CC BY
186
ОБЗОРЫ
ОБЗОРЫ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2014
УДК 617-022.7-08
МЕТОДЫ ЭРАДИКАЦИИ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ХИРУРГИЧЕСКИХ ИНФЕКЦИЙ В СОСТАВЕ МИКРОБНЫХ БИОПЛЕНОК
Ю.С. Винник*, О.В. Теплякова, А.М. Плахотникова, О.В. Перьянова, А.К. Кириченко, Н.А. Малиновская, А.Г. Гитлина
ГБОУ ВПО «Красноярский государственный медицинский университет им. проф. В.Ф. Войно-Ясенецкого» Минздрава РФ, 660022, Красноярск, Российская Федерация
Рассмотрены современные способы бактерицидного воздействия на микроорганизмы в составе бактериальных сообществ, которые могут быть реализованы в комплексном лечении хирургических инфекций. Оценены преимущества и недостатки системной антибактериальной терапии, местного антисептического воздействия, в том числе медицинским озоном, применения ферментов, низкочастотного ультразвука, энергии плазменного потока. Показана избирательность большинства используемых на практике средств и способов бактерицидного воздействия в отношении разных видов микроорганизмов. Перспективы в разработке универсальной технологии эрадикации микробных биопленок в хирургии могут быть связаны с использованием озонокислородной газовой смеси.
Ключевые слова: хирургические инфекции; микробная биопленка; чувствительность к антибиотикам; низкотемпературная плазма; NO-терапия; антисептики; озон; озонокислородная газовая смесь; ферменты; низкочастотный ультразвук; эрадикация.
THE METHODS OF MICROBIAL BIOFILMS ERADIKATION IN SURGICAL INFECTIONS
Yu.S. Vinnik, O.V Teplyakova, A.M. Plakhotnikova, O.V. Per^anova, A.K. Kirichenko,
N.A. Malinovskaya, A.G. Gitlina
Krasnoyarsk State Medical University named after prof. V.F. Voyno-Yasenetsky, 660022, Krasnoyarsk, Russian Federation
The article includes an overview of modern methods of influencing the microbial biofilm that can be implemented in a comprehensive treatment of surgical infections. Discusses the advantages and disadvantages of systemic antibiotic therapy, topical antiseptic effects, including medical ozone, application of enzymes, low-frequency ultrasonic, energy plasma stream. Research indicates selectivity of most used means and methods of bactericidal effects against various types of microorganisms. Prospects for development of a universal technology of microbial biofilm eradication in surgery may be associated with the use of ozone-oxygen gas mixture.
Key words: surgical infections; microbial biofilm; antibiotic sensitivity; nonthermal plasma; NO-therapy; antiseptics; ozone; ozone-oxygen gaseous mixture; enzymes; low-frequency ultrasound; eradication.
В последние годы на фоне неуклонного роста числа пациентов, имеющих признаки вторичной иммунодепрессии, отмечается изменение этиологической структуры и свойств возбудителей хирургических инфекций, в том числе наиболее распространенной локализации — кожи и мягких тканей [1]. Основными бактериальными агентами,
выделяемыми из гнойных ран, являются полирезистентные стафило- и стрептококки, энтеробактерии, а также представители группы неферментирующих грамотрицательных бактерий [2, 3].
Известно, что одним из наиболее древних и совершенных механизмов защиты микроорганизмов от неблагоприятных воздействий внешней среды
* Винник Юрий Семенович, доктор мед. наук, профессор, заведующий кафедрой общей хирургии. E-mail: [email protected] 660022, Красноярск, ул. Партизана Железняка, 1.
5
АННАЛЫ ХИРУРГИИ, № 3, 2014
является образование ими микробной биопленки [4]. В составе сообщества бактерии не только механически изолированы матриксом внеклеточных полимерных веществ, но и демонстрируют изменения фенотипа, а также экспрессии специфичных генов, ответственных за усиление продукции компонентов матрикса, сигнальных молекул кооперативного поведения (quorum sensing) и антибиотикорезистентности [5].
На данный момент в лечении инфекционных процессов кожи и мягких тканей используется широкий спектр методов бактерицидного воздействия [6]. Но эффективность большинства из них изучена на чистых культурах микроорганизмов, выращенных в планктонном состоянии в богатых питательными веществами средах. Такие условия далеки от реальных, поэтому целью настоящего обзора явилось обобщение сведений литературы относительно выбора средств и способов эрадика-ции возбудителей хирургических инфекций в составе микробных биопленок.
Системное применение антимикробных препаратов является неотъемлемым компонентом комплексного лечения хирургических инфекций на стационарном этапе. Вместе с тем микроорганизмы, находящиеся в составе сообщества, не всегда повторяют уровень чувствительности своей планктонной формы. Наибольшее количество исследований в этой связи посвящено биопленкам, сформированным Staphylococcus aureus, в том числе метициллин-резистентным (MRSA), и воздействию на них гликопептидами (ванкомицином). В последние годы участились сообщения о снижении уровня чувствительности стафилококков к ванкомицину [7], риске стимуляции процесса формирования биопленки при воздействии препаратом на резистентные штаммы [8] или при использовании недостаточной дозы [9].
При изучении времязависимого эффекта ри-фампицина на стафилококковой биопленке было установлено, что в концентрации 1,2 мг/мл препарат обеспечивает быстрое стартовое снижение биомассы пленки, однако в дальнейшем полного уничтожения микроорганизмов не происходит [10]. Важное значение для эрадикации биопленки имеет скорость проникновения в нее антимикробного препарата. Высокую проникающую способность и как следствие выраженный бактерицидный эффект по отношению к биопленкам, сформированным Staphylococcus epidermidis, проявляет даптомицин [11, 12]. По данным R. Singh и соавт. [13], проникновение в глубокие слои биопленок, образованных Staphylococcus aureus и Staphylococcus epidermidis, затруднено для р-лак-тамов и гликопептидов, в то время как аминогли-козиды и фторхинолоны пенетрируют беспрепятственно.
Эффективность воздействия антимикробного препарата по отношению к биопленкам, сформированным одним и тем же бактериальным штаммом, может отличаться вследствие различий жизненного цикла микроорганизмов. Подобная зависимость наблюдается у фторхинолонов (ципрофлоксацина) по отношению к Staphylococcus epidermidis [14]. Увеличение температуры стафилококковой биопленки до 45 °С повышает эффективность противомикробного воздействия даптомицина, ванкомицина, тигецик-лина, фосфомицина и цефамандола [15].
