56Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 4: морская свинка, песчанка, дегу
К.Е. Коптяева, ветеринарный врач-патоморфолог отдела гистологии и патоморфологии, Я.А. Гущин, руководитель отдела гистологии и патоморфологии,
Е.В. Беляева, ветеринарный врач-патоморфолог отдела гистологии и патоморфологии, М.Н. Макарова, доктор медицинских наук, заместитель директора, В. Г. Макаров, доктор медицинских наук, директор
НПО «Дом Фармации»
188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский р-н, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, корп. 245
Е-таП: koptyaeva.ke@doclinika.ru
Ключевые слова: некропсия, патоморфология
Резюме
Представлено четвертое сообщение из цикла статей по методологии вскрытия и извлечения органов лабораторных животных, подробно описывающее и иллюстрирующее методику последовательного и полного вскрытия и извлечения органов лабораторных морских свинок, песчанок и дегу. Морские свинки часто используются для исследования аллергизирующих свойств лекарственных препаратов для определения фармакологической активности, например, в экспериментах, где моделируется гиперхолестеринемия, гиперреактивность дыхательных путей и др. Высокая восприимчивость песчанок позволяет моделировать на них различные инфекционные заболевания. На них также исследуется влияние препаратов на уровень стероидных гормонов и холестерина. Предрасположенные к развитию сахарного диабета дегу являются хорошей моделью для исследования этого заболевания. На них, помимо этого, проводятся исследования катаракты, атеросклероза и болезни Альцгеймера.
В данной статье продемонстрирована процедура некропсии лабораторных морских свинок, песчанок и дегу. Описаны процессы подготовки животного к вскрытию, проведения первичного осмотра трупа после эвтаназии на наличие внешних изменений и повреждений, фиксации трупа на препаровальном столе, вскрытия и изучения внутренних полостей организма, а также исследования поверхностных лимфатических узлов. Описаны и проиллюстрированы возможные методы извлечения органов ротовой полости (в том числе извлечение языка, глотки), всех органов грудной, брюшной и тазовой полостей. Проиллюстрировано топографическое расположение некоторых органов грудной, брюшной и тазовой полостей. Описаны 2 способа извлечения головного мозга, метод выделения препаратов грудной кости для гистологического исследования костного мозга и верхней челюсти для гистологического исследования носовых ходов. Описана процедура подготовки спинного мозга к фиксации в формалине без извлечения его из позвоночного канала. Описано извлечение глаз вместе со слезной железой и веками, извлечение мышц и прилежащих к ним периферических нервов. Способы извлечения и последовательность выполняемых действий, описанные в данной статье, обеспечивают минимизацию
повреждений извлекаемых органов, предотвращение их загрязнения для недопущения возникновения некоторых артефактов при последующем гистологическом исследовании.
Введение
Морские свинки в подавляющем большинстве случаев используются для исследования аллергизирующих свойств лекарственных препаратов. Помимо этого, данный вид лабораторных животных нередко избирается для определения фармакологической активности, например, в экспериментах, где моделируется гиперхолестеринемия, так как именно у морских свинок липидный состав крови наиболее схож с человеком, и гиперреактивность дыхательных путей.
Вследствие высокой восприимчивости к воздействию инфекционных агентов, песчанки часто используются при моделировании вирусных, бактериальных и паразитарных заболеваний. Кроме того, они подходят для определения влияния исследуемых лекарственных препаратов на уровень стероидных гормонов и холестерина, изучения ишемии головного мозга, эпилепсии, индуцированных токсинами патологий гиппокампа.
Дегу, имеющие генетическую предрасположенность к развитию сахарного диабета, являются хорошей моделью для исследования этого заболевания. На дегу также проводятся исследования катаракты, атеросклероза и болезни Альцгеймера.
Как указывалось в предыдущих статьях данного цикла [1-3], некропсия и последующее гистопатологическое исследование органов и тканей являются основными методами изучения токсичности, без которых невозможна адекватная оценка результатов эксперимента.
Целью данной работы стала разработка методики вскрытия и извлечения органов лабораторных морских свинок, песчанок и дегу.
