19; 1,29), р < 0,01 (в контроле - 2,00 (1,91; 2,32) на 39,0%, р < 0,001); коэффициента дыхательного контроля (У3/У4) - до 1,34 (1,23; 1,36), в контроле - 1,75 (1,69; 1,86, р < 0,01), на 23,6%, р < 0,001; коэффициента фосфорилирования АДФ/О - до 1,18 (0,6; 1,1; р < 0,01) - на 35,1%, в контроле - 1,86 (1,83; 1,87, р < 0,001) (рис. 5).
Наряду с увеличением скорости митохон-дриального дыхания в присутствии субстратов (сукцината и малата/глутамата) и снижением скорости митохондриального дыхания в присутствии экзогенного АДФ, а также разобщением процессов окисления и фосфорилирования, отмечали существенное уменьшение роста суммарной активности митохондриального дыхания после внесения субстратов дыхания и АДФ, по сравнению с базальным состоянием - (У3-У1)*100/ Ух. Показатель (У3-Ух)*100/Ух, отражающий суммарный прирост скорости потребления кислорода митохондриями после внесения субстрата и внесения АДФ, у ложнооперированных крыс
с фосфорилированием АДФ, что приводило к снижению коэффициентов акцепторного и дыхательного контроля, а также коэффициента фосфорилирования (АДФ/О).
Использование в качестве субстрата смеси малата с глутаматом показало однонаправленные сдвиги показателей митохондриального дыхания с субстратом сукцинатом, но значимые изменения наблюдались только для коэффициента акцепторного контроля и коэффициента фосфорилирования.
При изучении гистохимических показателей у крыс с СИГМ выявлено уменьшение активности НАДН-ДГ в цитоплазме нейронов пятого слоя теменной коры (на 24% (р < 0,05)) и пирамидного слоя поля СА1 гиппокампа (на 23% (р < 0,05)). Также выявлено снижение активности СДГ: на 39% (р < 0,05) - в цитоплазме нейронов пятого слоя теменной коры (далее - нейронов пятого слоя теменной коры) и на 30% (р < 0,05) - в цитоплазме нейронов пирамидного слоя поля СА1 гиппокампа (далее - поля СА1 гиппокампа) и увеличение активности ЛДГ: на 22% (р < 0,05) - в цитоплазме нейронов теменной коры и поля СА1 гиппокампа (табл. 2, рис. 7).
Итак, полученные результаты исследований респираторной функции митохондрий, а также данные микроскопического и цитохимического исследований свидетельствуют о значительном угнетении аэробной респираторной активности головного мозга крыс и разобщении процессов окисления и фосфорилирования в митохондриях головного мозга крыс с его субтотальной ишемией.
В цитоплазме нейронов наблюдается значительное изменение активности маркерных ферментов митохондрий: НАДН-ДГ - фермента, участвующего в переносе электронов с НАДН на убихинон и являющегося ключевым связующим звеном между циклом Кребса и электронтранс-портной цепью внутренней митохондриальной мембраны, СДГ - фермента аэробного окисления сукцината в митохондриях, а также внемито-хондриального фермента Г-6-Ф-ДГ пентозофос-фатного пути окисления глюкозы. Происходит компенсаторное возрастание активности ЛДГ как показателя анаэробного гликолиза и маркерного фермента лизосом КФ, отражающего возрастание
Рисунок 6 - Показатель суммарного роста субстрат- и АДФ-зависимого дыхания *100/V1
митохондрий крыс с субтотальной ишемией головного мозга (СИГМ) после внесения в качестве субстрата сукцината и малат/глутамата Различия достоверны:
* - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением
показателей в контрольной группе;
* - р < 0,05, ** - р < 0,001, по сравнению со значением
в группе контроль (сукцинат); Ф - < 0,05, фф - р < 0,001, по сравнению со значением в опытной группе (сукцинат)
* Фа
НАДН-ДГ СДГ Г-6-Ф-ДГ В1
ЛДГ КФ
-
ш
1 *
I париетальная кора '/ гиппокамп
Рисунок 7- Степень и направление изменения активности ферментов в цитоплазме нейронов 5-го слоя теменной коры и пирамидного слоя поля СА1
гиппокампа крыс с СИГМ. * - р < 0,05 - по отношению к изменениям в теменной коре; НАДН-ДГ - НАДН-дегидрогеназа; СДГ - сукцинатдегидрогеназа; Г-6-Ф-ДГ - глюкозо-6-фосфат-дегидрогеназа; ЛДГ - лактатдегидрогеназа; КФ - кислая фосфатаза
составил 292,6% (288,7; 302,4), в то время как у крыс с СИГМ - 116,0% (83,9; 177,0) при использовании в качестве субстрата сукцината и 169,7% (113,4; 173,9) - после внесения малат/глутаматной смеси (в контроле - 193,8% (165,4; 248,2)) (рис. 6).