Большую эффективность по сравнению с ван-комицином в отношении биопленок, сформированных MRSA и метициллин-резистентным Staphylococcus epidermidis (MRSE), in vitro демонстрирует моксифлоксацин [16]. Исследована также эрадикационная способность высоких доз дапто-мицина, моксифлоксацина, ванкомицина, клари-тромицина и рифампицина на моделях биопленок метициллин-чувствительного Staphylococcus aureus (MSSA) и MRSA. Так, кларитромицин в комбинации с даптомицином или моксифлоксацином действует синергически по отношению к MSSA, а сочетание даптомицина с рифампицином является оптимальным в случае формирования биопленки MRSA [17].
Помимо системной антибактериальной терапии большое значение в обеспечении благоприятного исхода заболевания имеет локальная санация очага хирургической инфекции антисептическими препаратами. В составе биопленок микроорганизмы проявляют высокую устойчивость к антисептическому воздействию. В исследовании P.C. Bonez и соавт. [18] на биопленках, сформированных Acinetobacter baumannii, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, MRSA, установлено, что хлоргексидин обладает высокой антимикробной активностью только по отношению к планктонным формам микроорганизмов. Воздействие катионными антисептиками (хлоргексидином, бензалкония хлоридом) в субингибирующих концентрациях может стимулировать рост сообществ Staphylococcus epidermidis [19]. При оценке эффективности других распространенных антисептиков (повидон-йода, перекиси водорода, пропанола, спиртового раствора хлоргексидина) на биопленках Staphylococcus epidermidis была показана сравнительно низкая эффективность по-видон-йода [20].
К настоящему времени накоплен положительный клинический опыт применения новых антисептических препаратов на основе катионных поверхностно-активных соединений (мирамистин) и полигексанида (лавасепт, пронтосан) в различных областях хирургии [21—23]. Вместе с тем по результатам экспериментального исследования на моделях микробных биопленок in vitro растворы
6
ОБЗОРЫ
мирамистина и лавасепта проявляли бактерицидное действие только в отношении планктонных клеток Pseudomonas aeruginosa и не оказывали его на биопленку [24]. Клинические штаммы MRSA в составе биопленок проявляли чувствительность к обработке 10% водным раствором мирамистина и устойчивость к воздействию 0,02% водным раствором лавасепта. По отношению к штаммам Acinetobacter baumannii бактерицидный эффект мирамистина наблюдался лишь в отношении взвешенных клеток и не распространялся на биопленку, в составе которой микроорганизмы сохраняли чувствительность к лавасепту [24].
Широкое применение в хирургической практике (оториноларингология, травматология, стоматология, гинекология) нашли бактерицидные свойства медицинского озона [25—27]. С целью антисептического воздействия используется озонированный изотонический раствор хлорида натрия, озонированное масло; наружно при лечении гнойных ран и инфицированных трофических язв применяется озонокислородная газовая смесь. Вместе с тем исследования, посвященные оценке результатов локального воздействия озона на бактерии в составе микробных сообществ, носят единичных характер.
В исследовании А.Н. Лызикова идр. [28] установлена высокая резистентность клинических штаммов Pseudomonas aeruginosa по сравнению с Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Enterobacter spp., Proteus vulgaris, Candida spp., Klebsiella pneumoniae к обработке газообразным озоном: минимальная подавляющая экспозиция при концентрации окислителя 15 мг/л достигала 40 мин, при концентрации 2,5 мг/л — 50 мин.
М.В. Кузнецовой и др. [29] отмечено, что 10-минутная обработка нозокомиальных штаммов Pseudomonas aeruginosa озонированным физиологическим раствором с концентрациями 2,5—5,0 мг/л способствовала увеличению пленкообразующей способности микроорганизма. При этом штаммы, подвергнутые обработке озонированным раствором, характеризовались большей чувствительностью к антибактериальным препаратам, о чем свидетельствовало снижение минимальных подавляющих концентраций. Концентрация озона 7,5 мг/л значимо замедляла процесс пленкообразования планктонными формами Pseudomonas aeruginosa и приводила к практически полному разрушению сформированных биопленок.
Ю.С. Винник и др. [24, 30] изучили влияние озонокислородной газовой смеси в концентрации 40 мг/л на планктонные и структурированные в биопленку клинические штаммы Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii и MRSA. Показано, что в отличие от широко применяемых на
практике растворов антисептиков (в том числе озонированного физиологического раствора в концентрации 8 мг/л) озонокислородная газовая смесь с концентрацией 40 мг/л способствует эффективной неспецифической эрадикации сообществ вышеуказанных микроорганизмов. Результаты исследования B. Fontes идр. [31] свидетельствуют об эффективной эрадикации колоний Escherichia coli; MRSA; MSSA; ванкомицин-резис-тентного Enterococcus faecalis; Klebsiella pneumoniae, продуцирующей р-лактамазы расширенного спектра; карбапенемрезистентного Acinetobacter baumannii и чувствительной только к карбапене-мам Pseudomonas aeruginosa после 5-минутного воздействия озонокислородной газовой смесью в концентрации 20 мг/л.
К настоящему времени накоплен большой клинический опыт местного применения ферментных препаратов для быстрого очищения ран и трофических язв. В последние годы ферменты привлекают внимание специалистов как средство эффективного воздействия не только на бактериальные клетки, но и на компоненты полимерного матрикса биопленок. При изучении действия лизоцима и декстраназы на Escherichia coli и Klebsiella pneumoniae в составе монобактериальных сообществ показано преимущество лизоцима, а также острофазового белка лактоферрина в ликвидации биопленочной формы Klebsiella pneumoniae. Штаммы Escherichia coli в составе микробных биопленок проявляли устойчивость к обработке вышеуказанными соединениями [32]. Значительно затрудняет процесс формирования биопленок Staphylococcus aureus присутствие фермента а-амилазы: снижается агрегационная способность микробных клеток, отмечается значительное снижение плотности сформированной биопленки [33]. Большой эффективностью в отношении лизиса компонента пептидогликана стафилококковых клеток, а также структур матрикса биопленки обладает эндопептидаза лизостафин. Вместе с тем авторами отмечено существование лизостафин-резистентных штаммов Staphylococcus aureus [34]. В исследовании на биопленках штаммов Staphylococcus epidermidis и Staphylococcus aureus, в том числе метициллин-ре-зистентных, доказано, что лизостафин в комбинации с оксациллином действует синергически и приводит к значительному снижению микробной биомассы [35]. При формировании Staphylococcus aureus катетер-ассоциированных биопленок в эксперименте у мышей лизостафин проявлял эффект как средство комплексной и превентивной терапии [36].
