Научная статья на тему 'Культивирование базидиомицетов — активных продуцентов целлюлозолитических энзимов. V. состав питательной среды по источникам углерода и азота'

Культивирование базидиомицетов — активных продуцентов целлюлозолитических энзимов. V. состав питательной среды по источникам углерода и азота Текст научной статьи по специальности «Промышленные биотехнологии»

CC BY
265
71
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.
Журнал
Biotechnologia Acta
CAS
Ключевые слова
БАЗИДіОМіЦЕТИ / ЦЕЛЮЛОЗОЛіТИЧНі ЕНЗИМИ / СКЛАД ЖИВИЛЬНОГО СЕРЕДОВИЩА / ВУГЛЕЦЬ / АЗОТ / DAEDALEOPSIS CONFRAGOSA F. CONFRAGOSA / БАЗИДИОМИЦЕТЫ / ЦЕЛЛЮЛО ЗО ЛИ ТИЧЕСКИЕ ЭНЗИМЫ / СОСТАВ ПИ ТА ТЕЛЬНОЙ СРЕДЫ / УГЛЕРОД / DAEDA LEO P SIS CONFRAGOSA F. CONFRAGOSA / DAEDALEO PSIS CONFRAGOSA F. CONFRAGOSA / IRPEX LACTEUS / BASIDIOMYCETES / CELLULOLYTIC ENZY MES / NUTRIENT MEDIUM COMPOSITION / CARBON / NITROGEN

Аннотация научной статьи по промышленным биотехнологиям, автор научной работы — Древаль К. Г., Бойко М. И.

Оптимизирован состав питательной сре ды по источникам углерода и азота для проявления максимальной активности энзимов целлюлозолитического действия базидиомицетов. Установлено, что среди источников углерода наиболее выраженный ингибирующий эффект проявляет глюкоза, при куль тивировании на средах с дисахаридами ба зи диомицеты активнее продуцируют неспецифическую целлобиазу, чем эндоглюканазу. Для проявления максимальной целлюлозолитической активности базидиомицеты следует культивировать на среде с фильтровальной бумагой в концентрации 8 г/л. В результате проведенной работы по оптимизации состава питательной среды по источнику азота установлено, что наиболее выраженный ингибирующий эффект проявляют нитриты и мочевина, а максимальная индукция активности целлюлаз происходит при внесении в питательную среду нитратов. Оптимальным источником азота для штамма К-1 Irpex lacteus является 1,5 г/л нитрата кальция, А-Дон-02 и Д-1 Irpex lacteus — 1,5 г/л нитрата аммония, а AnSc-1 Daeda leop sis confragosa f. confragosa — 1,65 г/л сульфата аммония. Оптимальным соотношением углерода к азоту для штаммов К-1, А-Дон-02, Д-1 I. lacteus является 5,3:1 и 4,8:1 — для штамма AnSc-1 D. confragosa f. confragosa.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Похожие темы научных работ по промышленным биотехнологиям , автор научной работы — Древаль К. Г., Бойко М. И.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

CULTIVATION OF BASIDIOMYCETES WHICH ARE ACTIVE PRODUCERS OF CELLULOLYTIC ENZYMES. V. NUTRIENT MEDIUM ON SOURCES OF CARBON AND NITROGEN

Nutrient medium composition on sources of carbon and nitrogen for maximal activity of basidiomycetes cellulolytic enzymes has been optimized. It was found that among carbon sources the most pronounced effect on repressing the cellulases activity exhibits glucose. While being cultivated on nutrient mediums with disaccharides, basidiomycetes produced nonspecific cellobiase more than endoglucanase. To receive cultural liquids of basidio mycetes with highest total cellulolytic activi ty, strains should be cultivated on nutrient mediums containing filter paper as single carbon source in concentration 8 g/l. As a result of culture medium optimization for nitrogen source it was revealed that nitrites and urea display maximal inhibiting effect and maximum induction occurs when nitrates are brought into the culture medium. The best nitrogen source for cellulases activity for К-1 Irpex lac teus strain is 1,5 g/l calcium nitrate; А-Дон02 and Д-1 Irpex lacteus are 1,5 g/l ammonium nitrate; and AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. confragosa — 1,65 g/l ammonium sulfate. Optimal ratios of carbon to nitrogen for cellulases activity are 5,3:1 for К-1, АДон-02, Д-1 I. lacteus strains and 4,8:1 for AnSc-1 D. confragosa f. confragosa one.

Текст научной работы на тему «Культивирование базидиомицетов — активных продуцентов целлюлозолитических энзимов. V. состав питательной среды по источникам углерода и азота»

УДК 577.152.321+663.11

КУЛЬТИВУВАННЯ БАЗИДІОМІЦЕТІВ — АКТИВНИХ ПРОДУЦЕНТІВ ЦЕЛЮЛОЗОЛІТИЧНИХ ЕНЗИМІВ. V. СКЛАД ЖИВИЛЬНОГО СЕРЕДОВИЩА ЗА ДЖЕРЕЛАМИ ВУГЛЕЦЮ ТА АЗОТУ

К. Г. Древаль Донецький національний університет, Донецьк

М. І. Бойко

Е-mail: k.dreval@gmail.com

Получено 27.03.2012

Оптимізовано склад живильного середовища за джерелами вуглецю та азоту для прояву максимальної активності ензимів целюлозолітичної дії базидіоміцетів. Встановлено, що серед джерел вуглецю найбільш виражений інгібуючий ефект на активність целюлаз виявляє глюкоза, за культивування на середовищах із дисахаридами базидіоміцети активніше продукують неспецифічну целобіазу, ніж ендоглюканазу. З метою вияву максимальної целюлозолітичної активності базидіоміцети слід культивувати на середовищі з фільтрувальним папером у концентрації 8 г/л. У результаті проведеної роботи з оптимізації складу живильного середовища за джерелом азоту встановлено, що найбільший інгібуючий ефект справляють нітрити та сечовина, а максимальна індукція активності целюлаз відбувається за додавання до живильного середовища нітратів. Оптимальним джерелом азоту для штаму К-1 Irpex lacteus є 1,5 г/л нітрату кальцію, А-Дон-02 та Д-1 Irpex lacteus — 1,5 г/л нітрату амонію, а AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. con-fragosa — 1,65 г/л сульфату амонію. Оптимальне співвідношення вуглецю до азоту становить 5,3:1 для штамів К-1, А-Дон-02, Д-1 I. lacteus та 4,8:1 для AnSc-1 D. confragosa f. confragosa.

