МЕХАНИЗМЫ МОДУЛИРУЮЩЕГО ДЕЙСТВИЯ НИЗКОИНТЕНСИВНОГО ЛАЗЕРНОГО ИЗЛУЧЕНИЯ НА ПРОЛИФЕРАТИВНУЮ АКТИВНОСТЬ КЛЕТОК СТРОМАЛЬНО-ВАСКУЛЯРНОЙ ФРАКЦИИ ЖИРОВОЙ ТКАНИ

Костромина Е.Ю.; Еремин П.С.; Кудряшова И.С.; Марков П.А.; Гильмутдинова И.Р.; Кончугова Т.В.

Q

LJÜ <í I

НАУЧНАЯ ЖИЗНЬ

Scientific Life

-Q

О

Обзорная статья /Review article J УДК: 612.063

О DOI: https://doi.org/10.38025/2078-1962-2022-21-3-202-211

сп

^ Механизмы модулирующего действия низкоинтенсивного

лазерного излучения на пролиферативную активность клеток стромально-васкулярной фракции жировой ткани

Костромина Е.Ю., Еремин П.С., Кудряшова И.С., Марков П.А., Гильмутдинова И.Р.,

2 Кончугова Т.В.

U Национальный медицинский исследовательский центр реабилитации и курортологии Министерства V здравоохранения Российской Федерации, Москва, Россия

Резюме

Эффективность применения низкоинтенсивного лазерного излучения при терапии с использованием аутологичных клеточных продуктов на основе жировой ткани, включая стромально-васкулярную фракцию, показана при разных формах патологии и при проведении реконструктивной и пластической хирургии. В обзоре рассмотрены вопросы, связанные с методическими аспектами выделения стромально-васкулярной фракции из жировой ткани человека, а также с особенностями ее применения при проведении экспериментальных исследований на животных моделях и в клинической практике. Обсуждаются механизмы воздействия низкоинтенсивного лазерного излучения на клетки стромально-васкулярной фракции. Проведен анализ опубликованных за последнее время результатов исследований по изучению влияния лазерного излучения на мезенхималь-ные стромальные клетки жировой ткани. Обсуждаются результаты экспериментальных исследований по выбору оптимальных режимов и параметров низкоинтенсивного лазерного излучения с целью их применения в комплексных клеточных технологиях. Рассматриваются вопросы, связанные с терапевтическим эффектом применения низкоинтенсивных физических факторов при аутологичной трансплантации стромально-васкулярной фракции и мезенхимальных стромальных клеток при разных формах патологии. Для расширения областей клинического применения клеточной терапии необходимо проведение дальнейших исследований механизмов воздействия низкоинтенсивного лазерного излучения на разные типы клеток и тканей. Ключевые слова: регенеративная медицина, клеточные технологии, жировая ткань, стромально-васкулярная фракция, низкоинтенсивное лазерное излучение

Источник финансирования: Авторы заявляют об отсутствии финансирования при проведении исследования. Конфликт интересов: Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Для цитирования: Kostromina E.Yu., Eremin P.S., Kudryashova I.S., Markov P.A., Gilmutdinova I.R. Konchugova T.V. Bulletin of Rehabilitation Medicine. 2022;21 (3):202-211. https://doi.org/10.38025/2078-1962-2022-21-3-202-211 Для корреспонденции: Костромина Е.Ю., e-mail: bioimed07@hotmail.com

Статья получена: 14.01.2022 Поступила после рецензирования: 02.03.2022 Статья принята к печати: 20.03.2022

Elena Yu. Kostromina, Petr S. Eremin, Irina S. Kudryashova, Pavel A. Markov, Ilmira R. Gilmutdinova, Tatyana V. Konchugova

Эта статья открытого доступа по лицензии CC BY.

This is an open article under the CC BY license.

Mechanisms of Modulating Action of Low-Intensity Laser Radiation on the Proliferative Activity of Cells in the Stromal and Vascular

Fraction of Adipose Tissue

Elena Yu. Kostromina, Petr S. Eremin, Irina S. Kudryashova, Pavel A. Markov, Ilmira R. Gilmutdinova, Tatyana V. Konchugova m

National Medical Research Center of Rehabilitation and Balneology, Moscow, Russian Federation N

>

Abstract A

The efficacy of low-intensity laser radiation therapy using autologous cellular products based on adipose tissue, including stromal- S vascular fraction, has been shown to be effective in different forms of pathology and in reconstructive and plastic surgery. The R review deals with the issues related to the methodological aspects of the stromal and vascular fraction isolation from the human O adipose tissue as well as with the peculiarities of its application in experimental studies on animal models and in clinical practice. 1 The mechanisms of low-intensity laser radiation effect on the cells of stromal-vascular fraction has been discussed. An analysis of A recently published research results on the effects of laser radiation on mesenchymal stromal cells of adipose tissue is carried out. The m results of experimental studies on the choice of optimal modes and parameters of low-intensity laser radiation with the aim of their -¡> application in complex cell technologies are discussed. The issues related to the therapeutic effects of low-intensity physical factors in > autologous transplantation of the stromal-vascular fraction and mesenchymal stromal cells in various types of pathology are viewed. r Further research on the mechanisms of low-intensity laser irradiation effects on various types of cells and tissues is required to expand V the clinical application of cell-based therapy. m