Разработка методики в АО «НПО «Дом Фармации» проводилась на самцах и самках морских свинок (п=20), песчанок (п=30) и дегу (п=20). Масса животных составляла: морских свинок -
0.5.0,9 кг, песчанок - 50-130 г, дегу - 170-300 г. Для исследования использовали животных, подлежащих эвтаназии в ходе текущих экспериментов. Специально для отработки некропсии животных не эвтаназировали.
Животные были подвергнуты эвтаназии с помощью СО2-камеры [5]. После установления факта смерти проводили некропсию с извлечением органов.
Методика вскрытия и извлечения органов
1. В зависимости от метода эвтаназии и наличия/отсутствия необходимости забора крови, вскрытие грудной полости проводится в начале по ходу некропсии (при обескровливании открытым способом вскрытие грудной полости проводят непосредственно после наркотизации животного).
2. Провести внешний осмотр животного на наличие внешних изменений кожного покрова, слизистых оболочек, обнаружения любого рода повреждений.
3. Положить труп животного на спину и зафиксировать конечности при помощи иголок в препаровальном лотке (рис. 1а).
4. Смочить шерстный покров шеи, грудной и брюшной стенки антисептическим раствором, например, «Аживика-спрей».
5. Пинцетом захватить и приподнять кожу с подлежащей подкожной клетчаткой в нижней части живота, надрезать ее и сделать продольный разрез по белой линии живота от паха до основания нижней челюсти таким образом, чтобы брюшная стенка осталась неповрежденной (рис. 1б и 1 в).
6. Сделать по два разреза кожи в области паха от средней линии к конечностям.
7. Отсепарировать кожу в области брюшной стенки тупым концом ножниц или аккуратно, стараясь не сдавливать брюшную стенку, отделить кожу пальцами, далее оттянуть и зафиксировать кожные лоскуты иголками на препаровальном лотке (рис. 1 г).
8. Для вскрытия брюшной полости необходимо сделать разрез мышечной стенки от паха вдоль средней линии, приподняв пинцетом участок брюшной стенки (рис. 2а и 2б).
9. При обескровливании открытым способом грудная полость уже будет вскрыта. При ином способе эвтаназии грудную полость необходимо вскрыть двумя разрезами (слева и справа) по бокам от грудины (по среднеподмышечной линии) косо вверх, перерезая ребра и мягкие ткани (рис. 2в-д).
Рис. 1. Общий план вскрытия на примере морской свинки: а - фиксация морской свинки в препаровальном лотке; б, в - продольный разрез по белой линии живота; г - фиксация кожных лоскутов
Рис. 2. Вскрытие брюшной и грудной полостей на примере морской свинки: а, б - разрез брюшной стенки по белой линии живота; в, г - разрез грудной стенки справа и слева; д - отделение грудной кости; е - общий вид после удаления грудной кости
10. Для исследования костного мозга отобрать грудную кость целиком, отделив от нее мечевидный отросток, ребра и мягкие ткани (рис. 3).
Рис. 3. Извлечение грудины на примере морской свинки: а - отделение ребер; б - грудная кость после извлечения и отделения ребер и мягких тканей
Топографическое расположение основных органов грудной, брюшной и тазовой полостей
Рис. 4. Топографическое расположение органов: а - расположение органов грудной и брюшной полостей морской свинки; б - расположение органов брюшной и тазовой полости дегу; в - расположение органов брюшной и тазовой полости песчанки (самец); 1 - сердце; 2 - легкие; 3 - печень; 4 - желчный пузырь; 5 - желудок; 6 - тонкая кишка; 7 - толстая кишка; 8 - поджелудочная железа; 9 - селезенка; 10 - почки; 11 - семенники; 12 - мочевой пузырь; 13 - надпочечники; 14 - половые железы самца
11. Извлечь тимус, расположенный у основания шеи над сердцем (рис. 5).
Рис. 5. Извлечение тимуса на примере дегу: а - отделение тимуса; б - тимус после извлечения
12. Извлечь сердце, перерезав удерживающие его сосуды (рис. 6).
