75https://doi.org/10.29296/2618723X-2021-03-05
Модели грибковых инфекций на животных
К.Е. Боровкова, руководитель лаборатории микробиологии, ORCID: 0000-0003-1571-6549; М.Н. Макарова, доктор медицинских наук, директор, ORCID: 0000-0003-3176-6386; Л.Р. Никифорова, микробиолог, ORCID: 0000-0001-8710-2023; Ю.В. Салмова, микробиолог, ORCID: 0000-0001-9891-8634
ООО «Институт доклинических исследований» 188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, корп. 245 Е-mail: borovkova.ke@doclinika.ru
Резюме. С каждым годом количество инфекций, вызванных микроскопическими грибами, растет из-за повышения резистентности к различным противогрибковым препаратам и увеличения числа людей с ослабленной иммунной системой. Исследования на животных позволяют изучить патогенез, иммунологические реакции организма на грибковую инфекцию, тестировать новые противогрибковые соединения и многое другое. Наибольшее количество моделей грибковых инфекций связано с дерматофитами, кандидой и аспергиллами, так как они являются возбудителями большинства грибковых инфекций человека. В экспериментальных моделях используют различные виды животных от мелких грызунов до крупного рогатого скота. Наиболее предпочтительными животными, используемыми в исследованиях in vivo, являются мыши. Данный вид животных имеет ряд преимуществ, таких как большое разнообразие линий, небольшая стоимость, а также простота в содержании и удобство при проведении манипуляций. Однако этот вид животных подходит не для всех исследований. Например, морских свинок часто используют для тестирования противогрибковых соединений, применяемых против дерматофитов, так как строение их кожи близко к таковому у человека. При выборе вида животного необходимо учитывать тот факт, что большинство животных являются устойчивыми к возбудителям человеческих инфекций. Для того чтобы вызвать устойчивую инфекцию, у животных, как правило, подавляют иммунитет. Также при планировании исследования, кроме выбора животных и возбудителя, необходимо учитывать способы заражения и концентрацию возбудителя. Для формирования развития инфекционного процесса необходимо использовать способ заражения, близкий к естественному пути заражения. Помимо исследований грибковых инфекций на лабораторных животных, используются альтернативные модели на беспозвоночных. Данные модели не могут полностью заменить исследования на млекопитающих, но они применяются в качестве дополнительных для расширения знаний о грибковом патогенезе, изучения вирулентности грибов, а также открытия новых противогрибковых соединений. Таким образом, при планировании исследования грибковых инфекций in vivo необходимо учитывать множество факторов для получения инфекционного процесса с клиническими признаками, близкими к человеку.
Ключевые слова: грибковые инфекции, микозы, дерматофития, кандидоз, аспергиллез.
Для цитирования: Боровкова К.Е., Макарова М.Н., Никифорова Л.Р., Салмова Ю.В. Модели грибковых инфекций на животных. Лабораторные животные для научных исследований. 2021; 03: 35-48. https://doi.org/10/29926/ 2618723X-2021-03-03
Animal models of fungal infections
К.Е. Borovkova, head of microbiological laboratory, ORCID: 0000-0003-1571-6549; M.N. Makarova, Dr. Med. Sci., Director, ORCID: 0000-0003-3176-6386; L.R. Nikiforova, microbiologist, ORCID: 0000-0001-8710-2023; J.V. Salmova, microbiologist, ORCID: 0000-0001-9891-8634 Institute of Pre-Clinical Research Ltd. 188663, Russia, Leningrad Region, Kuzmolovsky, Zavodskaya St.3, Build. 245 Е-mail: borovkova.ke@doclinika.ru
Abstract. Every year, the number of infections caused by microscopic fungi is growing due to an increasing resistance to various antifungal drugs and increasing number of people with weakened immune systems.Animal studies enable us to explore the pathogenesis, immunological reactions of the body to fungal infection, testing of new antifungal compounds, and much more. The most of fungal infection models is associated with Dermatophytes, Candida аnd Aspregillus, since they are the causative agents of most human fungal infections. Various types of animals from small rodents to cattle are used in
®
2021 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №3
experimental models. The most preferred animals used in vivo studies are mice. These animals have a number of advantages, such as a wide variety of strains, cheap price, low maintenance and convenience when carrying out manipulations. However, this type of animal is not suitable for all studies. For example, guinea pigs are frequently used for testing antifungal compounds against dermatophytes, due to structural similarities between their skin and human skin. While choosing the animal species, it is necessary to keep in mind the fact that most animals are resistant to pathogens of human infections. In order to cause a stable infection, the immunity of experimental animal should be suppressed. It is also necessary to take into account methods of infection and concentration of a causative agent in addition to choosing an animal and a pathogen. To form the development of the infectioning process, it is necessary to use the method of infection similar to the natural path of infection. In addition to studies of fungal infections on laboratory animals, alternative models are used on invertebrates. These models cannot completely replace studies on mammals, but they can be used for additional studies to expand our knowledge about fungal pathogenesis, to explore the virulence of fungi and to discover the new antifungal compounds. Thus, it is necessary to consider many factors for creating an infectious process with clinical features similar to a human being, while planning a study of fungal infections in vivo.
Key words: fungal infections, mycoses, dermatophytosis, candidiasis, aspergillosis
For citation: Borovkova K.E., Makarova M.N., Nikiforova L.R., Salmova J.V. Animal models of fungal infections. Laboratory Animals for Science. 2021; 03: 35-48. https://doi.org/10/29926/2618723X-2021-03-05
Введение
Грибковые инфекции (микозы) - заболевания кожи, ногтей, слизистых оболочек, внутренних органов, вызванные различными видами грибов. Тяжелыми или хроническими грибковыми заболеваниями ежегодно во всем мире болеет около 150 млн пациентов, в результате которых умирает примерно 1,7 млн человек в год [1, 2]. Количество грибковых инфекций за последнее время увеличилось, в частности, из-за роста числа лиц с иммунодефицитом или тех, кто проходит иммуносупрес-сивное лечение. Также стали чаще регистрироваться глубокие висцеральные микозы, ассоциированные с ВИЧ-инфекцией, онкогематологической патологией, пересадкой органов, выхаживанием новорожденных, при этом возросла роль грибов, считавшихся ранее апатогенными [3]. Еще одним немаловажным фактором, затрудняющим лечение, является развитие устойчивости грибов к лекарственным средствам. Таким образом, все это представляет серьезную глобальную угрозу, что приводит к необходимости выполнения различных исследований по противодействию грибковым инфекциям и поиску новых эффективных лекарственных средств.
Из примерно 1,5-5,0 млн видов грибов на Земле только несколько сотен вызывает заболевания у людей и лишь немногие из них способны поражать здоровых людей [4]. Эпидемиология грибковых инфекций во многом зависит от типа больных (новорожденные, пожилые люди и т.д.), экологии патогенных грибов и распространенности грибов в окружающей среде. Люди ежедневно подвергаются воздействию многочисленных потенциальных грибковых патогенов, которые являются комменса-
лами или присутствуют в окружающей среде, при вдыхании, проглатывании и контакте [5]. Для того чтобы гриб мог паразитировать на человеке, должно быть выполнено 4 условия:
• способность расти при температуре >37°C;
• возможность достигать тканей хозяина;
• способность переваривать и поглощать компоненты ткани человека;
• противостояние иммунной системе человека [4].