Ключові слова: базидіоміцети, целюлозолітичні ензими, склад живильного

середовища, вуглець, азот, Irpex lacteus, Daedaleopsis confragosa f. confragosa.

Необхідність пошуку шляхів економії енергетичних та сировинних ресурсів, які стають дедалі дорожчими та дефіцитними, потребує створення нових безвідходних технологій та розробки високоефективних екологічно безпечних засобів переробки відходів [1-4]. Одним із потенційних джерел сировини та енергії є рослинна біомаса [5]. Біомаса є широко розповсюдженою в усьому світі сировиною, і її можна конвертувати у рідке паливо [3, 6]. Саме тому вона є перспективним джерелом для створення на її основі не нафтових палив [7, 8]. Основна проблема біохімічної конверсії целюлозних субстратів у паливо полягає в необхідності попередньої деструкції клітинної стінки рослин та наступного пертворення целюлози в цукри, які можуть бути конвертовані мікроорганізмами [9-12]. Ефективність процесу їх отримання є критичною для економічної доцільності виробництва біопалива [13, 14]. Здатність базидіоміцетів до синтезу

целюлозолітичних ензимів значно варіює залежно від їх екології, середовища існування, часу знаходження в культурі, складу живильного середовища тощо [15, 16]. Найважливішими елементами, які впливають на утворення продуцентами ензимів, є вуглець та азот [16-20]. Однак не всі форми цих елементів однаково впливають на ріст грибів та синтез ними ензимів [17, 18]. Різні продуценти целюлаз вибірково використовують ті чи інші джерела вуглецю та азоту [15-21]. Саме тому при дослідженні нових штамів — продуцентів целюлозолітичних ензимів украй важливим є оптримізація складу живильних середовищ за показниками вуглецевого та азотного живлення.

Метою роботи було визначення оптимальної концентрації джерел вуглецю та азоту в живильних середовищах для культивування базидіоміцетів — активних продуцентів целюлозолітичних ензимів.

Матеріали і методи

Об’єктами досліджень були 4 штами вищих базидіальних грибів, що їх на попередніх етапах [22-24] відібрали як активні продуценти целюлозолітичних ензимів: К-1, А-Дон-02, Д-1 Irpex lacteus (Fr.) Fr. та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. confragosa (Bol -ton) J. Schrot.

Для дослідження целюлозолітичної активності штами культивували на основі рідкого середовища Чапека такого складу (г/л): K2HPO4 — 1, MgSO47H2O — 0,5, KCl —

0,5, FeSO47H2O — 0,01 [25]. Початкове рН живильного середовища доводили до оптимальних значень для кожного штаму [24] на аналізаторі іонів АІ-123 (Україна). Культивування проводили протягом 7 діб [23] за оптимальних для кожного штаму температур [24] у термостатах ТС-80 та ТС-80-М2 (Росія).

Встановлення оптимального джерела вуглецю здійснювали поетапно. На першому етапі як єдине джерело вуглецю до середовища Чапека вносили глюкозу, мальтозу, сахарозу, лактозу, сорбіт, мікрокристалічну целюлозу або фільтрувальний папір. Базовою концентрацією джерела вуглецю було обрано 6 г/л [25], від цього значення збільшували або зменшували вміст джерела вуглецю в живильному середовищі на 2 г/л. Додавали різні джерела вуглецю в еквівалентній кількості до органічного вуглецю в глюкозі. На цьому етапі відбирали таке джерело вуглецю, за культивування на якому визначали максимальну загальну целюлозо-літичну активність. Далі градацію концентрації джерела вуглецю зменшували, і експеримент проводили відносно оптимальної концентрації, встановленої на першому етапі.

Оптимальне джерело азоту та його концентрації в живильному середовищі визначали аналогічно до попередньо описаного досліду. Основною концентрацією в цьому разі було обрано концентрацію 2 г/л, оскільки саме в такій кількості джерело азоту вносять до стандартного середовища Чапека. Від цього значення концентрації джерела азоту вміст азотовмісної сполуки збільшували або зменшували на 0,5 г/л. Під час проведення досліду до середовища вносили нітрат натрію, нітрит калію, нітрат амонію, нітрат кальцію, сульфат амонію, сечовину або пептон як єдине джерело азоту. Зазначені сполуки додавали в перерахунку на вміст азоту в нітраті натрію.

Активність ензимів целюлозолітичного комплексу визначали стосовно таких суб-

стратів: фільтрувальний папір (Whatman №1, щільність 80 г/м2) — загальна целюло-золітична активність (ФПА), Na-карбокси-метилцелюлоза (C5678, Sigma, Німеччина), гідроксіетилцелюлоза (54290, Sigma, Німеччина) — ендоглюканазна активність та целобіоза (22150, Sigma, Німеччина) — целобіазна активність. Склад реакційних сумішей для визначення ензиматичної активності та умови проведення реакцій чітко відповідали рекомендаціям IUPAC [26] та загальноприйнятим методикам [27, 28]. Обчислюючи результати, за одиницю активності (од) приймали таку кількість ензиму, яка утворювала 1 мкмоль редукую-чих цукрів (для полімерних субстратів) або

1 мкмоль глюкози (для целобіози) протягом

1 хв за стандартних умов. Питому активність (од/мг протеїну) визначали за відношенням загальної активності культурального фільтрату (од/мл) до вмісту протеїну в культуральному фільтраті (мг/мл). Реду-куючі цукри визначали методом Шомодьї-Нельсона (калібрувальну криву побудовано за глюкозою) [27, 29], а глюкозу — глюкозо-оксидазно-пероксидазним методом з використанням набору реактивів для визначення глюкози у біологічних рідинах («Реагент», Україна). Вміст протеїну оцінювали спектрофотометрично на СФ-46 (Росія) [30].

Усі дослідження проводили у трикратній повторюваності. Статистичну обробку здійснювали методом дисперсійного аналізу, порівняння середніх арифметичних величин — методом Дункана [31].

