Методы генотипирования бактерий: фрагментный анализ

Сколотнева Екатерина Сергеевна; Волкова Рауза Асхатовна.; Эльберт Елизавета Викторовна; Миронов Александр Николаевич; Меркулов Вадим Анатольевич; Бондарев Владимир Петрович; Борисевич Игорь Владимирович.

e e e ^ ( Обзор Review 1

Методы генотипирования бактерий: фрагментный

анализ

Е.С. Сколотнева1, Р.А. Волкова2, Е.В. Эльберт2, А.Н. Миронов2, В.А. Меркулов2, В.П. Бондарев2, И.В. Борисевич2

1МГУ им. М.В. Ломоносова, биологический факультет, Москва, Россия 2Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научный центр экспертизы средств медицинского применения» Министерства здравоохранения Российской Федерации, Москва, Россия

Bacterial genotyping methods: banding pattern-based

analysis

E.S. Skolotneva1, R.A. Volkova2, E.V. Elbert2, A.N. Mironov2, V.A. Merkulov2, V.P. Bondarev2, I.V. Borisevich2

1Moscow State University, Biological faculty, Moscow, Russian Federation 2Federal State Budgetary Institution "Scientific Center on Expertise of Medical Application Products"

of the Ministry of Health of the Russian Federation, Moscow, Russia

Типирование бактериальных линий и идентификация микроорганизмов - чрезвычайно важные процедуры для диагностики, лечения, исследования популяционной динамики, прогноза распространения бактериальных инфекций. Молекулярные подходы к типированию бактериальных линий за последние два десятилетия основательно потеснили методы, основанные на анализе фенотипа. В статье дан обзор методов генотипирования на основе анализа фрагментов амплифицированных или рестрицированных ДНК: гель-электрофорез в пульсирующем поле (пульс-электрофорез), полиморфизм длин рестрикционных фрагментов, риботипирование, ПЦР с произвольными праймерами, ПЦР амплификация повторяющихся последовательностей экстрагенных полин-дромов, многолокусный анализ вариабельного числа копий тандемных повторов, анализ полиморфизма длин амплифицированных фрагментов. Фрагментный анализ в настоящее время является одним из лидирующих подходов к типированию микроорганизмов.

Ключевые слова: генотипирование микроорганизмов; молекулярно-генетические методы; фрагментный анализ. Библиографическое описание: Сколотнева ЕС, Волкова РА, Эльберт ЕВ, Миронов АН, Меркулов ВА, Бондарев В., Борисевич ИВ. Методы генотипирования бактерий: фрагментный анализ. Биопрепараты 2014; 2(50): 13-21.

Bacterial strain typing and bacteria identification are extremely important procedures for diagnosis, treatment, studying bacterial population dynamics and epidemiological surveillance of bacterial infections. In the past two decades molecular methods almost totally displaced phenotypic assays in bacterial strains typing. The article deals with the methods of genotyping based on the analysis of fragments generated by amplification or restriction of genomic DNA: Pulsed Field Gel Electrophoresis, Restriction Fragment Length Polymorphism, Ribotyping, Random Amplification of Polymorphic DNA, Repetitive Extragenic Palindromic sequence-based PCR, Multiple Locus Variable Number Tandem Repeats Analysis, Amplified Fragment Length Polymorphism. DNA fragment analysis is currently prevailing among different methods of microorganisms typing.

Key words: genotyping of microorganisms; molecular methods; banding pattern-based analysis.

Bibliographic description: Skolotneva ES, Volkova RA, Elbert EV, Mironov AN, Merkulov VA, Bondarev VP, Borisevich IV. Bacterial genotyping methods: banding pattern-based analysis. Biopreparation (Biopharmaceuticals) 2014; 2(50): 13-21.

Сведения, полученные при изучении генетического разнообразия бактериальных видов, позволяют исчерпывающе объяснить вариабельность большинства их фенотипических характеристик, таких как географическое происхождение линий, специализация, антибиотическая устойчивость, вирулентность. С учетом развития микробиологических отраслей науки и производства с неизбежными рисками для человеческой популяции, разработка подходов для идентификации бактерий на уровне видов, линий и штаммов приобретает

в наши дни особенную актуальность [27].

Типирование бактерий можно разделить на фено-и генотипирование. Бактериальные фенотипы могут быть охарактеризованы по морфологии колоний (зависит от условий культивирования), по реакции чувствительности к антибиотикам, по результатам биохимических и серологических анализов, тестов на токсичность и патогенность. Однако ни один из фенотипических признаков не обладает вариабельностью, степень которой позволила бы различить близкородственные

линии микроорганизмов. В последнее время стали широко применяться методы генотипирования с высокой разрешающей способностью. Генетические профили несут уникальную информацию о последовательностях нуклеотидов ДНК исследуемых образцов, выступая в роли так называемых «ДНК фингерпринтов» (от английского слова «fingerprinting» - отпечатки пальцев).