В отношении альгинат-продуцирующих штаммов Pseudomonas aeruginosa бактерицидным эффектом обладало комбинированное использование альгинат-лиазы и антибактериальных препаратов (гентамицина или цефтазидима), в то время
7
АННАЛЫ ХИРУРГИИ, № 3, 2014
как их изолированное действие не позволяло достичь эрадикации биопленок [37]. Установлено увеличение чувствительности к гентамицину, ци-профлоксацину биопленочных форм мультирезистентных штаммов Pseudomonas aeruginosa в присутствии фермента лактоназы [38]. Описанные сведения позволяют рассматривать ферменты как средство комплексной терапии инфекций, ассоциированных с формированием микробных сообществ.
Современным методом борьбы с инфекциями кожи и мягких тканей является воздействие плазменным потоком. Технология плазменного потока применяется для ускорения очищения ран и стимуляции репарации во многих областях хирургии, в том числе у больных с инфекциями кожи и мягких тканей разных уровней, ожоговыми ранами, в травматологии [39—41]. Под термином «плазма» понимают ионизированный поток газа с равным количеством положительно и отрицательно заряженных частиц. В качестве газового источника плазмы в медицине используют атмосферный воздух, а также изолированные инертные газы: азот, гелий, аргон и другие [42].
Механизмом бактерицидного действия плазменного потока является поляризация в зоне разряда. При этом бактерии оказываются в газовой фазе в окружении активных и заряженных частиц, а также под действием сильного электрического поля, способного осуществить электропорацию клеточной стенки [43]. Помимо собственно электрической активности плазменного потока, на мембрану бактериальной клетки обрушивается мощный поток свободных радикалов: O-, OH-, OOH-, Н+, а также экзогенного оксида азота (NO).
В нашей стране экзогенный NO генерируется плазмохимическим аппаратом «ПЛАЗОН», разработанным специалистами Первого МГМУ им. И.М. Сеченова и МГТУ им. Н.Э. Баумана [44]. Установлено, что микромолярные концентрации экзогенного NO подавляют процесс пленкообразования Lactobacillusplantarum [45]. В качестве антисептического физического агента при воздействии на сформированные биопленки в большинстве случаев используется низкотемпературная плазма [46, 47].
Поток низкотемпературной плазмы быстро инактивирует свободно живущие, планктонные формы Escherichia coli и Staphylococcus aureus, в том числе метициллин-резистентные, а также микроорганизмы, структурированные в биопленках. Необходимо отметить несколько большую по сравнению со стафилококками резистентность Escherichia coli к подобному воздействию [48].
Эффективность воздействия плазменного потока на биопленку зависит от времени экспозиции
и мощности потока на единицу поверхности. При оценке кривой выживаемости бактерий отмечен ее двухфазный характер. Первая фаза характеризуется стремительным увеличением скорости уничтожения бактерий, вторая — ее постепенным снижением [49, 50]. В целом, по сведениям M.Y. Alkawareek и соавт. [51], исследовавших особенности биопленок Bacillus cereus, Staphylococcus aureus, Escherichia coli и Pseudomonas aeruginosa, отмечено, что инактивация пленочных форм грам-отрицательных бактерий при помощи плазменного воздействия требует более длительной экспозиции плазменного потока по сравнению с грамположи-тельными. Существенное значение в обеспечении эффекта бактерицидного воздействия, по мнению R. Matthes и соавт. [52], имеет тип газового источника плазменного потока.
Одним из наиболее изученных физических методов воздействия на очаг хирургической инфекции является применение низкочастотного ультразвука. С помощью метода сканирующей электронной микроскопии в клинических условиях установлено, что ультразвуковая обработка способствовала эффективному разрушению биопленок надкостницы пациентов с гнойно-некротическими осложнениями синдрома диабетической стопы [53]. При моделировании монобактериальных биопленок Pseudomonas aeruginosa на поверхности гнойных ран в эксперименте у кроликов достигнуто разрушение сообществ под действием низкочастотного ультразвука, что подтверждено результатами сканирующей электронной микроскопии и динамикой экспрессии провоспалительных цитокинов [54].
Изучена эффективность применения низкочастотного ультразвука в отношении биопленок Escherichia coli в комбинации с антибактериальными препаратами. Ультразвук низкой частоты (28—48 кГц) и малой мощности (300 мВт/см2) при воздействии в течение 24 ч в комбинации с амино-гликозидными антибиотиками приводил к значительному снижению биомассы биопленки, сформированной Escherichia coli, но вызывал умеренное повреждающее действие на ткани [55]. Напротив, по отношению к Pseudomonas aeruginosa комбинированное воздействие не приводило к существенному снижению биомассы [56]. Отмечено, что экспозиция ультразвука 1,0 Вт/см2 и обработка биопленки Staphylococcus epidermidis ванкомицином способствует более значительному снижению биомассы, чем аналогичные изолированные воздействия [57]. Результаты исследований Y. Dong и соавт. подтверждают синергизм низкочастотного ультразвука и ванкомицина в действии против биопленочных форм Staphylococcus epidermidis [58].
Таким образом, на сегодняшний день имеется значительный выбор химических, физических
8
ОБЗОРЫ
и биологических методов эрадикации микробных биопленок в хирургии. Вместе с тем большая часть используемых средств обладает избирательным эффектом, проявляющимся в той или иной степени в зависимости от структурных особенностей бактериальных клеток и продуцируемого матрикса, а также фазы метаболизма микроорганизмов. Клиническим потребностям универсальности эффекта в отношении полимикробных сообществ в наибольшей степени отвечает воздействие озонокислородной газовой смесью. При этом отсутствие оборудования, позволяющего эффективно использовать медицинский озон в газовой фазе без превышения предельно допустимой концентрации во внешней атмосфере, отсутствие сведений о безопасности такого воздействия по отношению к биологическим тканям определяет дальнейшую актуальность фундаментальных исследований в этом направлении.