Результати та обговорення

За культивування базидіоміцетів на живильних середовищах з різними джерелами вуглецю їх ФПА значно варіювала (рис. 1). Так, у жодному з дослідів не визначено ФПА будь-якого штаму за культивування його на середовищі з глюкозою. Це можна пояснити репресуючою дією цього моносахариду на продукцію целюлаз [19]. На середовищі із сахарозою лише для штаму К-1 I. lacteus виявили незначну ФПА (рис. 1, а). Внесення лактози до живильного середовища неоднаково впливало на ФПА базидіоміцетів. Так, загальна целюлаз на активність штамів А-Дон-02 та Д-1 I. lacteus була незначною і зменшувалась зі зростанням концентрації лактози, для штаму AnSc-1 D. confragosa f. confragosa максимум ФПА спостерігався за концентрації лактози 4 г/л, а для штаму К-1 I. lacteus було встановлено стале значення ФПА за концентрації лакто-

зи до 6 г/л. Внесення до живильного середовища мікрокристалічної целюлози також справляло неоднозначний ефект на досліджувані штами базидіоміцетів. Цей вуглевод проявляв інгібуючу дію на ФПА штамів А-Дон-02, Д-1 I. lacteus та AnSc-1 D. confragosa f. confragosa, тимчасом як загальна активність целюлозолітичного комплексу штаму К-1 I. lacteus істотно варіювала й досягала достовірного максимуму за концентрації мікрокристалічної целюлози 6 г/л. Найбільш виражений індукуючий ефект на ФПА всіх досліджуваних базидіоміцетів мав фільтрувальний папір. За внесення його до живильного середовища ФПА усіх штамів достовірно змінювалась та досягала максимумів на живильних середовищах з концентрацією 8 г/л (рис. 1). Таку дію фільтрувального паперу можна пояснити високим вмістом у ньому целюлози (до 98%) та відсутністю інших полімерів. Водночас, інгібування синтезу целюлаз базидіоміцетами за культивування їх на середовищах з іншими джерелами вуглецю може бути пов’язано з тим, що вони легко поглинаються міцелієм грибів та використовуються для живлення або з високою специфічністю їх до субстрату.

Отже, абсолютний максимум ФПА серед досліджених культур встановлено для штаму Д-1 I. lacteus за культивування на середовищі з фільтрувальним папером у концентрації 8 г/л. Штам К-1 I. lacteus порівняно із іншими культурами є найбільш лабільним і здатним до адаптації, оскільки виявляв ФПА за культивування у ширшому діапазоні джерел вуглецю.

Ендоглюканазна активність базидіоміцетів щодо Na-КМЦ також значно залежить від джерела вуглецю у живильному середовищі та його концентрації (рис. 2). Так само, як і в разі дослідження ФПА, визначення Na-КМЦ-активності показало, що глюкоза має найбільш виражений інгібуючий ефект на синтез целюлаз базидіоміцетами. Ендоглюканазна активність щодо Na-КМЦ порівняно з іншими культурами варіативніше змінювалась у штаму К-1 I. lacteus (рис. 2, а). Зростання концентрації мальтози, сорбіту або мікрокристалічної целюлози призводило до зменшення ендоглюканазної активності щодо Na-КМЦ штаму К-1 I. lacteus. Абсолютний максимум ендоглюканазної активності штаму К-1 I. lacteus стосовно Na-КМЦ встановлено на середовищі з мікрокристалічною целюлозою в концентрації 2 г/л.

Так само як і для ФПА, вивчення ендо-глюканазної Na-КМЦ-активності дозволило виявити, що штам К-1 I. lacteus є найбільш адаптогенним, а його ендоглюканазна активність варіює залежно від якісного та кількісного вмісту джерел вуглецю. Також встановлено, що додавання до середовища глюкози або лактози повністю пригнічує синтез Na-КМЦ-ендоглюканази штамами А-Дон-02, Д-1 I. lacteus та AnSc-1 D. confragosa f. confragosa.

Аналогічно до попередніх дослідів внесення до живильних середовищ різних джерел вуглецю впливало і на синтез базидіоміцетами ендоглюканази, яка здатна до гідролізу ГЕЦ (рис. 3). Так само виявлено, що штам К-1 I. lacteus є найбільш здатним

:й ІЗ

ф

и ft £ -£ •!

£ 10

112 tí

ог ■ м аСаСтиЛ имкц ифб —

і

й - ü л В 1 1

J пі і A. LJ Inj

2 4 6 8 С, г/л 10

цГ вМ оС □ Ст ■ Л шМКЦ иФБ

І i

» п

п J

4 6

С, г/л

10

S ^ а

£ * 4

° :■

16

§ v. ft

16 тшГ ам оСаСтиЛ яМКЦ иФБ

—1

і

4 6

С, г/л

10

-, аГ ■ t,1 gC dCtиЛ вМКЦ иФБ

j

-

— , J-i ^ 1 U-I

4 6

С, г/л

10

Рис. 1. Загальна целюлозолітична активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Irpex lacteus та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. confragosa (г) за культивування на живильних середовищах

з джерелами вуглецю у зазначеній концентрації

(тут і далі: Г — глюкоза, М — мальтоза, С — сахароза, Ст — сорбіт, Л — лактоза, МКЦ — мікрокристалічна целюлоза, ФБ — фільтрувальний папір)

б

а

г

в

и о •< В

150

100

50

0

□ Г ИМ □СаСтиЛпМКЦиФБІ

:їі

Вгл. .ггІД, иД д

8

150 -у нГ 100

и о •< в

50

0

|М □ С сіСтиЛ а МКЦ иФБ

!() С, г/л

2.В

150 (□£ 100

50

о

їм РС РСт ИЛ рМКЦ ИФБ

И

л Я пі* пШ лГЬ

2 4 6 8 Юг-

^ р° <5 л & •< в

150

100

50

0

■ Г ■ М □ С □ Ст ■ Л 0МКЦ ■ ФБ

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

П І гі І ті п

1.1 І Л 1 91 і-*-. II

6

8

Ю С, г/л

Рис. 2. Ендоглюканазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Irpex Іа^еш та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) стосовно Na-карбоксиметилцелюлози за культивування на живильних середовищах з джерелами вуглецю у зазначеній концентрації

до адаптації відповідно до нового джерела вуглецю, що виявляється у варіабельності активності ендоглюканази, специфічної до гідролізу ГЕЦ. У разі внесення до середовища глюкози або лактози спостерігали інгібування синтезу ГЕЦ-специфічної ендоглюканази штамами А-Дон-02, Д-1 Ігрех Іасівив та Ап8с-1 ВаейаІеорзіз со^гадоэа ^ confrago-ва. Так само, як і для №-КМЦ-активності, абсолютний максимум активності ГЕЦ встановлено для штаму К-1 І. Іаіїеив за культивування на середовищі з мікрокристалічною целюлозою у концентрації 2 г/л.

