CC BY
60
УДК 616-006:616.94:579
МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЙ МОНИТОРИНГ ПАТОГЕНОВ ГНОЙНО-СЕПТИЧЕСКИХ ЗАБОЛЕВАНИЙ У ОНКОЛОГИЧЕСКИХ БОЛЬНЫХ
© Авилова Н.Д., Миронов А.Ю., Митрохин С.Д.
Кафедра микробиологии, вирусологии, иммунологии Московской медицинской академии им. И.М. Сеченова, Москва;
*
Г ородская клиническая онкологическая больница № 62, Москва
ГСЗ являются одной из основных причин тяжелых осложнений и смерти при онкологических заболеваниях. В Московской городской онкологической больнице № 62 начиная с 2001 года ведется локальный микробиологический мониторинг за госпитальными штаммами микроорганизмов, циркулирующих в клинических отделениях больницы и вызывающих у госпитализированных больных различные нозологические формы внутрибольничной инфекции. В представленном материале показаны результаты, полученные в ходе проведения трехлетнего (2003-2005 гг.) локального микробиологического мониторинга госпитальных инфекций, осложнивших лечение основного заболевания, у пациентов онкологического стационара регионального уровня (Московский регион). Данные локального мониторинга должны в обязательном порядке быть учтены врачами-клиницистами при разработке алгоритмов рациональной антибактериальной фармакотерапии нозокомиальных инфекций у больных онкологического профиля, госпитализированных для проведения лечения основного заболевания.
Ключевые слова: микробиологический мониторинг, условно-патогенные микробы, гнойно-септические заболевания, внутрибольничные инфекции.
MICROBIOLOGICAL MONITORING PATHOGENS OF PURULENT-SEPTIC DISEASES IN
ONCOLOGICAL PATIENTS Avilova N.D., Mironov A. Yu., Mitrokhin S.D.
Microbiology, Virusology & Immunology Department of the I.M. Sechenov Moscow Medical Academy,
Moscow;
Municipal clinical oncological hospital № 62, Moscow
Purulent-septic diseases are the main reasons of complications and oncological patients’ deaths. In the Moscow Municipal clinical oncological hospital № 62, we had been studied (2003-2005) the population and antibiotic sensitivity of microorganisms which circulated in the regional hospital (Moscow region) and caused nosocomial infections in patients with oncogenical pathology. The data of our research should be used by doctors of the oncological hospitals for rational antibacterial pharmacotherapy of nosocomial infections in addition to the basic therapy.
Key words: conditional-pathogenic microbes, purulent-septic diseases, nosocomial infections, rational antibacterial pharmacotherapy of nosocomial infections.
Оппортунистические инфекции продолжают оставаться одной из актуальных проблем современной медицины; они имеют выраженную тенденцию к генерализации и осложнению септикопиемией. В настоящее время по показателям заболеваемости и летальности сепсис сравнялся с доантибиотиче-ским периодом [1, 3, 10]. Этиологическими агентами гнойно-септических заболеваний (ГСЗ) являются условно-патогенные микробы (УПМ), многие из которых - представители нормальной микрофлоры организма человека [1, 7, 11]. Учитывая широкое распространение, трудности диагностики, лечения и про-
филактики, а также огромный экономический ущерб, причиняемый ГСЗ, следует отметить, что из медицинской они перерастают в общесоциальную проблему.
Оппортунистические инфекции обычно развиваются у иммунокомпрометированных больных, в том числе у пациентов с онкологией. Можно выделить ряд факторов, предрасполагающих к более частому развитию ГСЗ у онкологических больных, хотя большинство из них связано с влиянием злокачественной опухоли на организм, отчасти они обусловлены и проводимым лечением. Хирургическое лечение, химиотерапия, облуче-
ние влияют на состояние естественных анатомических барьеров, препятствующих инвазии инфекционных патогенов из окружающей среды или транслокации УПМ нормальной микрофлоры кожи и слизистых оболочек во внутреннюю среду организма. Кроме того, химиотерапия и облучение угнетают иммунореактивность организма больного [2, 5, 8,
9].
Из данных литературы известно, что в 7080 гг. ХХ века ведущими патогенами ГСЗ у онкологических больных являлись грамотри-цательные бактерии, среди которых преобладали кишечная палочка, клебсиеллы, энте-робактеры, псевдомонады [9]. В конце столетия причиной более 65% ГСЗ в онкологии служили грамположительные бактерии: стафилококки, стрептококки, энтерококки [2]. В настоящее время отмечается тенденция к возврату грамотрицательных бактерий на лидирующие позиции. Происходит это в основном за счет синегнойной палочки и других НГОБ
[5, 6].
