CC BY
1
УДК 576.3/.53/.7
Клеточная терапия — новая технология восстановления церебральной циркуляции после ишемии/реперфузии
И. Б. Соколова*, О. П. Горшкова
Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН, Санкт-Петербург, 199034 Россия
*E-mail: SokolovaIB@infran.ru
Поступила в редакцию 07.02.2023
Принята к печати 07.04.2023
DOI: 10.32607/ас+апа1'игае.14338
РЕФЕРАТ Клеточная терапия с использованием мезенхимных стволовых клеток (МСК) может быть перспективным методом восстановления мозгового кровотока после транзиторной ишемии. Клеточный материал для его практического применения необходимо культивировать в течение 7-9 сут. В работе изучена эффективность трансплантации мезенхимных стволовых клеток человека (МСКч), проведенной на 7 сут после ишемии/реперфузии головного мозга (И/Р), для восстановления церебральной циркуляции. С использованием метода прижизненной микрофотографии проведено сравнительное изучение плотности сосудистой сети в пиальной оболочке и реактивность пиальных артерий на воздействие ацетилхолина (АС^ у крыс, перенесших И/Р (пережатие обеих сонных артерий с одновременным снижением и строгим поддержанием среднего АД на уровне 45 ± 2 мм рт. ст. на 12 мин), после и в отсутствие трансплантации МСКч. С помощью метода лазерной допплерографии оценена перфузия (П) в сенсомоторной коре. Через 14 сут у крыс, перенесших И/Р, плотность всей сосудистой сети и ее артериального участка была меньше, чем у ложнооперированных животных (ЛО) - в 1.4 и 1.2 раза соответственно, а через 21 сут - в 1.2 и 1.3 раза. Число артерий, расширяющихся под воздействием А№, уменьшилось через 14 сут после И/Р в 1.6-1.9 раза, через 21 сут - в 1.2-1.7 раза. Уровень П снижался только через 21 сут после И/Р - в среднем в 1.6 раза. Введение МСКч на 7 сут после И/Р позволило полностью восстановить плотность сосудистой сети к 14 сут после И/Р. АС^опосредованная дилата-ция в течение 21 сут полностью восстановилась только у артерий диаметром менее 40 мкм. Уровень П через 21 сут после И/Р был ниже, чем в группе ЛО в 1.2 раза, но достоверно выше, чем у крыс после И/Р без введения МСКч. Отсроченное по времени от приступа транзиторной ишемии головного мозга введение МСК позволяет подготовить клеточный материал для трансплантации и имеет хороший терапевтический эффект, наблюдаемый в микроциркуляторном участке пиальной сосудистой сети. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА ишемия/реперфузия, головной мозг, внутривенная трансплантация, мезенхимные стволовые клетки, плотность микрососудистого русла, реактивность, перфузия.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ АД - артериальное давление; И/Р - ишемия/реперфузия; ЛО - ложноопериро-ванные крысы; МСК и МСКч - мезенхимные стволовые клетки и МСК человека соответственно; П -показатель перфузии; ЭД - эндотелиальная дисфункция; - ацетилхолин.
ВВЕДЕНИЕ
В настоящее время при изучении ишемических патологий головного мозга широко используется концепция нейроваскулярной единицы (НВЕ) [1]. НВЕ -структурно-функциональный комплекс, состоящий из нейронов, глиальных клеток, астроцитов, перицитов и сосудов, обеспечивающих газовый и метаболический обмен [2]. НВЕ участвует в регулировании кровотока посредством сократительной способности перицитов на уровне капиллярного русла [3] и глад-комышечных клеток (ГМК) в стенках артерий [4]. Определяющим фактором в восстановлении НВЕ
после транзиторной ишемии является реактивность входящих в нее артерий [5]. Клеточная терапия с использованием мезенхимных стволовых клеток (МСК) может быть одним из наиболее перспективных современных методов восстановления структуры и функции сосудистого русла головного мозга после транзиторной ишемии [6]. Но для практического применения клеточного материала требуется время для культивирования МСК. При условии, что МСК пациента были выделены заранее и находятся на хранении в криобанке, для наработки необходимого объема клеточного материала нужно 7-9 дней [7].