Фрагментный анализ генома является одним из лидирующих подходов к типированию микроорганизмов. Фрагменты ДНК могут быть получены путем ее расщепления с помощью ферментов рестрикции (эндонукле-аз рестрикции, рестриктаз), в результате ПЦР амплификации, а также оба способа могут использоваться в комбинации. Ниже дан обзор основных методов фраг-ментного анализа генома, большинство из которых были предложены и совершенствовались в англоязычных странах, поэтому вся связанная с ними терминология исходно является английской. Для многих понятий до сих пор нет устоявшихся русских эквивалентов, поэтому термины приводятся вместе с их названиями на языке оригинала.

Анализ фрагментов, полученных с помощью расщепления ДНК матрицы эндонуклеазами рестрикции

Гель-электрофорез в пульсирующем поле (Pulsed Field Gel Electrophoresis, PFGE) или «пульс-электрофорез» используется для фракционирования крупных молекул: от 10000 пар оснований (п.о.) до 10 млн. п.о. В условиях обычного электрофореза разделение молекул ДНК, размер которых превышает 20000 п.о., невозможно из-за их сходной подвижности при постоянном электрическом поле. С задачей разделения крупных молекул удалось справиться с помощью пульсирующего электрического поля [1]. Крупные фрагменты ДНК получаются в результате обработки матрицы эндонуклеазами, специфичными к редко встречающимся сайтам рестрикции, что повышают разрешающую способность метода [14]. Полиморфизм сайтов рестрикции позволяет осуществлять идентификацию внутривидовых групп и линий штаммов. Эффективность метода зависит от информативности полученного макрорестрикционного ДНК профиля, т.е. от правильности выбора рестриктазы, ответственной за расщепление уникальных для данного микроорганизма, сайтов.

Компьютерное моделирование эксперимента или анализ полноразмерного бактериального генома in sili-co (http://insilico.ehu.es), позволяет подсчитать число и размер рестрикционных фрагментов, полученных с помощью заданной рестриктазы, и воспользоваться графическим прогнозом ожидаемого макрорестрикционного профиля ДНК. Так, например, в исследованиях in silico удалось обнаружить все возможные сайты редкой рестрикции геномной ДНК Bordetella pertussis, что подготовило, таким образом, оптимальное решение для генотипирования штаммов данного вида [26]. Являясь макрорестрикционным анализом генома с высоким уровнем разрешения, техника «пульс-электрофореза» претендует на статус «золотого стандарта» для типи-рования многих бактерий: Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Enterococcus

Э

spp, Streptococcus spp, Clostridium spp, Salmonella spp, Shigella spp, Vibrio cholerae, Listeria monocytogenes, Campylobacter jejuni, Yersinia pestis, Haemophilus influenzae и ряда других [27]. Тем не менее, результаты PFGE генотипирования должны быть подтверждены путем сопоставления с данными, полученными с помощью других методов типирования, а также эпидемиологическими данными.

PFGE-генотипирование в настоящее время широко используется в эпидемиологии, микробиологии и эволюционной биологии. Наиболее крупная в настоящий момент база данных по PFGE-генотипам, PulseNet, позволяет отслеживать информацию преимущественно по следующим микроорганизмам: E. coli O157:H7, Salmonella spp, Shigella spp, L. monocytogenes, C. jejuni, Y. pestis, V. cholerae (http://www.cdc.gov/pulsenet).

Несмотря на широкое применение, метод «пульс-электрофореза» имеет ограничения, связанные с трудоемкостью и длительностью исполнения (риск лабораторной контаминации); сложность при воспроизведении результатов PFGE фингерпринтинга другими лабораториями затрудняет процедуру сравнения данных для доказательства их достоверности, поскольку PFGE-профиль зависит от концентрации ДНК в аналитической пробе, концентрации буфера и агарозы в геле, напряжения и температуры во время электрофореза. К тому же метод требует от препаратов ДНК высокого качества, что редко может быть достигнуто для образцов различного происхождения, например, из окружающей среды, и возникает необходимость разделения фрагментов ДНК, мало различающихся по своим размерам [9].

Полиморфизм длин рестрикционных фрагментов, ПДРФ (Restriction Fragment Length Polymorphism, RFLP), техника генотипирования, которая одна из первых начала широко применяться для выявления вариаций ДНК-последовательностей [44]. Метод ПДРФ позволяет оценить сравнивать размеры рестрикционных фрагментов, фракционированных разделенных с помощью электрофореза. Разрезание геномной ДНК мелко щепящими эндонуклеазами рестрикции может приводить к образованию нескольких сотен коротких фрагментов, визуализацию которых осуществляют с помощью гибридизации с ДНК-зондами различного происхождения [27].