Классификация микозов
Грибы разделяют по форме на дрожжевые и нитчатые (плесневые) грибки. Дрожжи - это одноклеточные формы, которые размножаются почкованием, тогда как плесневые грибки образуют многоклеточные гифы. Грибы, имеющие более одной формы, называют диморфными. Диморфные грибы могут расти в виде дрожжей in vivo и in vitro при 37°C, а также, как и плесневые грибки, при 25°C. Диморфизм регулируется такими факторами, как температура, концентрация CO2, pH и уровень цистеина или других тиоловых соединений [6]. Более 600 видов грибов связано с болезнями, но <30 видов вызывает >99% инфекций. C 2013 г. международное общество LIFE (Leading International Fцungal Education) собирает данные о грибковых инфекциях со всего мира. На портале LIFE предоставляется информация о грибках, грибковых инфекциях, диагностике и лечении. Согласно данным организации LIFE, большинство грибковых инфекций вызывается родами Trichophyton, Candida, Aspergillus и Cryptococcus. Также на их портале представлено разделение грибковых инфекций на 5 групп, в порядке уменьшения степени тяжести [7]:
Таблица 1. Стимулозависимая и стимулонезависимая оценка НБС при различных механических
типах воздействия на седалищный нерв
Тип микоза Заболевание Возбудитель
Пестрый лишай Maiassezia furfur
Черный лишай Exophiala werneckii
Черная пьедра Trichosporon beigelii
Поверхностный Белая пьедра Piedraia hortae
Дерматофития (стригущий лишай) Дерматофиты (Microsporum, Trichophyton, Epidermophyton)
Кандидоз кожи, ногтей и слизистых оболочек Candida albicans и другие виды Candida
Дерматомикозы Nondermatophyte molds, Hendersonula toruloidea, Scytalidium hyalinum, Scopulariopsis brevicaulis
Споротрихоз Sporothrix schenckii
Хромобластомикоз Fonsecaea, Phialophora, Cladosporium
Феогифомикоз Cladosporium, Exophiala, Wangiella, Bipolaris, Exserohilum, Curvularia
Подкожный Мицетома Exophiala jeanselmel, Pseudallescheria boydii, Madurella, Acremonium
Подкожный зигомикоз Basidiobolus ranarum, Conidiobolus coronatus, Rhizopus, Mucor, Rhizomucor, Saksenaea
Лобомикоз Lacazia loboi
Гистоплазмоз Histoplasma capsulatum
Системный Кокцидиоидомикоз Coccidioides immitis, Coccidioides posadasii
Бластомикоз Blastomyces dermatitidis
Паракокцидиоидомикоз Paracoccidioides brasiliensis
Кандидоз Candida albicans и другие виды Candida
Криптококкоз Cryptococcus neoformans
Аспергиллез Aspergillus fumigatus и другие виды Aspergillus
Псевдаллешериоз (Сцедоспориоз) Pseudallescheria boydii (Scedosporium)
Зигомикоз Rhizopus, Mucor; Rhizomucor
Оппортунистический Фузариоз Fusarium spp
Пенициллиоз Pénicillium marneffei
Трихоспороноидоз Trichosporon spp
Гиалогифомикоз Pénicillium, Paecilomyces, Beauveria, Fusarium, Scopulariopsis
Феогифомикоз Cladosporium, Exophiala, Wangiella, Bipolaris, Exserohilum, Curvularia
1. Инвазивные грибковые инфекции, которые часто заканчиваются летальным исходом (криптокок-ковый менингит, инвазивный аспергиллез, инфекция кровотока Candida, пневмоцистная пневмония).
2. Хроническая инфекция легких или глубоких тканей (хронический аспергиллез легких).
3. Аллергические грибковые заболевания (аллергический бронхолегочный аспергиллез, тяжелая астма с грибковой сенсибилизацией).
4. Инфекция слизистой оболочки (кандидоз полости рта и пищевода, кандидозный вагинит (молочница)).
5. Инфекция кожи, волос и ногтей (стригущий лишай, дерматомикоз, микоз стопы, онихомикоз).
В отечественной дерматологии пользуются классификацией Н.Д. Шеклакова (1976). В соответствии с ней выделяют 4 группы микозов и 5-ю группу так называемых псевдомикозов. К микозам относятся:
Таблица 2. Модели дерматофитии in vivo
Вид животных Способ заражения Оцениваемый показатель
В отшлифованный лезвием скальпеля участок кожи втирают суспензию Trichophyton quinckeanum (1-Ю® конидий в 1 мл) [17] Оценка клинических признаков [17, 20- 29].
Мыши На поврежденную кожу поверхностно наносят суспензию конидий Trichophyton rubrum (1-107 КОЕ/мл) [18] Качественная и количественная оценка
В подушечку стопы вводят подкожно инокулят Trichophyton mentagrophytes (5-108 конидий в 1 мл) [19] грибов: • соскобы кожи [17,18,20-26,28, 29];
В выбритый участок кожи втирают суспензию спор и гиф Trichophyton mentagrophytes var. granulosum (2-4'106 КОЕ/мл) [20] ■ гомогенты (подушечек стоп, подколенных лимфатических узлов,
Крысы На подошвенную область, слегка стертую наждачной бумагой, накладывают диск из фильтровальной бумаги, пропитанной конидиальной суспензией Trichophyton rubrum [21] печени, селезенки и почек) [19]; ■ ногтевая пластина [13].
На выбритые участки кожи ручной одноразовой бритвой, окаймленные вазелиновым кольцом, наносят суспензию Microsporum canis (8-Ю6 конидий в 1 мл) [22] Гистопатологическая оценка биопсии кожи [17,18, 20, 21, 23-25], подушечек стоп [19], ногтя [13], защечного мешка [27]. Измерение уровней Т1МР-а, ^N-0 и И-10 в селезенке [19].
Морские свинки На выбритые лезвием скальпеля участки кожи, наносят суспензию Microsporum canis (7-105 артроконидий в 1 мл) [23]
На выбритый и шлифованный наждачной бумагой участок кожи наносят и втирают суспензию Trichophyton rubrum (l-10s конидий в 1 мл) [24]
На выбритый и шлифованный наждачной бумагой участок кожи, наносят и втирают суспензию Trichophyton mentagrophytes (110а конидий в 1 мл) [25] Оценка развития специфического клеточного
Куры Суспензию Trichophyton mentagrophytes, состоящую из спор и мицелия (1,5-Ю4 KOE/г массы тела), наносят на скарифицированный гребень [26] иммунного ответа [19]. Оценка местного
Хомяки в дистапьную часть правого защечного мешка вводят суспензию грибов в концентрации 106 Trichophyton mentagrophytes в 1 мл [27] окислительного стресса образцов кожи [21]
Кролики Перед заражением кроликов иммуносупрессируют инъекциями метилпреднизолона ацетата. Суспензию Trichophyton mentagrophytes (108 микроконидий в 1 мл) наносят научастке между лункой и проксимальной частью ногтевого валика [13]
Крупный рогатый скот (телята) Суспензии микроконидий Trichophyton verrucosum прививают телятам подкожно (в бок) в различных концентрациях для скарифицированной кожи, для стриженой и нескарифицированной кожи, для нескарифицированной и неподвергнутой стрижке кожи [28]
Кошки Заражение животных осуществляют путем местного нанесения Microsporum canis (10s макроконидий) на кожу боковой части живота под окклюзионной повязкой [29]
• кератомикозы (разноцветный лишай, пьедра, черепитчатый микоз);
• дерматомикозы (эпидермофития, микоз, обусловленный красным трихофитоном, трихофития, микроспория, фавус);
• кандидоз (поверхностный кандидоз кожи и слизистых оболочек и др.);
• глубокие микозы (кокцидиоидоз, крипто-коккоз и др.).
В группу псевдомикозов относят эритразму, но-кардиоз и др. [8].
Наиболее часто грибковые инфекции классифицируют по клиническим проявлениям. Таким образом, грибковые инфекции подразделяют на поверхностные, подкожные, системные и оппортунистические микозы, что является наиболее простым
и удобным вариантом классификации. На основании данных литературы [9-12] была составлена общая таблица микозов по клиническим проявлениям с указанием основных видов возбудителей грибковых инфекций (табл. 1).
В данной статье рассмотрим наиболее распространенные модели микозов, вызванных дермато-фитами, кандидой и аспергиллами с использованием животных.
Модели дерматофитии
Дерматофития - это поверхностная грибковая инфекция, вызываемая нитчатыми грибами дерматофи-тами, которые проникают в ороговевшие ткани людей и животных. Дерматофиты представлены родами Epidermophyton, Microsporum и Trichophyton [13, 14].
Поражение дерматофитами кожи человека происходит в несколько этапов. На первом этапе ар-троконидии, образующиеся в результате фрагментации гиф в месте перегородок [15], прикрепляются к эпидермису хозяина через специализированные белки, присутствующие на поверхности грибов, а также выделяемые грибами протеазы, такие как субтилизин. На втором этапе - прорастание - ар-троконидии в благоприятных условиях инициируют реактивацию метаболической активности и их рост в гифы. Во время третьего этапа, называемого инвазией, гифы, образующиеся из прорастающих трубок, проникают в ороговевший слой эпидермиса, при этом переваривая кератин до небольших пептидов и аминокислот. Наконец, гифы начинают продуцировать новые артроконидии, которые высвобождаются локально, чтобы инфицировать новых хозяев или участки тела [16].