Целобіазна активність базидіоміцетів найістотніше змінювалась під впливом джерела вуглецю та його концентрації в живильному середовищі (рис. 4). Єдиним субстратом, за культивування на якому не встановлено целобіазної активності, є глюкоза, що пояснюється доступністю цієї речо-

вини для живлення грибів. Одразу для трьох штамів: К-1, Д-1 І. Іаіїеив та Ап8с-1 Б. соп-fгagosa ^ confragosa було виявлено максимальну целобіазну активність, значення якої достовірно між собою не відрізнялись (рис. 4, а; 4, в та 4, г, відповідно). Джерелами вуглецю, за культивування на яких встановлено максимальну целобіазну активність для базидіоміцетів, є мальтоза або сахароза в концентрації 8 або 10 г/л (залежно від штаму). Отже, за культивування на середовищах із цими сполуками зазначені штами синтезували неспецифічну целобіазу, яка здатна гідролізувати як целобіозу, так і мальтозу та сахарозу. Це пояснює відсутність ендоглюканазної активності в попередніх дослідах: для гриба більш енергетично доцільно синтезувати неспецифічну целобіазу, що гідролізуватиме дисахарид у живильному середовищі, ніж нездатну гід-

ен * -2: 8.И

и о •< В

80

40

0

□ Г ■ М рСрСтиЛ имкц ифе|

І, ІС7Аі -г! .1

ю С,г/л

¡н * л; -гичі лс

4 і -10

б

|М сзС сіСг вЛ вМКЦ вФБ -і

10

С, г/л

^ р° с л ^ •< в

120

80

40

0

□ Г вМ ос аСт вЛ вМКЦ вФБ

Л □. _П Ік Л. 1, _пї1, Лій

8

^ Р° <5 л ^ •< в

Ю С,г/л

120

80

40

0

□ Г в М □ С □ Ст в Л в МКЦ ■ ФБ

■ і і

1 ] 1 J 1 _І [- Я \

8

10

С, г/л

Рис. 3. Ендоглюканазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Ігрех Іа^е^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) щодо гідроксіетилцелюлози за культивування на живильних середовищах з джерелами вуглецю у зазначеній концентрації

б

а

г

в

а

г

в

° І " <<в

50

°С Л ^ •< В

□ Г нМ □ С пСт ■ Л □ МКЦ ■ ФБ

_ і»«, и-гии, г. і

10

С, г/л

§.в ...

Ч-® '

50

0

- □Г вМ □СоСтиЛ сзМКЦ иФБ

і .1 :

Ш1 , 1., 1.1 □, І

8

10

С, г/л

8.В

° <5 •< в

100

50

0

150

ІЗ Е? о & 100

Л & •< В 50

- - □ Г ■ М □ С □ Ст ■ Л а МКЦ ■ ФБ -

гП Пл Л [ 1 1 П 1

2 4 6 г 'сі О 00

—|□ Г вМ аС оСт ■ Л сзМКЦ иФБ

Б

:

т-Ш, п а, 1 п п

8

10

С, г/л

Рис. 4. Целобіазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Irpex Ш^є^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) за культивування на живильних середовищах з джерелами вуглецю

у зазначеній концентрації

ролізувати дисахариди внаслідок конфігурації активного центру [28].

Ґрунтуючись на тому, що найвищу ФПА усіх штамів встановлено за культивування на середовищі з фільтрувальним папером у концентрації 8 г/л, на другому етапі градацію концентрації фільтрувального паперу зменшено і досліджено целюлозолітичу активність у меншому діапазоні концентрацій джерела вуглецю (рис. 5). ФПА усіх штамів базидіоміцетів залишалася найвищою за концентрації фільтрувального паперу в живильному середовищі 8 г/л. Для штамів Irpex lacteus максимальні значення інших целюлаз виявлені на середовищах з такою самою концентрацією фільтрувального паперу. Ендоглюканазна активність штаму Апвс-1 D. confragosa ^ confragosa була максимальною на середовищі з концентрацією фільтрувального паперу 10 г/л, тимчасом як целобіазна активність — 8 г/л.

Таким чином, найбільш виражений інгібуючий вплив на синтез целюлаз базидіоміцетами здійснює глюкоза; за культивування на середовищах із дисахаридами базидіоміцети активніше продукують неспецифічну целобіазу, ніж ендоглюканазу. Для максимальної загальної целюлозолітичної активності досліджувані базидіоміцети слід культивувати на живильному середовищі з фільтрувальним папером у концентрації 8 г/л.

Отримані дані використано для оптимі-зації живильного середовища за джерелом азоту. Залежність зміни ФПА від джерела азоту та його концентрації в живильному середовищі наведено на рис. 6. Як видно, найбільшою мірою синтез целюлаз базидіо-

міцетами інгібували нітрит калію та сечовина, що можна пояснити токсичною дією на гриби як нітритів, так і сечовини. Як свідчать одержані результати, внесення до живильного середовища нітратів у вигляді солей з будь-якими іонами індукує синтез базидіоміцетами целюлаз.

Високі значення ФПА за культивування на середовищах з нітратом натрію (2 г/л) та нітратом кальцію (1,5 г/л) було встановлено для штаму К-1 I. Іаіїєиз. В останньому разі ФПА цього штаму є максимальною (рис. 6, а), що пояснюється стабілізуючою дією іонів кальцію на протеїни. Для синтезу целюлаз штамами А-Дон-02 та Д-1 I. Іаіїєиз оптимальним є культивування на живильному середовищі з 1,5 г/л нітрату амонію. Це можна пояснити наявністю в живильному середовищі одразу двох форм азоту, доступних для живлення зазначених штамів. Значення ФПА штаму Д-1 I. Іаіїєиз за культивування на живильному середовищі з 2 г/л нітратом натрію достовірно не відрізнялось від такого на середовищі з 1,5 г/л нітратом амонію. Однак, у другому разі вміст протеїну цього штаму нижчий, що свідчить про позитивний вплив нітрату амонію на синтез целюлаз.

