CC BY
182
© Е. С. Ворошилина, д. л. Эорников, е. Э. Плотко
ГБОУ ВПО Уральский государственный медицинский университет Минздрава России, МФЦ «Гармония», Екатеринбург
коррекция дисбиоэа влагалища кавитированным раствором хлоргексидина в первом триместре
БЕРЕМЕННОСТИ: ЭффЕКТИВНОСТь
и безопасность
УДК: 618.215-084:618.39-089.888.14.
■ Цель исследования - оценить изменения качественного и количественного состава вагинального микробиоценоза у беременных в первом триместре беременности после обработки влагалища 0,05%-м раствором хлоргексидина, кавитированным низкочастотным ультразвуком (НУЗ), и обосновать необходимость дотации лактобацилл на втором этапе коррекции дисбиоза влагалища.
Материалы и методы. Для оценки эффективности коррекции вагинального микробиоценоза с помощью обработки влагалища кавитированным раствором хлоргексидина 0,05% и необходимости последующей дотации лактофлоры у беременных в I триместре было обследовано 104 пациентки, планировавших искусственное прерывание беременности (ИНЬ) в сроках от 5 до 12 недель методом вакуум-аспирации. С целью подготовки к прерыванию беременности всем женщинам проводили обработку влагалища и экзоцервикса 0,05%-м водным раствором хлоргексидина, кавитированным НУЗ. Состояние микробиоценоза влагалища до и после обработки оценивали путем микроскопического исследования препаратов, окрашенных метиленовым синим и по Романовскому-Гимзе, а также методом НЦР с детекцией результатов в реальном времени (НЦР-РВ, тест-система Фемофлор-16, НПО «ДНК-Технология», Москва).
Результаты. У пациенток с нормоценозом количество лактофлоры после обработки снижалось соответственно уменьшению общей колонизации влагалища, при этом доля лактобацилл в составе микробиоценоза влагалища практически не изменялась и составляла более 90% у всех обследованных беременных. У пациенток с дисбиозом влагалища снижение степени колонизации после обработки кавитированным УЗ водным раствором хлоргексидина происходит преимущественно за счет абсолютного и относительного содержания условно патогенных микроорганизмов в составе микробиоценоза. Однако исходно низкое содержание лактобацилл при тяжелых формах дисбиоза влагалища не позволяет достичь их оптимального уровня после первого этапа лечения. В этих случаях необходимость дотации лактобацилл на втором этапе терапии не вызывает сомнений. Заключение. Полученные в ходе настоящего исследования данные демонстрируют безопасность обработки влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05%-м раствором хлоргексидина у беременных с точки зрения воздействия на нормофлору влагалища, что позволяет использовать метод как профилактический перед проведением инвазивных процедур вне зависимости от исходного состояния вагинальной микробиоты. Данный метод оказался эффективным в лечении дисбиоза влагалища, однако сохраняющийся дефицит лактофлоры диктует необходимость ее дотации на втором этапе.
■ Ключевые слова: микробиоценоз влагалища; лактобациллы; кавитированный раствор хлоргексидина; беременность, I триместр; ПЦР в реальном времени.
Вагинальный микробиоценоз является сложной динамической системой микроорганизмов, постоянно взаимодействующих с хозяином. Применение современных молекулярно-генетических методов позволило существенно расширить представления о составе микрофлоры влагалища и взаимодействии между различными ее представителями. Открыты новые, ранее неидентифицируемые и некультивируемые микроорганизмы, а также пересмотрены некоторые вопросы систематики вагинальных микробов [17, 22, 20, 18, 15].
Со времен Додерлейна (1892), который впервые описал, что во влагалище здоровых женщин присутствуют грамположительные палочки, способные продуцировать молочную кислоту и тем самым подавлять рост сопутствующих микроорганизмов [16], считается, что в норме у женщин репродуктивного возраста домини-
рующее положение в данном биотопе занимают представители рода Lactobacillus. В норме лактобациллы составляют 80-100 % от всех выделяемых из влагалища микроорганизмов [1]. Оставшаяся доля бактерий в составе микробиоценоза приходится на куда большее количество видов, отнесенных к условно патогенной микрофлоре (например, Gardnerella vaginalis, Atopobium vaginae, Escherichia coli, Mobiluncus spp. и т. д.). Рост и размножение данных микроорганизмов сдерживается лактобациллами, конкурирующими с ними за рецепторы адгезии на эпителиальных клетках и питательный субстрат, а также за счет синтеза лактобациллами целого ряда веществ с антибактериальной активностью: молочной кислоты [23], бактериоци-нов [10] и перекиси водорода [19].
Однако такое равновесие в вагинальном микробиоценозе наблюдается не всегда. Чрезмерное
30
оригинальные исследования
размножение условно патогенной микрофлоры приводит к развитию дисбиотических состояний, наиболее частым из которых является бактериальный вагиноз (БВ). Несмотря на бурный интерес исследователей и большое количество изысканий по данному вопросу, этиология БВ до сих пор не ясна [26]. Остается неясным, почему лактобациллы, доминировавшие в составе вагинального биотопа, вдруг теряют свои лидирующие позиции, позволяя другим микроорганизмам стремительно увеличивать свое количество. В лечении БВ также не достигнуто существенных успехов. стандартная терапия метронидазолом и клиндамицином далеко не всегда приводит к желаемым результатам; рецидивы БВ в течение года после лечения могут наблюдаться у 50 % пациенток [13, 12, 21, 24].