Рис. 6. Извлечение сердца на примере морской свинки: а - перерезка сосудов, удерживающих сердце; б - сердце после извлечения
13. Для извлечения легких, трахеи и пищевода перерезать зафиксированные пинцетом трахею и пищевод в области шеи (рис. 7, а). Затем отделить пищевод от аорты, аккуратно подтягивая органокомплекс вверх, после чего перерезать трахею и пищевод в области диафрагмы (рис. 7, б) и извлечь органокомплекс (рис. 7, в).
Рис. 7. Извлечение легких на примере морской свинки: а - перерезка трахеи и пищевода в области шеи; б -перерезка трахеи и пищевода в области диафрагмы; в - извлеченный органокомплекс
14. Отделить пищевод от извлеченного ранее органокомплекса (рис. 8).
Рис. 8. Извлечение пищевода на примере морской свинки: а - отделение пищевода от извлеченного ранее органокомплекса; б - пищевод после извлечения
15. Отделить оставшуюся в грудной полости аорту от позвоночника (рис. 9).
Рис. 9. Извлечение аорты на примере морской свинки: а - топографическое расположение аорты (стрелка); б - отделение аорты от позвоночника; в - аорта после извлечения
16. Извлечь селезенку, расположенную в области левого подреберья брюшной полости (рис. 10, а, б), вместе с поджелудочной железой. Далее отделить селезенку от прилежащей поджелудочной железы и жировой ткани (рис. 10, в, г).
Рис. 10. Извлечение селезенки и поджелудочной железы на примере морской свинки: а - топографическое расположение органа в брюшной полости (селезенка указана стрелкой); б - извлечение селезенки с прилежащим участком поджелудочной железы; в -отделение поджелудочной железы от селезенки; г - поджелудочная железа и селезенка после извлечения
17. Извлечь желудок, отделив его в верхней части от пищевода (рис. 11, а), в нижней -от двенадцатиперстной кишки (рис. 11, б). Сделать разрез желудка по большой кривизне (рис. 11, в) и прополоскать в физиологическом растворе натрия хлорида (рис. 11, г), освободив его от содержимого.
Рис. 11. Извлечение желудка на примере морской свинки: а - отделение желудка от пищевода; б - отделение от желудка брыжейки и поджелудочной железы; в - отделение желудка от двенадцатиперстной кишки; г - разрез желудка по большой кривизне; д - полоскание в физиологическом растворе натрия хлорида; е - желудок после извлечения и промывания
18. Извлечь фрагменты тонкой и толстой кишки длиной 0,5-4 см: тонкую - отступив от желудка около 0,5 см у песчанок, 1 см у дегу, 1,5 см у морских свинок (рис. 12, а, б), толстую - отступив от слепой кишки около 0,5 см у песчанок, 1 см у дегу, 1,5 см у морских свинок (рис. 12, в-д). После извлечения отделить от окружающих тканей и освободить от содержимого, прополоскав в физиологическом растворе натрия хлорида.
Рис. 12. Извлечение фрагментов кишечника на примере морской свинки: а - иссечение фрагмента тонкой кишки (двенадцатиперстной, отходящей от желудка); б - фрагмент тонкой кишки после удаления окружающих тканей и полоскания в физиологическом растворе натрия хлорида; в, г - иссечение фрагмента толстой кишки (ободочной, отходящей от слепой кишки); д - фрагмент толстой кишки после удаления окружающих тканей и полоскания в физиологическом растворе
19. Извлечь печень вместе с желчным пузырем. Для этого перерезать удерживающие орган серозные связки: венечную, прикрепляющуюся к диафрагме, почечно-печеночную, желудочно-печеночную и печеночно-двенадцатиперстную (рис. 13, а-в).
Особенности фиксации печени (в зависимости от размера животного):
1. У морской свинки после взвешивания отбирается по кусочку от каждой доли, а также участок, к которому прилежит желчный пузырь;
2. Перед помещением печени дегу в фиксатор рекомендуется сделать надрезы на поверхности органа с интервалом в 3-5 мм для лучшего проникновения фиксатора в ткани;
3. Печень песчанки помещается в фиксирующий раствор целиком.