Додавання до живильного середовища будь-якого джерела азоту в кількості вище

2 г/л виявило інгібування ФПА штаму Аи8е-1 Б. со^гадоза ^ confragosa. Найвищу загальну целюлозолітичну активність цього штаму встановлено за культивування на середовищах із сульфатом амонію і нітратом натрію в концентрації 1,5 та 2 г/л відповідно. Однак у першому випадку кількість целюлоз вказаного штаму вища, що підтверджується нижчим вмістом протеїнів

б

а

в

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

100 □ ФПА ИЫаКМЦ []ГЕЦ СіЦ

5§ ™

< в

Рі 5 р.

-П ¥ 1І "1 пя

ІП С,г/л

40

8 £ :С ■<в ю

□ ГЕЦ ПЦ -,

т- рФПА |№КМЦ СіГЕЦ ПЦ -,

8

і С С,г/л

<в 10

40 -її а Ф ПА

ЗО

І ЫаКМЦ рГЕЦ рЦ

0+Еті

б •>

9 10

С, г/л

100

8 В ч®

° 8

<А в

: 4-

г

-|— пФПА ■ МаКМЦ йГЕЦ С)Ц----------

10

С, г/л

Рис. 5. Целюлозолітична активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б),

Д-1 (в) Irpex ШєЬє^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) за культивування на живильних середовищах з фільтрувальним папером як єдиним джерелом вуглецю (ФПА — активність щодо фільтрувального паперу, №КМЦ — ендоглюканазна активність стосовно №-карбоксиметилцелюлози, ГЕЦ — ендоглюканазна активність стосовно гідроксіетилцелюлози,

Ц — целобіазна активність)

и о •< В

20

15

10

5

0

□ гя-п ,П

аі

1,5

2,5

І №N03 вкгюг аМН4МОЗ оСа(ЫОЗ)2

І (N44)2504 □ сечовина ■ пептон

8.В

с, г/л

20

15

5

Е. Іж

_ . -і - ■ і 1 1,5 2 : :■ С 1

□ №N03 ■ «N02 ■ (N44)2504 а сечовина □ МН4КЮЗ ■ пептон □ Са^ОЗ)2

Рн ^

2.В

^ С < В

20

15

10

5

0

XI

1.5

2.5

С, г/л

8.В

20

15

Ю

и о Л ^ •< В

_ п і] і 1

Пі И — , ■ ГГВ ^1 1 1,5 1 ■ , , : 2 ■ С

в □ №N03 ■ КЫ02 оПН4ЮЗ оСа(МОЗ)2 г □ NaNOЗ ■ «N02 □ МЬ^ОЗ □Ca(NOЗ)2

■ (N*«2304 ■ сечовина ■ пептон ■ (N44)2504 □ сечовина ■ пептон

Рис. 6. Загальна целюлозолітична активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Irpex ШеЬєш та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) за культивування на живильних середовищах

з джерелами азоту в зазначеній концентрації

у КФ. Саме тому додавання до живильного середовища штаму Ап8е-1 D. confragosa ^ confragosa 1,5 г/л сульфату амонію є більш сприятливим для синтезу целюлаз, здатних до гідролізу фільтрувального паперу.

Ендоглюканазна активність базидіоміцетів щодо Ыа-КМЦ також істотно змінюється залежно від джерела азоту, внесеного до живильного середовища (рис. 7). За культивування на середовищах із сечовиною в концентрації до 2 г/л штами К-1 та Д-1 I. Іасіе^ мають Ыа-КМЦ-актившсть, причому вона значно більша у К-1 I. Іасіеш, що підтверджує його високу ступінь адаптації до умов культивування. Оптимальне джерело азоту та його концентрація для синтезу базидіомі-

цетами №-КМЦ-специфічної ендоглюкана-зи лише у штаму К-1 I. Іасієив збігається з такими для ФПА досліджуваних культур. Це можна пояснити тим, що для гідролізу розчинних похідних целюлози потрібен лише один ензим, тимчасом як для гідролізу нерозчинної целюлози фільтрувального паперу необхідна узгоджена дія низки ензимів, і відсутність або незначна активність одного з них призводить до різкого зменшення ФПА.

Загалом, синтез ендоглюканази, специфічної до №-КМЦ, штамом А-Дон-02 I. Іас-ієив відбувається активніше за внесення до живильного середовища солей амонію, при цьому зростання концентрації джерела

а

в

а

б

азоту призводить до зниження Ка-КМЦ-активності штаму. Ендоглюканаза, специфічна до №-КМЦ, більш активна у штамі Д-1 I. Іа^еш також на середовищах з амонійними солями, однак максимум такої активності цього штаму визначено за концентрації

1,5 г/л для нітратної солі та 1,5 2 г/л для сульфатної солі (рис. 7, в). Штам Аи8е-1 D. confragosa ^ confragosa має максимальну ендоглюканазну активність щодо Ка-КМЦ за культивування на середовищі з 1,5 г/л нітрату амонію.

Залежність ендоглюканазної активності базидіоміцетів щодо ГЕЦ від джерела азоту показано на рис. 8. Залежність, встановлена для активності №-КМЦ, характерна і для ГЕЦ-активності ендоглюканази штамів виду I. Іа^еш. Лише залежність ендоглюка-назної активності щодо ГЕЦ штаму Ап8с-1 D. confragosa ^ confragosa мала певні особливості, що можна пояснити специфічністю синтезованого цим штамом ензиму. Так, максимум його ГЕЦ-активності встановлено на середовищі з нітратом натрію в концентрації 2 г/л. При цьому ГЕЦ-активність цього штаму за культивування на 1,5, 2,5 та 3 г/л нітрату амонію достовірно не відрізнялась.

Варіабельність активності целобіази базидіоміцетів істотно залежала від внесеного джерела азоту та його концентрації (рис. 9). Найбільш виражену інгібуючу дію на синтез целобіази має нітрит калію, а за вирощування штамів грибів на середовищах із сечовиною лише для штаму К-1 I. lacteus встановлено незначну целобіазну активність за концентрації цього субстрату 1 г/л.