На сегодняшний день установлено, что развитие БВ сопряжено с формированием биопленок на слизистой влагалища, состоящих из нескольких видов микроорганизмов, прежде всего облигатных анаэробов [25]. Внутри биопленки микроорганизмы менее чувствительны к внешним воздействиям, в том числе к антимикробным и антисептическим препаратам [14] по сравнению с бактериями, существующими в дисперсном «планктонном» состоянии. Этот факт может объяснять сложности лечения дис-биотических нарушений и в частности БВ, как клинико-лабораторного синдрома, в основе которого всегда лежит анаэробный дисбиоз [2]. Таким образом, становится актуальным создание технологий, позволяющих либо подавлять рост и размножение микробов внутри биопленки, либо разрушать ее, переводя микроорганизмы в «планктонное» состояние.
Эксперименты и клинические исследования показали, что достаточно эффективным средством сенсибилизации биопленок к антимикробным агентам может быть обработка влагалища растворами лекарственных средств, кавитиро-ванных низкочастотным ультразвуком (НУЗ). Биоакустический эффект ультразвукового воздействия проявляется в уменьшении жизнеспособности бактерий в биопленках в результате одновременного воздействия низкочастотного ультразвука и антимикробных препаратов [11]. Предложена методика обработки влагалища раствором хлоргексидина 0,05 %, кавитирован-ным НУЗ, и показана ее эффективность в лечении инфекционно-воспалительных заболеваний гениталий, возможности профилактики инфекционных осложнений после внутрима-точных вмешательств [5, 9]. В настоящее время установлено, что воздействие лекарственных растворов, кавитированных низкочастотным
НУЗ, обеспечивает полноценное освобождение слизистой влагалища и экзоцервикса от патологических выделений и глубокое проникновение лекарственных средств в очаг воспаления. Немаловажным аргументом для широкого применения данного метода в акушерстве и гинекологии является его простота и универсальность, возможность применения в подразделениях амбулаторного и стационарного звена [4].
Однако широкое применение данной технологии как с лечебной, так и профилактической целью, ставит вопрос о сохранности лактофлоры, количество которой во влагалище при дисбиоти-ческих процессах изначально снижено. Вопрос о необходимости вагинального введения лакто-бацилл этой категории пациенток после обработки влагалища кавитироваными НУЗ раствором антисептиков является предметом дискуссий. Также не изучены последствия НУЗ воздействия на содержание нормофлоры и на состав вагинальной микробиоты у женщин с физиологическим микробиоценозом, которым проводят данную манипуляцию с целью профилактики инфекционно-воспалительных осложнений ин-вазивных гинекологических манипуляций, при этом предварительная оценка состояния микробиоценоза влагалища не проводится.
Особую проблему коррекция вагинального дисбиоза представляет у беременных в первом триместре беременности. для данной категории пациенток выбор медикаментозных средств для лечения воспалительных и дисбиотических состояний влагалища существенно ограничен, что диктует необходимость поиска эффективных и безопасных немедикаментозных методов терапии. Восстановление популяции лактобацилл в вагинальном биотопе после проведенного лечения беременной является залогом формирования стабильного нормоценоза на протяжении всего периода гестации. разработка обоснованных с точки зрения доказательной медицины критериев назначения пробиотиков беременным женщинам является актуальной проблемой акушерства и гинекологии.
Цель исследования — оценить изменения качественного и количественного состава вагинального микробиоценоза у беременных в первом триместре беременности после обработки влагалища 0,05 % раствором хлоргексидина, кавитированным НУЗ, и обосновать необходимость дотации лактобацилл на втором этапе коррекции дисбиоза влагалища.
Материалы и методы
Обследованы 104 пациентки, планировавшие искусственное прерывание беременности (ИПБ)
в сроках от 5 до 12 недель методом вакуум-аспирации, в том числе в сроках до 6 недель беременности — 37 женщин (35,6 %), в сроках 6-12 недель — 67 женщин (64,4 %). Прерывание неразвивающейся беременности проведено у 12 (11,5 %) пациенток. средний возраст беременных составил — 28,7 ± 0,7 лет. Возраст менархе — 13,3 ± 0,5 лет, продолжительность менструального цикла 28,9 ± 0,8 дней, менструального кровотечения — 5,1 ± 0,6 дней. Среди обследованных женщин роды в анамнезе были у 73 человек (70,2 %), в том числе закончились операцией кесарева сечения у 10 женщин (9,6 %). Первую беременность в прошлом прервали 18 женщин (17,3 %). Искусственные и самопроизвольные аборты в анамнезе имели 15 человек (14,4 %). Воспалительные заболевания органов малого таза в анамнезе зарегистрированы у 9 женщин (8,7 %), воспалительные заболевания нижних отделов гениталий — у 15 (14,4 %) обследованных. Среди инфекций, передаваемых половым путем, в анамнезе отмечены такие, как хламидийная инфекция — у 6 женщин (5,8 %), трихомониаз у одной пациентки (0,9 %), инфекция, ассоциированная с генитальными микоплазмами или уреаплазмами, — у 15 женщин (14,4 %).
С целью подготовки к прерыванию беременности методом вакуум-аспирации всем женщинам проводили обработку влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05 % раствором хлоргексидина с помощью аппарата АУЗХ-100 в соответствии с методическими указаниями [4]: время воздействия — 1-2 минуты, мощность — 6-8 единиц, объем используемого раствора — 150-200 мл. Беременным с клинико-лабораторными признаками вагинита или БВ назначали от трех до пяти процедур, обработку проводили один раз в сутки, последнюю — за 1-2 часа до манипуляции; клинически здоровым женщинам с профилактической целью выполняли одну процедуру за 1-2 часа до манипуляции.