Риботипирование, вариант ПДРФ анализа с использованием проб, являющихся производными генов рибосомной РНК (rRNA). Бактериальный оперон rRNA представлен семейством высоко консервативных генов, каждый из которых фланкирован полиморфными последовательностями ДНК. Полиморфизм сайтов рестрикции, расположенных во фланкирующих участках, отражается в различии ПДРФ-профилей консервативных доменов, включающих 16S или 23S генов rRNA. Подобные ДНК-фингерпринты называются риботипами. Рибосомный оперон высоко консервативен, поэтому проводить риботипирование можно без предварительного знания последовательности геномной ДНК объекта исследования, что является несомненным достоинством метода. Кроме того, риботипы проще интерпретировать из-за меньшего количества фрагментов в паттерне по сравнению с обычным ПДРФ фингерпринтом. Коммерчески доступным является

( Обзор

Review

аппарат для автоматического риботипирования, оснащенный документирующей системой, которая выдает высоко воспроизводимые и стандартизованные данные по риботипированию, соответствующие требованиям рибобанка, являющегося одной из авторитетных баз данных бактериальных риботипов (http://www.ewi. med.uu.nl/gene/ribobank.htm).

Анализ фрагментов, полученных с помощью ДНК амплификации

ПЦР со случайными праймерами (Random Аmplification of Polymorphic DNA, RAPD) - вариант классической полимеразной цепной реакции со случайной амплификацией неизвестного, анонимного, участка генома [27]. Затравкой для синтеза ПЦР-фрагментов на ДНК-матрице является один короткий праймер (длиной менее 10 пар нуклеотидов) с низкой температурой отжига (около 40°C), что в процессе ПЦР приводит к образованию множества фрагментов, длина которых зависит от распределения вдоль ДНК места-посадки праймеров, расположенных напротив друг друга. Одним из преимуществ метода является возможность работы с ДНК неизвестной последовательности, в отличие от традиционного ПЦР анализа. Эффективность метода зависит от правильности конструирования RAPD. Существуют так называемые универсальные праймеры, так например, для RAPD генотипирования Campylobacter concisus использовали универсальный праймер (GTG)5 [32]. При конструировании прайме-ров удобно пользоваться интерактивной программой «RAPD-GENERATOR» (http://www2.uni-jena.de/biologie/ mikrobio/tipps/rapd.html).

ДНК-фингерпринтинг на основе RAPD-PCR является недорогим, быстрым и чувствительным методом, способным решать множество прикладных задач при исследования видов, обладающих значительной генетической изменчивостью. Среди эукариот только паразитические грибы обладают внутривидовым полиморфизмом, сравнимым с бактриальными видами, поэтому практический выход RAPD-генотипирования может быть оценен на примере некоторых модельных объектов из этой группы организмов. Так, определение на его основе частоты вариантов генов вирулентности в популяции фитопатогена Puccinia graminis оказалось недостаточно эффективным для своевременного мониторинга быстро эволюционирующих генотипов. С помощью техники ДНК-фингерпринтинга с помощью RAPD-PCR удалось обнаружить генетически устойчивые семейства клонов внутри популяции возбудителя стеблевой ржавчины, не связанные с вирулентностью. Каждое такое семейство характеризовалось специфически-RAPD профилем. Кластерный анализ полученных ДНК фингерпринтов позволил проследить филогенетические взаимоотношения между выявленными семействами клонов. Они в точности согласовывались с дивергенцией видов растений-хозяев, являющихся предпочтительным субстратом для каждого конкретного штамма [4, 42]. Таким образом, RAPD маркеры могут быть рекомендованы в качестве инструментов для выявления селективно-нейтральных генетических изменений штаммов микроорганизмов.

Техника ДНК-фингерпринтинга на основе RAPD-PCR

была применена для выяснения внутривидового статуса штаммов Ganoderma lucidum, обладающих противоопухолевой и антибактериальной активностью. Анализ полиморфизма ДНК с помощью RAPD-маркеров позволил генотипировать индивидуальные группы штаммов, что открыло возможность сравнения отечественной и зарубежных коллекций [3, 39].

Широкий спектр применения RAPD-маркеров делает их привлекательным инструментом для работы с коллекционными штаммами микроорганизмов.

В настоящее время ДНК фингерпринтинг на основе RAPD-PCR широко применяется для изучения генетического разнообразия и быстрой идентификации многих видов бактерий, включая важнейших патогенов человека: E. faecium, Staphillococus aureus, S. epidermi-dis, S. haematolyticus, Chlamydia trachomatis, E. coli, V. cholera, S. typhi, S. enterica [40, 25, 18, 20, 41].

Однако существует ряд серьезных проблем, связанных с воспроизводимостью результатов RAPD-генотипирования, таких как чувствительность к изменениям качества ДНК, компонентам реакционной смеси и условиям ПЦР амплификации. Все это сильно затрудняет внутри- и межлабораторное сравнение данных. Улучшить воспроизводимость результатов можно путем стандартизации условий проведения опыта [27].