Рис. 13. Извлечение печени на примере песчанки: а-б - иссечение связок, удерживающих печень; в - печень и желчный пузырь после извлечения
20. У дегу и песчанки: извлечь надпочечники (рис. 14 а, б) и отделить от окружающей жировой ткани (рис. 14, в). Извлечь почки и отделить от окружающей жировой ткани.
Рис. 14. Извлечение надпочечников на примере дегу: а, б - извлечение надпочечников; в - извлечение почек; г -почки и надпочечники после извлечения и удаления окружающих тканей
21. У морской свинки надпочечники, как правило, лежат очень близко к почкам, вследствие чего удобнее извлекать эти органы вместе (рис. 15, а, б). При необходимости взвешивания отделять органы друг от друга уже после их извлечения (рис. 15, в, г).
Рис. 15. Извлечение почек вместе с надпочечниками на примере морской свинки: а, б - извлечение почек вместе с надпочечниками; в - отделение надпочечников от почек после извлечения; г - почки и надпочечники после извлечения и удаления окружающих тканей
22. У самок:
■ Извлечь мочевой пузырь (рис. 16, а, б);
■ Извлечь правый и левый яичники (рис. 16, в, г);
■ Извлечь матку - шейку, тело и рога (рис. 16, д-з).
Рис. 16. Извлечение органов мочеполовой системы самок на примере морской свинки: а - извлечение мочевого пузыря; б - мочевой пузырь после извлечения; в, г - извлечение яичников; д-ж - извлечение матки; з - яичники и матка после извлечения
23. У самцов:
■ У самцов морской свинки мочевой пузырь извлечь отдельно. У самцов песчанок и дегу мочевой пузырь извлечь единым органокомплексом вместе с половыми железами (рис. 17, д).
■ Извлечь семенники и придатки (эпидидимисы). Отделить семенники от придатков (рис. 17, а, б), после чего освободить придатки от окружающей их жировой ткани (рис. 17, в, г).
■ Половые железы (простата, свертывающая железа, семенные пузырьки) извлечь единым органокомплексом (рис. 17, д).
Рис. 17. Извлечение органов мочеполовой системы самцов на примере песчанки: а, б - извлечение семенников; в, г - извлечение придатков семенников; д - извлечение половых желез и мочевого пузыря единым органокомплексом; е - семенники и придатки после извлечения; ж - единый органокомплекс половых желез и мочевого пузыря после извлечения: 1 - мочевой пузырь
24. Извлечь поднижнечелюстную слюнную железу с поверхностными шейными лимфатическими узлами (рис. 18).
Рис. 18. Подчелюстные лимфатические узлы и слюнные железы песчанки: а - топографическое расположение органов: 1 - лимфатические узлы, 2 - поднижнечелюстная слюнная железа; б - органы после извлечения и отделения окружающих тканей
25. Удалить мышцы, лежащие над трахеей (рис. 19, а, б), щитовидной и паращитовидной железой (рис. 19, в-е).
и извлечь гортань с трахеей,
Рис. 19. Извлечение гортани с трахеей, щитовидной и паращитовидной железой на примере дегу: а, б - удаление лежащих над трахеей мышц; в-д - захват и перерезка гортани; е - органокомплекс после извлечения
26. Для извлечения языка и глотки сделать продольный разрез нижней челюсти между резцами (рис. 20, а, б). После чего анатомическим пинцетом захватить кончик языка и сделать разрез у основания корня языка, отделив его от подъязычной кости (рис. 20, в). Далее разрезать ткани в области мягкого нёба в дорсальном направлении, извлекая язык вместе с глоткой (рис. 20, г).
Рис. 20. Извлечение языка и глотки на примере песчанки: а и б - продольный разрез нижней челюсти; в - разрез в области мягкого неба; г - органокомплекс после извлечения
27. Извлечь поверхностные лимфатические узлы: подмышечные и паховые (рис. 21).
Рис. 21. Поверхностные лимфатические узлы дегу: красными стрелками указаны места локализации паховых лимфатических узлов, черными - подмышечных лимфатических узлов
28. Извлечение головного мозга осуществляется двумя способами:
Способ V. При помощи ножниц отрезать голову по линии между атлантом и черепом (рис. 22, а). Отпрепарировать от кожи и фасций верхнюю часть черепной коробки (рис. 22, б, в). Сделать продольные разрезы в черепе по направлению от большого отверстия к носовым ходам справа и слева (рис. 22, г, д). Пинцетом отделить крышку черепа, обнажив тем самым головной мозг (рис. 22, е). Начиная от зоны фронтальной части, подцепить и извлечь головной мозг (рис. 22, ж).