Внесення пептону до живильного середовища не призводило до індукції синтезу цело-біази, що може відбуватись унаслідок впливу пептону на ріст і розвиток гриба, а не на синтез ензимів. Для синтезу штамом К-1 I. Іа^еш целобіази також найбільш сприятливим є 1,5 г/л нітрату кальцію. Максимальну активність целобіази штамів А-Дон-02 та Д-1 I. Іа^еш встановлено за внесення до живильного середовища 1,5 г/л сульфату амонію, а штаму Апвс-1 D. confragosa ^ топ-fragosa — 1 та 2 г/л нітрату натрію.

Виходячи з того, що максимум ФПА для штаму К-1 I. Іа^еш встановлено за культивування на середовищі з 1,5 г/л нітрату кальцію, штамів А-Дон-02 та Д-1 I. Іа^еш —

1,5 г/л нітрату амонію, Ап8с-1 Daedaleopsis confragosa ^ confragosa — 1,5 г/л сульфату амонію, на другому етапі оптимізації складу живильного середовища за джерелом азоту дослідження целюлозолітичної активності здійснено в меншому діапазоні концентрацій (рис. 10). Як випливає з рис. 10, на оптимальних джерелах 1,5 г/л азоту I. Іа^еш мають вищу ФПА порівняно з іншими концентраціями. Водночас, внесення цих джерел азоту неоднаково впливає на активність інших ензимів целюлазного комплексу штамами I. Іа^е^. Таку відмінність можна пояснити тим, що через багатостадійність ензиматичних реакцій гідролізу фільтрувального паперу оптимальні умови для кожного ензиму окремо відрізняються від умов, за яких відбувається не лише активний синтез целюлаз, але й синергізм та взаєморегу-ляція їх дії. Встановлено, що ФПА штаму Апвс-1 D. confragosa ^ confragosa достовір-

и о Л & •< В

150

100

50

0

—ги. .я» гіг.

_п________________

1,5

2,5

З С, г/л

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

и о Л ^ •< В

150

100

50

0

ІТІ

15

25

■ С, г/л

□ №N03 ■ «N02 □ N44NOЗ □ Са^ОЗ)2 □ №N03 ■ «N02 □N44NOЗ □ Ca(NOЗ)2

■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон б ■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон

8 у ч$ ИЮ

50 0

у С

л & < в

]\ пПІІ „ПЕІ г, И

І І» 1 Ь» ■ 1 1 1 1,£ 2 [ 1-м », 1-І 1 1-М — І : : ; с,і

° <5 < в

150

100

50

15

2 5

С, г/л

О №N03 ■ «N02 □ N44NOЗ □ Са^ОЗ)2

■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон г

□ №N03 ««N02

■ (N44)2304 □ сечовина

□ NH4NOЗ ■ пептон

□ (^(N03)2

Рис. 7. Ендоглюканазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б),

Д-1 (в) Irpex Іа^е^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) щодо ^-карбоксиметилцелюлози за культивування на живильних середовищах з джерелами азоту

в зазначеній концентрації

а

в

§ * :: ,'К-

о §

■<в ::

лТС

ди

15

25

□ №N03 ■ «N02

■ (N44)2304 □ сечовина

□ МН4МОЗ ■ пептон

□ <^(N03)2

8.И

и о •< в

80

60

40

20

0

Ш "^ТГІТТгГҐІ ■. п ггі ■

■: С, г/л

1.5

25

■ С, г/л

□ :із:і : :• а «N02 □ N44N03 □ Ca(NOЗ)2

■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон

к * :: § 5Ї ■■:

Ц -;-

, Я::

-<В ■

к ■Нг^ -Іттг 1x1 -II п

1.5

2 5

□ ЫаМОЗ ■ «N02 □ N44NOЗ □ Ca(NOЗ)2

■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон

■ С, г/л

20

.Пі □,

гл

1.5

25

С, г/л

□ №N03 ««N02

■ (N44)2304 □ сечовина

□ NH4NOЗ ■ пептон

□ Са(МЭЗ)2

Рис. 8. Ендоглюканазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б),

Д-1 (в) Irpex ІаеЬе^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. confгagosa (г) щодо гідроксіетилцелюлози за культивування на живильних середовищах з джерелами азоту в зазначеній концентрації

и У - -

8 И

И ',3

В П

і

- Ij.I1 1. пЛ ■ ІЗ п-і _

1,5

2,5

:і с, г/л

«№N03 І (N44)2304

І «N02 і сечовина

□ І\ІН4МОЗ ■ пептон

□ Са(ІМОЗ)2

%

< в :і

б

_ і і

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

1 п _ Н 1 ■ П г - І ГН _ т

1,5

2,5

З С, г/л

■№N03 ■ «N02 □ МН4ШЗ □ Са(ЫОЗ)2

■ (N44)2304 □ сечовина ■ пептон

. У00

8.И о о & І?

П 1

-■п ■, і: 1 пП-І_ пПя_ П ■

1,5

2,5

З С,г/л

а №N03 а «N02 □ М44МОЗ □ Са^ОЗ)2

а (N44)2304 □ сечовина а пептон

и о Л ^ •< В

100

50

0

1 П-а_ ■ гП. 1 ]гги_,пп-м_,0

1,5

2,5

С, г/л

І №N03 ■ «N02

І (N44)2304 ■ сечовина

□ М44МОЗ ■ пептон

□ Са^ОЗ)2

Рис. 9. Целобіазна активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б), Д-1 (в) Ігрех ІаеЬе^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) за культивування на живильних середовищах з джерелами азоту в зазначеній концентрації

100 -А ПФПА иЫаКМЦ рГЕЦ РЦ 80

б

-М3 0й

■<в УХі

100

ІйО

1,15 1,3 1,5 1,65 1,8 2 С> г/л

■ ФПА ■ №КМЦ □ ГЕЦ РЦ,

Із

шМІ

1 1,15 1,3 1,5 1,65 1,8 2

С, г/л

150 т] ДФПА

1 1,15 1,3 1,5 1,65 1,8

г

100

80

С, г/л

; С, г/л

Рис. 10. Целюлозолітична активність штамів К-1 (а), А-Дон-02 (б),

Д-1 (в) Ігрех ШеЬе^ та AnSc-1 Daedaleopsis confragosa ^ confгagosa (г) за культивування на живильних

середовищах з оптимізованими джерелами азоту

а

в

г

а

в

г

а

в

но зростає та є максимальною з додаванням 1,65 г/л азоту порівняно з концентрацією

1.5 г/л.