Литература
1. Савельев В.С. (ред.). Хирургические инфекции кожи имягких тканей. Российские национальные рекомендации. М.: Боргес; 2009.
2. Клейн К.В., Бачманов А.Е. Общеклиническое обследование пациентов с гнойными ранами в условиях ЦРБ. Прикладные информационные аспекты медицины. 2009; 12 (11): 113—7.
3. Дибиров М.Д., Гаджимурадов Р.У., Лебедев В.В., Терещенко С.А. Выбор антибактериальной терапии в лечении гнойных осложнений синдрома диабетической стопы. Инфекции в хирургии. 2013; 11 (2): 31—6.
4. Винник Ю.С., Перьянова О.В., Онзуль Е.В., Теплякова О.В. Микробные биопленки в хирургии: механизмы образования, лекарственная устойчивость, пути решения проблемы. Новости в хирургии. 2010; 18 (6): 115—25.
5. Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Кончакова Е.Д., Лазарева А.В., Чистякова В.П. Антибиотикорезистентность биоплёночных бактерий. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2012; 14 (1): 51—8.
6. Винник Ю.С., Маркелова Н.М., Тюрюмин В.С. Современные методы лечения гнойных ран. Сибирское медицинское обозрение. 2013; 1: 18—24.
7. Weigel L.M., Donlan R.M., Shin D.H., Jensen B., Clark N.C., McDougal L.K. е1 al. High level vancomycin-resistant Staphylococcus aureus isolates associated with a polymicrobial biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2007; 51 (1): 231-8.
8. Hsu C.Y., Lin M.H., Chen C.C., Chien S.C., Cheng Y.H., Su I.N. et al. Vancomycin promotes the bacterial autolysis, release of extracellular DNA, and biofilm formation in vancomycin-non-susceptible Staphylococcus aureus. FEMS immunology and medical microbiology. 2011; 63 (2): 236-47.
9. Cargill J.S., Upton M. Low concentrations of vancomycin stimulate biofilm formation in some clinical isolates of Staphylococcus epidermidis. J. Clinic. Pathol. 2009; 62 (12): 1112-6.
10. Gattringer K.B., Suchomel M., Eder M., Lassnigg A.M., Graninger W., Presterl E. Time dependent effects of rifampicin on Staphylococcal biofilms. Intern. J. Artificial Organs. 2010; 33 (9): 621-6.
11. Stewart P.S., Davison WM., Steenbergen J.N. Daptomycin rapidly penetrates a Staphylococcus epidermidis biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2009; 53 (8): 3505-7.
12. Leite B., Gomes F., Teixeira P., Souza C., Pizzolitto E., Oliveira R. In vitro activity of daptomycin, linezolid and rifampicin on Staphylococcus epidermidis biofilms. Cur. Microbiol. 2011; 63 (3): 313-7.
13. Singh R., Ray P, Das A., Sharma M. Penetration of antibiotics through Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms. J. Antimicrob. Chemother. 2010; 65 (9): 1955-8.
14. Duguid I.G., Evans E., Brown M.R., Gilbert P Growth-rate-independent killing by ciprofloxacin of biofilm-derived Staphylococcus epidermidis; evidence for cell-cycle dependency. J. Antimicrob. Chemother. 1992; 30 (6): 791-802.
15. Hajdu S., Holinka J., Reichmann S., Hirschl A.M., Graninger W., Presterl E. Increased temperature enhances the antimicrobial effects of daptomycin, vancomycin, tigecycline, fos-fomycin, and cefamandole on staphylococcal biofilms. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2010; 54 (10): 4078-84.
16. Salem A.H., Elkhatib W.F., Ahmed G.F., Noreddin A.M. Pharmacodynamics of moxifloxacin versus vancomycin against biofilms of methicillin-resistant Staphylococcus aureus and epidermidis in vitro model. J. Chemother. 2010; 24 (4): 238-42.
17. Parra-Ruiz J., Vidaillac C., Rose W.E., Rybak M.J. Activities of high-dose daptomycin, vancomycin, and moxifloxacin alone or in combination with clarithromycin or rifampin in a novel in vitro model of Staphylococcus aureus biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2010; 54 (10): 4329-34.
18. Bonez PC., Dos Santos Alves C.F., Dalmolin T.V., Agertt V.A., Mizdal C.R., Flores V.C. Сhlorhexidine activity against bacterial biofilms. Am. J. Infect. Control. 2013; 41 (12): 119-22.
19. Houari A., Di Martino P Effect of chlorhexidine and benzalko-nium chloride on bacterial biofilm formation. Letters in Applied Microbiology. 2007; 45 (6): 652-6.
20. Presterl E., Suchomel M., Eder M., Reichmann S., Lassnigg A., Graninger W. et al. Effects of alcohols, povidone-iodine and hydrogen peroxide on biofilms Staphylococcus epidermidis. J. Antimicrob. Chemother. 2007; 60 (2): 417-20.
21. Воробьев С.А., Левчик Е.Ю. Опыт применения раствора и геля «Пронтосан» в местном лечении гнойных ран различного происхождения. Уральский медицинский журнал. 2009; 1: 71-5.
22. Поповская С.Г., Чернов В.Н. Применение лавасепта у больных с гнойными заболеваниями мягких тканей. Биомедицина. 2006; 1 (3): 107-9.
23. Чернецкая Ю.Г., Дедюшко Н.А., Трухачева Т.В., Жебеньтя-ева А.И., Петров П.Т. Противомикробная активность новых лекарственных средств на основе гидрогелевых полимерных частиц. Вестник фармации. 2009; 3 (45): 63-75.
24. Винник Ю.С., Теплякова О.В., Перьянова О.В., Тяпкин С.И., Соседова Е.В. Адгезивная активность микроорганизмов в выборе дренажного полимера и местных антисептиков при инфицированном панкреонекрозе. Анналы хирургической гепатологии. 2013; 18 (4): 100-8.
25. Винник Ю.С., Якимов С.В., Микитин И.Н., Карапетян Г.Э., Теплякова О.В., Якимова Я.С. Применение низкочастотного ультразвука и озонированного масла в лечении больных с длительно незаживающими гнойными заболеваниями мягких тканей. Медицинский альманах. 2013; 3: 125-6.