Для разработки экспериментальной модели дерматофитии применяют различные виды животных, которые обычно не являются естественными хозяевами для выбранного дерматофита. В экспериментальных моделях дерматофитии используют мышей [17-19], крыс [20, 21], морских свинок [22-25], кур [26], хомяков [27], кроликов [13], крупный рогатый скот [28], кошек [29]. Чаще всего в исследование берут мышей и морских свинок, так как с ними легко выполнять манипуляции, они относительно недорогие, восприимчивы к заражению дерматофитами, поэтому такие виды этически более приемлемы, чем мелкие домашние животные (кошки). Морских свинок чаще используют для оценки эффективности противогрибковых соединений против дерматофитов, так как кожа морских свинок близка по строению к коже человека. Модели на мышах более предпочтительны для изучения иммунного ответа, возникающего во время болезни [14, 30].
Большинство моделей дерматофитии на животных были получены с использованием зоо-фильных грибов (Trichophyton mentagrophytes или Microsporum canis), так как они являются более патогенными для лабораторных животных, чем антро-пофильные штаммы [14]. Во многих исследованиях для заражения животных используют инокулят, состоящий из конидий или смеси конидий и ги-фальных элементов. Некоторое количество экспериментов было выполнено с использованием ар-троконидий (артроспор). Конидии продуцируются исключительно in vitro на среде Сабуро, тогда как артроконидии - дерматофитами in vivo, это указывает на то, что среда имеет решающее значение для типа споруляции и роста гриба [16]. Однако посевной материал, состоящий из конидий, обычно предпочтительнее из-за длительности и сложности
процедур, необходимых для получения артроко-нидий.
Очень важно в исследованиях на животных подобрать способ заражения в зависимости от целей исследования. В естественных условиях дермато-фиты первоначально встречаются в ороговевшем слое кожи, поэтому лучше использовать надкожный способ инокуляции. В исследованиях с использованием животных без шерсти (например, у морских свинок [31]) были получены многообещающие результаты, но большинство исследований продолжают проводить на животных с шерстью, кожа которых была предварительно очищена от волос. Чтобы повысить восприимчивость к инфекции, кожу слегка повреждают путем бритья [22], эпиляции или с помощью лезвия скальпеля [17, 23], наждачной бумаги [20, 24, 25]. Помимо эпикутан-ного пути заражения, существую и другие способы инокуляции. Хотя дерматофиты лишь изредка поражают другие органы, кроме кожи и кожных придатков, некоторые авторы разработали экспериментальные модели системных дерматофитозов на животных [30].
Несмотря на обширное количество исследований дерматофитии на животных, возникает много трудностей в создании модели in vivo. Основные причины: у животных и людей разные структура кожи, иммунная система и возбудители инфекции, при этом грызуны обладают плохой восприимчивостью к антропофильным дерматофитам. Основные модели дерматофитии с использованием животных представлены в табл. 2.
Модели кандидоза
Кандидоз - одна из разновидностей грибковой инфекции, которая вызывается грибами рода Candida. Кандида - это диморфный гриб, который может существовать как в дрожжевой фазе (бласто-спора, бластоконидии), так и в гифальной (мицели-альной). Candida размножается путем многостороннего почкования и может развиваться как мицели-альная форма, состоящая из длинных ветвящихся перегородок или нитей, либо как сферические или яйцевидные дрожжевые клетки [32].
Некоторые виды грибов Candida являются нормальными комменсалами кожи, слизистых оболочек, желудочно-кишечного тракта человека и других млекопитающих. Примерно из 100 известных видов Candida относительно немногие (1214) вызывают инфекции у человека. Грибы Candida могут провоцировать широкий спектр заболеваний: от поверхностных инфекций (молочница и инфекции ногтевого ложа) до серьезных, опасных для жизни заболеваний (эндокардит, менингит, остеомиелит и кандидемия). Наиболее часто из клиниче-
Таблица 3. Модели кандидоза in vivo
Вид животных Способ заражения Оцениваемый показатель
Животных иммуносупрессируют инъекциями циклофосфамида, заражение проводят внутривенно в хвостовую вену суспензией С. albicans (1-5'104 дрожжевых клеток на 1 мышь) [34, 35] Выживаемость и средняя продолжительность жизни [34-36,38].
До заражения животным проводят противораковое лечение. Суспензию С. albicans (2-5'10s дрожжевых клеток/мышь) вводят преорально [36] Оценка клинических признаков [391.
У самок мышей поддерживают состояние течки инъекциями эстрадиола. Заражение проводят интравагинальным введением 10'-10w бластоспор С. albicans [37] или 5'Юа-5-108 бластоспор С. albicans [39а] Качественная и количественная оценка грибковой нагрузки:
До заражения животных иммуносупрессируют (5-фторурацил, циклофосфамид, триамцинолона ацетонид). Животных заражают через питьевую воду, инокулированную С. albicans (> 108 клеток в 1 мл) [38] • почки [34, 35, 38, 39Ьс, 40, 45], •печень [34, 38, 39", 40,45], • селезенка [34, 39ь, 40,45], • легкие [34, 39ь, 45],
Мыши До заражения животным дают ванкомиц с питьевой водой. Бластоспоры вводят внутрижелудочно (2-10в бластоспор С. albicans). Сразу после инокуляции мышам вводят внутрибрюшинно RB6-8C5 МАЬ для истощения нейтрофилов [39ь] • сердце [34], • желудочно-кишечный тракт [36, 38, 39ь], • кишечник [40], • ваганильный лаваж
Животных иммуносупрессируют ацетат кортизоном за день до заражения, далее под анестезией сублингвально вводят ватный диск с суспензией С. albicans 2107 клеток в 1 мл [39е] [37, 39а, 41], • язык [39е], • участки кожи [39е, 44], • мозг [45], • поверхность ротовой полости [38,42,3], • кровь [46, 47].
Суспензию псевдогиф С. albicans (5-Ю4 клеток в 1 мл и 5-106 клеток в 1 мл) вводят внутрикожно в глубокую дерму и поверхностный жир выбритой спинной области [39d]
Заражение проводят внутривенно через боковую или заднюю хвостовую вену суспензией С. albicans (1-105-1-106 бластоспор) [39е] Гистопатологическая оценка органов и тканей [34-36, 39асе,
Перед заражением животным дают воду с антибиотиками (стрептомицин, пенициллин), также вводят преднизолон внутрибрюшинно. Животных заражают через питьевую воду, инокулированную С. albicans (109 клеток в 1 мл) [40] 40, 42-44, 46]. Серологическое исследование вагинальноголаважа [41].
Крысы У самок крыс поддерживают состояние течки путем подкожных инъекций эстрадиол бензоата. Животным интравагинально инокулируют 107 дрожжевых клеток С. albicans [41] Компьютерная томография грудной клетки [46]. Злектронно-микроскопическая
В первую неделю эксперимента животным дают воду с добавлением тетрациклина. Заражение осуществляют интраоральным введением суспензии С. albicans (5-6-108 клеток в 1 мл) [42, 43]. Также проводят по языку тампоном, предварительно пропитанным суспензией [43] оценка катетеров [47]
Морские свинки На выбритую область спины наносят суспензию С. albicans (2-107 клеток). Одной группе животных вводят подкожно преднизолон, другой — аллоксан внутримышечно, еще одна группа с окклюзионной повязкой[44]
Животных инфицируют внутривенно через боковую вену полового члена в различных дозах С. albicans [45]
Перед заражением кроликам внутривенно вводят циклофосфамид. Инокуляцию С. albicans (5-107 КОЕ/мл) производят в трахею [46]
Кролики Животным хирургически устанавливают катетер в яремную вену. После установки катетера посевной материал С. albicans (107 КОЕ) «блокируют» во внутреннем просвете катетера на 24 ч [47]
Примечания:" — модель вагинального кандидоза;ь — модель диссеминированного кандидоза желудка; с — модель орофарингеального кандидоза;" — модель кожного кандидоза;' — модель диссеминированного кандидоза.
ских образцов, полученных от людей, выделяется Candida albicans в сочетании с другими видами: C. glabrata, C. parapsilosis, C. tropicalis, и C. krusei, они составляют примерно 99% всех человеческих заболеваний, связанных с кандидозом [33].
Наиболее распространенные виды животных, используемых для моделирования канди-
доза, - мыши [34-39], крысы [40-43], морские свинки [44, 45] и кролики [46, 47]. Среди грызунов чаще всего в моделях кандидоза in vivo используют мышей. На таких моделях были изучены различные клинические формы Candida, включая инфекции слизистой оболочки полости рта [38, 39], влагалища [37, 39], желудочно-кишечного тракта [36, 39],
глубокие и системные формы кандидоза [34, 39], которые были вызваны экспериментально у беспородных и инбредных линий мышей [48]. Большинство моделей кандидоза на животных получены с применением штаммов C. albicans. С целью имитации клинических ситуаций, близких к человеку, экспериментальные инфекции Candida могут быть вызваны не только у интактных мышей, но также у мышей с ослабленным иммунитетом путем предварительной обработки различными цитоток-сическими агентами, такими как циклофосфамид [35, 38, 46, 49], 5-фторурацил [38], облучение [36] и др.