Отже, в результаті проведеної роботи

з оптимізації складу живильного середовища за джерелом азоту для активності целю-лозолітичних ензимів встановлено, що максимальну інгібуючу дію мають нітрити та сечовина, а індукуючу — нітрати солей. Оптимальним джерелом азоту для целюло-золітичних ензимів штамом К-1 I. lacteus є

1.5 г/л нітрату кальцію, А-Дон-02 та Д-1

I. lacteus — 1,5 г/л нітрату амонію, а AnSc-1 D. confragosa f. confragosa — 1,65 сульфату амонію. Порівнюючи отримані дані з існуючими в літературі, можна зауважити, що вони загалом збігаються. Зокрема, у нечисленних роботах, які стосуються вищих бази-діальих грибів [32], вченими встановлено активуючий ефект нітратів амонію на синтез целюлаз, що також корелює з даними

ЛІТЕРАТУРА

1. Базунова М. В., Прочухан Ю. А. Способы утилизации отходов полимеров // Вест. Башкир. унта. — 2008. — Т. 13, № 4. — С. 875-885.

2. Лобачева Г. К., Желтобрюхов В. Ф., Прокопов В. И. и др. Состояние вопроса об отходах и современных способах их переработки: Уч. пособие. — Волгоград: Изд-во ВолГУ, 2005. — 176 с.

3. Demirbas A. Biorefineries. — London: Springer, 2010. — 336 p.

4. Lichtfouse E. Biodiversity, biofuels, agroforestry and conversation agriculture // Sust. Agricult. Rev. — 2011. — V. 5. — P. 123-148.

5. Gibbons W. R., Hughes S. R. Integrated biorefineries with engineered microbes and high-value co-products for profitable biofuels production // In Vitro Cel. Dev. Biol. — Plant. — 2009. — N 45. — P. 218-228.

6. Gaden E. L. Applications of Biotechnology in Traditional Fermented Food. — Washington: The National Academies Press, 1992. — 208 p.

7. Ladisch M. R. Putting biotechnology to work: bioprocess engineering. — Washington: The National Academies Press, 1992. — 132 p.

8. Lee J. Biological conversion of lignocellulosic biomass to ethanol // J. Biotech. — 1997. — V. 56, N 1. — P. 1-24.

9. Saha B. C. Hemicellulose bioconversion // J. Ind. Microb. Biotech. — 2003. — V. 30. — P. 279-291.

10. Сибірний А. Біопаливний етанол з лігноцелюло-зи (рослинної біомаси): досягнення, проблеми, перспективи // Вісн. НАН України. — 2006. — № 3. — С. 32-48.

11. Чешкова А. В. Ферменты и технологии для текстиля, моющих средств, кожи, меха: Уч. пособие для вузов. — Иваново: ГОУВПО ИГХТУ, 2007. — 282 с.

12. Akhtar M, Scott G.M., Swaney R.E. et al. Biomechanical pulping: a mill-scale evaluation // Resour. Conserv. Recycling. — 2000. — N 28. — P. 241-252.

13. Ramage M. P. Liquid transportation fuels from coal and biomass: technological status, costs, and environmental impacts. — Washington: The National Academies Press, 2009. — 388 p.

літератури щодо нижчих грибів [21]. Порівняння отриманих результатів з підбору оптимального джерела вуглецевого живлення з даними літератури ускладнено через використання в більшості робіт, присвячених базидіоміцетам [16, 32], природних джерел вуглецю, зокрема деревини різних видів рослин. Однак ученими встановлено активуючий ефект фільтрувального паперу на синтез целюлаз у нижчих грибів [33], що також характерно і для базидіоміцетів, — про це свідчать отримані нами результати.

Встановивши оптимальні джерела вуглецю та азоту, а також їхню концентрацію, можна розрахувати оптимальне співвідношення вуглецю до азоту для целюлаз базидіоміцетів, яке становить 5,3:1 для штамів К-1, А-Дон-02 та Д-1 I. lacteus і 4,8:1 для штаму AnSc-1 D. confragosa f. confragosa.

Роботу проведено за спонсорської підтримки суспільної організації «Развитие» (Росія).

14. Shapiro T. H. America’s Energy Future: Technology and Transformation. — Washington: The National Academies Press, 2009. — 650 p.

15. Беккер З. Э. Физиология и биохимия грибов. — М.: Изд-во МГУ, 1988. — 230 с.

16. Ферментные системы высших базидиомицетов / Под ред. Даниляк Н. И., Семичаевский В. Д., Дудченко Л. Г. и др. — К.: Наук. думка, 1989. — 280 с.

17. Tan T. K., Yeoh H. H., Paul K. Cellulolytic activities of Trichoderma hamatum grown on different carbon substrates. // MIRCEN J. — 1986. — N 2. — P. 467 — 472.

18. Kyslikova E, Volfova O. Cell growth and cellulase production in Trichoderma viride on microcrystalline cellulose // Folia Microbiol. — 1981. — V. 26. — P. 303 — 308.

19. Острикова Н. А., Коновалов С. А. Биосинтез целлю-лазы мутантным штаммом Tri cho derma viride 44 на средах с различными источниками углерода // Прикл. биохим. микробиол. — 1981. — Т. 17, № 6. — С. 854-858.

20. Острикова Н. А., Коновалов С. А. Влияние источников азота на биосинтез целлюлазы мутантным штаммом Trichoderma viride 44 // Там же. — 1983. — Т. 19, № 4. — С. 498-502.

21. Саловарова В. П., Грачев Ю. П., Ваганова М. С. Влияние состава питательной среды на биосинтез целлюлозолитических ферментов при глубинном культивировании гриба Trichoderma longibrachiatum 7-26 // Там же. — 1978. — Т. 14, № 2. — С. 172-176.