Состояние микробиоценоза влагалища исследовали микроскопическим методом и методом ПЦР с детекцией результатов в реальном времени (ПЦР-РВ). Исследование проводили дважды: до (на этапе первичного консультирования) и непосредственно после обработки влагалища и экзоцервикса кавитированным НУЗ водным 0,05 % раствором хлоргекси-дина. для микроскопического исследования отделяемое задне-бокового свода влагалища помещали на два предметных стекла, окрашивали метиленовым синим и по Романовскому-Гимзе. Интенсивность воспалительного про-
цесса в вагинальном эпителии оценивали по количеству лейкоцитов и индексу воспаления (ИВ) — соотношению лейкоцитов к эпителиальных клеткам [7]. Интерпретацию результатов микроскопического исследования проводили в соответствии с классификацией Кира Е. Ф. [3]. ПЦР-РВ проводили согласно инструкции производителя (тест-система Фемофлор-16, НПО «ДНК-Технология», Москва). Интерпретацию результатов ПЦР-РВ проводили в соответствии с ранее разработанными критериями [1], всех пациенток по состоянию микробиоценоза разделили на 4 группы: абсолютный нормоценоз (АН), условный нормоценоз (УН), умеренный дис-биоз (УД) и выраженный дисбиоз (ВД).
Критериями исключения являлись наличие ВИЧ-инфекции, сифилиса, гепатитов В и С, ге-нитальных инфекций, вызванных облигатны-ми патогенами (C. trachomatis, N. gonorhaeae, M. genitalium, T. vaginalis), выявление дрожже-подобных грибов рода Candida при микроскопии, получение местной или системной анти-битикотерапии в течение 4 предшествующих обследованию недель.
В качестве средних значений общей бактериальной массы и количества лактобацилл использовали медианы (М). Также рассчитывали 0,05 и 0,95 перцентили для описания вариации признака в исследуемых группах. Для оценки достоверности рассчитывали критерий Манна-Уитни в программе IBM SPSS Statistics 20. Изменения интерпретировали как достоверные при уровне значимости (а) 0,05.
Результаты исследования и их обсуждение
Основным маркером интенсивности воспалительного процесса во влагалище является количество лейкоцитов. В связи с отсутствием четких норм содержания лейкоцитов в вагинальном отделяемом более информативным следует считать определение индекса воспаления (ИВ) — соотношения лейкоцитов к клеткам вагинального эпителия, который у большинства здоровых женщин составляет менее 1 [7]. У 42 (40,4 %) из 104 обследованных беременных при первичном обращении ИВ был более 1, что свидетельствовало о наличии воспалительной реакции слизистой влагалища. После проведения обработки влагалища кавитированным раствором хлоргексидина количество женщин с повышенным ИВ (более 1) снизилось в 4 раза и составило 12 (11,5 %) человек. Соответственно, возросла доля женщин с нормальным его значением (рис. 1).
100% 80% 60% 40% 20% 0%
40,4%
59,6%
П
■ 40,4%
88,5%
До обработки
После обработки I ИВ > 1 ШИВ < 1
Рис. 1. Динамика ИВ, по данным микроскопического исследования, у беременных женщин в I триместре до и после обработки влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05%-м раствором хлоргексидина (п = 104)
С учетом данных объективного обследования и микроскопии 34 (32,7 %) из 104 беременных были отнесены к категории клинически здоровых: состояние вагинальной микрофлоры соответствовало нормоценозу, а жалобы и клиника, указывающие на патологию влагалища, отсутствовали. У 70 (66,3 %) обследованных были выявлены клинико-лабораторные признаки патологии влагалища, однако дисбио-тический тип мазка был обнаружен только у 8 (7,7 %) женщин. У остальных беременных микроскопическая картина не соответствовала нормоценозу, однако этиологически значимый агент не был установлен. Так, промежуточный тип мазка выявили у 20 (19,2 %) женщин; воспалительный, соответствующий неспецифическому вагиниту, — у 42 (40,4 %) беременных (рис. 2).
32,7%
7,7%
19,2%
□ нормоценоз ■ промежуточный тип
П дисбиотический тип ■ воспалительный тип
Рис. 2. Структура микробиоценоза влагалища у беременных женщин в первом триместре до обработки влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05%-м раствором хлоргексидина, по данным микроскопического исследования (Ы = 104)
Возможности микроскопического исследования для изучения вагинальной микрофлоры ограничены, так как большинство значимых в патологии микроорганизмов невозможно идентифицировать по морфологическим признакам. Исследование микробиоценоза влагалища у этих же пациенток методом ПЦР-РВ позволило более точно охарактеризовать состояние микробиоты. У беременных с промежуточным типом мазка в 95 % случаев был выявлен дисбиоз или условный нормоценоз по данным ПЦР-РВ, также отклонения от нормы были установлены у 65 % женщин с неспецифическитм вагинитом (рис. 3). В связи с этим для оценки динамики
%
2,9%
10090 80 70 60 50 40 30 20 10 0
35,0% 20,0%
40,0% 5,0%
7,3%
12,2%
48,8%
34,1% J
<Ь°
/
Г
■ ВД
□ УД
□ УН
□ АН
Рис. 3. Структура микробиоценоза влагалища по данным ПЦР-РВ у беременных женщин в первом триместре в зависимости от микроскопической картины (Ы = 104)
%
100908070605040302010 0
А ЖЦШ
1 6,3%
14,4%
10,6% /¿к 12,5%
35,6% /
67,3%
/
37,5% W
V
До обработки После обработки
■ ВД ПУД ШУН □ АН
Рис. 4. Структура микробиоценоза влагалища, по данным ПЦР-РВ, у беременных женщин в первом триместре до и после обработки влагалища кавитирован-ным НУЗ водным 0,05%-м раствором хлоргексидина (n=104)
количественного и качественного состава вагинальной микробиоты до и после обработки влагалища кавитированным НУЗ водным раствором хлоргексидина было решено использовать данные ПЦР-РВ.