Однако не во всех опытах корректно использовать мышей. В фармакологических экспериментах метаболизм противогрибковых препаратов на мышах может отличаться от фармакокинетики или фармакодинамики, наблюдаемых у людей. На доклинических этапах исследования вориконазола обнаружено, что при введении мышам концентрации вориконазола в сыворотке были очень низкие и часто не определялись. Это было связано с быстрым метаболизмом при первом прохождении и быстрым клиренсом препарата при повторных дозах. В результате большая часть последующих работ с вориконазолом проведена на морских свинках [50, 51]. Основные модели кандидоза с использованием животных представлены в табл. 3.
Модели аспергиллеза
Аспергиллез - грибковая инфекция, передающаяся воздушно-капельным путем, вызываемая повсеместно распространенными сапрофитными плесневыми грибами, принадлежащими к роду Aspergillus [52]. Виды Aspergillus присутствуют в окружающей среде и ежедневно вдыхаются в виде конидиальных спор. Споры (конидии) легко проникают в альвеолы легких из-за небольшого размера. У здоровых людей конидии эффективно элиминируются макрофагами и нейтрофилами, у иммунокомпрометированных ингаляция конидий аспергиллов может привести к развитию инфекции, при этом происходит трансформация конидий (прорастание) в гифы, которые поражают ткань [53]. Инфекция, вызванная аспергиллезом, чаще всего возникает из-за A. fumigatus, A. flavus, A. terreus и A. niger, которые провоцируют клинически разные формы - аллергический бронхолегочный аспергиллез, аллергический грибковый риносинусит, хронический легочный аспергиллез, хронический некротический аспергиллез легких и первичный кожный аспергиллез [54, 55].
Различными исследователями было разработано множество моделей аспергиллеза на животных. В ветеринарии аспергиллез является
важным заболеванием легких у птиц, в результате было разработано несколько моделей на птицах. Птицы - один из немногих видов, которые могут заразиться естественным путем при отсутствии им-муносупрессии. В целом в моделях использовались разные виды птиц - японские перепела [56], индюки [56, 57], куры [56, 58], возраст которых варьировал от вылупившихся птенцов до взрослых животных. Для заражения животных использовались как внутривенная инокуляция, так и легочные пути введения (интратрахеальный или аэрозольный). По большей части в исследованиях устанавливается быстро развивающееся заболевание со смертельным исходом уже через 2 дня после заражения [52, 59].
Эксперименты, проведенные для имитации болезней человека (или млекопитающих), основывались на моделях с использованием обычных видов лабораторных животных, таких как крысы [60-63], мыши [64-67], морские свинки [68-70], кролики [71, 72]. Данные виды животных использовались в исследованиях патогенеза, иммунного ответа, вирулентности и противогрибковой терапии. Большинство опытов проводилось на животных с ослабленным иммунитетом. Модели аспергиллеза на мышах являются предпочтительными для большинства исследователей, так как мыши демонстрируют сходство с людьми в органах и системах, биохимии и патологии. Однако по сравнению с кроликами и другими грызунами небольшой размер этого вида позволяет собирать небольшие объемы крови. Кроме того, маленький размер легких мышей может вносить вклад в иную кинетику по сравнению с людьми. При той же скорости роста грибка гораздо меньшее по размеру легкое мыши будет поражено быстрее, чем легкое человека, с возможными последствиями, касающимися вероятности гематогенного распространения [52, 59].
Низкая чувствительность и специфичность ограничивают современные методы диагностики аспергиллеза. Таким образом, в последних рекомендациях для повышения вероятности постановки точного диагноза рекомендуется одновременное использование нескольких тестов. Наличие роста Aspergillus при микробиологическом посеве не позволяет установить истинный диагноз инфекции; это может отражать простую колонизацию верхних дыхательных путей, учитывая, что споры Aspergillus распространены повсеместно [52]. Согласно рекомендациям Европейской организации по исследованию и лечению рака (EORTC) и Национального института здоровья (MSG), определение галактоманнанового антигена Aspergillus spp. включено в состав микробиологических критериев диагностики инвазивного аспергиллеза [73]. Кроме того, доступны тесты
Таблица 4. Модели аспергиллеза in vivo
Вид животных Способ заражения Оцениваемый показатель
Животных иммуносупрессируют ацетат кортизоном, далее интратрахеально вводят 5'107 конидий А. ¡ит'^аЫв [60] Выживаемость [60, 63, 64, 66-68, 70, 71];
Крысы Животным проводят одностороннюю обструкцию носа губками Мегосе1 с последующим введением циклофосфамида, после инокулируют A.fumigatus107конидий в 1 мл [61] качественная и количественная оценка грибковой нагрузки:
До заражения животных иммуносупрессируют. Инфицирование проводят в камере с распыленными конидиями А. ¡ит^аШБ в воздухе [62] •легкие [57, 58, 60, 61, 62, 66, 68-72], • носовые пазухи [61],
Животных иммуносупрессируют циклофосфамидом. Крысам интубируют левый главный бронх, куда инокулируют 6-Ю" конидий А./иш/^ашз [63] • бронхоальвеолярный лаваж [62, 69, 72], • ткань бедра [65],
Мышей иммуносупрессируют либо ацетатом кортизона, либо ап1ЮЯ1 (нейтрофил-истощающим антителом), а затем интраназально вводят А. /ит!£айй (от 3-106 до 3-107 конидий в суспензии) [64] • селезенка [67], • почки [67, 68, 71], • мозг [67, 68, 71], • печень [58, 68, 71], • воздушные мешки [57, 58], • трахея [57];
Мыши Животных иммуносупрессируют циклофосфамидом, далее заражают путем подкожной инъекции конидий А. ¡ит '^Мав (от 5-Ю5 до 5-Ю7) [65]
Животных иммуносупрессируют циклофосфамидом и ацетат кортизоном. Мышей заражают А. ¡ит^Шив, помещая в ингаляционную камеру с распыленными конидиями (1,2-Ю10 конидий в аэрозоле) [66] оценка активности нейтрофилов [60, 61];
Животных иммуносупрессируют циклофосфамидом, после инокулируют конидиями А. интрацеребрально по средней линии черепа [67] органов и тканей [58, 61-63, 65-68, 71, 72];
До заражения морских свинок иммуносупрессируют. Инокуляцию А. [ит'^аШз (106 конидий) проводят внутривенно через подкожную вену [68] оценка специфических маркеров из биообразцов
Морские свинки До заражения животных иммуносупрессируют, инфицирование проводят с помощью аэрозольной камеры с распыленными 10® конидиями А./ит^аШв [69] [60, 62,65,72, 57]; выделение ДНК патогена в биообразцах [57, 62, 65,
Животных иммуносупрессируют, далее интратрахеально вводят 5-Ю7 конидий А, [70] 69, 72]; температура тела [63, 64]; масса тела [63]; респираторный дистресс [63]; измерение артериального давления и легочной функции [63]; измерение поражений кожи [65];
Кролики До заражения животных иммуносупрессируют. Инокупяцмю А. fumigatus (106 конидий) проводят внутривенно через боковую ушную вену [71]
Животных иммуносупрессируют, после проводят эндотрахеальную инокуляцию А. ¡чт1§аЫБ от 1-108 до 1,25-10а конидий [72]
Птицы Птиц заражают с помощью интратрахеальной аэрозолизации с увеличивающимися концентрациями А. ¡ит '^Миз (от 105 до 103 конидий) [57]
Инокулирование суспензией А. ¡ит'^аЫь (10в конидий) проводят чрескожной инъекцией в правый каудальный грудной воздушный мешок [58] биохимический анализ крови [72]
с использованием грибковых биомаркеров клеточной стенки, включая (1-3) ß-D-глюканы в крови, но они не позволяют дифференцировать инвазивный аспергиллез от других грибковых заболеваний. Следовательно, эти тесты следует рассматривать как способ исключить грибковую инфекцию при отрицательном результате. Количественный ПЦР-анализ все еще не стандартизирован для обнаружения ДНК Aspergillus в образцах крови или дыхательных путей. Выявление антител Aspergillus является ценным только для диагностики хронического аспергиллеза, включая аспергиллому и аллергический бронхоле-гочный аспергиллез [52].