Keywords: regenerative medicine, cell technologies, adipose tissue, stromal-vascular fraction, low-intensity laser radiation Acknowledgments: The study had no sponsorship. R

Disclosure of interest: The authors declare no apparent or potential conflicts of interest related to the publication of this article. For citation: Kostromina E.Yu., Eremin P.S., Kudryashova I.S., Markov P.A., Gilmutdinova I.R. Konchugova T.V. Bulletin of Rehabilitation Medicine. 2022;21 (3):202-211. https://doi.org/10.38025/2078-1962-2022-21-3-202-211 For correspondence: Elena Yu. Kostromina, e-mail: bioimed07@hotmail.com

Received: Jan 14, 2022 Revised: Mar 02, 2022 Accepted: May 20, 2022

О

Введение

За последние годы достигнут значительный прогресс в разработке новых подходов к терапии широкого спектра заболеваний с использованием клеточных технологий [1]. В клинической практике активно применяются клеточные продукты на основе жировой ткани (ЖТ), включая стромально-васкулярную фракцию (СВФ), которые обеспечивает ремоделирование, а также восстановление и замещение функции поврежденных органов и тканей [2]. Эффективность клеточной терапии с использованием СВФ показана при болезнях опорно-двигательной системы [3], при лечении трофических язв и длительно незаживающих ран [4], в кардиохирургии, пластической хирургии [5] и при ряде других заболеваний [6]. Многочисленные исследования показывают, что применение аутологичных клеток СВФ оказывает выраженный терапевтический эффект при терапии дегенеративно-дистрофических заболеваний. Также получены положительные результаты при использовании СВФ ЖТ для лечения тяжелых лучевых поражений кожи, индуцированных локальным воздействием рентгеновского излучения, в опытах на экспериментальных животных (крысах линии Wistar-Kyoto) [7]. Подкожное введение клеток СВФ таким животным (от 2,2х106 до 3,0х106 на одно животное) предотвращало нагноение лучевых язв и сопровождалось их ускоренным рубцеванием [8].

Несмотря на высокий дифференцировочный потенциал, культивируемые мезенхимальные стромальные

клетки (МСК) имеют относительно невысокую скорость пролиферации; особенно в случае получения аутоло-гичного клеточного материала от пожилых пациентов или пациентов с разными видами патологии [9]. Кроме того, процесс накопления клеточной массы с целью последующей аутотрансплантации предполагает продолжительное культивирование МСК, результатом которого является ослабление пролиферативного потенциала клеток [10]. В связи с этим, ведется разработка методов, способных ускорить процесс клеточной пролиферации, в том числе применение низкоинтенсивного лазерного излучения (НИЛИ), терапевтический эффект которого связывают со стимулирующим эффектом на пролиферацию клеток и регенерацию тканей [11, 12]. В статье проведен анализ опубликованных за последнее время результатов исследований по изучению влияния лазерного излучения на МСК ЖТ, а также обсуждаются вопросы, связанные с эффективностью применения НИЛИ при терапии с использованием аутологичных клеточных продуктов на основе ЖТ, включая СВФ, при разных формах патологии.

Клеточный материал для клинического применения

При выборе источника клеточного материала, предназначенного для клинического применения, основными критериями являются его доступность, а также возможность получения достаточного количества клеток для последующей аутологичной трансплантации. До

недавнего времени для клеточной терапии использовались, главным образом, МСК, полученные из ткани костного мозга, где они и были впервые идентифицированы Friedenstein A.J. и соавт. [13]. Помимо костного мозга, МСК или клетки со свойствами МСК [14] были также выделены из целого ряда тканей взрослого организма, включая периферическую кровь [15], скелетные мышцы [16], синовиальную оболочку [17], амниотическую жид-н кость [18], плаценту [19], жировую ткань [20]. ^ Процедура получения аспирата костного мозга тра-^ диционным способом является достаточно болезнен-< ной инвазивной процедурой, требующей применения cl анестезии. Также было показано, что количество, жиз-

00 неспособность и дифференцировочный потенциал q стволовых клеток костного мозга существенно снижа-— ются с возрастом человека [21], в связи с чем, задача d по поиску альтернативных источников получения ауто-s логичного клеточного материала для трансплантации <2 остается актуальной. В качестве одного из таких источ-^ ников материала для клеточной терапии все более

1 широко используется жировая ткань (ЖТ) человека в форме липоаспирата, полученного в результате про-

О ведения операции по липосакции [22]. I— Основным преимуществом использования ЖТ как О источника стволовых клеток является малая инвазив-v ность процедуры забора материала с использованием липосакции, проводимой под местной анестезией, а также значительно большее относительное количество выделяемых МСК на единицу объема ткани по сравнению с костным мозгом [23]. Количество получаемых из ЖТ клеток существенно зависит от используемого метода выделения - механического или ферментативного [24], области забора ЖТ у пациентов, а также от наличия и вида патологии у пациентов [25].