ПЦР амплификация повторяющихся последовательностей межгенных полиндромов (Repetitive Extragenic Palindromic sequence-based PCR, REP-PCR) является быстрым способом типирования микроорганизмов, при котором матрицей синтеза маркерных фрагментов являются некодирующие повторяющиеся последовательности, которые в характерном порядке распределены по всему бактериальному геному [27]. Несмотря на то, что функции этих повторяющихся элементов ДНК остаются неизвестными, их присутствие имеет большое значение для ДНК-фингерпринтинга. При REP-PCR используются праймеры, комплементарные непосредственно к этим повторяющимся консенсус-ным последовательностям, позволяющие амплифи-цировать фрагменты ДНК между повторяющимися элементами. Выделяют три семейства повторяющихся последовательностей: непосредственно REP-последовательности размером в 35-40 п.о., повторяющиеся межгенные консенсусные последовательности энтеробактерий ERIC (Enterobacterial Repetitive Inter-genic Consensus sequences) размером в 124-127 п.о. [16] и BOX-элементы размером 154 п.о., являющиеся высоко консервативными повторяющимися последовательностями Streptococcus pneumoniae [23]. Использование перечисленных элементов в качестве маркеров легло в основу соответствующих техник ДНК фингерпринтинга: REP-PCR, ERIC-PCR, BOX-PCR.

Метод хорошо себя зарекомендовала для типиро-вания как эукариот, так и прокариот, включая бактерии, имеющие эпидемиологическое значение, такие как Ac-inobacter spp [43], M. tuberculosis [6], Clostridium difficile [37], L. monocytogenes [7, 8]. Процедура постановки REP-PCR была автоматизирована и оптимизирована для генотипирования бактериального генома [13]. Однако метод имеет свои недостатки, свойственные всем ПЦР анализам. Это, в первую очередь, предрасположенность к контаминации продуктами ПЦР и необходимость постановки множественных контролей.

G

Многолокусный анализ вариабельного числа копий тандемных повторов или VNTR (Multiple Locus Variable Number Tandem Repeats Analysis, MLVA) осуществляет генотипирование на основе избирательной ПЦР. Мишенями для амплификации служат тандемные повторы, число копий которых может сильно варьировать, обеспечивая VNTR-полиморфизм. Подобные ДНК последовательности широко представлены в геноме как микроорганизмов, так и человека [49]. В бактериальном геноме VNTR локусы обнаружены в некодирующих его частях регионах и в генах. Данные маркеры демонстрируют высокую скорость эволюции: число тандемных повторов на локус может различаться значительно у нескольких линий внутри одного и того же вида [48, 38, 11]. Метод MLVA-генотипирования позволяет определить количество тандемных повторов на локус благодаря используемым праймерам, которые комплементарны высоко консервативным последовательностям, фланкирующим повторы. Размер амплифицированно-го фрагмента будет зависеть от размера и количества повторяющихся единиц. В результате специального статистического анализа MLVA-профиля конструируется генотип и выясняется его филогенетическая принадлежность [45]. Флуоресцентное окрашивание продуктов ПЦР-амплификации (ПЦР-ампликонов) в различных системах и фракционирование с помощью автоматического капиллярного электрофореза позволяет выполнять мультиплексные (множественные) ПЦР (multiplex PCR), что значительно повышает эффективность MLVA-фингерпринтинга [30, 31].

При проведении MLVA первым этапом является сканирование бактериального генома в поисках VNTR-локусов. Удобными разработками биоинформатики, облегчающими эту задачу, являются программы поиска тандемных повторов, как например TANDEM REPEAT FINDER (http://www2.uni-jena.de/biologie/mikrobio/ tipps/rapd.html), а также базы данных по тандемным и микросателлитным повторам (http://minisatellites.u-psud.fr).

Техника MLVA-фингерпринтинга используется для типирования бактерий уже более 10 лет и успела продемонстрировать свою высокую разрешающую способность для дифференциации многих видов бактерий. В настоящее время она рассматривается в качестве основного типирующего метода для Francisella tularensis [19], Bacillus anthracis [31, 15], Y. pestis [22, 2], M. tuberculosis [24], S. sonnei [28], L. monocytogenes [34], E. coli [17], S. enterica [10]. Техника MLVA также применялась для анализа таких важных патогенов человека, как ме-тицилин-устойчивых штаммов S. aureus [45], Burkholderia pseudomallei [46] и C. difficile [48]. Из-за высокой дивергированности VNTR-локусов в бактериальном геноме, техника MLVA обладает сходной дифференцирующей способностью со многими методами типирования, а иногда и превосходит их [29, 30, 45].

Воспроизводимость техники MLVA зависит от выбранных для анализа VNTR локусов, стабильность которых, в свою очередь, зависит от длины повторяющейся единицы, числа ее копий, а также степени мутационного видоизменения. Облегчить выбор VNTR-локуса, подходящего для MLVA-генотипирования тестируемого объекта, помогает программа SERV (http://hulsweb1. cgr.harvard.edu/SERV).