Экспериментальные модели аспергиллеза на животных помогают в изучении патофизиологиче-
ских процессов, оценке диагностических средств, терапевтических эффектов противогрибковых препаратов, позволяющих бороться с инфекционными заболеваниями. Основные модели аспергиллеза с использованием животных представлены в табл. 4.
Альтернативные модели на беспозвоночных
В соответствии с руководящими принципами, лежащими в основе гуманного использования животных в научных исследованиях, приверженность указанным принципам предписывается директивой 2010/63/Еи, при планировании исследования на животных необходимо соблюсти принципы «трех
Таблица 5. Преимущества и недостатки некоторых беспозвоночных животных для изучения
грибкового патогенеза |74-78|
Модель Преимущества Недостатки
Caenorhabditis elegans • Быстрый жизненный цикл; • Физиологически просто устроены; • Потомство генетически похоже; • Прозрачная кутикула позволяет наблюдать процесс внутри нематоды; • Легко получить; • Имеет полностью секвенированный геном; • Является удобным объектом для исследований при помощи РНК-интерференции, процесса, способного подавлять определенные гены по требованию • Не имеет адаптивного иммунного ответа, есть только врожденный иммунитет; • Не удается контролировать размер посевного материала; • Невозможно культивировать при 37°С
Galleria mellonella • Имеет гемоциты, обладающие фагоцитарной активностью; • Не требуется специальное лабораторное оборудование для культивирования и содержания; • Может расти при 37°С, что является идеальной температурой для исследований инфекций у человека; • Личинки крупные, что позволяет проводить прямую инъекцию инокулята с определенным количеством патогена • Нет полностью секвенированного генома; • Нет установленного метода создания мутантных линий
Drosophila melanogaster • Весь геном полностью секвенирован; • Доступные библиотеки ирнк, позволяющие селективную деактивацию определенных генов; • Доступность мутантных линий облегчает изучение различных аспектов иммунного ответа на грибковые патогены • Не имеет адаптивной иммунной системы и отсутствует выработка антител; • Врожденной иммунной системе не хватает естественных клеток-киллеров, дендритных клеток и цитокинов; • Требуются специальное лабораторное оборудование и технические знания для работы с мухами
Bombyx mori • Низкие требования к мерам безопасности; ■ Достаточно крупный размер тела личинки позволяет проводить инъекции с определенным количеством патогена; ■ Легко проводить инъекции внутрь гемолимфы и внутрь средней кишки; • Изученный генетический фон; ■ Имеются разнообразные мутантные штаммы и морфологические мутации; ■ Врожденный иммунный ответ аналогичен ответу млекопитающих ■ Молекулярные механизмы, управляющие дифференциальной чувствительностью шелкопряда к патогенам, все еще неясны; • Отсутствие приобретенного иммунитета
Acanthamoeba castellanii • Обладает фагоцитарной активностью, аналогичной макрофагам; • Эксперименты можно проводить при 37°С; • Просто, быстро, низкая стоимость • Геном секвенирован не полностью; - Некоторые микроорганизмы могут выживать, расти и уклоняться от амеб после интернализации
Dictyostellium discoideum • Просто культивировать; • Легко поддается генетическим манипуляциям; • Имеет полностью секвенированный геном • Относительно низкая температура (22°С) во время взаимодействия амеб с грибами; • Дрожжи не являются предпочтительным источником пищи
(reduction - сокращение, refinement - улучшение, replacement - замена). Использование альтернативных моделей на беспозвоночных может заменить исследования на более сложноорганизо-ванных организмах.
В качестве моделей для изучения патогенеза грибов, помимо млекопитающих, часто используют беспозвоночных, таких как амеба (Acanthamoeba castellanii [74-76] и Dictyostellium discoideum [75]), насекомые (Drosophila melanogaster [76], Galleria mellonella [75, 76] и Bombyx mori [77, 78]) и нематода Caenorhabditis elegans [75, 76]. Эксперименты с этими моделями беспозвоночных проходят на-
много быстрее и проще, чем с млекопитающими. Более того, многие аспекты их врожденного иммунитета сохранены по сравнению с таковыми у млекопитающих. Однако важно отметить, что даже в рамках модельной категории беспозвоночных не все представители подвержены заражению определенным грибковым патогеном, а в некоторых случаях хозяин не подходит для изучения определенного признака патогенеза [74]. Модели на беспозвоночных имеют множество преимуществ и недостатков по сравнению друг с другом и с традиционной моделью млекопитающих (мышиной), как показано в табл. 5.
Таблица 6. Основные возбудители грибковых заболеваний и очаги поражений людей, а также соответствующие грибковые модели на мышах со способами заражения |50|
Основные анатомические участки, поражаемые у людей грибковыми заболеваниями Возбудители Пути введения грибов в моделях на мышах Модели и специфические особенности при моделировании
Глаза Кератиты: Aspergillus, Fusarium Эндофтальмиты: Candida (диссеминация) Внутривенный (хвостовая вена -Candida) Модели диссеминированного кандидоза, почечная и ЦНС диссеминация; Модели внелегочного распространения Crypto + плесени (не соответствует естественному пути заражения)
Легкие, бронхиальное дерево Aspergillus, Blastomyces, Coccidioides, Cryptococcus, Mucorales, Paracoccidioides, Pénicillium marnefeii, Pneumocystis jiroveci
Вагинальный (Candida) Модели кандидозного вульвовагинита; Candida sp. не входит в состав микрофлоры влагалища мышей; Поддержание мышей в состоянии псевдоэструса
Кровоток Candida (диссеминация)
Мозг, мозговые оболочки Cryptococcus, Coccidioides, Aspergillus (диссеминация), Exserohilum (вспышка 2012 г., через зараженные инъекции) В нутр и жел удоч н ы й (желудочный зонд - Candida) Желудочно-кишечный тракт естественное место колонизации Candida; Отсутствие системных заболеваний без повреждения слизистой оболочки + врожденный иммунитет
Ротоглотка, пищевод Молочница: Candida (слизистая оболочка)
Глазной [Aspergillus, Fusarium) Модели грибкового кератита; Рост гиф у иммунокомпетентных мышей; Неинвазивный мониторинг роста грибков с помощью флуоресцентной микроскопии
Печень, селезенка, мочеиспускательный канал Candida (диссеминация)
Кожа (эпидерма, поверхностные слои) Дерматофиты (поражаются богатые кератином участки), Malassezia (сальные железы) Ротоглоточный (иммуносупрессия ± повреждение, Candida) Модели молочницы человека; Полезно для изучения противогрибкового иммунитета
Кожа (дерма, подкожная клетчатка) Хромобластомикоз (например, Fonsecaea), Феогифомикоз, Эумицетома, Sporothrix (лимфатическая диссеминация)
Интратрахеальный, ингаляционный (пневмоцисты, плесени, географически ограниченные диморфные грибы) Естественный путь заражения; Crypto- линии инбредных мышей различаются по восприимчивости, у чувствительных линий развивается заболевание ЦНС; Aspergillus, Mucorales - иммунокомпетеные мыши свободны от инфекции, нет тканеинвазивных гиф, иммуносупрессия или генетические поражения для фармакологических исследований или для наблюдения за ростом гиф
Кожа, слизистые оболочки(диссеминация или травма) Blastomyces, Candida, Coccidioides, Cryptococcus, Histoplasma, Mucorales, Paracoccidioides
Половые пути Вульвовагинит: Candida (слизистая оболочка)
Ногти Дерматофиты, Candida
Выбор модельной системы беспозвоночных для изучения вирулентности грибов в значительной степени зависит от конкретных факторов, связанных с вирулентностью патогенов, представляющих интерес конкретных врожденных иммунных реакций хозяина. Если цель - изучение врожденных иммунных ответов, то выбирают, как правило, многоклеточный модельный организм, такой как Drosophila или C. elegans. Если цель - изучение фагоцитоза и/или результат приема внутрь, выбор включает одноклеточные организмы, такие как амебы. Точно так же, если целью является изучение грибковых процессов, которые происходят при температуре около 37°C, необходимо выбрать термостойкую модельную систему, такую как G. mellonella или Acanthamoeba castellanii [76].
Использование беспозвоночных моделей в исследованиях грибковых инфекций имеет не только
множество плюсов, но и минусов, из-за которых они не могут полностью заменить млекопитающих. Данные модели можно рекомендовать в качестве дополнительных моделей для расширения знаний о грибковом патогенезе, а также об открытии новых противогрибковых лекарственных средств.