Структура микробиоценоза влагалища, по данным ПЦР-РВ, у обследованных женщин до и после обработки влагалища представлена на рисунке 4.
Критериям нормоценоза соответствовало состояние микробиоценоза у 76 (73,1 %) беременных при первичном обследовании; в том числе у 39 (37,5 %) женщин выявили абсолютный нормоценоз и у 37 (35,6 %) — условный нормоценоз. После обработки влагалища критериям нормоце-ноза соответствовало состояние микробиоценоза у 83 (79,8 %) из 104 обследованных женщин, при-
чем у 70 (67,3 %) выявлен абсолютный и всего у 13 (12,5%) — условный нормоценоз. Уменьшение доли пациенток с условным нормоценозом обусловлено снижением содержания Ureaplasma spp. в исследуемых образцах под воздействием УЗ и хлоргексидина ниже клинически значимого порога в 104 ГЭ/мл.
Критериям дисбиоза соответствовало состояние микробиоценоза у 28 (26,9 %) беременных при первичном обследовании; в том числе умеренный дисбиоз — у 11 (10,6%), выраженный дисбиоз — у 17 (16,3%) женщин. Дисбиоз во всех случаях был обусловлен доминированием облигатных анаэробов. После обработки влагалища критериям дисбиоза, по данным ПЦР-РВ, соответствовало состояние микрофлоры у 21 (20,2 %) пациентки, при этом частота выявления выраженного дисбиоза снизилась трехкратно — это состояние определяли только у 6 (5,8 %) женщин. Умеренный дисбиоз идентифицировали у 15 (14,4 %) обследованных. Положительная динамика состояния вагинального микробиоценоза после обработки кавитированным раствором хлоргексидина отмечена у большинства беременных с дисбиозом. Так у 7 из 11 пациенток умеренный дисбиоз после обработки влагалища сменился на абсолютный нор-моценоз; восстановление микробиоценоза влагалища до абсолютного нормоценоза наблюдали у 3 из 17 беременных с выраженным дисбиозом, у 11 пациенток из этой группы после орошений в 9 случаях выявили умеренный дисбиоз.
Данные об уровне колонизации (общая бактериальная масса — ОБМ), количестве лактоба-цилл и доле нормофлоры в составе вагинальной микробиоты до и после обработки влагалища ка-витированным НУЗ водным 0,05 %-м раствором хлоргексидина представлены в таблице 1.
В группе женщин с абсолютным нормоцено-зом ОБМ составила 107,7 ГЭ/мл до и 10 6,2 ГЭ/мл
Таблица 1
Общая бактериальная масса (ОЬМ), количество и доля нормофлоры в составе вагинальной микрофлоры до и после обработки влагалища водным 0,05%-м раствором хлоргексидина, кавитированным НУЗ, у беременных в первом триместре (п=104)
Показатель ОБМ, lg ГЭ/мл Лактобациллы, lg ГЭ/мл Доля лактобацилл, %
До После До После До После
Абсолютный нормоценоз (n = 39) 7,7 (6,3-8,4) 6,2 (4,7-7,3) 7,7 (6,3-8,5) 6,2 (4,9-7,3) 99,8 (91,6-100) 98,8 (83,2-99,9)
Условный нормоценоз (П = 37) 8,0 (7,3-8,5) 6,1 (4,6-7,6) 8,0 (7,2-8,6) 6,1 (4,6-7,7) 99,5 (89,4-99,9) 97,4 (76,3-99,9)
Умеренный дисбиоз (n = 11) 7,8 (5,8-8,7) 7,6 (4,5-7,7) 6,6 (5,3-8,2) 5,9 (3,8-7,6) 49,2 (21,4-76,9) 91,6 (5,0-99,9)
Выраженный дисбиоз (П = 17) 8,3 (6,3-8,7) 6,1 (4,9-7,5) 6,5 (3,6-7,3) 5,3 (4,2-7,1) 1,4 (0-9,5) 47,0 (2,7-99,3)
Таблица 2
Изменение количества лактобацилл и условно-патогенной микрофлоры в результате обработки влагалища водным 0,05%-м раствором хлоргексидина, кавитированным НУЗ, у беременных с нормоценозом и дисбиозом (п = 104)
Состояние вагинальной микрофлоры (ПЦР-РВ) Изменение ОБМ*, lg ГЭ/мл Изменение количества лактобацилл*, lg ГЭ/мл
Нормоценоз (n = 76) 1,5 (0,2-2,7) 1,5 (0,2-2,9)
Дисбиоз (n=28) 1,9 (0,2-3,3)** 0,8 (0-2,7)**
* Разность между значением до обработки и после. ** Различия статистически значимы (при а < 0,05).