Применение стромально-васкулярной фракции

в клинической практике В качестве аутологичного клеточного материала, полученного из ЖТ, для терапевтического использования могут применяться как культивируемые МСК, так и свежевыделенная СВФ [26]. При выборе материала для клеточной терапии необходимо руководствоваться нормативными требованиями и наличием утвержденных правил GMP. В последнее время использование минимально манипулированных аутологичных клеточных продуктов, в частности СВФ, является более предпочтительным по сравнению с использованием выращенных культур МСК. СВФ представляет собой гетерогенную популяцию разных типов клеток, полученных в результате седиментации диссоциированной жировой ткани, после ее обработки с использованием средств для механического или ферментативного выделения. В состав СВФ входят МСК ЖТ, эндотелиаль-ные и гладкомышечные клетки и их предшественники, фибробласты, макрофаги, лимфоциты и перициты, а также преадипоциты [24].

Преимуществом использования свежевыделен-ной СВФ в клинике является то, что клеточный продукт может быть готов к применению уже в течение 2-3 часов после забора материала без необходимости длительного культивирования клеток [27]. При этом использование закрытых систем для выделения СВФ

из ЖТ существенно снижает риск заражения пациентов. Трансплантация СВФ ЖТ, для получения которой не осуществляется культивирование клеток вне организма человека, является не только более безопасной, но и эффективной процедурой, стоимость которой существенно ниже, чем при использовании культивируемых МСК [28]. Входящие в состав СВФ МСК ЖТ вырабатывают целый ряд паракринных факторов, предотвращающих апоптоз клеток, а также стимулирующих неоангиогенез и оказывающих иммуномодулирующий эффект. Кроме того, МСК ЖТ продуцируют большое количество цито-кинов и факторов роста, включая IL-6, IL-8, IL-17, VEGF, HGF, TGF-P и другие [29].

Согласно данным, опубликованным рядом исследователей, при длительном культивировании МСК с целью наращивания биомассы in vitro для последующего использования в терапевтических целях были отмечены изменения кариотипа [30], а также случаи спонтанной трансформации МСК [31], хотя вопрос относительно генетической стабильности культивируемых МСК еще требует дальнейшего всестороннего изучения. Кроме того, при продолжительном культивировании МСК и большом числе пассажей отмечено ослабление пролиферативного потенциала клеток [10]. В качестве одного из методов воздействия на процесс клеточной пролиферации используется НИЛИ, терапевтический эффект которого определяется параметрами применяемого излучения.

Низкоинтенсивная лазерная терапия Лазеротерапия, основанная на использовании НИЛИ, широко применяется в современной клинической практике [32]. Разработано и внедрено множество методик, основанных на применении НИЛИ инфракрасного и красного диапазонов для лечения целого ряда заболеваний, включая болезни сердечно-сосудистой системы, дыхательной системы, центральной и периферической нервной системы [33], опорно-двигательного аппарата, а также в хирургии, стоматологии, спортивной медицине и косметологии [34]. Используемое в клинической физиотерапии НИЛИ оказывает воздействие на функциональное состояние органов и тканей организма без нарушения их морфологии [35]. Данные литературы свидетельствует о том, что НИЛИ модулирует физиологические, биохимические и метаболические процессы в клетке, обеспечивая терапевтический пролиферативный и дифференцировочный эффект [36].

Характеристики лазерного излучения Взаимодействие света с живыми тканями зависит как от параметров источника света, так и от характеристик биологических объектов, включая их тепловые и упругие свойства, степень однородности, пигментацию и др. Подобно обычному свету, лазерное излучение может поглощаться, отражаться, преломляться и рассеиваться биологическими объектами, при этом каждый из этих процессов зависит от структуры, формы и движения как самих объектов, так и всех входящих в их состав микростуктур и компонентов. В связи с этим, при подборе параметров излучения для экспериментальных и клинических исследований важно учитывать наличие оптических эффектов лазерного излучения

(отражение, преломление, рассеивание и поглощение). Эффекты от применения лазерного излучения можно разделить условно на кратковременные, которые наблюдаются в течение нескольких секунд/минут после воздействия, и долгосрочные, наступающие через несколько часов или даже дней после облучения [37].