Заключение
С каждым годом количество грибковых инфекций растет за счет увеличения числа людей с ослабленным иммунитетом, а также развития устойчивости грибов к лекарственным средствам. Все это подталкивает к необходимости изучения патобиологии грибковых инфекций: определение факторов вирулентности, возникновение болезни, адаптации к среде хозяина различных грибковых патогенов человека и реакции организма на патоген. Для решения этих проблем используют раз-
личные модельные системы in vivo. Модели на мышах являются стандартными и часто используемыми. Большое разнообразие различных линий мышей, в том числе растущее число генномодифи-цированных и трансгенных, а также относительно низкая стоимость и использование небольшого пространства для содержания, сделали модели грибковых инфекций на мышах самыми популярными. В табл. 6 представлены основные возбудители грибковых заболеваний и очаги поражений людей, а также соответствующие грибковые модели на мышах со способами заражения.
Однако по этическим и экономическим соображениям для некоторых целей можно использовать альтернативные модели беспозвоночных. Очень важно при выборе грибковой модели на животных максимально близко воспроизвести клиническое течение заболевания человека. Для подтверждения достоверности полученных данных необходимо, чтобы модель была высоковоспроизводимой, для этого необходимо стандартизировать используемые методы. Таким образом, для проведения исследования на животных необходимо тщательно определить модель и вид используемого животного.
Благодарности
Работа выполнена без спонсорской поддержки.
Вклад авторов
К.Е. Боровкова - идея, сбор данных литературных источников, сбор и анализ данных, написание и редактирование текста статьи
М.Н. Макарова - концепция и дизайн исследования, редактирование текста статьи, научное консультирование и утверждение окончательного варианта статьи для публикации
Л.Р. Никифорова - научное консультирование
Ю.В.Салмова - научное консультирование
Сведения о конфликте интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Authors contribution
K.E. Borovkova - literary data collection, data collection and analysis, swriting and editing of the text
M.N. Makarova - study concept and design, editing of the text, supervised the project, approved the final version of the manuscript
L.R. Nikiforova - scientific advice
J.V. Salmova - scientific advice
Conflict of interest
The authors declare no conflict of interest.
Литература
1. Климко Н.Н. Микозы - скрытая угроза // Медицина экстремальных ситуаций. - 2018. - №3. - С. 289292. [Klimko N.N. Mikozy - skrytaya ugroza // Meditsina ekstremal'nykh situatsii. - 2018. - №3. - P. 289-292 (In Russ).].
2. Kainz K., Bauer M.A., Madeo F., Carmona-Gutierrez D. Fungal infections in humans: the silent crisis // Microb Cell. - 2020. - Vol. 7(6). - P. 143-145. doi:10.15698/ mic2020.06.718.
3. Рамазанова Б.А., Батырбаева Д.Ж., Бекназа-рова А.Н. Различные виды грибковых инфекции у онкологических больных (обзор литературы) // Вестник КазНМУ. - 2015. - №3. - С.47-54. [Ramazanova
B.A., Batyrbaeva D.Zh., Beknazarova A.N. Razlichnye vidy gribkovyh infekcii u onkologicheskih bol'nyh (obzor literatury) // Vestnik KazNMU. - 2015. - №3. - Р. 47-54 (In Russ).].
4. Kohler J.R., Casadevall A., Perfect J. The spectrum of fungi that infects humans // Cold Spring Harb Perspect Med. - 2014. - Vol. 5(1). - P. 1-22. doi:10.1101/ cshperspect.a019273.
5. Janbon G., Quintin J., Lanternier F., d'Enfert
C. Studying fungal pathogens of humans and fungal infections: fungal diversity and diversity of approaches // Microbes Infect. - 2019. - Vol. 21(5-6). - P. 237-245. doi: 10.1016/j.micinf.2019.06.011.
6. McGinnis M.R., Tyring S.K. Introduction to Mycology. In: Baron S., ed. Medical Microbiology. 4th ed. Galveston (TX): University of Texas Medical Branch at Galveston. 1996.
7. Fungal infections. [Электронный ресурс] URL: http://www.life-worldwide.org/fungal-diseases.
8. Смирнова О., Литвак Н. Микозы кожи: «Перспективная» инфекция // Ремедиум. - 2015. - №6. - С.43-46. [Smirnova O., Litvak N. Mikozy kozhi: «Perspektivnaja» infekcija // Remedium. - 2015. - №6. - P.43-46 (In Russ).].
9. Arenas R., Moreno-Coutino G., Welsh O. Classification of subcutaneous and systemic mycoses // Clin Dermatol. - 2012. - Vol. 30(4). - P. 369-371. doi: 10.1016/j.clindermatol.2011.09.006.
10. Воробьева А.А. и др. Атлас по медицинской микробиологии , вирусологии и иммунологии // под ред. А.А. Воробьева, А.С. Быкова. М.: Медицинское информационное агентство. 2003. 232 с. [Vorob'eva A.A. i dr. Atlas po medicinskoj mikrobiologii, virusologii i immunologii // pod red. A. A. Vorob'eva, A.S. Bykova. M.: Medicinskoe informacionnoe agentstvo. 2003. Р. 232 (In Russ).].
11. Prasad N., Gupta A. Fungal Peritonitis in Peritoneal Dialysis Patients // Peritoneal Dialysis International. - 2005. - Vol. 25(3). - P. 207-222. doi:10.1177/089686080502500302.
12. Москвитина Е.Н. и др. Атлас возбудителей грибковых инфекций // Е. Н. Москвитина [и др.]. М.:
@
2021 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №3
rubrum on guinea pig dermatophytosis models // Biomed Pharmacother. - 2018. - Vol. 108. - P. 558-564. doi: 10.1016/j.biopha.2018.09.045.
25. Ghannoum M.A., Long L., Pfister W.R. Determination of the efficacy of terbinafine hydrochloride nail solution in the topical treatment of dermatophytosis in a guinea pig model // Mycoses. - 2009. - Vol. 52(1). - P. 35-43. doi: 10.1111/j.1439-0507.2008.01540.x.
26. Van Cutsem J., Janssen P.A. Experimental systemic dermatophytosis // J Invest Dermatol. - 1984. - Vol. 83(1). - P. 26-31. doi: 10.1111/1523-1747.ep12261652.
27. Arruda M.S., Gilioli S., Vilani-Moreno F.R. Experimental dermatophytosis in hamsters inoculated with Trichophyton mentagrophytes in the cheek pouch // Rev Inst Med Trop Sao Paulo. - 2001. - Vol. 43(1). - P.29-32. doi: 10.1590/s0036-46652001000100006.
28. Oborilova E., Rybnikar A. Experimental dermatophytosis in calves caused by Trichophyton verrucosum culture // Mycoses. - 2005. - Vol. 48(3). - P. 187-91. doi: 10.1111/j.1439-0507.2005.01123.x.
29. DeBoer D.J., Moriello K.A. Inability of two topical treatments to influence the course of experimentally induced dermatophytosis in cats // J Am Vet Med Assoc. - 1995. - Vol. 207(1) - P. 52-57.
30. Cambier L., Heinen M.P., Mignon B. Relevant Animal Models in Dermatophyte Research // Mycopathologia. - 2017. - Vol. 182(1-2). - P. 229-240. doi: 10.1007/s11046-016-0079-3.
31. Hanel H., Braun B., Loschhorn K. Experimental dermatophytosis in nude guinea pigs compared with infections in Pirbright White animals // Mycoses. -1990. - Vol. 33(4). - P. 179-189. doi: 10.1111/myc.1990.33.4.179.
32. Muzyka B.C., Epifanio R.N. Update on oral fungal infections // Dent Clin North Am. - 2013. - Vol. 57(4). - P. 561-581. doi: 10.1016/j.cden.2013.07.002.
33. Tuite N.L., Lacey K. Overview of invasive fungal infections // Methods Mol Biol. - 2013. - Vol. 968. - P. 1-23. doi: 10.1007/978-1-62703-257-5_1.
34. Semis R., Mendlovic S., Polacheck I., Segal E. Activity of an Intralipid formulation of nystatin in murine systemic candidiasis // Int J Antimicrob Agents. - 2011. - Vol. 38(4). - P. 336-340. doi: 10.1016/j. ijantimicag.2011.04.018.
35. Frenkel M., Mandelblat M., Alastruey-Izquierdo A., Mendlovic S., Semis R., Segal E. Pathogenicity of Candida albicans isolates from bloodstream and mucosal candidiasis assessed in mice and Galleria mellonella // J Mycol Med. - 2016. - Vol. 26(1). - P. 1-8. doi: 10.1016/j. mycmed.2015.12.006.