после обработки. Абсолютное количество лактобацилл снизилось с 107,7 ГЭ/мл до 106,2 ГЭ/мл после обработки, при этом доля нормофлоры практически не изменилась и составила 99,8 % и 98,8 % до и после орошений, соответственно. Аналогичные изменения зафиксированы в группе пациенток с условным нормоценозом: ОБМ и количество лактобацилл снизилось после обработки влагалища с 108 ГЭ/мл до 106,1 ГЭ/мл. Доля нор-мофлоры в составе микробиоценоза влагалища изменилась незначительно — с 99,5 до 97,4 %.
Полученные данные свидетельствуют о том, что у пациенток как с абсолютным, так и условным нормоценозом количество лактофлоры после обработки снижалось соответственно уменьшению ОБМ (табл. 2), при этом доля лактобацилл в составе микробиоценоза практически не изменялась и составляла более 90 % у всех обследованных беременных.
среди женщин с дисбиозом наблюдалась иная картина. В группе беременных с умеренным дисбиозом снижение ОБМ было более выраженным (с 107,8 ГЭ/мл до 106,6 ГЭ/мл) в сравнении с лактофлорой, количество которой после обработки уменьшилось с 106,6 ГЭ/мл до 105,9 ГЭ/мл. В результате доля нормофлоры в составе микробиоценоза влагалища выросла с 49,2 % до 91,6 %. Схожие изменения отмечены у пациенток с выраженным дисбиозом: ОБМ снизилась с 108,3 ГЭ/мл до 106,1 ГЭ/мл, тогда как снижение количества нормофлоры было менее значимым (с 106,5 ГЭ/мл до 105,3 ГЭ/мл), при этом доля лактобацилл в микробиоценозе существенно возросла — с 1,4 % до 47 %.
Таким образом, у пациенток с дисбиозом снижение ОБМ влагалища после обработки кавити-рованным раствором хлоргексидина происходит преимущественно за счет условно-патогенной микрофлоры. Полученные данные позволяют предположить, что вагинальная нормофлора, представленная лактобациллами, менее чувствительна к воздействию кавитированного раствора хлоргексидина по сравнению с условно-патогенными облигатными анаэробами, доля которых значительно возрастает при дисбиозе влагилища. Устойчивость нормофлоры к хлоргек-сидину подтверждается и другими клиническими
исследованиями [8]. Кроме того, данный феномен может быть обусловлен различной резистентностью биопленок, образуемых вагинальными лак-тобациллами и облигатными анаэробами, к воздействию кавитированных НУЗ растворов.
Данная схема санации влагалища продемонстрировала свою эффективность как инструмент для профилактики инфекционных осложнений после проведения хирургического аборта [6], однако остается открытым вопрос о необходимости восстановления нормофлоры во влагалище путем дотации лактофлоры интравагинально или per os данной категории пациенток. Тот факт, что у беременных с нормоценозом (абсолютным или выраженным) обработка кавитированным НУЗ раствором хлоргексидина привела только к умеренному снижению колонизации влагалища и не вызвала значимого «вымывания» лактофло-ры, вызывает оптимизм. Безопасность данного метода воздействия на влагалищную микробиоту подтверждается тем, что в случаях нормоцено-за доля нормофлоры практически не изменяется в результате обработки и остается достаточно высокой (более 90 % от ОБМ). Поэтому дотация лактобацилл данной категории женщин, вероятно, не является необходимой.
В группе беременных с умеренным дисбиозом доля лактобацилл значительно повышается, однако не всегда достигает нормальных значений. Вопрос о необходимости второго этапа терапии для данных пациенток с использованием про-биотиков, содержащих лактобациллы, должен решаться индивидуально с учетом данных лабораторных исследований.
Использование кавитированного раствора хлоргексидина для коррекции выраженного дис-биоза влагалища приводит к существенному возрастанию доли нормофлоры в биоценозе за счет элиминации облигатных анаэробов, однако исходно низкое содержание лактобактерий не позволяет достичь их оптимального уровня после первого этапа лечения. Необходимость дотации лактофлоры на втором этапе терапии выраженного дисбиоза не вызывает сомнений.
Таким образом, полученные в ходе настоящего исследования данные демонстрируют безопасность обработки влагалища кавитированным
ОPИГИНAЛЪНЫE ИССЛEДОВAНИЯ
35
НУЗ водным 0,05 %-м раствором хлоргексидина у беременных с точки зрения воздействия на нор-мофлору влагалища, что позволяет использовать метод как профилактический перед проведением инвазивных процедур вне зависимости от исходного состояния вагинальной микробиоты. Данный метод оказался эффективным в лечении дисбиоза влагалища, однако сохраняющийся дефицит лактофлоры диктует необходимость ее дотации на втором этапе.
Литература
1. Ворошилина E. С., Донников А. E., Плотко E. Э., Тумбин-ская Л. В., Хаютин Л. В. Биоценоз влагалища с точки зрения количественной полимеразной цепной реакции: что есть норма? Акушерство и гинекология. 2011; № 1: S7-6S.
2. Ворошилина E. С., Тумбинская Л. В., Донников А. E. Современные возможности диагностики бактериального ва-гиноза: исследование количественного и качественного состава сложных микробных сообществ. Уральский медицинский журнал. 2011; № 13 (91): 70-5.
3. Кира E. Ф., Бактериальный вагиноз. Санкт-Петебург; 2001.
4. Обоскалова Т. А., Глухов E. Ю., Лаврентьева И. В. Лечение воспалительных заболеваний женских половых органов с использованием лекарственных растворов, кавити-рованных низкочастотным ультразвуком. Eкатеринбург: Vip-Ural; 2012.