ТОМ 15 № 2 (57) 2023 | АСТА ^ТИЙАЕ | 75
Цель исследования - выяснить, как влияет внутривенная трансплантация МСКч, проведенная через 7 сут после ишемии/реперфузии, на плотность сосудистой сети, реактивность пиальных артерий и тканевую перфузию в коре головного мозга через 14 и 21 сут после ишемического воздействия.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Работа проведена на животных из ЦКП «Биоколлекция ИФ РАН для исследования ин-тегративных механизмов деятельности нервной и висцеральных систем» (Санкт-Петербург). Исследования проводили в соответствии с регламентом, установленным МЗСР РФ № 708н от 23.08.10 («Правила лабораторной практики»), Директивой 2010/63/EU Европейского парламента и Совета Европейского союза по охране животных, используемых в научных целях, и требованиями Комиссии по контролю над содержанием и использованием лабораторных животных при Институте физиологии им. И.П. Павлова РАН (протокол № 09/05 от 05.09.2022 г.).
Животные
Эксперименты проведены на крысах-самцах Wistar (n = 68). Животных содержали в стандартных условиях вивария при естественном освещении и свободном доступе к воде и пище.
Ишемия/реперфузия
У наркотизированных хлоралгидратом (внутри-брюшинно, 43 мг/100 г массы тела) крыс ишемию воспроизводили с использованием техники 12-минутной окклюзии обеих сонных артерий с одновременной управляемой гипотензией (снижение и строгое поддержание артериального давления (АД) на уровне 45 ± 2 мм рт. ст. путем забора/реинфузии крови в гепаринизированный шприц). Прямое измерение АД производили через катетер в бедренной артерии, соединенный с датчиком DTXPlusTM (Argon Critical Care Systems, Сингапур), подключенным к компьютеру, работающему с оригинальной программой визуализации значений АД, разработанной в нашей лаборатории. По окончании периода ишемии производили полную реинфузию забранной крови. После ушивания операционных ран и выхода из наркоза (на подогреваемых столиках) животных возвращали в клетки обычного содержания.
МСКч и их трансплантация
Для внутривенной трансплантации использовали МСКч, полученные от одного донора. Выделение МСК из костного мозга, их культивирование и фенотипирование проводили в ООО «Транс-
Технологии» по стандартным, общепринятым методикам с минимальными изменениями [8, 9]. В частности, для культивирования МСКч использовали питательную среду а-МЕМ (Hyclone, Новая Зеландия) с добавлением 20% сыворотки крови эмбрионов крупного рогатого скота (Gibco, США) и 100 мкг/мл пенициллина/стрептомицина (Gibco). Фенотипирование МСКч проводили методом проточной цитофлуориметрии на проточном цитофлуо-риметре FACSscan (Beckton Dickinson, США). МСКч окрашивали с помощью антител против позитивных маркеров CD90, CD105, CD44, CD73 и антител против негативных маркеров CD45, CD34, CD14, CD11b, HLA-DR и 7AAD (Beckton Dickinson, США). Для трансплантации использовали МСКч на 2-3 пассажах. Внутривенная трансплантация была проведена в отдельных группах крыс на 7 сут после И/Р головного мозга. Каждому животному было введено 5 млн МСКч в 30 мкл культуральной среды.
Все последующие хирургические и экспериментальные действия были проведены на наркотизированных (золетил, 20 мг/кг, внутрибрюшинно, Virbac, Франция) крысах; эвтаназия проведена путем введения увеличенной дозы золетила.
Группы животных
1. Контрольная группа: ложнооперированные (ЛО) крысы Вистар, которые подвергались оперативному вмешательству, но без проведения И/Р. Исследования плотности сосудистой сети, реактивности пиальных артерий и перфузии в сенсомо-торной коре у данной и всех последующих групп на отдельных подгруппах животных (острые опыты) были проведены через 14 и 21 сут после хирургического воздействия. Вес крыс и АД на 14 сут (n = 10) составили 303 ± 12.7 г и 133 ± 5 мм рт. ст. соответственно, на 21 сут (n = 9) - 330 ± 12.2 г и 135 ± 2 мм рт. ст. соответственно.
2. Крысы Вистар, которым была проведена И/Р головного мозга. Вес и АД на 14 сут (n = 8) - 256 ± 5.2 г и 133 ± 5 мм рт. ст. соответственно, на 21 сут (n = 9) - 318 ± 4.2 г и 124 ± 4 мм рт. ст. соответственно.