Рис. 22. Извлечение головного мозга, способ 1 (на примере морской свинки): а - отделение головы; б, в -отделение кожи; г, д - продольные разрезы в черепе с обеих сторон по направлению от большого отверстия к носовым ходам; е - вскрытие черепной коробки; ж - извлечение мозга; з - головной мозг морской свинки после извлечения; и - головной мозг песчанки после извлечения
Способ 2: Ножницами разрезать кожу на уровне носовой перегородки и сделать продольный разрез по направлению к затылку (рис. 23, а, б). После отделения кожи сделать поперечный разрез черепа на уровне носовой перегородки (рис. 23, в). Далее, обращая внимание что ножницы не слишком глубоко проникают в носовую полость, продолжить разрезать затылочную и теменную кости (рис. 23, г, д). Удалить череп, обнажив мозг и мозговые оболочки (рис. 23, е). Извлечь головной мозг (рис. 23, ж).
Рис. 23. Извлечение головного мозга, способ 2 (на примере дегу): а-б - удаление кожи; в - поперечный разрез на уровне носовой перегородки; г и д - продольные разрезы затылочной и теменной костей; е - вскрытие черепной коробки; ж - извлечение головного мозга; з - головной мозг дегу после извлечения
29. Гипофиз отбирается и фиксируется вместе с черепом после извлечения головного мозга (рис. 24).
Рис. 24. Череп морской свинки после извлечения головного мозга, гипофиз указан стрелкой
30. Извлечь глаз вместе с веками, слезной железой и зрительным нервом (рис. 25).
Рис. 25. Извлечение глаза с веками, слезной железой и зрительным нервом на примере дегу: а - разрез угла глаза с сохранением связи между веками; б и в - извлечение органокомплекса из орбиты; г - органокомплекс после извлечения
31. Для отбора носовых ходов после декапитации и очистки черепа от кожи и мышц удалить нижнюю челюсть (рис. 26 а). После чего сделать разрез верхней челюсти на уровне глаз (рис. 26, в), отделяя тем самым препарат верхней челюсти с носовыми ходами (рис. 26, г).
Рис. 26. Отбор носовых ходов и синусов на примере морской свинки: а - удаление нижней челюсти; б - разрез черепа на уровне глаз; в - препарат верхней челюсти с носовыми ходами
32. Извлечь скелетную мышцу и периферический нерв. Для этого сделать глубокий разрез кожи и подлежащих мышц, отпрепарировать мышцы и фасции, затем извлечь скелетную мышцу и нерв (рис. 27).
Рис. 27. Извлечение скелетной мышцы и периферического нерва на примере дегу: а, б -отделение мышцы; в - мышца и периферический нерв (указан стрелкой) после извлечения
33. Фиксация отделов спинного мозга проводится вместе с позвоночным столбом без извлечения мозга из спинномозгового канала (рис. 28). Для подготовки спинного мозга к фиксации необходимо рассечь вдоль позвоночника мышцы спины, пересечь с обеих сторон остистые отростки позвонков и ребра, после чего максимально очистить позвоночный столб от мягких тканей.
Рис. 28. Позвоночник песчанки, подготовленный для фиксации
Заключение
Предложенная нами методика позволяет:
• обеспечить полное последовательное вскрытие с возможностью досконального исследования всех полостей, систем органов и различных частей тела животного;
• провести извлечение всех необходимых органов и тканей, в том числе предусмотренных планом исследования;
• минимизировать повреждения структур и избежать загрязнения органов и тканей, тем самым, исключая возникновение некоторых артефактов при последующем гистологическом исследовании.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Список литературы
1. Коптяева К.Е., Мужикян А.А., Гущин Я.А., Беляева Е.В., Макарова М.Н., Макаров В.Г. Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 1: крыса. Лабораторные животные для научных исследований. 2018. N2. C. 71-92. doi: 10.29296/ 10.29296/2618723X-2018-02-08.