При использовании в качестве субстрата сукцината возрастала скорость эндогенного (базального) и субстрат-зависимого дыхания, но снижалась скорость дыхания, сопряженного
Таблица 2 - Активность ферментов в цитоплазме нейронов пятого слоя теменной коры и пирамидного слоя поля СА: гиппокампа (Ме (LQ; UQ), в единицах оптической плотности)
Группы Отделы коры головного мозга
НАДН-ДГ
Контроль 0,21 (0,20; 0,26) 0,22 (0,19; 0,26)
СИГМ 0,16 (0,15; 0,18)* 0,17 (0,16; 0,18)*
СДГ
Контроль 0,18 (0,16; 0,19) 0,17 (0,16; 0,18)
СИГМ 0,11 (0,1; 0,12)* 0,12 (0,11; 0,13)*
ЛДГ
Контроль 0,11 (0,1; 0,13) 0,14 (0,13; 0,15)
СИГМ 0,14 (0,13; 0,15)* 0,18 (0,17; 0,19)*
* - р < 0,05 - по отношению к уровню контроля, СИГМ - се, субтотальная ишемия головного мозга.
активности процесса аутофагии поврежденных мембран и органелл в нейронах при гипоксии/ реперфузии.
Данные цитохимических исследований согласуются с результатами, полученными при изучении ультраструктуры нейронов при ИГМ. Отмечаются изменения в митохондриях: они набухают и распределяются в цитоплазме неравномерно, кристы их разрушаются. Снижение количества митохондрий, количества и длины их крист свидетельствуют о нарушении энергетического обеспечения нейронов [9, 10, 11, 12, 15, 19, 20].
Нарушение функционирования комплекса I в условиях недостатка кислорода приводит к снижению окисления НАДН, торможению цикла Кребса и накоплению в этих условиях глутамата, что, в свою очередь, может вызвать повышение
активности глутамат-кальциевого каскада и развитие глутаматной эксайтотоксичности как одного из ведущих патогенетических механизмов ишемического повреждения головного мозга.
В течение ишемии головного мозга развиваются существенные нарушения тканевого дыхания, проявляющиеся в уменьшении активности кисло-родзависимых механизмов и компенсаторной активации анаэробных механизмов энергообразования. В свою очередь, возникающий энергетический дефицит на начальных этапах приводит к ионному дисбалансу, ацидозу, способствует повреждению рецепторного аппарата клеток, нарушению генерации биопотенциалов, инактивации ферментов антиоксидантной природы, способствует снижению биосинтетических процессов. В последующем возникают структурные нарушения (дезорганизация клеточных мембран), происходит высвобождение лизосомальных ферментов, возникает избыток К+, Н+, Са2+, интоксикация продуктами распада тканей [2, 3, 4].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ И ВЫВОДЫ
Таким образом, субтотальная ишемия головного мозга характеризуется угнетением энергетического обмена в ткани головного мозга, что, прежде всего, связано с окислительным повреждением митохондриальных мембран и разобщением процессов окисления и фосфорилирования. Отмеченные изменения сопровождаются снижением активности ферментов энергетического обмена в нейронах теменной коры и гиппокампа, что в конечном итоге может приводить к снижению их функциональной активности и гибели.
Работа выполнена при поддержке БРФФИ (проект М15М-057).
ЛИТЕРАТУРА:
1. Барковский, Е. В. Современные проблемы биохимии. Методы исследований / Е. В. Барковский, С. Б. Бокуть, А. Н. Бородинский, В. У. Буко, Е. М. Дорошенко, И. К. Дремза, А. С. Дроздов, В. Ю. Смирнов. - Минск: Вышэйшая школа, 2013.
2. Бонь, Е. И. Морфофункциональные нарушения в гиппокампе крыс при субтотальной ишемии /
Е. И. Бонь, Н. Е. Максимович, С. М. Зиматкин // Вестник Смоленской государственной медицинской академии. - 2018. - № 1. Т. 17. - С. 24-29.