Лазерное излучение характеризуется монохроматичностью, когерентностью и поляризованностью, благодаря чему возможен точный подбор параметров и локализации воздействия, используемого в клинике и при проведении экспериментальных исследований [12]. Установлено, что терапевтический эффект от применения НИЛИ определяется параметрами излучения, включая тип используемого лазера, длину волны, плотность энергии облучения и время экспозиции [38]. Показана хорошая терапевтическая эффективность применения НИЛИ в диапазоне длин волн от 500 нм до 1100 нм, при мощности излучения от 1мВт до 500 мВт и плотности потока энергии от 0,05 Дж/см2 до 50 Дж/см2 [32]. Получены клинические данные о положительном терапевтическом эффекте от применения НИЛИ красного и инфракрасного диапазонов на процесс заживления ран различной этиологии. Так, при лечении ожоговых ран положительные результаты были получены от применения НИЛИ с длиной волны от 632,8 до 1000 нм при плотности потока энергии от 3 Дж/см2 до 6 Дж/ см2, в то время как использование излучения с плотностью потока энергии 10 Дж/см2 оказывало негативный эффект на процесс заживления ран [39].

Механизмы воздействия лазерного излучения на живые ткани

В настоящее время продолжается разработка методологии воздействия НИЛИ в процессе подготовки клеточного материала для последующей трансплантации. Несмотря на полученные многочисленные экспериментальные данные, по-прежнему остается целый ряд нерешенных вопросов и ограничений в отношении клинического применения МСК. Чтобы преодолеть их, проводятся исследования с использованием разных методов, включая оптимизацию условий культивирования и применение НИЛИ, которые влияют на жизнеспособность клеток, их пролиферацию, дифференциацию и миграцию in vitro [40]. В экспериментах на МСК ЖТ человека было показано, что, в то время как красный (660 нм) или ближний инфракрасный (810 нм) свет стимулируют пролиферацию, синий (415 нм) и зеленый (540 нм) свет оказывают ингибирующий эффект [41]. Механизм действия НИЛИ связывают с поглощением света внутренними фоторецепторами дыхательной цепи митохондрий, которые вызывают активацию митохондрий в клетках [42]. Поглощение фотонов митохондриями сопровождается увеличением содержания АТФ

[43]. Другой предложенный механизм действия НИЛИ основан на изменении чувствительности ионных каналов, регулирующих транспорт кальция внутрь клетки

[44].

Воздействие низкоинтенсивного лазерного излучения на МСК жировой ткани

В таблице 1 приведены опубликованные в литера- L туре данные об исследовании воздействия лазерного N излучения с диапазоном длин волн от 630 до 810 нм на Y культивируемые МСК, полученные из жировой ткани г человека. Несмотря на использование разных типов о лазеров и наличие существенных различий в дизайне т проведенных экспериментов (включая время экспози- о ции, расстояние от источника света и др.), были отме- ^ чены сходные эффекты от применения излучения: N увеличение жизнеспособности клеток и повышение m уровня пролиферации. A

В результате проведенных исследований были г определены оптимальные условия культивирования R и установлены параметры излучения, влияющие на < эффективность применения НИЛИ для усиления проли- W феративного потенциала МСК. Показано, что для дости- A жения максимального стимулирующего эффекта НИЛИ т на клетки существенную роль играют такие факторы, q как использование клеточной культуры в области 20% m конфлюентности при замене питательной среды на фосфатный буфер на время проведения облучения, а также выполнение процедуры облучения в темноте [11]. Использование клеток, находящихся в относительно неактивном состоянии, например, при голодании, или клеток, полученных от больных пациентов, а также применение стимуляторов (например эпидермального фактора роста) может существенно усиливать стимулирующий эффект излучения [45].

Заключение

Представленные результаты показывают, что комбинированная терапия с использованием аутологичных клеточных продуктов и НИЛИ является перспективным направлением в регенеративной медицине. В связи с тем, что низкий выход стволовых клеток и пониженная скорость их пролиферации в условиях in vitro значительно снижают результативность клеточной терапии, важно установление оптимальных параметров излучения, влияющих на эффективность применения НИЛИ. Для расширения областей клинического применения клеточной терапии необходимо проведение дальнейших исследований, направленных на изучение механизмов действия НИЛИ на разные типы клеток и тканей как в условиях целого организма, так и при исследованиях с использованием клеточных линий человека и животных in vitro.

Список литературы

1. Charitos I.A., Ballini A., Cantore S., Boccellino M., Di Domenico M., Borsani E., Nocini R., Di Cosola M., Santacroce L., Bottalico L. Stem Cells: A Historical Review about Biological, Religious, and Ethical Issues. Stem Cells International. 2021; (2021): 9978837 p. https://doi.org/10.1155/2021/9978837

2. Hassanshahi A., Hassanshahi M., Khabbazi S., Hosseini-Khah Z., Peymanfar Y., Ghalamkari S., Su Y.W., Xian C.J. Adipose-derived stem cells for wound healing. Journal of Cellular Physiology. 2019; 234(6): 7903-7914. https://doi.org/10.1002/jcp.27922