2. Коптяева К.Е., Мужикян А.А., Гущин Я.А., Беляева Е.В., Макарова М.Н., Макаров В.Г Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 2: мышь. Лабораторные животные для научных исследований. 2018. N4. C. 50-73. doi: 10.29296/2618723X-2018-04-05.
3. Коптяева К.Е., Мужикян А.А., Гущин Я.А., Беляева Е.В., Макарова М.Н., Макаров В.Г. Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 3: хомячок. Лабораторные животные для научных исследований. 2019. N1. C. 50-73. doi: 10.29296/2618723X-2019-01-02.
4. Мужикян А.А., Макарова М.Н., Гущин Я.А. Особенности патологоанатомического исследования группы экспериментальных животных. СПб.: Международный вестник ветеринарии. 2014. N1. С. 75-80.
5. Рыбакова А.В. Методы эвтаназии лабораторных животных в соответствии с европейской директивой 2010/63 / А.В. Рыбакова, М.Н. Макарова // Международный вестник ветеринарии. 2015. N2. С. 96-107.
6. Fiette L., Slaoui M. Necropsy and Sampling Procedures in Rodents // Drug Safety Evaluation: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology. 2011. Vol. 691. P. 39-56. doi :10.1007/978-1-60761-849-2_3
7. Mclnnes E. (Ed.). Pathology for Toxicologists: Principles and Practices of Laboratory Animal Pathology for Study Personnel. Chichester: John Wiley & Sons. 2017. P. 25-26.
8. Parkinson C. et al. Diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice // Journal of Visualized Experiment. 2011. N54. P. 2-7. doi: 10.3791/2966
9. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice - Part 1 // Experimental and Toxicologic Pathology. 2003. Vol. 55. P. 91-106. doi: 10.1078/0940-2993-00311
10. Reznik G., Schuller, Hildegard M., Mohr U. Clinical anatomy of the European hamster, Cricetus cricetus, L. Bethesda, Maryland. 1978. URL: digital.library.unt.edu/ark:/67531/metadc28308 (accessed: 09.01.2019)
11. Scudamore C. L. (Ed.). A Practical Guide to the Histology of the Mouse. Chichester: John Wiley & Sons. 2014. P. 17-20.
12. Suckow M.A., Stevens K.A., Wilson R.P. (Eds.). The Laboratory Rabbit, Guinea Pig, Hamster, and Other Rodents. London: Academic Press; Elsevier. 2012. P. 135-136.
Technique of Dissection and Extracting Organs of Laboratory Animals. Message 4: Guinea Pig, Gerbil, Degu
K.E. Koptyaeva, Ya.A. Guschin, E.V. Belyaeva, M.N. Makarova, V.G. Makarov Research-and-manufacturing company «Home оf Pharmacy»
188663, Russia, Leningradskiy region, Vsevolozhskiy district, Kuzmolovskiy, b. 245, 3, st. Zavodskaya, Е-mail: koptyaeva.ke@doclinika.ru
Keywords: necropsy, pathomorphology
Abstract
The fourth message from the series of articles on the methodology of necropsy and extraction organs of laboratory animals, describing in detail and illustrating the technique of sequential and complete autopsy and extraction of organs of laboratory guinea pigs, gerbils and degu. Guinea pigs are often chosen to study the allergenic properties of drugs and to determine the pharmacological activity, for example, in experiments that model hypercholesterolemia, airway hyperresponsiveness, etc. The high susceptibility of gerbils makes it possible to be a model for various infectious diseases. Also on them examine the effect of drugs on the level of steroid hormones and cholesterol. Degus that predisposed to the development of diabetes mellitus are a good model for studying this disease. In addition to this, on them conduct studies of cataracts, atherosclerosis, and Alzheimer's disease.