За последние 30 лет значительные изменения претерпели подходы к лечению онкологических больных с ГСЗ. Это выразилось в как можно более раннем использовании в эмпирической антибактериальной терапии препаратов широкого спектра действия: цефало-споринов III поколения, карбапенемов, фторхинолонов, защищенных пенициллинов и других антибиотиков [2], что позволило снизить летальность среди онкологических больных от послеоперационных ГСЗ. С другой стороны, широкое и, как правило, бесконтрольное применение цефалоспоринов III поколения привело к появлению множественно устойчивых госпитальных штаммов. Развитие устойчивости связано с продукцией бактериями плазмидных [3-лактамаз расширенного спектра (БЛРС), а также гиперпродукцией хромосомных (3-лактамаз класса С, способных инактивировать цефалоспорины III поколения. На фоне лечения цефалоспо-ринами III поколения и карбапенемами, при элиминации чувствительных к ним бактерий, происходит не только селекция полирези-стентных госпитальных штаммов на слизистых оболочках, но и их вовлечение в инфекционный процесс, как локальный, так и генерализованный. В этом случае традиционные схемы терапии на основе цефалоспоринов III
поколения даже в комбинациях с аминогли-козидами или фторхинолонами оказываются клинически неэффективными [5].
В последнее время типичным стало острое течение госпитальных инфекций у онкологических больных, когда клиническая ситуация определяет необходимость принять немедленное решение по назначению адекватной терапии. В этом случае выбор антибиотика первого ряда, как правило, осуществляется эмпирически. В связи с тем, что идентификация патогена требует времени, целенаправленная терапия назначается отсрочено. При этом показания для эмпирического назначения антибиотиков и их выбор далеко не всегда оказываются достаточно обоснованными. Следовательно, несмотря на знание современных тенденций распространения резистентности к антибактериальным препаратам среди УПМ, проблема разработки рациональных алгоритмов лечения ГСЗ для каждого конкретного стационара и отделения остается достаточно актуальной при отсутствии в нем локального микробиологического мониторинга [4].
Учитывая распространенность и тяжесть данной патологии, целью настоящей работы явилось изучение роли УПМ в развитии ГСЗ у онкологических больных; определение проблемных для стационара УПМ и установление степени их приоритетности при данной патологии. Начиная с 2001 г. в Московской городской онкологической больнице проводится клинический и микробиологический мониторинг за госпитальными инфекциями. В данной работе представлены результаты мониторинга внутрибольничных инфекций в хирургических отделениях клиники, полученные за период 2003-2005 гг.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
На исследование от больных брали следующие виды клинического материала: раневое отделяемое (617 проб), мочу (802 пробы), отделяемое нижних дыхательных путей (755 проб). Забор и транспортировку материала осуществляли по общепринятым схемам. Для выделения чистых культур материал засевали на следующие питательные среды: агар с 5% кровью барана, ЖСА по Чистовичу, Эндо,
Левина, Плоскирева, шоколадный агар. Идентификацию выделенных чистых культур проводили по общепринятой схеме по Bergey's manual, 1984.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Из раневого отделяемого изолировано 602 культуры микроорганизмов, из них: грамот-рицательных - 284 штамма, грамположи-тельных - 273 штамма, грибов рода Candida -45 штаммов. Монокультур выделено 172, микробных ассоциаций - 90 (рис. 1).
Среди изолятов послеоперационных ран онкологических больных с поверхностными и глубокими раневыми инфекциями преобладали грамотрицательные бактерии, на долю которых приходилось 48% от всех выделенных штаммов, а на долю грамположитель-ных - 45%. Грибы выделялись лишь в 7% случаев. Cреди грамотрицательных бактерий преобладали синегнойная палочка, клебсиел-
лы и протей, среди грамположительных - золотистый стафилококк, КНС (S. epidermidis) и энтерококки (E. faecalis). Родовой и видовой состав микрофлоры операционных ран представлен в табл. 1. Таким образом, ведущими патогенами раневой инфекции в МГОБ № 62 являлись грамотрицательные бактерии, среди которых преобладали синегнойная палочка, клебсиеллы и протей.
Из мочи изолировано 728 культур микроорганизмов, из них 369 штаммов грамотрицательных бактерий, 190 штаммов грамположи-тельных бактерий, 169 штаммов грибов рода Candida. Монокультур выделено 148, ассоциаций - 72 (рис. 2).