3. Pak J., Lee J.H., Park K.S., Park M., Kang L.W., Lee S.H. Current use of autologous adipose tissue-derived stromal vascular fraction cells for orthopedic applications. Journal of Biomedical Science. 2017; 24(1): 9 p. https://doi.org/10.1186/s12929-017-0318-z

4. Kuo Y.R., Wang C.T., Cheng J.T., Kao G.S., Chiang Y.C., Wang C.J. Adipose-Derived Stem Cells Accelerate Diabetic Wound Healing Through the Induction of Autocrine and Paracrine Effects. Cell Transplantation. 2016; 25(1): 71-81. https://doi.org/10.3727/096368915x687921

сс

_G

и

сс <

I

CL

О n

Ш

О

CL

Q

UÜ <

I

О

CL I—

и о

v

5. Гатиатулина Е.Р., Мантурова Н.Е., Димов Г.П., Васильев В.С., Терюшкова Ж.И. Стромально-васкулярная фракция жировой ткани: механизм действия, перспективы и риски местного применения. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2019; (2): 43-48. https://doi.org/10.17116/plast.hirurgia201902143

6. Zhao X., Guo J., Zhang F., Zhang J., Liu D., Hu W., Yin H., Jin L. Therapeutic application of adipose-derived stromal vascular fraction in diabetic foot. Stem Cell Research and Therapy. 2020; 11(1): 394. https://doi.org/10.1186/s13287-020-01825-1

7. Еремин П.С., Пигалева Н.А., Мурзабеков М.Б., Лебедев В.Г., Лазарева Н.Л., Еремин И.И., Пулин А.А., Осипов А.Н., Бушманов А.Ю., Котенко К.В. Исследование эффективности применения аутологичных клеточных продуктов на основе жировой ткани для терапии тяжелых местных лучевых повреждений. Саратовский научно-медицинский журнал. 2014; 10(4): 838-844.

8. Лебедев В.Г., Дешевой Ю.Б., Темнов А.А., Астрелина Т.А., Рогов К.А., Насонова Т.А., Лырщикова А.В., Добрынина О.А., Склифас А.Н., Мхита-ров В.А., Трофименко А.В., Мороз Б.Б. Изучение эффектов стромально-васкулярной фракции, культивированных стволовых клеток жировой ткани и паракринных факторов кондиционной среды при терапии тяжелых лучевых поражений кожи у крыс. Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 2019; 63(1): 24-32. https://doi.org/10.25557/0031-2991.2019.01.24-32

9. Heeschen C., Lehmann R., Honold J., Assmus B., Aicher A., Walter D.H., Martin H., Zeiher A.M., Dimmeler S. Profoundly reduced neovascularization capacity of bone marrow mononuclear cells derived from patients with chronic ischemic heart disease. Circulation. 2004; 109(13): 1615-22. https://doi.org/10.1161/01.cir.0000124476.32871.e3

10. Hu C., Li L. Preconditioning influences mesenchymal stem cell properties in vitro and in vivo. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2018; 22(3): 1428-1442. https://doi.org/10.1111/jcmm.13492

11. AlGhamdi K.M., Kumar A., Moussa N.A. Low-level laser therapy: a useful technique for enhancing the proliferation of various cultured cells. Lasers in Medical Science. 2012; 27(1): 237-49. https://doi.org/10.1007/s10103-011-0885-2

12. Поддубная О.А. Низкоинтенсивная лазеротерапия в клинической практике (Часть 1). Вестник восстановительной медицины. 2020; 6(100): 92-99. https://doi.org/10.38025/2078-1962-2020-100-6-92-99

13. Friedenstein A.J., Piatetzky S., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 1966; 16(3): 381-90.

14. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D., Horwitz E. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8(4): 315-7. https://doi.org/10.1080/14653240600855905

15. Kuznetsov S.A., Mankani M.H., Gronthos S., Satomura K., Bianco P., Robey P.G. Circulating Skeletal Stem Cells. Journal of Cell Biology. 2001; 153(5): 1133 1140. https://doi.org/10.1083/jcb.153.5.1133

16. Williams J.T., Southerland S.S., Souza J., Calcutt A.F., Cartledge R.G. Cells isolated from adult human skeletal muscle capable of differentiating into multiple mesodermal phenotypes. The American Surgeon. 1999; 65(1): 22-6.

17. De Bari C., Dell'Accio F., Tylzanowski P., Luyten F.P. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human synovial membrane. Arthritis and Rheumatism. 2001; 44(8): 1928-42.