26. Буренок Е.И., Лобанова Е.Г., Соловьева И.Г., Зыкова М.В. Применение озонированного физиологического раствора для промывания верхнечелюстных пазух при гнойных верхнечелюстных синуситах. Медицинский альманах. 2013; 3 (27): 98-9.
27. Ишутов И.В., Алексеев Д.Г. Основные принципы озонотерапии в лечении пациентов с хроническим остеомиелитом. Вестник экспериментальной и клинической хирургии. 2011; 4 (2): 314-20.
28. Лызиков А.Н., Скуратов А.Г. Модификация аппарата местной дарсонвализации для локальной озонотерапии гнойно-воспалительных заболеваний мягких тканей. Новости хирургии. 2006; 14 (3): 23-32.
29. Кузнецова М.В., Николаева Н.В., Розанова С.М., Карпунина Т.И. Формирование биопленок нозокомиальными штаммами Pseudomonas aeruginosa. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2011; 4: 8-14.
30. Винник Ю.С., Теплякова О.В., Перьянова О.В., Он-зуль Е.В., Козлов В.В. Значение пленкообразующей способности культур стафилококков в выборе дренажного полимера и местных антисептиков при инфицированном
9
АННАЛЫ ХИРУРГИИ, № 3, 2014
панкреонекрозе. Вестник экспериментальной и клинической хирургии. 2011; 4: 643—7.
31. Fontes B., Heimbecker A.M.C., Brito G.S., Costa S.F., Heijden I.M., Levin A.S., Rasslan S. Effect of low-dose gaseous ozone on pathogenic bacteria. BMC Infectious Diseases. 2012; 12: 358-63.
32. Sheffield C.L., Crippen T.L., Poole T.L., Beier R.C. Destruction of single-species biofilms of Escherichia coli or Klebsiella pneumoniae subsp. pneumoniae by dextranase, lactoferrin, and lysozyme. International microbiology: the official journal of the Spanish Society for Microbiology. 2012; 15 (4): 185-9.
33. Craigen B., Dashiff A., Kadouri D.E. The use of commercially available alpha-amylase compounds to inhibit and remove Staphylococcus aureus biofilms. Open Microbiol. J. 2011; 5: 21-31.
34. Wu J.A., Kusuma C., Mond J.J., Kokai-Kun J.F.Lysostaphin disrupts Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms on artificial surfaces. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2003; 47 (11): 3407-14.
35. Walencka E., Sadowska B., Rozalska S., Hryniewicz W., Ryzal-ska B. Lysostaphin as a potential therapeutic agent for staphylococcal biofilm eradication. Polish J. Microbiol. 2005; 54 (3): 191-200.
36. Kokai-Kun J.F., Chanturiya T., Mond J.J. Lysostaphin eradicates established Staphylococcus aureus biofilms in jugular vein catheterized mice. J. Antimicrobial Chemotherapy. 2009; 64 (1): 94-100.
37. Alkawash M.A., Soothill J.S., Schiller N.L. Alginate lyase enhances antibiotic killing of mucoid Pseudomonas aeruginosa in biofilms. APMIS. 2006; 114 (2): 131-8.
38. Kiran S., Sharma P, Harjai K., Capalash N. Enzymatic quorum quenching increases antibiotic susceptibility of multidrug resistant Pseudomonas aeruginosa. Iran. J. Microbiol. 2011; 3 (1): 1-12.
39. Хасанов А.Г., Нуртдинов М.А., Нигматзятов С.С., Сака-ев РШ. Результаты применения плазменных потоков в комплексном лечении хронического остеомиелита. Вестник экспериментальной и клинической хирургии. 2010; 3 (3): 207-9.
40. Яськов И.М., Трошин В.П.,Кириллов С.К., Королев А.А., Мартынович А.И., Лавренов С.А. Применение плазменного потока гелия для заживления глубоких ожоговых ран. Медицинская техника. 2010; 2: 43-6.
41. Шулутко А.М., Османов Э.Г., Скопинцев В.Б. идр. Применение воздушно-плазменного потока при высоких ампутациях у больных с облитерирующими заболеваниями артерий нижних конечностей. Российский медицинский журнал. 2011; 1: 23-6.
42. Shintani H., Sakudo A., Burke P, McDonnell G. Gas plasma sterilization of microorganizm and mechanism of action. Experimental and therapeutic medicine. 2010; 1 (5): 731-8.
43. Акишев Ю.С., Грушин М.Е., Каральник В.Б., Труш-кин Н.И., Холоденко В.П., Чугунов В.А. и др. Применение неравновесной низкотемпературной плазмы атмосферного давления для стерилизации бактерий. Альманах клинической медицины. 2006; 12: 101.
44. Марченко С.Б., Макарченко В.Е. Опыт применения плазменного скальпеля-коагулятора «Плазон» в условиях гарнизонного военно-морского госпиталя. Здоровье. Медицинская экология. Наука. 2012; 1-2 (47-48): 89-92.
45. Яруллина Д.Р., Вакатова Л.В., Криворучко Л.В., Рубцова Е.В., Ильинская О.Н. Влияние экзогенного и эндогенного оксида азота на образование биопленок у Lactobacillus plantarum. Микробиология. 2013; 82 (4): 417.
46. Sladek R.E., Filoche S.K., Sissons C.H., Stoffels E. Treatment of Streptococcus mutans biofilms with a nonthermal atmospheric plasma. Letters in applied microbiology. 2007; 45 (3): 318-23.
47. Ferrell J.R., Shen F., Grey S.F., Woolverton C.J. Pulse-based non-thermal plasma (NTP) disrupts the structural characteristics of bacterial biofilms. Biofouling. 2013; 29(5): 585-99.
48. Joshi S.G., Paff M., Friedman G., Fridman G., Fridman A., Brooks A.D. Control of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in planktonic form and biofilms: a biocidal efficacy study
of nonthermal dielectric-barrier discharge plasma. Am. J. Infection Control. 2010; 38 (4): 293-301.
49. Joaquin J.C., Kwan C., Abramzon N, Vandervoort K., Brelles-Marfeo G. Is gas-discharge plasma a new solution to the old problem of biofilm inactivation. Microbiology. 2009; 155 (3): 724-32.
50. Alkawareek M.Y., Algwari Q.T., Laverty G., Gorman S.P., Graham W.G., O'Connell D. et al. Eradication of Pseudomonas aeruginosa biofilms by atmospheric pressure non-thermal plasma. PLoS ONE. 2012; 7 (8): e44289.