э

MLVA является быстрым, достаточно простым, недорогим и воспроизводимым методом генотипирования с высокой разрешающей способностью. Однако VNTR-локусы эволюционируют слишком быстро, чтобы надежно отражать филогенетические взаимоотношения между близкородственными линиями. Mycobacterium leprae демонстрирует настолько высокую вариабельность VNTR-маркеров, что MLVA-профили отличаются не только у отдельных штаммов M. leprae, но и между пробами биопсии от одного пациента [35]. Поэтому MLVA-генотипирование не подходит для длительных эпидемиологических мониторинговых исследований, хотя техника может использоваться для контроля над вспышками бактериальных инфекций [30]. Для некоторых бактериальных видов, например для Enterococcus faecium, показано, что разрешающая способность метода MLVA уступает таким техникам, как типирование по мультилокусным последовательностям (MLST) и PFGE [50]. Кроме того, в геноме у некоторых бактерий, например у Mycoplasma hyopneumoniae, не найдены VNTR локусы [33], что говорит о существовании ограничений для применения MLVA-генотипирования.

Анализ полиморфизма длин амплифицированных фрагментов (Amplified Fragment Length Polymorphism, AFLP) представляет собой комбинацию ПДРФ- (RFLP) и ПЦР-методов. Специфичность эндонуклеаз рестрикции и точность ПЦР амплификации обеспечивают вместе высоко чувствительный метод для изучения полиморфизма ДНК. Процедура состоит из нескольких этапов. Сначала геномная ДНК одновременно обрабатывается двумя рестриктазами (обычно EcoRI и MseI), затем продукты рестрикции лигируются с адапторами, содержащими «липкие» концы для рестрикционных сайтов, после чего следуют две последовательные ПЦР-амплификации: преамплификация для синтеза большого количества копий рестрицированных фрагментов ДНК и селективная (избирательная) ПЦР амплификация. При манипуляциях с последовательностью нуклеотидов на 3'-концах праймеров селективной ПЦР возможно получить вариабельные AFLP профили, несущие различную информацию о геноме образца. Как правило, техника имеет дело с большим числом рестрикционных фрагментов для анализа, от 50 до 100, амплифицированных совместно, превосходя по информативности любой другой способ получения ДНК-фингерпринтов [40]. Разделение фрагментов ДНК выполняется в полиакриламидном геле при проведении обычного или автоматического электрофореза с радиоактивной или флуоресцентной меткой. Чувствительность автоматической детекции ПЦР продуктов, техники FAFLP (Fluorescent AFLP), очень высока и позволяет разделить фрагменты с разницей в 1 п.о. Компьютерный анализ числа и размера фрагментов, синтезируемых на матрицах тестируемых линий, позволяет реконструировать их филогенетические связи [51, 36].

Предварительный анализ бактериального генома in silico полезен для выбора наиболее эффективных инструментов техники AFLP: эндонуклеаз рестрикции и праймеров селективной ПЦР. От их комбинации зависит разрешающая способность техники и информативность полученного AFLP профиля для данного объекта [5, 21]. При типировании E. coli, M. gallispticum и M. sy-noviae, S. aureus, Bordetella spp показано, что техника

( Обзор

Review

AFLP обладает сравнимой разрешающей способностью с такими распространенными методами фраг-ментного анализа, как PFGE, RAPD, RFLP, и превосходит по информативности технику MLST [51, 12].

Таким образом, спектр подходов для фрагментного анализа генома достаточно широк. В последние годы появилось множество работ, посвященных поиску оптимальных методов генотипирования для конкретных видов. Так, дифференциация высокопатогенного серо-типа L. monocytogenes4bс помощью риботипирования, PFGE и MLVA генотипирования обнаружила, что наиболее приемлемой является разрешающая способность метода MLVA [34]. По результатам сравнительного анализа PFGE и REP-PCR маркеров, для вида E. faecium рекомендовано применение REP-PCR генотипирования [8]. Разрешающая способность фрагментного анализа генома с помощью техники AFLP позволяет обнаружить корреляцию между специфическими генотипами и фе-нотипическими или эпидемиологическими признаками, в то время как большинство молекулярных маркеров не имеют непосредственного отношения к генам вирулентности или устойчивости к антибиотикам [36].

Каждый из рассмотренных методов фрагментного анализа генома имеет свои преимущества и недостатки. В связи с этим выбор подходящего метода для ге-нотипирования микроорганизмов является непростой задачей и зависит от объекта исследования и возможностей метода, таких как воспроизводимость результатов, разрешающая способность, стоимость, время анализа, простота выполнения и интерпретации полученных данных. Кроме того, востребованным является сопоставление результатов бактериального генотипирования с клиническими и эпидемиологическими данными.

Литература:

1. Насонова ЕС. Пульс-электрофорез: теория метода, инструментальный арсенал и области применения. Цитология 2008; 50(11): 927-35.

2. Платонов МЕ, Евсеева ВВ, Светоч ТЭ, Ефременко ДВ, Кузнецова ИВ, Дентовская СВ, Куличенко АН, Анисимов АП. Филогеография полевочьих штаммов Yersinia pestis из природных очагов Кавказа и Закавказья. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология 2012; 3: 18-21.