36. Sandovsky-Losica H., Barr-Nea L., Segal E. Fatal systemic candidiasis of gastrointestinal origin: an experimental model in mice compromised by anti-cancer treatment // J Med Vet Mycol. - 1992. - Vol. 30(3). - P. 219-231. doi: 10.1080/02681219280000281.
ГЭОТАР-МеAма. 2017. 208 ^ [Moskvitina E.N. i dr. Atlas vozbuditelej gribkovyh infekcij // E. N. Moskvitina [i dr.]. M.: GJeOTAR-Media. 2017. B 208 (In Russ).].
13. Shimamura T., Kubota N., Shibuya K. Animal model of dermatophytosis // J Biomed Biotechnol. - 2012. - Vol. 1. doi: 10.1155/2012/125384.
14. Baltazar L.M., Santos D.A. Perspective on animal models of dermatophytosis caused by Trichophyton rubrum. // Virulence. - 2015. - Vol. 6(4). - P. 372-375. doi :10.1080/21505594.2015.1027480.
15. Rashid A. Arthroconidia as vectors of dermatophytosis // Cutis. - 2001. -Vol. 67(5) - P. 23.
16. Faway E., Lambert de R. C., Poumay Y. In vitro models of dermatophyte infection to investigate epidermal barrier alterations // Exp Dermatol. - 2018. - Vol. 27(8). - P. 915-922. doi: 10.1111/exd.13726.
17. Hay R.J., Calderon R.A., Collins M.J. Experimental dermatophytosis: the clinical and histopathologic features of a mouse model using Trichophyton quinckeanum (mouse favus) // J Invest Dermatol. - 1983. - Vol. 81(3). - P. 270274. doi: 10.1111/1523-1747.ep12518292.
18. Sen S., Borah S.N., Kandimalla R., Bora A., Deka S. Efficacy of a rhamnolipid biosurfactant to inhibit Trichophyton rubrum in vitro and in a mice model of dermatophytosis // Exp Dermatol. - 2019. - Vol. 28(5). - P. 601-608. doi: 10.1111/exd.13921.
19. Venturini J., Alvares A.M., Camargo M.R., Marchetti C.M., Fraga-Silva T.F., Luchini A.C., Arruda M.S. Dermatophyte-host relationship of a murine model of experimental invasive dermatophytosis // Microbes and Infection. - 2012. - Vol. 14(13). - P. 1144-1151. doi:10.1016/j.micinf.2012.07.014.
20. Weber J., Balish E. Antifungal therapy of dermatophytosis in guinea pigs and congenitally athymic rats // Mycopathologia. - 2004. - Vol. 90. - P. 47-54.
21. Kumar N., Shishu. D-optimal experimental approach for designing topical microemulsion of itraconazole: Characterization and evaluation of antifungal efficacy against a standardized Tinea pedis infection model in Wistar rats // Eur J Pharm Sci. - 2015. - Vol. 67. - P. 97-112. doi: 10.1016/j.ejps.2014.10.014.
22. Saunte D.M., Simmel F., Frimodt-Moller N., Stolle L.B., Svejgaard E.L., Haedersdal M., Kloft C., Arendrup M.C. In vivo ef ficacy and pharmacokinetics of voriconazole in an animal model of dermatophytosis // Antimicrob Agents Chemother. - 2007. - Vol. 51(9). - P. 3317-3321. doi: 10.1128/AAC.01185-06.
23. Baldo A., Mathy A., Tabart J., Camponova P., Vermout S., Massart L., Mamchal F., Galleni M., Mignon B. Secreted subtilisin Sub3 from Microsporum canis is required for adherence to but not for invasion of the epidermis // Br J Dermatol. - 2010. - Vol. 162(5). - P. 990997. doi: 10.1111/j.1365-2133.2009.09608.x.
24. Song X., Wei Y.X., Lai K.M., He Z.D., Zhang H.J. In vivo antifungal activity of dipyrithione against Trichophyton
ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ ДЛЯ НАУЧНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
37. Segal E., Gottfried L., Lehrer N. Candidal vaginitis in hormone-treated mice: prevention by a chitin extract // Mycopathologia. - 1988. - Vol. 102(3). - P. 157-163. doi: 10.1007/BF00437398.
38. Clemons K.V., Gonzalez G.M., Singh G., et al. Development of an orogastrointestinal mucosal model of candidiasis with dissemination to visceral organs // Antimicrob Agents Chemother. - 2006. - Vol. 50(8). - P. 2650-2657. doi: 10.1128/AAC.00530-06.
39. Conti H.R., Huppler A.R., Whibley N., Gaffen S.L. Animal models for candidiasis // Curr Protoc Immunol. - 2014. - Vol. 105. doi: 10.1002/0471142735. im1906s105.
40. Algin C., Sahin A., Kiraz N., Sahinturk V., Ihtiyar E. Effectiveness of bombesin and Saccharomyces boulardii against the translocation of Candida albicans in the digestive tract in immunosuppressed rats // Surg Today. - 2005. - Vol. 35(10). - P. 869-873. doi: 10.1007/ s00595-005-3049-9.
41. Cassone A., Boccanera M., Adriani D., Santoni G., De Bernardis F. Rats clearing a vaginal infection by Candida albicans acquire specific, antibody-mediated resistance to vaginal reinfection // Infect Immun. - 1995. - Vol. 63(7). - P. 2619-2624. doi:10.1128/iai.63.7.2619-2624.1995.
42. Fisker A.V., Schiott C.R., Philipsen H.P. Long-term oral candidosis in rats // Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B. -1982. - Vol. 90(3). - P. 221-227. doi: 10.1111/ j.1699-0463.1982.tb00109.x.
43. Junqueira J.C., Martins J.S., Faria R.L., Colombo C.E., Jorge A.O. Photodynamic therapy for the treatment of buccal candidiasis in rats // Lasers Med Sci. - 2009. - Vol. 24(6). - P. 877-884. doi: 10.1007/s10103-009-0673-4.
44. Maebashi K., Itoyama T., Uchida K., Suegara N., Yamaguchi H. A novel model of cutaneous candidiasis produced in prednisolone-treated guinea-pigs // J Med Vet Mycol. - 1994. - Vol. 32(5). - P. 349-359. doi: 10.1080/02681219480000471.
45. Odds F.C., Van Nuffel L., Gow N.A.R. Survival in experimental Candida albicans infections depends on inoculum growth conditions as well as animal host // Microbiology (Reading). - 2000. - Vol. 146(8). - P. 18811889. doi: 10.1099/00221287-146-8-1881.
46. Lu G., Wang C., Wu C., Yan L., Tang J. Identification of early biomarkers in a rabbit model of primary Candida pneumonia // BMC Infect Dis. - 2019. - Vol. 19(1). - P. 698. doi: 10.1186/s12879-019-4320-9.
47. Schinabeck M.K., Long L.A., Hossain M.A., Chandra J., Mukherjee P.K., Mohamed S., Ghannoum M.A. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy // Antimicrob Agents Chemother. - 2004. - Vol. 48(5). - P. 1727-1732. doi: 10.1128/AAC.48.5.1727-1732.2004.
48. Segal E., Frenkel M. Experimental in Vivo Models of Candidiasis // J Fungi (Basel). - 2018. - Vol. 4(1). - P. 21. doi:10.3390/jof4010021.
49. Hirayama T., Miyazaki T., Ito Y. et al. Virulence assessment of six major pathogenic Candida species in the mouse model of invasive candidiasis caused by fungal translocation // Sci Rep. - 2020. - Vol. 10(1). - P. 3814. doi:10.1038/s41598-020-60792-y.
50. Hohl T.M. Overview of vertebrate animal models of fungal infection // J Immunol Methods. - 2014. - Vol. 410. - P. 100-112. doi: 10.1016/j.jim.2014.03.022.
51. MacCallum D.M., Odds F.C. Influence of grapefruit juice on itraconazole plasma levels in mice and guinea pigs // J Antimicrob Chemother. - 2002. - Vol. 50(2). - P. 219224. doi: 10.1093/jac/dkf103.
52. Desoubeaux G., Cray C. Animal Models of Aspergillosis // Comp Med. -2018. - Vol. 68(2). - P. 109123.
53. Васильева Н.В., Босак И.А., Богомолова Т.С. и др. Разработка экспериментальной модели ин-вазивного аспергиллёза лёгких с использованием клинических изолятов Aspergillus fumigatus // Проблемы медицинской микологии. - 2016. - №4. - С 32-35. [Vasil'eva N.V., Bosak I.A., Bogomolova T.S. i dr. Razrabotka jeksperimental'noj modeli invazivnogo aspergilljoza ljogkih s ispol'zovaniem klinicheskih izoljatov Aspergillus fumigatus // Problemy medicinskoj mikologii. - 2016. - №4. - P. 32-35 (In Russ).].