5. Обоскалова Т. А., Глухов E. Ю., Лаврентьева И. В., Нефф E. И., Судаков Ю. E. Плотко E. Э. Растворы, кавити-рованные низкочастотным ультразвуком, — альтернатива антибиотикам? StatusPraesens. 2012; № 3 (9): 65-9.
6. Плотко E. Э. Прогнозирование, профилактика, диагностика и лечение осложнений искусственного прерывания беременности. Автореф. дис... док. мед. наук. M.; 2013.
7. Савичева А. M., Соколовский E. В., Домейка M. Порядок проведения микроскопического исследования мазков из урогенитального тракта. Mетодические рекомендации для лечащих врачей. Санкт-Петербург: Издательство Н-Л; 2007.
8. Радзинский В. E., ред. Санация перед родами и гинекологическими операциями: нужна? Не нужна? Вредна? Диагностика и коррекция нарушений влагалищного биоценоза в рамках подготовки к родоразрешению и гинекологическим операциям. M.: Mедиабюро StatusPraesens; 2011.
9. Широкова Д. В., Калинина E. А., Плотко E. Э. Эффективность низкочастотной ультразвуковой кавитации при коррекции нарушений влагалищной флоры. В кн.: Mатериа-лы XIV Всероссийского научного форума «^ать и дитя». M.; 2013; 369-370.
10. Aroutcheva AA, Simoes JA, Faro S. Antimicrobial protein produced by vaginal Lactobacillus acidophilus that inhibits Gardnerella vaginalis. Infect Dis Obstet Gynecol. 2001; 9: 33-9.
11. Bartley J, Young D. Ultrasound as a treatment for chronic rhi-nosinusitis. Med. Hypotheses. 2009; 73 (1): 15-17.
12. Bradshaw CS, Morton AN., Hocking J., Garland SM, Morris MB, Moss LM, Horvath LB, Kuzevska I, Fairley CK. High recurrence rates of bacterial vaginosis over the course of 12 months after oral metronidazole therapy and factors associated with recurrence. J Infect Dis. 2006; 193: 1478-86.
13. Bradshaw CS, Tabrizi SN, Fairley CK, Morton AN, Rudland E, Garland SM. The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy. J Infect Dis. 2006; 194: 828-36.
14. Brooun A, Liu S, Lewis K. A dose-response study of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob. Agents Chemother. 2000; 44 (3): 640-646.
15. Burton JP, Reid G. Evaluation of the bacterial vaginal flora of postmenopausal women by direct (Nugent score) and molecular (polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis) techniques. J Infect Dis. 2002; 186: 1770-80.
16. Doderlein A. Das scheidensekret und seine bedeutung fur pu-erperalfieber. ZentblBakteriolMicrobiolHygAbt. 1892; 11: 699.
17. Du Plessis EM, Dicks LM. Evaluation of random amplified polymorphic DNA (RAPD)-PCR as a method to differentiate Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus crispatus, Lactobacillus amylovorus, Lactobacillus gallinarum, Lactobacillus gasseri, and Lactobacillus johnsonii. Curr Microbiol. 1995; 31: 114-8.
18. Falsen E, Pascual C, Sjoden B, Ohlen M, Collins MD. Pheno-typic and phylogenetic characterization of a novel Lactobacil-lus species from human sources: description of Lactobacil-lus iners sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 217-21.
19. Hawes SE, Hillier SL, Benedetti J, Stevens CE, Koutsky LA, Wolner-Hanssen P, Holmes KK. Hydrogen peroxide-producing lactobacilli and acquisition of vaginal infections. J Infect Dis. 1996; 174: 1058-63.
20. Rodriguez JM, Collins MD, Sjoden B, Falsen E. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: description of Atopobium vaginae sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 1573-6.
21. Sanchez S, Garcia PJ, Thomas KK, Catlin M, Holmes KK. Intravaginal metronidazole gel versus metronidazole plus nys-tatin ovules for bacterial vaginosis: a randomized controlled trial. Am J Obstet Gynecol. 2004; 191: 1898-906.
22. Schleifer KH, Ludwig W. Phylogeny of the genus Lactobacillus and related genera. Syst Appl Microbiol. 1995; 18: 461-7.
23. Skarin A, Sylwan J. Vaginal lactobacilli inhibiting growth of Gardnerella vaginalis, Mobiluncus and other bacterial species cultured from vaginal content of women with bacterial vaginosis. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B. 1986; 94 (6): 399-403.
24. Sobel JD, Ferris D, Schwebke J, Nyirjesy P, Wiesenfeld HC, Peipert J, Soper D, Ohmit SE, Hillier SL. Suppressive antibacterial therapy with 0.75 % metronidazole vaginal gel to prevent recurrent bacterial vaginosis. Am J Obstet Gynecol. 2006; 194: 1283-9.
25. Swidsinski A, Mendling W, Loening-Baucke V, Ladhoff A, Swidsinski S, Hale LP, Lochs H. Adherent biofilms in bacterial vaginosis. Obstet. Gynecol. 2005; 106: 1013-1023.
26. Turovskiy Y, Noll KS, Chikindas ML. The etiology of bacterial vaginosis. J. Appl. Microbiol. 2011; 110: 1105-1128.
Статья представлена А. М. Савичевой, ФГБНУ «НИИ АГиР им. Д. О. Отта», Санкт-Петербург
correction of vaginal dysbiosis with cavitated solution of chlorhexidine in the 1st trimester of pregnancy: effectiveness and safety
Voroshilina E. S., Zornikov D. L., Plotko E. E.