3. Постнова ЕЛ, Сколотнева ЕС. Комплексный вид Ganoderma lucidum: внутривидовые группы штаммов с индивидуальными характеристиками. Микология и фитопатология 2009; 42(6): 63-71.

4. Сколотнева ЕС, Малеева ЮВ, Инсарова ИД, Ле-комцева СН. Генетическое разнообразие изолятов Puccinia graminis f. sp. tritici и P. graminis f. sp. secalis. Микология и альгология 2008; 42(2): 374-85.

5. Bikandi J, San MR, Rementeria A, Garaizar J. In silico analysis of complete bacterial genomes: PCR, AFLP-PCR and endonuclease restriction. Bioinformatics 2004; 20(5): 798-9.

6. Cangelosi GA, Freeman RJ, Lewis KN, Livingston-Rosanoff D, Shah KS, Milan SJ, Goldberg SV. Evaluation of a high-throughput repetitive-sequence-based PCR system for DNA fingerprinting of Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium avium complex strains. J Clin Microbiol 2004; 42(6): 2685-93.

7. Chou CH, Wang C. Genetic relatedness between Listeria monocytogenes isolates from seafood and humans using PFGE and REP-PCR. Int J Food Microbiol 2006; 110(2): 135-48.

8. Chuang Y, Wang J, Chen M, Chen YC. Comparison of an automated repetitive-sequence-based PCR microbial typing system with pulsed-field gel electrophoresis for molecular typing of vancomycin-resistant Entero-coccus faecium. J Clin Microbiol 2010; 48(8): 2897901.

9. Davis MA, Hancock DD, Besser TE, Call DR. Evaluation of pulsed-field gel electrophoresis as a tool for determining the degree of genetic relatedness between strains of Escherichia coli O157:H7. J Clin Microbiol 2003; 41(5): 1843-9.

10. Demczuk WH, Finley R, Nadon C, Spencer A, Gilmour M, Ng LK Characterization of antimicrobial resistance, molecular and phage types of Salmonella enterica se-rovar Typhi isolations. Epidemiol Infect 2010; 138(10): 1414-26.

11. Fournier PE, Zhu Y, Ogata H, Raoult D. Use of highly variable intergenic spacer sequences for multispacer typing of Rickettsia conorii strains. J Clin Microbiol 2004; 42(12): 5757-66.

12. Gzyl A, Augustynowicz E, Mosiej E, Zawadka M, Gniadek G, Nowaczek A, Slusarczyk J. Amplified fragment length polymorphism (AFLP) versus randomly amplified polymorphic DNA (RAPD) as new tools for inter- and intra-species differentiation within Bordetella. J Med Microbiol 2005; 54(4): 333-46.

13. Healy M, Huong J, Bittner T, Lising M, Frye S, Raza S, Schrock R, Manry J, RenwickA, Nieto R, Woods C, Ver-salovic J, Lupski JR. Microbial DNA typing by automated repetitive-sequence-based PCR. J Clin Microbiol 2005; 43(1): 199-207.

14. Herschleb J, Ananiev G, Schwartz DC. Pulsed-field gel electrophoresis. Nat Prot 2007; 2(3): 677-84.

15. Hoffmaster AR, Fitzgerald CC, Ribot E, Mayer LW, Popovic T. Molecular subtyping of Bacillus anthracis and the 2001 bioterrorism-associated anthrax outbreak, United States. Emerg Infect Dis 2002; 8(10): 1111-16.

16. Hulton CS, Higgins CF, Sharp PM. ERIC sequences: a novel family of repetitive elements in the genomes of Escherichia coli, Salmonella typhimurium and other en-terobacteria. Mol Microbiol 1991; 5(4): 825-834.

17. Hyytia-Trees E, Lafon P, Vauterin P, Ribot EM. Multilab-oratory validation study of standardized multiple-locus variable-number tandem repeat analysis protocol for shiga toxin-producing Escherichia coli O157: a novel approach to normalize fragment size data between capillary electrophoresis platforms. Foodborne Pathog Dis 2010; 7(2): 129-36.

18. Jin JD, Lee DS, Shin EK, Kim SJ, Jung R, Hahn TW. Molecular typing by random amplification of polymorphic DNA (RAPD) and detection of virulence genes of Salmonella enterica subspecies enterica serovar gallinarum biovar gallinarum. J Vet Med Sci 2006; 68:1321-6.

19. Johansson A, Farlow J, Larsson P. Worldwide genetic relationships among Francisella tularensis isolates

G

determined by multiple-locus variable-number tandem repeat analysis. J Bacteriol 2004; 186(17): 5808-18.

20. Kanungo S. A simplified analysis of different Escherichia coli strains by using RAPD technique. Not Bot Hort Agrobot Cluj 2009; 37(2): 257-60.