18. Tsai M.S., Lee J.L., Chang Y.J., Hwang S.M. Isolation of human multipotent mesenchymal stem cells from second-trimester amniotic fluid using a novel two stage culture protocol. Human Reproduction. 2004; 19(6): 1450-6. https://doi.org/10.1093/humrep/deh279

19. Fukuchi Y., Nakajima H., Sugiyama D., Hirose I., Kitamura T., Tsuji K. Human placenta-derived cells have mesenchymal stem/progenitor cell potential. Stem Cells. 2004; 22(5): 649-58. https://doi.org/10.1634/stemcells.22-5-649

20. Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J.W., Katz A.J., Benhaim P., Lorenz H.P., Hedrick M.H. Multilineage Cells from Human Adipose Tissue: Implications for Cell-Based Therapies. Tissue Engineering. 2001; 7(2): 211-228. https://doi.org/10.1089/107632701300062859

21. Stolzing A., Jones E., McGonagle D., Scutt A. Age-related changes in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells: consequences for cell therapies. Mechanisms of Ageing and Development. 2008; 129(3): 163-73. https://doi.org/10.1016/j.mad.2007.12.002

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

22. Kostromina E., Eremin P., Kondratev D., Veremeev A., Gilmutdinova I. Characterisation of the cell product obtained with the «ESVIEF System» kit for isolation of stromal vascular fraction from human adipose tissue. Proceedings of the 7th International Conference on Bioinformatics Research and Applications (ICBRA 2020). Association for Computing Machinery. New York. USA. 2020: 66-69. https://doi.org/10.1145/3440067.3440079

23. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P., De Ugarte D.A., Huang J.I., Mizuno H., Alfonso Z.C., Fraser J.K., Benhaim P., Hedrick M.H. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 2002; 13(12): 4279-95. https://doi.org/10.1091/mbc.e02-02-0105

24. Senesi L., De Francesco F., Farinelli L., Manzotti S., Gagliardi G., Papalia G.F., Riccio M., Gigante A. Mechanical and Enzymatic Procedures to Isolate the Stromal Vascular Fraction from Adipose Tissue: Preliminary Results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 2019; (7): 88 p. https://doi.org/10.3389/fcell.2019.00088

25. Andia I., Maffulli N., Burgos-Alonso N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 2019; 19(12): 1289-1305. https://doi.org/10.1080/14712598.2019.1671970

26. Bora P., Majumdar A.S. Adipose tissue-derived stromal vascular fraction in regenerative medicine: a brief review on biology and translation. Stem Cell Research and Therapy. 2017; 8(1): 145 p. https://doi.org/10.1186/s13287-017-0598-y

27. Гильмутдинова И.Р., Костромина Е.Ю., Веремеев А.В., Путова М.В., Марков П.А., Кудряшова И.С., Еремин П.С. Сравнительная характеристика клеточных продуктов, полученных из жировой ткани при помощи двух разных систем для выделения клеточных фракций. Гены & Клетки. 2021; 16(3): 80-85.

28. Павлов В.Н., Казихинуров А.А., Казихинуров Р.А., Агавердиев М.А., Гареев И.Ф., Бейлерли О.А., Мазоров Б.З. Стромаль-но-васкулярная фракция: биология и потенциальное применение. Креативная хирургия и онкология. 2021; 11(1): 92-99. https://doi.org/10.24060/2076-3093-2021-11-1-92-99

29. Maacha S., Sidahmed H., Jacob S., Gentilcore G., Calzone R., Grivel J.C., Cugno C. Paracrine Mechanisms of Mesenchymal Stromal Cells in Angiogenesis. Stem Cells International. 2020; (2020): 4356359 p. https://doi.org/10.1155/2020/4356359

30. Zaman W.S., Makpol S., Sathapan S., Chua K.H. Long-term in vitro expansion of human adipose-derived stem cells showed low risk of tumourigenicity. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 2014; 8(1): 67-76. https://doi.org/10.1002/term.1501

31. Pan Q., Fouraschen S.M., de Ruiter P.E., Dinjens W.N., Kwekkeboom J., Tilanus H.W., van der Laan L.J. Detection of spontaneous tumorigenic transformation during culture expansion of human mesenchymal stromal cells. Experimental Biology and Medicine. 2014; 239(1): 105-115. https://doi.org/10.1177/1535370213506802

32. Володина Ю.Л., Пузырева Г.А., Кончугова Т.В., Ильинская Г.В. Механизмы биологического действия и перспективы применения низкоинтенсивного лазерного излучения в медицине. Системный анализ и управление в биомедицинских системах. 2017; 16(4): 767-75.

33. Zhang R., Zhou T., Liu L., Ohulchanskyy T.Y., Qu J. Dose-effect relationships for PBM in the treatment of Alzheimer's disease. Journal of Physics D: Applied Physics. 2021; 54(35): 353001 p. https://doi.org/10.1088/1361-6463/ac0740

34. Hamblin M.R., Huang Y.Y., Handbook of Photomedicine. Handbook of Photomedicine. 2013. https://doi.org/10.1201/b15582

35. Gao X., Xing D. Molecular mechanisms of cell proliferation induced by low power laser irradiation. Journal of Biomedical Science. 2009; 16(1): 4-4. https://doi.org/10.1186/1423-0127-16-4

36. Chung H., Dai T., Sharma S.K., Huang Y.Y., Carroll J.D., Hamblin M.R. The nuts and bolts of low-level laser (light) therapy. Annals of Biomedical Engineering. 2012; 40(2): 516-533. https://doi.org/10.1007/s10439-011-0454-7

37. Тучин В.В., Лазеры и волоконная оптика в биомедицинских исследованиях. 2010: 488 c.