■ Summary: Aim. The aim of this study was to evaluate changes of vaginal microbiocenosis composition of pregnant women in first trimester after irrigation of the vagina with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine and to find out if the following dotation of Lactobacillus spp. was needed. Materials and methods. 104 women planning induced termination of pregnancy in first trimester by vacuum aspiration were examined in order to estimate efficiency of vaginal mi-crobiocenosis correction using irrigation of the vagina with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine and to find out if the following dotation of Lactobacillus spp. was needed. All women had undergown irrigation of vagina and exocervix with 0.05% solution of chlorhexidine in order to prepare them for surgical abortion. Vaginal microbiocenosis before and after this procedure was evaluated by microscopy and real-time PCR (test Femoflor-16, DNA-Technology LLC, Moscow). Results. It was established that in patients with normoceno-sis the amount of Lactobacillus spp. decreased accordingly to the decrease of general bacterial load in the vagina at that the proportion of Lactobacillus spp. in microbiota stayed almost the same and was more than 90% in all examined women. In women with dysbiosis the decrease of general bacterial load in the vagina after irrigation with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine happens mostly due to absolute and relative content of opportunistic microflora in microbiome. However initially low level of Lactobacillus does not allow reaching their optimal level after the first treatment stage. In these cases, the necessity of dotation of Lactobacillus spp. on the second stage of treatment is practically assured.
Conclusions. The data demonstrated safety of use cavitated 0.05% solution of chlorhexidine for irrigation of the vagina in first trimester of pregnancy, that allow apply the method for prevention of infected complications before invasive procedure independently of primary composition of vaginal mi-crobiota. Also this method demonstrated high effectiveness as approach for treatment of vaginal dysbiosis. However the continuing deficiency of lactobacilli requires their dotation on following stage.
■ Key words: vaginal microbiocenosis; Lactobacillus; cavitated with ultrasound solution of chlorhexidine; pregnancy; first trimester; real-time PCR.
References
1. Voroshilina E. S., Donnikov A. E., Plotko E. E., Tumbinska-ya L. V., Hajutin L. V. Biocenoz vlagalishha s tochki zrenija kolichestvennoj polimeraznoj cepnoj reakcii: chto est' norma? [Vaginal biocenosis in terms of the quantitative polymerase chain reaction: what is the norm?], Akusherstvo i ginekologi-ya. 2011; 1: 57-65 (in Russian).
2. Voroshilina E. S., Tumbinskaya L. V., Donnikov A. E. Sovre-mennye vozmozhnosti diagnostiki bakterial'nogo vaginoza: issledovanie kolichestvennogo i kachestvennogo sostava slozhnyh mikrobnyh soobshhestv [Modern opportunities for diagnostics of bacterial vaginosis: analysis of quantitative and qualitative composition of complex microbial communities]. Ural'skij medicinskij zhurnal.2011; 13 (91): 70-5 (in Russian).
3. Oboskalova T. A., Gluhov E.Ju., Lavrent'eva I. V. Lech-enie vospalitel'nyh zabolevanij zhenskih polovyh organov s ispol'zovaniem lekarstvennyh rastvorov, kavitirovannyh nizkochastotnym ul'trazvukom [Treatment of inflammatory diseases of the female genital organs using drug solutions cavitating low-frequency ultrasound]. Yekaterinburg: Vip-Ural; 2012 (in Russian).
4. Oboskalova T. A., Gluhov E. Ju., Lavrent'eva I. V., Neff E. I., Sudakov Ju. E. Plotko E. E. Rastvory, kavitirovannye nizko-chastotnym ul'trazvukom, — al'ternativa antibiotikam? [Solutions cavitating low-frequency ultrasound how alternative to antibiotics]. StatusPraesens. 2012; № 3 (9): 65-9 (in Russian).
5. Plotko E. E. Prognozirovanie, profilaktika, diagnostika i lech-enie oslozhnenij iskusstvennogo preryvanija beremennosti [Prediction, prevention, diagnosis and treatment of complications of induced abortion]. PhD thesis. M.: 2013 (in Russian).
6. avicheva A. M., Sokolovskij E. V., Domejka M. Porjadok provedenija mikroskopicheskogo issledovanija mazkov iz urogenital'nogo trakta. Metodicheskie rekomendacii dlja le-chashhih vrachej [Procedure for microscopic examination of smears from the urogenital tract. Guidelines for physicians]. Saint Petersburg: Izdatel'stvo N-L; 2007 (in Russian).
7. Radzinskij V. E., ed. Sanacija pered rodami i ginekologiches-kimi operacijami: nuzhna? Ne nuzhna? Vredna? Diagnostika i korrekcija narushenij vlagalishhnogo biocenoza v ramkah podgotovki k rodorazresheniju i ginekologicheskim operaci-jam [The need and safety of sanitation before childbirth and gynecological operations. Diagnosis and correction of vaginal biocenosis in preparation for delivery and gynecological surgery]. M.: Mediabjuro StatusPraesens; 2011 (in Russian).
8. Shirokova D. V., Kalinina E. A., Plotko E. E. Jeffektivnost' nizko-chastotnoj ul'trazvukovoj kavitacii pri korrekcii narushenij vla-galishhnoj flory [Effectiveness of low-frequency ultrasonic cavitation in the correction of violations of the vaginal flora]. In the book.: Proceedings of the XIV All-Russian Scientific Forum "Mother and Child". M.; 2013; 369-370 (in Russian).
9. Aroutcheva AA, Simoes JA, Faro S. Antimicrobial protein produced by vaginal Lactobacillus acidophilus that inhibits Gardnerella vaginalis. Infect Dis Obstet Gynecol. 2001; 9: 33-9.