51. Alkawareek M.Y., Algwari Q.T., Gorman S.P., Graham WG., O'Connell D., Gilmore B.F. Application of atmospheric pressure nonthermal plasma for the in vitro eradication of bacterial biofilms. FEMSImmunol. Med. Microbiol. 2012; 65 (2): 381-4.
52. Matthes R., Bender C., Schluter R., Koban I., Bussiahn R., Reuter S. et al. Antimicrobial efficacy of two surface barrier discharges with air plasma against in vitro biofilms. PLoS ONE. 2013; 8 (7): e70462.
53. Рисман Б.В., Рыбальченко О.В., Чмырев И.В. Роль ультразвуковой кавитации в подавлении бактериальных биопленок у пациентов с гнойно-некротическими осложнениями синдрома диабетической стопы. Вестник Российской военно-медицинской академии. 2011; 2: 18-22.
54. Seth A.K., Nguyen K.T., Geringer M.R., Hong S.J., Leung K.P, Mustoe T.A. et al. Noncontact, low-frequency ultrasound as an effective therapy against Pseudomonas aeruginosa-infected biofilm wounds. Wound repair and regeneration: official publication of the Wound Healing Society and the European Tissue Repair Society. 2013; 21 (2): 266-74.
55. Rediske A.M., Roeder B.L., Brown M.K., Nelson J.L., Robison R.L., Draper D.O. et al. Ultrasonic enhancement of antibiotic action on Escherichia coli biofilms: an in vivo model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 1999; 43 (5): 1211-4.
56. Carmen J.C., Roeder B.L., Nelson J.L., Ogilvie R.L., Robison R.A., Schaalje G.B. et al. Treatment of biofilm infections on implants with low-frequency ultrasound and antibiotics. Am. J. Infection Control. 2005; 33 (2): 78-82.
57. He N., Hu J., Liu H., Zhu T., Huang B., Wang X. et al. Enhancement of vancomycin activity against biofilms by using ultrasound-targeted microbubble destruction. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2011; 55 (11): 5331-7.
58. Dong Y., Chen S., Wang Z., Peng N., Yu J. Synergy of ultrasound microbubbles and vancomycin against Staphylococcus epi-dermidis biofilm. J. Antimicrob. Chemother. 2013; 68 (4): 816-26.
References
1. Savel'ev V.S. (red.). Surgical infections of the skin and soft tissues. Russian national recommendations. Moscow: Borges; 2009 (in Russian).
2. Kleyn K.V., Bachmanov A.E. Clinical examination of patients with purulent wounds under CRH. Prikladnye informatsionnye aspekty meditsiny. 2009; 11: 113-7 (in Russian).
3. Dibirov M.D., Gadzhimuradov R.U., Lebedev V.V., Tereshchenko S.A. Choice of antibiotic therapy in the treatment of septic complications of diabetic foot syndrome. Infektsii v khirurgii. 2013; 11 (2): 31-6 (in Russian).
4. Vinnik Yu.S., Per'yanova O.V., Onzul' E.V., Teplya-kova O.V. Microbial biofilms in surgery: mechanisms of formation, drug resistance, the way to solve the problem. Novosti v khirurgii. 2010; 18 (6): 115-25 (in Russian).
5. Chebotar' I.V., Mayanskiy A.N., Konchakova E.D., Lazareva A. V., Chistyakova V.P. Antibiotic resistance biofilm bacteria. Klinicheskaya mikrobiologiya i antimikrobnaya khimioterapiya. 2012; 14 (1): 51-8 (in Russian).
6. Vinnik Yu.S., Markelova N.M., Tyuryumin V.S. Modern methods of treatment of purulent wounds. Sibirskoe meditsinskoe obozrenie. 2013; 1: 18-24 (in Russian).
7. Weigel L.M., Donlan R.M., Shin D.H., Jensen B., Clark N.C., McDougal L.K. еt al. High level vancomycin-resistant Staphylococcus aureus isolates associated with a polymicrobial biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2007; 51 (1): 231-8.
10
ОБЗОРЫ
8. Hsu C.Y., Lin M.H., Chen C.C., Chien S.C., Cheng Y.H., Su I.N. et al. Vancomycin promotes the bacterial autolysis, release of extracellular DNA, and biofilm formation in vancomycin-non-susceptible Staphylococcus aureus. FEMS immunology and medical microbiology. 2011; 63 (2): 236—47.
9. Cargill J.S., Upton M. Low concentrations of vancomycin stimulate biofilm formation in some clinical isolates of Staphylococcus epidermidis. J. Clinic. Pathol. 2009; 62 (12): 1112-6.
10. Gattringer K.B., Suchomel M., Eder M., Lassnigg A.M., Graninger W., Presterl E. Time dependent effects of rifampicin on Staphylococcal biofilms. Intern. J. Artificial Organs. 2010; 33 (9): 621-6.
11. Stewart P.S., Davison WM., Steenbergen J.N. Daptomycin rapidly penetrates a Staphylococcus epidermidis biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2009; 53 (8): 3505-7.
12. Leite B., Gomes F., Teixeira P., Souza C., Pizzolitto E., Oliveira R. In vitro activity of daptomycin, linezolid and rifampicin on Staphylococcus epidermidis biofilms. Cur. Microbiol. 2011; 63 (3): 313-7.
13. Singh R., Ray P., Das A., Sharma M. Penetration of antibiotics through Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms. J. Antimicrob. Chemother. 2010; 65 (9): 1955-8.
14. Duguid I.G., Evans E., Brown M.R., Gilbert P. Growth-rate-independent killing by ciprofloxacin of biofilm-derived Staphylococcus epidermidis; evidence for cell-cycle dependency. J. Antimicrob. Chemother. 1992; 30 (6): 791-802.
15. Hajdu S., Holinka J., Reichmann S., Hirschl A.M., Graninger W., Presterl E. Increased temperature enhances the antimicrobial effects of daptomycin, vancomycin, tigecycline, fos-fomycin, and cefamandole on staphylococcal biofilms. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2010; 54 (10): 4078-84.
16. Salem A.H., Elkhatib W.F., Ahmed G.F., Noreddin A.M. Pharmacodynamics of moxifloxacin versus vancomycin against biofilms of methicillin-resistant Staphylococcus aureus and epi-dermidis in vitro model. J. Chemother. 2010; 24 (4): 238-42.