3. Крысы Вистар, которым проведена И/Р головного мозга и на 7 сут внутривенно введены МСКч. Вес и АД на 14 сут (n = 10) - 340 ± 4.5 г и 128 ± 4 мм рт. ст. соответственно и на 21 сут (n = 10) - 336.7 ± 8.4 г и 132 ± 3.1 мм рт. ст. соответственно.
Визуализация и мониторинг микрососудистой сети
Для проведения прижизненного исследования реакций пиальных артерий в теменной области чере-
76 | ACTA NATURAE | ТОМ 15 № 2 (57) 2023
па животного высверливали отверстие (S ~ 1 см2). Твердую мозговую оболочку в пределах отверстия удаляли, тем самым открывая поле для дальнейшего исследования. Поверхность мозга непрерывно орошали раствором Кребса (pH 7.4), температура которого составляла 37°C. На протяжении всего эксперимента контролировали среднее АД, показатели которого в течение всего эксперимента оставались примерно на одном уровне. Температуру тела животных в течение всего опыта поддерживали на уровне 38оС, с помощью многофункционального лазерного диагностического комплекса ЛАКК-М («ЛАЗМА», Россия) измеряли перфузию (П) в ткани коры головного мозга. Датчик прибора размещали в 3 точках над сенсомоторной корой с приблизительными координатами АР = 1, 2, 3 мм от брег-мы; SD = 1.0 мм латерально от сагиттального шва. Прилагаемое к комплексу ЛАКК-М программное обеспечение автоматически рассчитывало среднюю величину показателя микроциркуляции - П.
Визуализацию пиальных артерий проводили на тех же экспериментальных животных с помощью оригинальной установки, включающей стереоскопический микроскоп MC-2ZOOM («Микромед», Россия), цветную камеру - видеоокуляр для микроскопа DCM-510 (Scopetek, Китай) и персональный компьютер. На статических изображениях с помощью компьютерной программы для цитофотометрии «Photo М» (авторская разработка А. Черниговского, http://www.t_lambda.chat.ru) подсчитывали число артерий и общее число сосудов на определенной площади. По отношению числа сосудов к площади подсчета получали плотность сосудистой сети (ед./мкм2). Затем измеряли диаметры пиальных артериальных сосудов. В ходе эксперимента у каждого животного было исследовано от 40 до 120 пи-альных артерий. Диаметр артерий фиксировали в стандартных условиях при непрерывном орошении поверхности мозга раствором Кребса и при орошении мозга раствором ацетилхолина (ACh) (10-7 М/л) (Sigma-Aldrich, США). Все исследованные пиальные артерии были разбиты на группы по диаметрам: 60-80, 40-60, 20-40 мкм, менее 20 мкм. О результатах воздействия ACh судили по количеству расширившихся артериальных сосудов и по степени их расширения. Изменение числа сосудов, расширившихся в ответ на воздействие, выражали в процентах относительно общего числа исследованных сосудов в группе. Степень дилатации АД оценивали как разность между значениями диаметра после (Д2) и до (Д1) воздействия ACh, отнесенную к диаметру сосуда Д1 перед воздействием, %:
АД = (Д2 - Д1)/Д1Х100.
Считали, что реакция на воздействие отсутствует, если изменения диаметра не превышали 5.0 ± 0.5%. Это значение, как мы предварительно установили, регистрируется в покое в отсутствие каких-либо воздействий. Данные по каждой группе сосудов, полученные на разных животных, усреднялись для отдельной экспериментальной группы крыс и использовались для статистических сравнений.
Статистическая оценка данных
Математическая обработка полученных данных проведена с использованием пакета статистических программ Microsoft Excel 2003 и программы InStat 3.02 (GraphPad Software Inc., США). Данные представлены в виде среднего арифметического значения и его ошибки. Проверка экспериментальных данных на нормальное распределение проведена с использованием критерия Колмогорова-Смирнова. Сравнение средних данных независимых выборок при нормальном характере распределения вариант в совокупности данных (выборке) рассчитывали при помощи дисперсионного анализа с последующим попарным сравнением групп согласно критерию Тьюки. При распределении вариант в выборке, отличном от нормального, при сравнении групп применяли критерий Краскела-Уоллиса с последующим попарным сравнением групп согласно U-критерию Манна-Уитни. Статистически значимым уровнем отличий считали вероятность не менее 95% (р < 0.05).