54. Shields B.E., Rosenbach M., Brown-Joel Z., Berger A.P., Ford B.A., Wanat K.A. Angioinvasive fungal infections impacting the skin: Background, epidemiology, and clinical presentation // J Am Acad Dermatol. - 2019. - Vol. 80(4). - P. 869-880. doi: 10.1016/j.jaad.2018.04.059.
55. Paulussen C., Boulet G.A., Cos P., Delputte P., Maes L.J. Animal models of invasive aspergillosis for drug discovery // Drug Discov Today. - 2014. - Vol. 19(9). - P. 1380-1386. doi: 10.1016/j.drudis.2014.06.006.
56. Ghori H.M., Edgar S.A. Comparative susceptibility of chickens, turkeys and Coturnix quail to aspergillosis // Poult Sci. - 1973. - Vol. 52(6). - P. 2311-2315. doi: 10.3382/ps.0522311.
57. Melloul E., Thierry S., Durand B., Cordonnier N., Desoubeaux G., Chandenier J., Bostvironnois C., Botterel F., Chermette R., Guillot J., Arne P. Assessment of Aspergillus fumigatus burden in lungs of intratracheally-challenged turkeys (Meleagris gallopavo) by quantitative PCR, galactomannan enzyme immunoassay, and quantitative culture // Comp Immunol Microbiol Infect Dis. - 2014. - Vol. 37(5-6). - P. 271-279. doi: 10.1016/j. cimid.2014.07.005.
58. Suleiman M.M., Duncan N., Eloff J.N. et al. A controlled study to determine the efficacy of Loxostylis alata (Anacardiaceae) in the treatment of aspergillus in a chicken (Gallus domesticus) model in comparison to ketoconazole // BMC Vet Res. - 2012. - Vol. 8. - P. 10. doi: 10.1186/1746-6148-8-210.
59. Clemons K.V., Stevens D.A. The contribution of animal models of aspergillosis to understanding pathogenesis, therapy and virulence // Med Mycol. - 2005. - Vol. 43(l). - P. 101-110. doi: 10.1080/13693780500051919.
60. Giudice P.L., Campo S., Verdoliva A., et al. Efficacy of PTX3 in a rat model of invasive aspergillosis // Antimicrob Agents Chemother. - 2010. - Vol. 54(10). - P. 4513-4515. doi:10.1128/AAC.00674-10.
61. Zhang F., An Y., Li Z., Zhao C. A novel model of invasive fungal rhinosinusitis in rats // Am J Rhinol Allergy. - 2013. - Vol. 27(5). - P. 361-366. doi: 10.2500/ ajra.2013.27.3953.
62. Ahmad S., Al-Shaikh A.A., Khan Z. Development of a novel inhalational model of invasive pulmonary aspergillosis in rats and comparative evaluation of three biomarkers for its diagnosis // PLoS One. - 2014. - Vol. 9(6). doi: 10.1371/journal.pone.0100524.
63. Becker M.J., De Marie S., Fens M.H., Haitsma J.J., Verbrugh H.A., Lachmann B., Bakker-Woudenberg I.A. Pathophysiology of unilateral pulmonary aspergillosis in an experimental rat model // Med Mycol. - 2006. - Vol. 44(2). - P. 133-139. doi: 10.1080/13693780500271749.
64. Adamson T.W., Diaz-Arevalo D., Gonzalez T.M., Liu X., Kalkum M. Hypothermic endpoint for an intranasal invasive pulmonary aspergillosis mouse model // Comp Med. - 2013. - Vol. 63(6). - P. 477-81.
65. Ben-Ami R., Lewis R.E., Leventakos K., Latge J.P., Kontoyiannis D.P. Cutaneous model of invasive aspergillosis //Antimicrob Agents Chemother. -2010.-Vol. 54(5). - P.1848-1854. doi:10.1128/AAC.01504-09.
66. Chiang L.Y., Ejzykowicz D.E., Tian Z.Q., Katz L., Filler S.G. Efficacy of ambruticin analogs in a murine model of invasive pulmonary aspergillosis // Antimicrob Agents Chemother. - 2006. - Vol. 50(10). - P. 3464-3466. doi:10.1128/AAC.00558-06.
67. Chiller T.M., Luque J.C., Sobel R.A., Farrokhshad K., Clemons K.V., Stevens D.A. Development of a murine model of cerebral aspergillosis // J Infect Dis. - 2002. - Vol. 186(4). - P. 574-7. doi: 10.1086/341567.
68. Kirkpatrick W.R., McAtee R.K., Fothergill A.W., Rinaldi M.G., Patterson T.F. Efficacy of voriconazole in a guinea pig model of disseminated invasive aspergillosis // Antimicrob Agents Chemother. - 2000. - Vol. 44(10). - P. 2865-2868. doi: 10.1128/AAC.44.10.2865-2868.2000.
69. Lengerova M., Kocmanova I., Racil Z., et al. Detection and measurement of fungal burden in a guinea pig model of invasive pulmonary aspergillosis by novel quantitative nested real-time PCR compared with galactomannan and (1,3)-ß-D-glucan detection // J Clin Microbiol. - 2012. - Vol. 50(3). - P. 602-608. doi:10.1128/ JCM.05356-11.
70. Chandrasekar P.H., Cutright J.L., Manavathu E.K. Efficacy of voriconazole plus amphotericin B or micafungin in a guinea-pig model of invasive pulmonary aspergillosis // Clin Microbiol Infect. - 2004. - Vol. 10(10). - P. 925928. doi: 10.1111/j.1469-0691.2004.00958.x.
71. Kirkpatrick W.R., McAtee R.K., Fothergill A.W., Loebenberg D., Rinaldi M.G., Patterson T.F. Efficacy of SCH56592 in a rabbit model of invasive aspergillosis // Antimicrob Agents Chemother. - 2000. - Vol. 44(3). - P. 780-782. doi: 10.1128/AAC.44.3.780-782.2000.
72. Petraitis V., Petraitiene R., Hope W.W., et al. Combination therapy in treatment of experimental pulmonary aspergillosis: in vitro and in vivo correlations of the concentration- and dose- dependent interactions between anidulafungin and voriconazole by Bliss independence drug interaction analysis // Antimicrob Agents Chemother. - 2009. - Vol. 53(6). - P. 2382-2391. doi:10.1128/AAC.00329-09.
73. Игнатьева С. М., Спиридонова В.А., Богомолова Т. С. и др. Особенности определения галактоманна-на в сыворотке крови и бронхоальвеолярном лаваже онкогематологических больных с инвазивным аспер-гиллезом. Собственные данные и обзор литературы // Проблемы медицинской микологии. - 2013. - Т. 15. - № 4. - С. 45-52. [Ignat'eva S. M., Spiridonova V.A., Bogomolova T.S. i dr. Osobennosti opredelenija galaktomannana v syvorotke krovi i bronhoal'veoljarnom lavazhe onkogematologicheskih bol'nyh s invazivnym aspergillezom. Sobstvennye dannye i obzor literatury // Problemy medicinskoj mikologii. - 2013. - T. 15. - № 4. - P. 45-52. (In Russ).].
74. Madende M., Albertyn J., Sebolai O., Pohl C.H. Caenorhabditis elegans as a model animal for investigating fungal pathogenesis // Med Microbiol Immunol. - 2020. - Vol. 209(1). - P. 1-13. doi: 10.1007/ s00430-019-00635-4.
75. Koller B., Schramm C., Siebert S., et al. Dictyostelium discoideum as a Novel Host System to Study the Interaction between Phagocytes and Yeasts // Front Microbiol. - 2016. - Vol. 7. - P. 1665. doi: 10.3389/ fmicb.2016.01665.
76. Mylonakis E., Casadevall A., Ausubel F.M. Exploiting amoeboid and non-vertebrate animal model systems to study the virulence of human pathogenic fungi // PLoS Pathog. - 2007. - Vol. 3(7). - P. 101. doi: 10.1371/ journal.ppat.0030101.
77. Meng X., Zhu F., Chen K. Silkworm: A Promising Model Organism in Life Science // J Insect Sci. - 2017. - Vol. 17(5). - P. 97. doi: 10.1093/jisesa/iex064.
78. Matsumoto Y., Sekimizu K. Silkworm as an experimental animal for research on fungal infections // Microbiol Immunol. - 2019. - Vol. 63(2). - P. 41-50. doi: 10.1111/1348-0421.12668.
2021 LABORATORY ANIMALS FOR SCIENCE №3
@