17. Parra-Ruiz J., Vidaillac C., Rose WE., Rybak M.J. Activities of high-dose daptomycin, vancomycin, and moxifloxacin alone or in combination with clarithromycin or rifampin in a novel in vitro model of Staphylococcus aureus biofilm. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2010; 54 (10): 4329-34.
18. Bonez PC., Dos Santos Alves C.F., Dalmolin T.V., Agertt V.A., Mizdal C.R., Flores V.C. Chlorhexidine activity against bacterial biofilms. Am. J. Infect. Control. 2013; 41 (12): 119-22.
19. Houari A., Di Martino P. Effect of chlorhexidine and benzalko-nium chloride on bacterial biofilm formation. Letters in Applied Microbiology. 2007; 45 (6): 652-6.
20. Presterl E., Suchomel M., Eder M., Reichmann S., Lassnigg A., Graninger W. et al. Effects of alcohols, povidone-iodine and hydrogen peroxide on biofilms Staphylococcus epidermidis. J. Antimicrob. Chemother. 2007; 60 (2): 417-20.
21. Vorob'ev S.A., Levchik E.Yu. Experience of using the solution and gel "Prontosan" in the local treatment of purulent wounds of various origins. Ural'skiy meditsinskiy zhurnal. 2009; 1: 71-5 (in Russian).
22. Popovskaya S.G., Chernov V.N. Application lavasepta patients with purulent diseases of soft tissues. Biomeditsina. 2006; 1 (3): 107-9 (in Russian).
23. Chernetskaya Yu.G., Dedyushko N.A., Trukhacheva T.V., Zhe-ben'tyaeva A.I., Petrov PT. Antimicrobial activity of new drugs based on hydrogel polymer particles. Vestnik farmatsii. 2009; 3-45: 63-75 (in Russian).
24. Vinnik Yu.S., Teplyakova O.V., Per'yanova O.V., Tyapkin S.I., Sosedova E.V Adhesive activity of microorganisms in the choice of polymer drainage and local antiseptics in nfitsirovannom pancreonecrosis. Annaly khirurgicheskoy gepatologii. 2013; 18 (4): 100-8 (in Russian).
25. Vinnik Yu.S., Yakimov S.V., Mikitin I.N., Karapetyan G.E., Teplyakova O.V., Yakimova Ya.S. Application low-frequency ultrasound and ozonized oil in treating patients with nonhealing purulent diseases of soft tissues. Meditsinskiy al'manakh. 2013; 3: 125-6 (in Russian).
26. Burenok E.I., Lobanova E.G., Solov'eva I.G., Zykova M.V. The use of ozonated saline solution for rinsing the maxillary sinuses
in purulent maxillary sinusitis. Meditsinskiy al'manakh. 2013; 3 (27): 98-9 (in Russian).
27. Ishutov I.V., Alekseev D.G. Basic principles of ozone therapy in the treatment of patients with chronic osteomyelitis. Vestnik eksperimental'noy i klinicheskoy khirurgii. 2011; 4 (2): 314-20 (in Russian).
28. Lyzikov A.N., Skuratov A.G. Modification of device local dar-sonvalizatsii for local ozone therapy of inflammatory diseases of soft tissues. Novosti khirurgii. 2006; 14 (3): 23-32 (in Russian).
29. Kuznetsova M.V., Nikolaeva N.V, Rozanova S.M., Karpunina T.I. Biofilm formation of nosocomial strains of Pseudomonas aeruginosa. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunobiologii. 2011; 4: 8-14 (in Russian).
30. Vinnik Yu.S., Teplyakova O.V., Per'yanova O.V, Onzul' E.V., Kozlov V.V. Meaning of the film-forming ability of cultures of staphylococci in choosing polymer drainage and local antiseptics in infected necrotizing pancreatitis. Vestnik eksperimental'noy i klinicheskoy khirurgii. 2011; 4 (4): 666-70 (in Russian).
31. Fontes B., Heimbecker A.M.C., Brito G.S., Costa S.F., Heijden I.M., Levin A.S., Rasslan S. Effect of low-dose gaseous ozone on pathogenic bacteria. BMC Infectious Diseases. 2012; 12: 358-63.
32. Sheffield C.L., Crippen T.L., Poole T.L., Beier R.C. Destruction of single-species biofilms of Escherichia coli or Klebsiella pneumoniae subsp. pneumoniae by dextranase, lactoferrin, and lysozyme. International microbiology: the official journal of the Spanish Society for Microbiology. 2012; 15 (4): 185-9.
33. Craigen B., Dashiff A., Kadouri D.E. The use of commercially available alpha-amylase compounds to inhibit and remove Staphylococcus aureus biofilms. Open Microbiol. J. 2011; 5: 21-31.
34. Wu J.A., Kusuma C., Mond J.J., Kokai-Kun J.F. Lysostaphin disrupts Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms on artificial surfaces. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2003; 47 (11): 3407-14.
35. Walencka E., Sadowska B., Rozalska S., Hryniewicz W., Ryzal-ska B. Lysostaphin as a potential therapeutic agent for staphylococcal biofilm eradication. Polish J. Microbiol. 2005; 54 (3): 191-200.
36. Kokai-Kun J.F., Chanturiya T., Mond J.J. Lysostaphin eradicates established Staphylococcus aureus biofilms in jugular vein catheterized mice. J. Antimicrobial Chemotherapy. 2009; 64 (1): 94-100.
37. Alkawash M.A., Soothill J.S., Schiller N.L. Alginate lyase enhances antibiotic killing of mucoid Pseudomonas aeruginosa in biofilms. APMIS. 2006; 114 (2): 131-8.
38. Kiran S., Sharma P, Harjai K., Capalash N. Enzymatic quorum quenching increases antibiotic susceptibility of multidrug resistant Pseudomonas aeruginosa. Iran. J. Microbiol. 2011; 3 (1): 1-12.
39. Hasanov A.G., Nurtdinov M.A., Nigmatzjatov S.S., Saka-ev R.Sh. Results of application of plasma flows in the treatment of chronic osteomyelitis. Vestnik eksperimental'noy i klinicheskoy hirurgii. 2010; 3 (3): 207-9 (in Russian).