РЕЗУЛЬТАТЫ
Анализ культуры МСКч методом проточной цитоф-луориметрии показал, что она состояла на 99.7% из CD90+, CD73+, CD105+, CD44+-клеток (собственно МСК), на 0.3% CD45+, CD34+-клеток (клетки ге-мопоэтического ряда) и на 0.5% из CD14+, CD11b+, HLA-DR+. 7AAD+ -клеток (нежизнеспособных) было не более 0.9-1%.
Результаты исследования плотности микрососудистой сети пиальной оболочки сенсомоторной коры у ЛО и крыс, перенесших И/Р головного мозга, представлены на рис. 1. Через 14 сут после И/Р плотность всей микрососудистой сети и плотность артериальных сосудов были ниже, чем в ЛО-группе в 1.4 и 1.2 раза соответственно, а через 21 сут -в 1.2 и 1.3 раза. В группе животных, перенесших И/Р, которым была проведена внутривенная трансплантация МСКч, плотность микрососудистой сети пиальной оболочки была такой же, как и у ЛО крыс и на 14, и на 21 сут после И/Р.
В группе животных, перенесших И/Р головного мозга (без применения клеточной терапии), мы выявили значительное ухудшение реактивности пи-
ТОМ 15 № 2 (57) 2023 | ACTA NATURAE | 77
д. 60
е 55
н. 50
т 45
о 40
а, 35
л с 30
у 25
р 20
о г 15
о 10
т
с
и
д
у
с
о с 60
о 55
р 50
к
и 45
м 40
ь 35
т с 30
о 25
н
т 20
о 15
л
П 10
Л
Группа 1
##
-I—
Группа 2
Группа 3
мя
-I—
Группа 1
Группа 2
Группа 3
Рис. 1. Показатель плотности сосудистого русла пиаль-ной оболочки сенсомоторной коры у экспериментальных животных. Л - 14 сут после И/Р; Б - 21 сут после И/Р. Темная заливка - плотность артерий; светлая заливка - плотность всей сосудистой сети. По горизонтали — группы экспериментальных животных; по вертикали - показатель плотности микрососудистого русла (число сосудов/единицу площади). * — Отмечены изменения плотности артерий, значимые по сравнению с соответствующими изменениями у животных, перенесших И/Р. # — Отмечены изменения плотности всей сосудистой сети, значимые по сравнению с соответствующими значениями у животных, перенесших И/Р (*■ # р < 0.05, " ##р < 0.01, критерий Тьюки)
о <и
Ю £ 0 и
100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
60-80 40-60 20-40
Диаметр сосудов, мкм
<20
60-80
40-60 20-40
Диаметр сосудов, мкм
<20
Рис. 2. Число пиальных артерий, ответивших дилатаци-ей на воздействие ацетилхолина. Л - 14 сут после И/Р, Б - 21 сут после И/Р. Темная заливка - ЛО-крысы, светлая заливка - крысы, перенесшие ишемию, косая штриховка - крысы, перенесшие ишемию, которым на 7 сут после И/Р проведена внутривенная трансплантация МСКч. По горизонтали — диаметр сосудов, по вертикали - число сосудов, расширившихся в ответ на воздействие АС^ % от общего числа реакций на А^ в группе. * — Изменения, значимые по сравнению с соответствующими значениями у животных, перенесших И/Р; # — значимые отличия от соответствующих значений у крыс после И/Р, которым внутривенная трансплантация МСКч проведена на 7 сут после И/Р (* #р < 0.05, "р < 0.01, критерий Тьюки)
Б
альных артерий при аппликации на поверхность мозга А^ (рис. 2). У крыс из группы 2 число артериальных сосудов, ответивших расширением (увеличением диаметра) на воздействие АС^ через 14 сут было меньше по сравнению с ЛО-крысами в среднем в 1.8 раза; через 21 сут - в 1.3-2.1 раза.