3. Бонь, Е. И. Способы моделирования и морфофункциональные маркеры ишемии головного мозга / Е. И. Бонь, Н. Е. Максимович // Биомедицина. -2018. - № 2. - С. 59-71.
4. Бонь, Е. И. Цитохимические нарушения в париетальной коре и гиппокампе крыс после субтотальной ишемии / Е. И. Бонь, Н. Е. Максимович, С. М. Зиматкин // Вестник ВГМУ. - 2018. - Т. 17, № 1. - С. 43-49.
5. Гончар, И. А. Биохимические предикторы и маркеры инфаркта головного мозга / И. А. Гончар, Ю. А. Степанова, И. С. Прудывус; БелМАПО. -Минск, 2013.
6. Максимович, Н. Е. Дыхание митохондрий и некоторые показатели гликолиза головного мозга в условиях его частичной ишемии / Н. Е. Максимович, Т. С. Милош, В. В. Ермак, Э. И. Троян, И. К. Дремза // Журнал Гродненского государственного медицинского университета. - 2017. - V. 15. - P. 405-409.
7. Реброва, О. Ю. Статистический анализ медицинских данных. Применение пакета прикладных программ STATISTICA / О. Ю. Реброва. - М.: Ме-диаСфера, 2002.
8. Солодков, А. П. Современные проблемы биохимии / А. П. Солодков, А. А. Чиркин ; УО ВГУ им. П. М. Машерова. - Витебск, 2010.
9. Adam, A. Cerebrovascular desorders / А. Adam // Stroke. - 1989. - V. 20. - P. 674-679.
10. Casper, S. Function in Neonatal Mice with Hypox-ic-Ischemic Brain Injury / S. Casper // Brain Injury Dev Neurosci. - 2008. - V. 30. - P. 319-324.
11. Chan, P. H. Mitochondria and neuronal death/survival signaling pathways in cerebral ischemia /Р. Н. Chan // Neurochem. Res. - 2004. - V. 29. - P. 1943-1949.
12. Chen, H. The role of Na-K- Cl co-transporter in cerebral ischemia / Н. Chen // Neurol. Res. - 2005. - V. 27. -P. 280-286.
13. Clemens, J. A. Cerebral ischemia: gene activation, neuronal injury, and the protective role of antioxidants /J. A. Clemens// Free Radic. Biol. Med. - 2000. -Vol. 28. - P. 1526-1531.
14. Gielis, J. F. Oxidative and nitrosative stress during pulmonary ischemia-reperfusion injury: from the lab to the OR / J. F. Gielis, P. A. Beckers, J. J. Briede, P. Cos, P. E. Van Schil// Ann Transl Med. - 2017. - V 5. - P. 131.
15. Khazanov, V. A. Free radical oxidation and antioxidant protection in the pathology of the brain / V. A. Khazanov, A. N. Podorski // Bull. Eksp. Biol. i med. - 1991. -V. 112. - P. 1258-261.
16. Kulesh, S. D. Incidence and case-fatality of stroke on the east border of the European Union: the Grodno Stroke Study / S. D. Kulesh // Stroke. - 2010. - V. 41. -P. 2726-2730.
17. Lai, J. C. K. Preparation of synaptic and nonsynaptic mitochondria from mammalian brain / J. C. K. Lai, J. B. Clark //Methods in Enzymology. -1979. - V. 55. -P. 51-60.
18. Maksimovich, N. Ye. The correcting effects of dihy-droquercetin in cerebral ischemia-reperfusion injury / N. Ye. Maksimovich, I. K. Dremza, E. I. Troyan, Y. N. Maksimovich, A. N. Borodinskii // Biomedical Chemistry. - 2014. -V 8. - P. 150-154.
19. Selivanov, V. A. Reactive oxygen species production by forward and reverse electron fluxes in the mitochondrial respiratory chain / V. A. Selivanov // Plos. Comput. Biol. - 2011. - V - P. 7, 1001-115.
20. Selivanov, V. A. The role of external and matrixpH in mitochondrial reactive oxygen species generation / V. A. Selivanov // J. Biol. Chem. - 2008. - V 283. -P. 29292-29300.
21. Selivanov, V. A. Reactive oxygen species production by forward and reverse electron fluxes in the mito-chondrial respiratory chain / V. A. Selivanov // Plos. Comput. Biol. - 2011. - V - P. 7, 1001-115.
22. Selivanov, V. A. The role of external and matrix pH in mitochondrial reactive oxygen species generation / V A. Selivanov // J. Biol. Chem. - 2008. - V 283. -P. 29292-29300.