40. Jas'kov I.M., Troshin V.P,Kirillov S.K., Korolev A.A., Marty-novich A.I., Lavrenov S.A. Application of plasma flow of helium for deep healing ofburn wounds. Medicinskaja tekhnika. 2010; 2: 43-6 (in Russian).
41. Shulutko A.M., Osmanov Je.G., Skopincev V.B. et al. The use of air-plasma flow at high amputations in patients with obliterating diseases of lower limb arteries. Rossijskiy meditsinskiy zhurnal. 2011; 1: 23-6 (in Russian).
42. Shintani H., Sakudo A., Burke P, McDonnell G. Gas plasma sterilization of microorganizm and mechanism of action. Experimental and therapeutic medicine. 2010; 1 (5): 731-8.
43. Akishev Yu.S., Grushin M.E., Karal'nik V.B., Trushkin N.I., Holodenko V.P., Chugunov V.A. et al. The use of nonequilibrium low-temperature atmospheric pressure plasma to sterilize bacteria. Al'manakh klinicheskoy meditsiny. 2006; 12: 101 (in Russian).
44. Marchenko S.B., Makarchenko V.E. Experience of using a plasma scalpel - coalescent "Plazon" in a garrison Naval Hospital. Zdorov'e. Meditsinskaya ekologiya. Nauka. 2012; 1-2 (47-8): 89-92 (in Russian).
11
АННАЛЫ ХИРУРГИИ, № 3, 2014
45. Yarullina D.R., Vakatova L.V., Krivoruchko L.V., Rubtsova E.V, Il'inskaya O.N. Effect of exogenous and endogenous nitric oxide on the formation of biofilms in Lactobacillus plantarum. Mikrobiologiya. 2013; 82 (4): 417 (in Russian).
46. Sladek R.E., Filoche S.K., Sissons C.H., Stoffels E. Treatment of Streptococcus mutans biofilms with a nonthermal atmospheric plasma. Letters in applied microbiology. 2007; 45 (3): 318-23.
47. Ferrell J.R., Shen F., Grey S.F., Woolverton C.J. Pulse-based non-thermal plasma (NTP) disrupts the structural characteristics of bacterial biofilms. Biofouling. 2013; 29(5): 585-99.
48. Joshi S.G., Paff M., Friedman G., Fridman G., Fridman A., Brooks A.D. Control of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in planktonic form and biofilms: a biocidal efficacy study of nonthermal dielectric-barrier discharge plasma. Am. J. Infection Control. 2010; 38 (4): 293-301.
49. Joaquin J.C., Kwan C., Abramzon N, Vandervoort K., Brelles-Marico G. Is gas-discharge plasma a new solution to the old problem of biofilm inactivation. Microbiology. 2009; 155 (3): 724-32.
50. Alkawareek M.Y., Algwari Q.T., Laverty G., Gorman S.P, Graham W.G., O'Connell D. et al. Eradication of Pseudomonas aeruginosa biofilms by atmospheric pressure non-thermal plasma. PLoS ONE. 2012; 7 (8): e44289.
51. Alkawareek M.Y., Algwari Q.T., Gorman S.P., Graham W.G., O'Connell D., Gilmore B.F. Application of atmospheric pressure nonthermal plasma for the in vitro eradication of bacterial biofilms. FEMSImmunol. Med. Microbiol. 2012; 65 (2): 381-4.
52. Matthes R., Bender C., Schluter R., Koban I., Bussiahn R., Reuter S. et al. Antimicrobial efficacy of two surface barrier dis-
charges with air plasma against in vitro biofilms. PLoS ONE. 2013; 8 (7): e70462.
53. Risman B.V., Rybal'chenko O.V., Chmyrev I.V Ultrasonic cavitation role in suppressing bacterial biofilms in patients with purulent-necrotic complications diabetic foot syndrome. Vestnik Rossiyskoy voenno-meditsinskoy akademii. 2011; 18-22 (in Russian).
54. Seth A.K., Nguyen K.T., Geringer M.R., Hong S.J., Leung K.P, Mustoe TA. et al. Noncontact, low-frequency ultrasound as an effective therapy against Pseudomonas aeruginosa-infected biofilm wounds. Wound repair and regeneration: official publication of the Wound Healing Society and the European Tissue Repair Society. 2013; 21 (2): 266-74.
55. Rediske A.M., Roeder B.L., Brown M.K., Nelson J.L., Robison R.L., Draper D.O. et al. Ultrasonic enhancement of antibiotic action on Escherichia coli biofilms: an in vivo model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 1999; 43 (5): 1211-4.
56. Carmen J.C., Roeder B.L., Nelson J.L., Ogilvie R.L., Robison R.A., Schaalje G.B. et al. Treatment of biofilm infections on implants with low-frequency ultrasound and antibiotics. Am. J. Infection Control. 2005; 33 (2): 78-82.
57. He N., Hu J., Liu H., Zhu T., Huang B., Wang X. et al. Enhancement of vancomycin activity against biofilms by using ultrasound-targeted microbubble destruction. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2011; 55 (11): 5331-7.
58. Dong Y., Chen S., Wang Z., Peng N., Yu J. Synergy of ultrasound microbubbles and vancomycin against Staphylococcus epidermidis biofilm. J. Antimicrob. Chemother. 2013; 68 (4): 816-26.
Поступила 26.03.2014
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
—I
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2014
УДК 577.213-07:616.14-005.6
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ДНК-ДИАГНОСТИКИ В ЛЕЧЕБНОЙ ТАКТИКЕ ВЕДЕНИЯ БОЛЬНЫХ С ТРОМБОЗОМ ГЛУБОКИХ ВЕН
А.В. Варданян1, А.Л. Баданян*1, Р.Б. Мумладзе1, Л.И. Патрушев2, Д.Д. Долидзе1
1ГБОУ ДПО «Российская медицинская академия последипломного образования» Министерства здравоохранения России, 123995, Москва, Российская Федерация;
2ФГБУН «Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова» РАН,
117437, Москва, Российская Федерация
Цель. Использование ДНК-диагностики и определение роли наиболее тромбогенных генетических мутаций при лечении больных, поступивших с идиопатическим тромбозом глубоких вен (ТГВ).
* Баданян Ани Левоновна, аспирант. E-mail: [email protected] 123995, Москва, ул. Баррикадная, д. 2/1.
12