21. Kivioja T, Arvas M, Saloheimo M, Penttila M, Ukkonen E. Optimization of cDNA-AFLP experiments using genomic sequence data. Bioinformatics 2005; 21(11): 2573-9.

22. Klevytska AM, Price LB, Schupp JM, Worsham PL, Wong J, Keim P. Identification and characterization of variable-number tandem repeats in the Yersinia pestis genome. J Clin Microbiol 2001; 39(9): 3179-85.

23. Koeuth T, Versalovic J, Lupski JR. Differential subsequence conservation of interspersed repetitive Streptococcus pneumonia BOX elements in diverse bacteria. Genome Res 1995; 5(4): 408-18.

24. Le FP, Fabre M, Denoeud F, Koeck JL, Vergnaud G. High resolution, on-line identification of strains from the Mycobacterium tuberculosis complex based on tandem repeat typing. BMC Microbiol 2002; 2(1): 37. Available from: http://www.biomedcentral.com/1471-2180/2/37.

25. Leal NC, Sobreira M, Leal-Balbino TC. Evaluation of a RAPD-based typing scheme in a molecular epidemiology study of Vibrio cholerae O1, Brazil. J Appl Microbiol 2004; 96(3): 447-54.

26. Lee MS, Lee YS, Chiou CS. The suitable restriction enzymes for pulsed-field gel electrophoresis analysis of Bordetella pertussis. Diagn Micr Infec Dis 2006; 56(2): 217-219.

27. Li W, Raoult D, Fournier P. Bacterial strain typing in the genomic era. FEMS Microbiol Rev 2009; 33(5): 892916.

28. Liang SY, Watanabe H, Terajima J, Li CC, Liao JC, Tung SK, Chiou CS. Multilocus variable-number tandem-repeat analysis for molecular typing of Shigella sonnei. J Clin Microbiol 2007; 45(11): 3574-80.

29. Liao JC, Li CC, Chiou CS. Use of a multilocus variable-number tandem repeat analysis method for molecular subtyping and phylogenetic analysis of Neisseria meningitides isolates. BMC Microbiol 2006; 6(1): 44. Available from: http://www.biomedcentral.com/1471-2180/6/44.

30. Lindstedt BA. Multiple-locus variable number tandem repeats analysis for genetic fingerprinting of pathogenic bacteria. Electrophoresis 2005; 26(13): 2567-82.

31. Lista F, Faggioni G, Valjevac S. Genotyping of Bacillus anthracis strains based on automated capillary 25-loci multiple locus variable-number tandem repeats analysis. BMC Microbiol 2006; 6(1): 33. Available from: http://www.biomedcentral.com/1471-2180/6/33.

32. Matsheka MI, Lastovica AJ, Zappe H, Elisha BG. The use of (GTG)5 oligonucleotide as an RAPD primer to type Campylobacter concisus. Lett Appl Microbiol 2006; 42(6): 600-5.

33. Minion FC, Lefkowitz EJ, Madsen ML, Cleary BJ, Swartzell SM, Mahairas GG. The genome sequence

of Mycoplasma hyopneumoniae strain 232, the agent of swine mycoplasmosis. J Bacteriol 2004; 186(21): 7123-33.

34. Miya S, Kimura B, Sato M, Takahashi H, Ishikawa T, Suda T, Takakura C, Fujii T, Wiedmann M. Development of a multilocus variable-number of tandem repeat typing method for Listeria monocytogenes serotype 4b strains. Int J Food Microbiol 2008; 124(3): 239-49.

35. Monot M, Honore N, Baliere C, Ji B, Sow S, Brennan PJ, Cole ST. Are variable-number tandem repeats appropriate for genotyping Mycobacterium leprae? J Clin Microbiol 2008; 46(7): 2291-7.

36. Mortimer P, Arnold C. FAFLP: last world in microbial genotyping? J Med Microbiol 2001; 50(5): 393-5.

37. Northey G, Gal M, Rahmati A, Brazier JS. Subtyping of Closterium difficile PCR ribotype 001 by REP-PCR and PFGE. J Med Microbiol 2005; 54(6): 543-7.

38. Ogata H, Audic S, Barbe V, Artiguenave F, Fournier PE, Raoult D, Claverie JM. Selfish DNA in protein-coding genes of Rickettsia. Science 2000; 290(5490): 34750.

39. Postnova EL, Skolotneva ES. Ganoderma lucidum complex: some individual groups of strains. Microbiology 2010; 79(2): 270-6.

40. Power EGM. RAPD typing in microbiology - a technical review. J Hosp Infect 1996; 34(4): 247-65.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

41. Rezk NA, Mansour H, Ghoneim NH, Rifaat MM. Typing of Salmonella typhi strains isolated from Egypt by RAPD PCR. Biothech 2012; 2(1): 17-25.

42. Skolotneva ES, Lekomtseva SN, Kosman E. The wheat stem rust pathogen in the central region of the Russian Federation. Plant Pathology 2013; 62(5): 1003-10.