Среди изолятов мочи онкологических больных с ИМП, преобладали грамотрица-тельные бактерии. Грамположительных бактерий и патогенных грибов выделено приблизительно одинаковое количество (26% и 23% соответственно). Родовой и видовой состав микрофлоры мочи онкологических больных с ИМП представлен в табл. 2.
1. Грамотрицательные микроорганизмы.
2. Грамположительные микроорганизмы.
3. Грибы рода Candida.
Рис. 1. Микрофлора отделяемого послеоперационных ран.
Таблица 1
Микрофлора глубоких и поверхностных ран
Микроорганизмы Количество штаммов
абс. %
Грамотрицательные палочки в т.ч. 284 48
Pseudomonas аeruginosa 108 17,9
Klebsiella spp. 56 9,3
Proteus spp. 56 9,3
Escherichia coli 36 5,9
Enterobacter spp. 14 2,3
Serratia spp. 14 2,3
Грамположительные кокки: 273 45
Staphylococcus aureus 120 19,9
Staphylococcus epidermiditis 82 13,6
Enterococcus faecalis 43 7,1
Streptococcus pyogenes 28 4,65
Грибы рода Candida 45 7
Всего: 602 100
3 23%
2
26%
1
51%
1. Грамотрицательные микроорганизмы.
2. Грамположительные микроорганизмы.
3. Грибы рода Candida.
Рис. 2. Микрофлора мочи.
Видовой состав грамотрицательных бактерий, выделенных из мочи, схож с видовым составом микрофлоры, выделенной от больных с раневой инфекцией. Среди грамотри-цательных бактерий преобладали синегнойная палочка, клебсиеллы и протей; среди грамположительных - энтерококки, КНС и золотистый стафилококк. Таким образом, ведущими патогенами ИМП в МГОБ № 62 являлись грамотрицательные бактерии, среди
которых преобладали синегнойная палочка, клебсиеллы и протей.
Из отделяемого нижних дыхательных путей и мокроты изолировано 290 культур микроорганизмов, из них - 125 штаммов грамот-рицательных бактерий, 68 штаммов грампо-ложительных бактерий, 97 штаммов грибов рода Candida. Монокультур выделено 190, микробных ассоциаций - 30 (рис. 3).
Mикрофлора, выделенная от больных с ИMП
Таблица 2
Mикроорганизмы Количество штаммов
абс. %
Грамотрицательные палочки в т. ч.: 369 51
Pseudomonas aeruginosa 206 28,3
Klebsiella spp. 74 10,1
Proteus spp. 37 5
Escherichia coli 22 3
Enterobacter spp. 15 2
Serratia spp. 15 2
Грамположительные кокки в т. ч.: 190 26
Enterococcus faecalis 127 17,4
Staphylococcus epidermidis 38 5
Staphylococcus aureus 19 2,6
Streptococcus pyogenes 6 0,8
Грибы рода Candida 169 23
Всего: 728 100
3
33%
1
44%
2
23%
1. Грамотрицательные микроорганизмы.
2. Грамположительные микроорганизмы.
3. Грибы рода Candida.
Рис. 3. Микрофлора нижних дыхательных путей.
Среди микроорганизмов, выделенных из отделяемого нижних дыхательных путей онкологических больных, преобладали грамот-рицательные бактерии, на долю которых приходилось 44% всех изолированных культур. Грамположительных бактерий выделено 23%. Относительно высоким, по сравнению с ИМП и раневыми инфекциями, оказался процент выделяемых штаммов грибов рода Candida - 33%.
Родовой и видовой состав микрофлоры нижних дыхательных путей онкологических больных представлен в табл. 3.