В группе животных, которым МСКч были введены на 7 сут после И/Р, были получены следующие результаты. Через 14 сут после И/Р и соответственно через 7 сут после введения МСКч дилататорная реакция крупных пиальных артерий диаметром более 40 мкм была меньше, чем у ЛО-крыс в среднем в 1.3-2 раза, т.е. примерно такой же как у животных из 2-й группы. Число расширившихся при воздействии А^ артерий диаметром 20-40 мкм было меньше, чем у ЛО-крыс (в среднем в 1.3 раза), но больше, чем из группы 2 (в среднем в 1.4 раза). У самых мелких артерий диаметром менее 20 мкм выявлено полное восстановление дилататорной реакции на AСh до уровня ЛО крыс. Через 21 сут после И/Р (через 14 сут после введения МСКч) ре-
активность самых крупных артерий диаметром 6080 мкм не восстановилась. Число дилатаций на воздействие AСh у артерий диаметром 20-60 мкм стало примерно таким же, как у ЛО-крыс; у сосудов диаметром менее 20 мкм этот показатель статистически значимо превышал число дилатаций у таких же артерий по сравнению с ЛО. По степени изменения диаметров (данные не показаны) не выявлено различий между группами животных.
Уровень П в ткани сенсомоторной коры через 14 сут у всех животных, перенесших И/Р головного мозга, оставался примерно таким же, как у ЛО-крыс (рис. 3). На 21 сут мы выявили значительное понижение П в среднем в 1.6 раза в группе № 2. У животных из групп клеточной терапии на 21 сут после ишемии также выявлено понижение П, но менее значимое - в среднем в 1.2 раза.
ОБСУЖДЕНИЕ
Внедрение клеточных технологий в практику требует разработки методов трансплантации МСК,
78 | АСТА ^ТИИАЕ | ТОМ 15 № 2 (57) 2023
максимально удаленных от события транзиторной ишемии, ишемического инсульта, травмы головного мозга и т.д. Однако при лечении вышеназванных патологий головного мозга с помощью МСК нужно учитывать проницаемость гематоэнцефалическо-го барьера для этих клеток. Опубликованы данные о повышении проницаемости гематоэнцефалическо-го барьера в течение первых 7 сут после И/Р [10], что позволяет МСК после венозной трансплантации мигрировать в головной мозг. Экспериментально доказано, что МСК, введенные внутривенно через 24 ч после окклюзии средней мозговой артерии, мигрируют в поврежденную мозговую ткань и выявляются в стенках церебральных сосудов пенумбры [11]. В этой же тканевой зоне наблюдали повышение уровня фактора роста эндотелия сосудов (VEGF) и фактора, индуцируемого гипоксией (Н^-1а). МСК секретируют факторы, способствующие неоваску-ляризации ткани: фактор роста фибробластов 2 (FGF-2), VEGF, трансформирующий ростовой фактор (TGFP), интерлейкины ГЬ-6, ГЬ-8, ангиогенин, фактор роста гепатоцитов (HGF), тромбоцитарный фактор роста (PDGF ВВ) [12]. Помимо активации ангиогенеза, МСК могут оказывать протекторное действие на клетки церебральных сосудов после ишемического инсульта [13, 14].