10. Bartley J, Young D. Ultrasound as a treatment for chronic rhi-nosinusitis. Med. Hypotheses. 2009; 73 (1): 15-17.
11. Bradshaw CS, Morton AN, Hocking J, Garland SM, Morris MB, Moss LM, Horvath LB, Kuzevska I, Fairley CK. High recurrence rates of bacterial vaginosis over the course of 12 months after oral metronidazole therapy and factors associated with recurrence. J Infect Dis. 2006; 193: 1478-86.
12. Bradshaw CS, Tabrizi SN, Fairley CK, Morton AN, Rudland E, Garland SM. The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy. J Infect Dis. 2006; 194: 82836.
13. 13. Brooun A, Liu S, Lewis K. A dose-response study of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimi-crob. Agents Chemother. 2000; 44 (3): 640-646.
14. Burton JP, Reid G. Evaluation of the bacterial vaginal flora of postmenopausal women by direct (Nugent score) and molecular (polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis) techniques. J Infect Dis. 2002; 186: 1770-80.
15. Doderlein A. Das scheidensekret und seine bedeutung fur pu-erperalfieber. ZentblBakteriolMicrobiolHygAbt. 1892; 11: 699.
16. Du Plessis EM, Dicks LM. Evaluation of random amplified polymorphic DNA (RAPD)-PCR as a method to differentiate Lac-tobacillus acidophilus, Lactobacillus crispatus, Lactobacillus amylovorus, Lactobacillus gallinarum, Lactobacillus gasseri, and Lactobacillus johnsonii. Curr Microbiol. 1995; 31: 114-8.
17. Falsen E, Pascual C, Sjoden B, Ohlen M, Collins MD. Pheno-typic and phylogenetic characterization of a novel Lactobacil-lus species from human sources: description of Lactobacil-lus iners sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 217-21.
18. Hawes SE, Hillier SL, Benedetti J, Stevens CE, Koutsky LA, Wolner-Hanssen P, Holmes KK. Hydrogen peroxide-producing lactobacilli and acquisition of vaginal infections. J Infect Dis. 1996; 174: 1058-63.
19. Rodriguez JM, Collins MD, Sjoden B, Falsen E. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: description of Atopobium vaginae sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 1573-6.
20. Sanchez S, Garcia PJ, Thomas KK, Catlin M, Holmes KK. Intravaginal metronidazole gel versus metronidazole plus nys-tatin ovules for bacterial vaginosis: a randomized controlled trial. Am J Obstet Gynecol. 2004; 191: 1898-906.
21. Schleifer KH, Ludwig W. Phylogeny of the genus Lactobacillus and related genera. Syst Appl Microbiol. 1995; 18: 461-7.
22. Skarin A, Sylwan J. Vaginal lactobacilli inhibiting growth of Gardnerella vaginalis, Mobiluncus and other bacterial species cultured from vaginal content of women with bacterial vaginosis. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B. 1986; 94 (6): 399-403.
23. Sobel JD, Ferris D, Schwebke J, Nyirjesy P, Wiesenfeld HC, Peipert J, Soper D, Ohmit SE, Hillier SL. Suppressive antibacterial therapy with 0.75 % metronidazole vaginal gel to prevent recurrent bacterial vaginosis. Am J Obstet Gynecol. 2006; 194: 1283-9.
24. Swidsinski A, Mendling W, Loening-Baucke V, Ladhoff A, Swidsinski S, Hale LP, Lochs H. Adherent biofilms in bacterial vaginosis. Obstet. Gynecol. 2005; 106: 1013-1023.
25. Turovskiy Y, Noll KS, Chikindas ML. The etiology of bacterial vaginosis. J. Appl. Microbiol. 2011; 110: 1105-1128.
■ Адреса авторов для переписки-
Ворошилина Екатерина Сергеевна — д. м. н., доцент кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии, заведующая лабораторией. ГБОУ ВПО УГМУ Минздрава России. 620109, г. Екатеринбург, ул. Ключевская 17. ООО МФЦ «Гармония». 620142, Екатеринбург, ул. Фурманова, 30. E-mail: [email protected].
Зорников Данила Леонидович — аспирант кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии. ГБОУ ВПО УГМУ Минздрава России. 620109, г. Екатеринбург, ул. Ключевская 17.
Voroshilina Ekaterina Sergeevna — doctor of medical science, associated professor, Department of Microbiology, Virology and Immunilogy. GBOU VPO USMU MZ RF. Head of laboratory department. 620109 Ekaterinburg, Klyuchevskaya street 17. MFC "Garmonia. 620142, Ekaterinburg, Furmanova St. 30. E-mail: [email protected].
Zornikov Danila Leonidovich — PhD-student, Department of Microbiology, Virology and Immunilogy. GBOU VPO USMU MZ RF. 620109, Ekaterinburg, Klyuchevskaya St. 17.
Плотко Евгений Эдуардович — д. м. н., доцент кафедры акушерства и гинекологии. ГБОУ ВПО УГМУ Минздрава России. 620028, г. Екатеринбург, ул. Репина, 3. Главный врач ООО Медико-фармацевтический центр «Гармония». 620026, г. Екатеринбург, ул. Тверитина 16
Plotko Evgeniy Eduardovich — Associated professor, department of Obstetrics and Gynaecology. GBOU VPO USMU MZ RF. 620028 Ekaterinburg, Repina street 3. Head doctor, OOO MFC "Garmonia", 620026, Ekaterinburg, Tveritina St. 16.