Видовой состав грамотрицательных бактерий схож с таковым от больных с раневой инфекцией и ИМП. Среди грамотрицатель-ных бактерий также преобладали синегнойная палочка, клебсиеллы и протей. Видовой состав ведущей грамположительной микрофлоры отличался от такового двух выше
Таблица 3
Микрофлора нижних дыхательных путей
Mикроорганизмы Количество штаммов
абс. %
Грамотрицательные палочки в т. ч.: 125 44
P. аeruginosa 69 23,8
Klebsiella spp. 19 6,5
Proteus spp. 17 5,8
E. coli 10 3,4
Enterobacter spp. 6 2
Serratia spp. 4 1,4
Грамположительные кокки в т. ч.: 68 23
Streptococcus группы viridans 33 11,4
Staphylococcus aureus 24 8,3
Staphylococcus epidermidis 7 2,4
Enterococcus faecalis 4 1,4
Грибы рода Candida 97 33
Всего: 290 100
упомянутых групп обследованных пациентов. От больных с ГСЗ нижних дыхательных путей чаще всего выделялись зеленящие стрептококки и золотистый стафилококк. Хотя зеленящие стрептококки (S. группы viridans) входят в состав нормальной микрофлоры верхних дыхательных путей (составляют 3060% всей микрофлоры), у больных с иммунодефицитом они способны вызывать ГСЗ. Их вирулентность возрастает, когда они проникают в анатомические полости организма хозяина, в норме стерильные [5]. Таким образом, ведущими патогенами инфекций нижних дыхательных путей в МГОБ № 62 являлись грамотрицательные бактерии (синегнойная палочка, клебсиеллы, протей) и грибы рода Candida.
Как правило, в отделениях реанимации и интенсивной терапии находятся пациенты, тяжесть состояния которых обусловлена, в том числе, присоединившейся госпитальной инфекцией. Результаты мониторинга за госпитальными инфекциями, проведенные в блоке интенсивной терапии (БИТ) клиники за период 2003-2005 гг., представлены в табл. 4.
Как видно из приведенных данных, ведущей нозологической формой внутрибольничной инфекции в БИТ на протяжении всего
периода мониторинга оставалась госпитальная пневмония.
Результаты определения чувствительности штаммов госпитальной микрофлоры к широкому ряду антибактериальных препаратов представлены в табл. 5 и 6.
Полученные результаты уровня устойчивости к антибиотикам ведущих представителей грамотрицательной и грамположительной микрофлоры в БИТ показали следующее:
• Процент чувствительных штаммов в популяции P. aeruginosa к карбапенемам и антисинегнойным цефалоспоринам III поколения (цефтазидим) составлял от 88% (меропенем) до 77% (цефтазидим).
• К другим антибиотикам с антисинегной-ным действием: цефалоспоринам IV поколения, карбоксипенициллины (тикар-циллин), аминогликозидам (амикацин), фторхинолонам (ципрофлоксацин) уровень устойчивых штаммов в популяции P. aeruginosa составлял от 30% до 70%.
• В популяциях Klebsiella spp., Proteus spp. и E. coli отсутствовали штаммы, резистентные к карбапенемам.
• К другим Р-лактамным антибиотикам, фторхинолонам и аминогликозидам уровень устойчивых штаммов в популяциях
Таблица 5
Сравнительная активность антибиотиков in vitro в отношении грамотрицательной госпитальной
микрофлоры
Антибиотики Микроорганизмы
P. аег^тоБа С а сл S3 "аЗ <и Proteus spp. "о о W Enterobacter spp. С p s СЗ "Й r r e GO
n=108 n=56 n=56 n=36 n=14 n=14
% чувствительных штаммов
Меропенем 88 н/о н/о н/о н/о н/о
Имипенем 83 100 100 100 100 100
Цефепим 69 69 74 77 66 67
Цефтриаксон н/о 51 63 69 50 51
Цефтазидим 77 н/о н/о н/о н/о н/о
Цефуроксим н/о 28 34 48 20 18
Амоксициллин/ клавуланат н/о 50 60 68 2 1
Тикарциллин/клавуланат 29 56 64 72 3 2
Ципрофлоксацин 35 64 68 77 62 67
Гентамицин н/о 27 37 47 30 28
Амикацин 65 75 80 86 69 63
Примечание: n - число штаммов;
н/о - чувствительность не определяли.
Таблица 6
Сравнительная активность антибиотиков in vitro в отношении грамположительной госпитальной
микрофлоры
Антибиотики Микроорганизмы
S. aureus S. epidermidis E. faecalis
n=108 n=56 n=56
% чувствительных штаммов
Ампициллин 15 1 50
Амоксициллин/ клавуланат 71 37 н/о
Моксициллин н/о н/о 55
Оксациллин 73 39 н/о
Цефазолин 66 24 н/о
Офлоксацин 68 33 н/о
Эритромицин 61 29 н/о
Линкомицин 65 30 н/о
Ко-тримоксазол 52 22 н/о
Ванкомицин 100 100 100
Фузидиевая кислота 98 90 н/о
Примечание: n - число штаммов;
н/о - чувствительность не определяли.
Klebsiella spp. и E. coli составлял от 30% до 85%.