38. Dompe C., Moncrieff L., Matys J., Grzech-Lesniak K., Kocherova I., Bryja A., Bruska M., Dominiak M., Mozdziak P., Skiba T.H.I., Shibli J.A., Angelova Volponi A., Kempisty B., Dyszkiewicz-Konwinska M. Photobiomodulation-Underlying Mechanism and Clinical Applications. Journal of Clinical Medicine. 2020; 9(6): 1724. https://doi.org/10.3390/jcm9061724

39. de Andrade A.L.M., Luna G.F., Brassolatti P., Leite M.N., Parisi J.R., de Oliveira Leal A.M., Frade M.A.C., de Freitas Anibal F., Parizotto N.A. Photobiom odulation effect on the proliferation of adipose tissue mesenchymal stem cells. Revista do Colegio Brasileiro de Cirurgiöes. 2014; 41(2): 129-133.

40. Baldari S., Di Rocco G., Piccoli M., Pozzobon M., Muraca M., Toietta G. Challenges and Strategies for Improving the Regenerative Effects of Mesenchymal Stromal Cell-Based Therapies. International Journal of Molecular Sciences. 2017; 18(10). https://doi.org/10.3390/ijms18102087

41. Wang Y., Huang Y.Y., Wang Y., Lyu P., Hamblin M.R. Red (660 nm) or near-infrared (810 nm) photobiomodulation stimulates, while blue (415 nm), green (540 nm) light inhibits proliferation in human adipose-derived stem cells. Scientific Reports. 2017; 7(1): 7781 p. https://doi.org/10.1038/s41598-017-07525-w

42. Ahrabi B., Rezaei Tavirani M., Khoramgah M.S., Noroozian M., Darabi S., Khoshsirat S., Abbaszadeh H.A. The Effect of Photobiomodulation Therapy on the Differentiation, Proliferation, and Migration of the Mesenchymal Stem Cell: A Review. Journal of Lasers in Medical Sciences. 2019; 10(1): S96-S103. https://doi.org/10.15171/jlms.2019.S17 L

43. Han B., Fan J., Liu L., Tian J., Gan C., Yang Z., Jiao H., Zhang T., Liu Z., Zhang H. Adipose-derived mesenchymal stem cells treatments for fibroblasts of N fibrotic scar via downregulating TGF-ß1 and Notch-1 expression enhanced by photobiomodulation therapy. Lasers in Medical Science. 2019; 34(1): > 1-10. https://doi.org/10.1007/s10103-018-2567-9 U

44. Fallahnezhad S., Piryaei A., Darbandi H., Amini A., Ghoreishi S.K., Jalalifirouzkouhi R., Bayat M. Effect of low-level laser therapy and .

oxytocin on osteoporotic bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Journal of Cellular Biochemistr. 2018; 119(1): 983-997.

https://doi.org/10.1002/jcb.26265 CO

45. Mvula B., Abrahamse H. Differentiation Potential of Adipose-Derived Stem Cells When Cocultured with Smooth Muscle Cells, and the Role of Low- R Intensity Laser Irradiation. Photobiomodulation, Photomedicine, and Laser Surgery. 2016; 34(11): 509-515. https://doi.org/10.1089/pho.2015.3978 O

46. Zare F., Moradi A., Fallahnezhad S., Ghoreishi S.K., Amini A., Chien S., Bayat M. Photobiomodulation with 630 plus 810 nm wavelengths induce more 1 in vitro cell viability of human adipose stem cells than human bone marrow-derived stem cells. Journal of Photochemistry and Photobiology B: ~Z. Biology. 2019; (201): 111658 p. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111658 E

47. Mvula B., Mathope T., Moore T., Abrahamse H. The effect of low-level laser irradiation on adult human adipose derived stem cells. Lasers in Medical m Science. 2008; 23(3): 277-282. https://doi.org/10.1007/s10103-007-0479-1 L

48. Mvula B., Moore T.J., Abrahamse H. Effect of low-level laser irradiation and epidermal growth factor on adult human adipose-derived stem cells. __ Lasers in Medical Science. 2010; 25(1): 33-9. https://doi.org/10.1007/s10103-008-0636-1 R

49. de Villiers J.A., Houreld N.N., Abrahamse H. Influence of low intensity laser irradiation on isolated human adipose derived stem cells over V 72 hours and their differentiation potential into smooth muscle cells using retinoic acid. Stem Cell Reviews and Reports. 2011; 7(4): 869-82. m https://doi.org/10.1007/s12015-011-9244-8 >