22. Древаль К. Г., Бойко М. І. Нові продуценти целю-лозолітичних ензимів серед вищих базидіальних грибів // Біотехнологія. — 2011. — Т. 4, № 1. — С. 87-92.

23. Древаль К. Г., Кузнецова К. В., Юдіна А. В. та ін. Динаміка синтезу целюлаз вищими дереворуй-нівними базидіальними грибами // Мікробіол. біотехнол. — 2011. — № 4 (16). — С. 52-60.

24. Древаль К. Г. Бойко М. І. Культивування базидіоміцетів — активних продуцентів це-люлозолітичних ензимів. І. Загальна целюлозо-літична активність культуральних фільтратів

базидіоміцетів // Біотехнологія. — 2012. — Т. 5, № 1. — С. 107-114.

25. Семенов С. М. Лабораторные среды для акти-номицетов и грибов. — М.: Агропромиздат, 1990. — 240 с.

26. Ghose T.K. Measurement of cellulase activity // Pure Appl. Chem. — 1987. — V. 59, N 2. — P. 257-268.

27. Синицын А. П., Черноглазов В. М., Гусаков А. В. Методы изучения и свойства целлюлозолитиче-ских ферментов // Итоги науки и техники. Сер. Биотехнология. — 1993. — Т. 25. — 152 с.

28. Синицын А. П., Гусаков А. В., Черноглазов В. М. Биоконверсия лигноцеллюлозных материалов: Уч. пособие. — М.: Изд-во МГУ, 1995. — 224 с.

29. Nelson N. A photometric adaptation of the Shomogyi method for the determination of glucose // J. Biol.

КУЛЬТИВИРОВАНИЕ БАЗИДИОМИЦЕТОВ — АКТИВНЫХ ПРОДУЦЕНТОВ ЦЕЛЛЮЛОЗОЛИТИЧЕСКИХ ЭНЗИМОВ.

V. СОСТАВ ПИТАТЕЛЬНОЙ СРЕДЫ ПО ИСТОЧНИКАМ УГЛЕРОДА И АЗОТА

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

К. Г. Древаль, М. И. Бойко

Донецкий национальный университет, Донецк

E-mail: k.dreval@gmail.com

Оптимизирован состав питательной среды по источникам углерода и азота для проявления максимальной активности энзимов цел-люлозолитического действия базидиомице-тов. Установлено, что среди источников углерода наиболее выраженный ингибирующий эффект проявляет глюкоза, при культивировании на средах с дисахаридами бази-диомицеты активнее продуцируют неспецифическую целлобиазу, чем эндоглю-каназу. Для проявления максимальной цел-люлозолитической активности базидиомице-ты следует культивировать на среде с фильтровальной бумагой в концентрации 8 г/л. В результате проведенной работы по оптимизации состава питательной среды по источнику азота установлено, что наиболее выраженный ингибирующий эффект проявляют нитриты и мочевина, а максимальная индукция активности целлюлаз происходит при внесении в питательную среду нитратов. Оптимальным источником азота для штамма К-1 Irpex lacteus является 1,5 г/л нитрата кальция, А-Дон-02 и Д-1 Irpex lacteus —

1,5 г/л нитрата аммония, а AnSc-1 Daedaleop-sis confragosa f. confragosa — 1,65 г/л сульфата аммония. Оптимальным соотношением углерода к азоту для штаммов К-1, А-Дон-02, Д-1 I. lacteus является 5,3:1 и 4,8:1 — для штамма AnSc-1 D. confragosa f. confragosa.

Ключевые слова: базидиомицеты, целлюлозо-литические энзимы, состав питательной среды, углерод, азот, Irpex lacteus, Daedaleop-sis confragosa f. confragosa.

Chem. — 1944. — V. 153, N 2. — P. 375 — 379.

30. Дарбре А. Практическая химия белка: Пер. с англ. — М.: Мир, 1989. — 623 с.

31. Приседський Ю. Г. Статистична обробка результатів біологічних експериментів: Навч. посібник. — Донецьк: Кассіопея, 1999. — 210 с.

32. Elisashvili V., Kachlishvili E., Penninchx M. Effect of growth substrate, method of fermentation, and nitrogen source of Lignocellulose-degrading enzymes production by white-rot basis-diomycetes // J. Ind. Microb. Biotech. — 2008. — N35. — P. 1531-1538.

33. Tan T. K., Yeoh H. H., Paul K. Cellulolytic activities of Trichoderma hamatum growth on different carbon substrates // MIRCEN. J. — 1986. —N2. — P.467-472.

CULTIVATION OF BASIDIOMYCETES WHICH ARE ACTIVE PRODUCERS OF CELLULOLYTIC ENZYMES.

V. NUTRIENT MEDIUM ON SOURCES OF CARBON AND NITROGEN

К. G. Dreval, M. I. Boyko

Donetsk National University, Donetsk E-mail: k.dreval@gmail.com

Nutrient medium composition on sources of carbon and nitrogen for maximal activity of basidiomycetes cellulolytic enzymes has been optimized. It was found that among carbon sources the most pronounced effect on repressing the cellulases activity exhibits glucose. While being cultivated on nutrient mediums with disaccharides, basidiomycetes produced nonspecific cellobiase more than endoglu-canase. To receive cultural liquids of basidiomycetes with highest total cellulolytic activity, strains should be cultivated on nutrient mediums containing filter paper as single carbon source in concentration 8 g/l. As a result of culture medium optimization for nitrogen source it was revealed that nitrites and urea display maximal inhibiting effect and maximum induction occurs when nitrates are brought into the culture medium. The best nitrogen source for cellulases activity for К-1 Irpex lacteus strain is 1,5 g/l calcium nitrate; А-Дон-

02 and Д-1 Irpex lacteus are 1,5 g/l ammonium nitrate; and AnSc-1 Daedaleopsis confragosa f. confragosa — 1,65 g/l ammonium sulfate. Optimal ratios of carbon to nitrogen for cellulases activity are 5,3:1 for К-1, А-Дон-02, Д-1 I. lacteus strains and 4,8:1 for AnSc-1 D. confragosa f. confragosa one.

Key words: basidiomycetes, cellulolytic enzymes, nutrient medium composition, carbon, nitrogen, Irpex lacteus, Daedaleopsis confragosa f. confragosa.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.