• В популяциях S. aureus, S. epidermiditis и E. faecalis отсутствовали штаммы, резистентные к гликопептидам (ванкомицин).
• К оксациллину уровень устойчивых
штаммов S. aureus и S. epidermiditis составил 27% (S. aureus) - 61% (S. epidermiditis'), следовательно, эти штаммы являлись метициллин-резистентными. Поэтому лечение любыми (3-лактамами вызываемых ими инфекций считается клинически неэффективным.
• К другим антибиотикам: макролидам
(эритромицин), линкосаминам (клинда-мицин) и комбинированным препаратам (ко-тримоксазол) уровень устойчивых
штаммов S. aureus и S. epidermiditis составлял от 20% до 70%.
• К аминопенициллинам устойчиво от 45% до 50% штаммов энтерококков (E. faecalis).
Полученные данные микробиологического мониторинга в МГОБ № 62 в той или иной степени отличались от данных литературы [2, 9]. Это свидетельствует о том, что сегодня нельзя слепо руководствоваться материалами, полученными в других даже однопрофильных клиниках. Необходимо проводить собственный мониторинг за госпитальными инфекциями, опираясь на результаты которого, врачи-клиницисты могут научно обосновать, разработать и использовать алгоритмы антибактериальной терапии онкологических больных с ГСЗ.
Таким образом, на основании проведенных исследований можно сделать следующие выводы.
1. Ведущими патогенами раневой инфекции в МГОБ № 62 являются грамотрица-тельные палочки, среди которых преобладают синегнойная палочка, клебсиеллы и протей.
2. Ведущими патогенами ИМП в МГОБ № 62 являются грамотрицательные палочки, среди которых преобладают синегнойная палочка, клебсиеллы и протей.
3. Ведущими патогенами инфекций нижних дыхательных путей в МГОБ № 62 являются грамотрицательные палочки, среди которых преобладают синегнойная палочка,
клебсиеллы, протей, а также грибы рода Candida.
4. Проблемными микроорганизмами при ГСЗ у онкологических больных в МГОБ № 62 являются синегнойная палочка, клебсиеллы, протей, коагулазонегативные стафилококки и дрожжеподобные грибы.
ЛИТЕРАТУРА
1. Внутрибольничные инфекции / под ред. Р.П. Венцела. - М.: Медицина, 1990. - 656 с.
2. Дмитриева Н.В., Петухова И.Н., Смолян-ская А.З. Инфекционные осложнения в онкологической клинике // Практическая онкология: избранные лекции / под ред. С.А. Тюлян-дина и В.М. Моисеенко. - СПб.: Центр ТОММ, 2004 - С. 711-714.
3. Кузин М.И., Костюченок Б.М. Раны и раневая инфекция. - М.: Медицина, 1982. - 688 с.
4. Митрохин С.Д. Значимость микробиологической лаборатории в современной системе инфекционного контроля многопрофильного стационара (в плане профилактики и лечения госпитальных инфекций) // Consilium Medi-cum. - 2002. - 4 (1). - С. 42-45.
5. Митрохин С.Д. Инфекции в онкологической клинике: актуальность, диагностика, профилактика и лечение // Фарматека. - 2003. -№ 13. - С. 26-33.
6. Митрохин С.Д. Цефепим в лечении тяжелых инфекций у онкологических больных // Инфекции и антимикробная терапия. - 2001. -№ 3 (3). - С. 82-89.
7. Основные методы лабораторных исследований в клинической бактериологии / Vandepitte J., Engbaek K., Piot P., Heuck C.C. // Всемирная организация здравоохранения, Женева, 1994. - 132 с.
8. Проблемы инфекций и иммунитета в онкологии / под ред. М.М. Наумова, Л.Ф. Чернецо-вой, П.Б. Зотова. - Тюмень, "Вектор Бук", 2003. - 191 с.
9. Родригес В., Кетчел С.Дж. Острые инфекционные процессы у больных злокачественными новообразованиями // Срочная медицинская помощь в онкологии / под ред. Дж.У. Ярбо, Р.С. Борнстейна. Пер. с англ. М., Медицина, 1985. - С. 264-291.
10. Стручков В.И. Проблемы инфекции в хирургии / Актовая речь 11 октября 1985 года. - М., 1985. - 34 с.
11. Schaechter M., Medoff G., Eisenstein B.I. Mechanisms of microbial disease // 2-nd Ed. - Wil-liams@Wilkins. - Baltimore, 1993. - 973 p.