В данной работе нами показано, что плотность сосудистой сети пиальной оболочки у крыс, перенесших трансплантацию МСКч на 7 сут после И/Р, была примерно такой же, как у ЛО-животных (рис. 1) и на 14, и на 21 сут после ишемического воздействия. Известно, что после И/Р в ткани головного мозга формируются ишемизированные участки [6, 15, 16]. Тканевая ишемия стимулирует пролиферацию МСКч и усиливает их паракринную функцию [17]. При культивировании МСК в условиях пониженного содержания кислорода возрастает выработка этими клетками фактора роста эндотелия сосудов (VEGF) и фактора, индуцируемого гипоксией (Н^-1а) [18]. Полагаем, что восстановление структуры сосудистой сети при трансплантации МСКч на 7 сут после И/Р в наших экспериментах произошло за счет активации ангиогенеза с помощью МСКч. Этот вывод подтверждается и реакцией пиальных артерий на воздействие АС^ Нами показано, что у крупных артерий диаметром более 60 мкм АС^опосредованная дилатация не восстановилась ни на 14, ни на 21 сут (рис. 2). Дилататорная реакция у артерий диаметром 20-40 мкм на 14 сут была меньше, чем у контрольных животных. Вероятно, поврежденные эндотелиальные клетки в крупных сосудах не восстановились при введении МСКч через 7 сут после И/Р. Другое дело самые мелкие артерии диаметром менее 20 мкм: их реак-
ф р
26 24 22 20 18 16 14 12 10
26 24 22 20 18 16 14 12 10
А
■
Группа 1
Группа 2
Группа 3
Б
Г1" ... **
П
Группа 1
Группа 2
Группа 3
Рис. 3. Изменение показателя перфузии у ЛО и перенесших ишемию крыс. А - 14 сут после И/Р; Б - 21 сут после И/Р. По горизонтали — группы экспериментальных животных; по вертикали - показатель перфузии (перф. ед.). ** - Значимые отличия от соответствующих значений у ЛО-животных; # -значимые отличия от значений у крыс, перенесших ишемию (#р < 0.05, **р < 0.01, ***, ###р < 0.001, и-критерий Манна-Уитни)
тивность была такой же, как в контрольной группе уже на 14 сут (т.е. через 7 сут после введения МСКч). На 21 сут число дилатаций на воздействие АОД было статистически больше, чем в контрольной группе и группе клеточной терапии, проведенной в день И/Р. Это подтверждает активацию ангиогене-за в ишемизированной ткани головного мозга после трансплантации МСКч на 7 сут после И/Р. В этом случае имело место и паракринное терапевтическое воздействие на сосудистую стенку. Это видно на примере артерий диаметром 20-60 мкм, у которых реактивность к 14 сут после И/Р не восстановилась до уровня в контроле, а к 21 сут (через 14 сут после введения МСКч) была такой же, как в ЛО-группе (рис. 2). Вероятно, в этих сосудах функция эндотелиальных клеток была повреждена И/Р, но сами клетки не погибли и за счет того, что МСКч секретируют трофические факторы, смогли восстановиться [19, 20]. Например, повышенная выработка Н^-1а может рассматриваться как терапевтическое воздействие после И/Р. Н№-1а стимулирует в ише-мизированной ткани повышение экспрессии генов, обеспечивающих адаптацию клеток к гипоксии, регулирующих сосудистый тонус, клеточную пролиферацию и апоптоз [21].
Восстановление структуры и функциональности сосудистой сети после И/Р очень важны для под-
ТОМ 15 № 2 (57) 2023 | АСТА ^ТИЙАЕ | 79
держания скорости мозгового кровотока на физиологическом уровне. После кратковременной ише-мической атаки, когда скорость кровотока в мозге резко понижена, реперфузия приводит к гиперемии. Через 7-14 сут скорость кровотока обычно снижается до исходного уровня, но не всегда. Для этого необходимо, чтобы нормализовались газовый состав крови (рО2 и рСО2), кислотно-щелочной баланс (рН), активировался вторичный ангиогенез, восстановилась сбалансированная выработка эндотелиальными клетками вазоконстрикторов и вазодилататоров [22]. Однако в реальной ситуации и к 21 сут после И/Р в головном мозге может наблюдаться понижение плотности микрососудистой сети, наличие эндотели-альной дисфункции (как в представленной работе), сдавливание просвета сосудов набухшими отростками астроцитов, внутрисосудистое скопление эритроцитов, тромбоцитов, лейкоцитов [23]. Эти факторы приводят к ухудшению церебрального кровообращения. Применение МСКч на 7 сут после И/Р позволило поддержать тканевую перфузию (интегральный показатель циркуляции крови) на более высоком уровне, чем у крыс, перенесших только И/Р (рис. 3).
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Итак, установлено, что внутривенная трансплантация МСКч на 7 сут после И/Р головного мозга приводит к хорошим терапевтическим результатам: у животных сохраняется/восстанавливается структура сосудистой сети в пиальной оболочке. Отсроченное на 7 сут от приступа транзиторной ишемии введение МСК позволяет провести необходимые процедуры по подготовке клеточного материала для трансплантации и полностью восстанавливает реактивность артерий в микроциркуляторном участке пиальной сосудистой сети. •
Авторы выражают глубокую благодарность ООО «Транс-Технологии» и лично генеральному директору Д.Г. Полынцеву за предоставление клеточного материала для проведения исследования.