This article demonstrates the procedure for necropsy of laboratory guinea pigs, gerbils, and degu. It describes the process of preparing an animal for an autopsy, conducting a primary examination of a corpse after euthanasia for the presence of external changes and injuries, fixing the corpse on the dissecting table, necropsy and examining the internal cavities of the body, as well as examining the superficial lymph nodes. Possible methods for the extraction of organs of the oral cavity (including extraction of the tongue, pharynx), all organs of the thoracic, abdominal and pelvic cavities are described and illustrated. The topographic location of some organs of the thoracic, abdominal and pelvic cavities is illustrated. Prescribed two ways to extract the brain, the method of separation of the chest bone for histological examination of the bone marrow and upper jaw for histological examination of the nasal passages. The procedure for preparing the spinal cord to formalin fixation without removing it from the spinal canal is described. Eye extraction with the lacrimal gland and eyelids, extraction of muscle and adjacent peripheral nerves is described. The methods of extraction and the sequence of actions performed, described in this article, minimize the damage of the organs being removed and prevent their contamination in order to prevent the occurrence of certain artifacts detected by subsequent histological examination. Conclusions are presented at the end of the article.
Full text available only in Russian
Conflict of interest
The authors declare no conflict of interest.
References
1. Koptyaeva K.E., Muzhikyan A.A., Gushhin Ya.A., Belyaeva E.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Metodika vskry'tiya i izvlecheniya organov laboratorny^x zhivotny^x. Soobshhenie 1: kry^sa. Laboratorny^e zhivotny^e dlya nauchny^x issledovanij. 2018. N2. C. 71-92. doi: 10.29296/ 10.29296/2618723X-2018-02-08.
2. Koptyaeva K.E., Muzhikyan A.A., Gushhin Ya.A., Belyaeva E.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Metodika vskry'tiya i izvlecheniya organov laboratorny^x zhivotny^x. Soobshhenie 2: my^shf. Laboratorny^e zhivotny^e dlya nauchny^x issledovanij. 2018. N4. C. 50-73. doi: 10.29296/2618723X-2018-04-05.
3. Koptyaeva K.E., Muzhikyan A.A., Gushhin Ya.A., Belyaeva E.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Metodika vskry'tiya i izvlecheniya organov laboratorny^x zhivotny^x. Soobshhenie 3: xomyachok. Laboratorny^e zhivotny^e dlya nauchny^x issledovanij. 2019. N1. C. 50-73. doi: 10.29296/2618723X-2019-01-02.
4. Muzhikyan A.A., Makarova M.N., Gushhin Ya.A. Osobennosti patologoanatomicheskogo issledovaniya gruppy^ e^ksperimentarny^x zhivotny^x. SPb.: Mezhdunarodny'j vestnik veterinarii. 2014. N1. S. 75-80.
5. Ry^bakova A.V. Metody^ e^vtanazii laboratorny^x zhivotny^x v sootvetstvii s evropejskoj direktivoj 2010/63 / A.V. Ry^bakova, M.N. Makarova // Mezhdunarodny'j vestnik veterinarii. 2015. N2. S. 96-107.
6. Fiette L., Slaoui M. Necropsy and Sampling Procedures in Rodents // Drug Safety Evaluation: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology. 2011. Vol. 691. P. 39-56. doi :10.1007/978-1-60761-849-2_3
7. McInnes E. (Ed.). Pathology for Toxicologists: Principles and Practices of Laboratory Animal Pathology for Study Personnel. Chichester: John Wiley & Sons. 2017. P. 25-26.
8. Parkinson C. et al. Diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice // Journal of Visualized Experiment. 2011. N54. P. 2-7. doi: 10.3791/2966
9. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice - Part 1 // Experimental and Toxicologic Pathology. 2003. Vol. 55. P. 91-106. doi: 10.1078/0940-2993-00311
10. Reznik G., Schuller, Hildegard M., Mohr U. Clinical anatomy of the European hamster, Cricetus cricetus, L. Bethesda, Maryland. 1978. URL: digital.library.unt.edu/ark:/67531/metadc28308 (accessed: 09.01.2019)
11. Scudamore C. L. (Ed.). A Practical Guide to the Histology of the Mouse. Chichester: John Wiley & Sons. 2014. P. 17-20.
12. Suckow M.A., Stevens K.A., Wilson R.P. (Eds.). The Laboratory Rabbit, Guinea Pig, Hamster, and Other Rodents. London: Academic Press; Elsevier. 2012. P. 135-136.