50. de Andrade A.L.M., Luna G.F., Brassolatti P., Leite M.N., Parisi J.R., de Oliveira Leal A M., Frade M.A.C., de Freitas Anibal F., Parizotto N.A. Ph > otobiomodulation effect on the proliferation of adipose tissue mesenchymal stem cells. Lasers in Medical Science. 2019; 34(4): 677-683. T https://doi.org/10.1007/s10103-018-2642-2 q

51. Yin K., Zhu R., Wang S., Zhao R.C. Low-Level Laser Effect on Proliferation, Migration, and Antiapoptosis of Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells and m Development. 2017; 26(10): 762-775. https://doi.org/10.1089/scd.2016.0332

References

1. Charitos I.A., Ballini A., Cantore S., Boccellino M., Di Domenico M., Borsani E., Nocini R., Di Cosola M., Santacroce L., Bottalico L. Stem Cells: A Historical Review about Biological, Religious, and Ethical Issues. Stem Cells International. 2021; (2021): 9978837 p. https://doi.org/10.1155/2021/9978837

2. Hassanshahi A., Hassanshahi M., Khabbazi S., Hosseini-Khah Z., Peymanfar Y., Ghalamkari S., Su Y.W., Xian C.J. Adipose-derived stem cells for wound healing. Journal of Cellular Physiology. 2019; 234(6): 7903-7914. https://doi.org/10.1002/jcp.27922

3. Pak J., Lee J.H., Park K.S., Park M., Kang L.W., Lee S.H. Current use of autologous adipose tissue-derived stromal vascular fraction cells for orthopedic applications. Journal of Biomedical Science. 2017; 24(1): 9 p. https://doi.org/10.1186/s12929-017-0318-z

4. Kuo Y.R., Wang C.T., Cheng J.T., Kao G.S., Chiang Y.C., Wang C.J. Adipose Derived Stem Cells Accelerate Diabetic Wound Healing Through the Induction of Autocrine and Paracrine Effects. Cell Transplantation. 2016; 25(1): 71-81. https://doi.org/10.3727/096368915x687921

5. Gatiatulina E.R., Manturova N.E., Dimov G.P., Vasiliyev V.S., Teryushkova Z.I. Adipose-derived stromal vascular fraction: mechanism of action, prospects and risks of local application. Plastic Surgery and Aesthetic Medicine. 2019; (2): 43-48. https://doi.org/10.17116/plast.hirurgia201902143 (In Russ.).

6. Zhao X., Guo J., Zhang F., Zhang J., Liu D., Hu W., Yin H., Jin L. Therapeutic application of adipose-derived stromal vascular fraction in diabetic foot. Stem Cell Research and Therapy. 2020; 11(1): 394. https://doi.org/10.1186/s13287-020-01825-1

7. Eremin P.S., Pigaleva N.A., Murzabekov M.B., Lebedev V.G., Lazareva N.L., Eremin I.I., Pulin A.A., Osipov A.N., Bushmanov A.Y., Kotenko K.V. Effectiveness of autologous cell products derived from adipose tissue for the treatment of severe local radiation injuries. Saratov Journal of Medical Scientific Research. 2014; 10(4): 838-844 (In Russ.).

8. Lebedev V.G., Deshevoy Y.B., Temnov A.A., Astrelina T.A., Rogov K.A., Nasonova T.A., Lirschikova A.V., Dobrynina O.A., Sklifas A.N., Mkhitarov V.A., Trofimenko A.V., Moroz B.B. Study of the effects of stromal vascular fraction, cultured adipose-derived stem cells, and paracrine factors of a conditioned medium in the treatment of severe radiation injuries of rat skin. Patologicheskaya Fiziologiya iEksperimentalnaya Terapiya. 2019; 63(1): 24-32. https://doi.org/10.25557/0031-2991.2019.01.24-32 (In Russ.).

9. Heeschen C., Lehmann R., Honold J., Assmus B., Aicher A., Walter D.H., Martin H., Zeiher A.M., Dimmeler S. Profoundly reduced neovascularization capacity of bone marrow mononuclear cells derived from patients with chronic ischemic heart disease. Circulation. 2004; 109(13): 1615-22. https://doi.org/10.1161/01.cir.0000124476.32871.e3

10. Hu C., Li L. Preconditioning influences mesenchymal stem cell properties in vitro and in vivo. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2018; 22(3): 1428 1442. https://doi.org/10.1111/jcmm.13492

11. AlGhamdi K.M., Kumar A., Moussa N.A. Low-level laser therapy: a useful technique for enhancing the proliferation of various cultured cells. Lasers in Medical Science. 2012; 27(1): 237-49. https://doi.org/10.1007/s10103-011-0885-2

12. Poddubnaya O.A. Low-Intensity Laser Therapy in Clinical Practice (Part 1). Bulletin of Rehabilitation Medicine. 2020; 6(100): 92-99. https://doi.org/10.38025/2078-1962-2020-100-6-92-99 (In Russ.).