43. Snelling AM, Gerner-Smidt P, Hawkey PM, Heritage J, Parnell P, Porter C, Bodenham AR, Inglis T. Validation of use of whole-cell repetitive extragenic palindromic sequence-based PCR (REP-PCR) for typing strains belonging to the Acinetobacter calcoaceticus - Aci-netobacter baumannii complex and application of the method to the investigation of a hospital outbreak. J Clin Microbiol 1996; 34(5): 1193-202.

44. Southern EM. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. J Mol Biol 1975; 98(3): 503-17.

45. Tenover FC, Vaughn RR, McDougal LK. Multiple locus variable number tandem repeat assay analysis of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains. J Clin Microbiol 2007; 45(7): 2215-19.

46. U'Ren JM, Schupp JM, Pearson T. Tandem repeat regions within the Burkholderia pseudomallei genome and their application for high resolution genotyping. BMC Microbiol 2007; 7(1): 23. Available from: http:// www.biomedcentral.com/1471-2180/7/23.

47. van Belkum A, Struelens M, de Alphen L, Verbrugh H, Tibayrenc M. Role of genomic typing in taxonomy, evolutionary genetics, and microbial epidemiology. Clin Microbiol Rev2001; 14(3): 547-60.

48. van der Berg RJ, Schaap I, Templeton KE, Klassen CH, Kuijper EJ. Typing and subtyping of Clostridium difficile isolates by using multiple-locus variable-number

( Обзор

Review

tandem-repeat analysis. J Clin Microbiol 2007; 45(3): 1024-8.

49. Vergnaud G, Denoed F. Minisatellites: mutability and genome architecture. Genome Res 2000; 10(7): 899907.

50. Werner G, Klare I, Witte W. The current MLVA typing scheme for Enterococcus faecium is less discriminatory than MLSTand PFGE for epidemic-virulent, hospital-adapted clonal types. BMC Microbiol 2007; 7(1): 28. Available from: http://www.biomedcentral.com/1471-2180/7/28.

51. Zhao S, Mitchell SE, Meng J, Kresovich S, Doyle MP, Dean RE, Casa AM, Weller JW. Genomic typing of Escherichia coli O157: H7 by semi-automated fluorescent AFLP analysis. Microbes Infect 2000; 2(2): 107-13.

References:

1. Nasonova ES. Pulse electrophoresis: theory method, instrumental arsenal and spheres of application. Tsi-tologiya 2008; 50(11): 927-35 (in Russian).

2. Platonov ME, Evseeva VV, Svetoch TE, Efremenko DV, Kuznetsova IV, Dentovskaya SV, Kulichenko AN, Ani-simov AP. Phylogeography of field vole Yersinia pestis strains of natural foci of Caucasus and South Caucasus. Molekulyarnaya genetika, mikrobiologiya i viruso-logiya 2012; 3: 18-21 (in Russian).

3. Postnova EL, Skolotneva ES. Complex species Gano-derma lucidum: intraspecific groups of strains with individual characteristics. Mikologiya i fitopatologiya 2009; 42(6): 63-71 (in Russian).

4. Skolotneva ES, Maleeva YuV, Insarova ID, Lekomtseva SN. Genetic diversity of isolates Puccinia graminis f. sp. tritici and P. graminis f. sp. secalis. Mikologiya i al-gologiya 2008; 42(2): 374-85 (in Russian).

5. Bikandi J, San MR, Rementeria A, Garaizar J. In silico analysis of complete bacterial genomes: PCR, AFLP-PCR and endonuclease restriction. Bioinformatics 2004; 20(5): 798-9.

6. Cangelosi GA, Freeman RJ, Lewis KN, Livingston-Ro-sanoff D, Shah KS, Milan SJ, Goldberg SV. Evaluation of a high-throughput repetitive-sequence-based PCR system for DNA fingerprinting of Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium avium complex strains. J Clin Microbiol 2004; 42(6): 2685-93.

7. Chou CH, Wang C. Genetic relatedness between Listeria monocytogenes isolates from seafood and humans using PFGE and REP-PCR. Int J Food Microbiol 2006; 110(2): 135-48.

8. Chuang Y, Wang J, Chen M, Chen YC. Comparison of an automated repetitive-sequence-based PCR microbial typing system with pulsed-field gel electrophoresis for molecular typing of vancomycin-resistant Enterococ-cus faecium. J Clin Microbiol 2010; 48(8): 2897-901.

9. Davis MA, Hancock DD, Besser TE, Call DR. Evaluation of pulsed-field gel electrophoresis as a tool for determining the degree of genetic relatedness between strains of Escherichia coli O157:H7. J Clin Microbiol 2003; 41(5): 1843-9.

10. Demczuk WH, Finley R, Nadon C, Spencer A, Gilmour M, Ng LK Characterization of antimicrobial resistance,

molecular and phage types of Salmonella enterica se-rovar Typhi isolations. Epidemiol Infect 2010; 138(10): 1414-26.