Конфликт интересов отсутствует.
Работа выполнена при поддержке Госпрограммы 47 ГП «Научно-технологическое развитие Российской Федерации» (2019—2030), тема 0134-2019-0001.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Sato Y., Falcone-Juengert J., Tominaga T., Su H., Liu J. // Nat. Rev. Neurol. 2022. V. 11. № 18. P. 2823.
2. Schaeffer S., Iadecola C. // Nat. Neurosci. 2021. V. 24. № 9. Р. 1198-1209.
3. Iadecola C. // Nat. Rev. Neurosci. 2004. V. 5. P. 347-360.
4. Jaminon A., Reesink K., Kroon A., Schurgers L. // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. № 22. P. 5694.
5. Tiedt S., Buchan A., Dichgans M., Lizasoain I., Moro M., Lo E. // Nat. Rev. Neurol. 2022. V. 18. № 10. P. 597-612.
6. Sokolova I.B., Gorshkova O.P., Pavlichenko N.N. // Cell Tissue Biol. 2022. V. 16. № 1. Р. 32-37.
7. Lin Q., Tang X., Lin S., Chen B., Chen F. // Neural Regen. Res. 2020. V. 15. № 2. P. 324-331.
8. Mushahary D., Spittler A., Kasper C., Weber V., Charwat V. // Cytometry A. 2018. V. 93. № 1. P. 19-31.
9. Li X., Xie X., Yu Z., Chen Y., Qu G., Yu H., Luo B., Yifeng Lei Y., Li Y. // J. Cell. Physiol. 2019. V. 234. № 10. P. 18906-18916.
10. Kangussu L.M., Almeida-Santos A.F., Fernandes L., Alenina N., Bader M., Santos R., Massensini A., Campagnole-Santos J. // Brain Res. Bull. 2023. № 192. P. 184-191.
11. Sheikh A., Yano S., Mitaki S., Haque Md.A., Yamaguchi S., Nagai A. // Exp. Neurol. 2019. № 311. P. 182.
12. Han Y., Yang J., Fang J., Zhou Y., Candi E., Wang J., Hua D., Shao C., Shi Y. // Signal Transduct. Target Ther. 2022. V. 7. № 1. P. 92.
13. Afra S., Matin M. // Cell Tissue Res. 2020. V. 380. № 1. P. 1-13.
14. Liu K., Guo L., Zhou Z., Pan M., Yan C. // Microvasc. Res. 2019. № 123. P. 74.
15. Vrselja Z., Daniele S.G., Silbereis J., Talpo F., Morozov Y.M., Sousa A.M., Tanaka B.S., Skarica M., Pletikos
M., Navjot Kaur N., et al. // Nature. 2019. V. 568. № 7752. P. 336-343.
16. Cao L., Miao M., Qiao J., Bai M., Li R. // Saudi J. Biol. Sci. 2018. V. 25. № 6. P. 1170-1177.
17. Yu H., Xu Z., Qu G., Wang H., Lin L., Li X., Xie X., Lei Y., He X., Chen Y., Li Y. // Cell Mol. Neurobiol. 2021. V. 41. № 3. P. 505-524.
18. Xu W., Xu R., Li Z., Wang Y., Hu R. // J. Cell. Mol. Med. 2019. V. 23. № 3. P. 1899-1907.
19. Gao Y., Chen H., Cang X., Chen H., Di Y., Qi J., Cai H., Luo K., Jin S. // Front. Cell Dev. Biol. 2022. № 10. P. 1016597.
20. Liu Y., Zhao Y., Yu Min Y., Guo K., Chen Y., Huang Z., Long C. // Int. J. Stem. Cells. 2022. V. 15. № 2. P. 217226.
21. Han Y., Yang J., Fang J., Zhou Y., Candi E., Wang J., Hua D., Shao C., Yufang Shi Y. // Signal Transduct. Target Ther. 2022. V. 7. № 1. P. 92.
22. Kang P., Ying C., Chen Y., Ford A.L., An H., Lee J. // Stroke. 2022. V. 53. № 5. P. 1570-1579.
23. Bai J., Lyden P.D. // Int. J. Stroke. 2015. № 10. P. 143.
80 | ACTA NATURAE | ТОМ 15 № 2 (57) 2023
