Калиевые ионные каналы клеточных мембран Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

КАЛИЕВЫЕ ИОННЫЕ КАНАЛЫ КЛЕТОЧНЫХ МЕМБРАН

УДК 577.352.46

© К. Н. Мельников, А. И. Вислобоков, М. Э. Колпакова, В. А. Борисова, Ю. Д. Игнатов

Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. акад. И. П. Павлова

Ключевые слова:

прудовик; нейроны; калиевые ионные токи; кана-лопатии; противоаритмические средства; амио-дарон; брадизол.

В обзоре представлены современные данные о калиевых ионных каналах. Помимо общего описания их разнообразия и свойств много внимания уделено потенциал-управляемым каналам. Рассматривается их структура, функционирование, фармакология и калиевые каналопатии, лежащие в основе некоторых заболеваний. Подчеркивается, что несмотря на функциональные различия, в молекулярной организации калиевых ионных каналов прослеживаются некоторые общие принципы. Кратко описаны калиевые каналы мембран кардиомиоцитов млекопитающих и моллюсков. На примере нейронов прудовика показано влияние некоторых противоаритмических препаратов на калиевые медленные каналы.

Мембраны клеток, ионные градиенты — фундаментальные атрибуты живых клеток и необходимое условие для генерации ими биопотенциалов, в основе которых лежит трансмембранное перемещение ионов и с помощью которых осуществляются процессы интеграции всех клеток в организме. В последние годы убедительно доказано, что ряд заболеваний связан с нарушением функционирования ионных каналов, которые получили общее название — каналопатии [11, 36, 46, 67, 70].

Известно, что плазматические и внутриклеточные мембраны построены сходным образом; они состоят из двух слоев липидных молекул толщиной около 6 нм, в которые встроены белки. У интегральных мембранных белков фрагмент пептидной цепи, пересекающий липидный бислой, обычно состоит из 21-25 преимущественно гидрофобных аминокислот, которые образуют правозакрученную трансмембранную а-спираль с 6 или 7 витками. Для многочисленных мембранных белков известна лишь последовательность аминокислот — их первичная

структура, но не пространственная трехмерная, что связано с трудностью их кристаллизации, необходимой для последующего рентгеноструктурного исследования [62].

Простейшей формой транспорта веществ через биомембраны является свободная диффузия (облегченная диффузия). Она часто облегчается канальными белками, образующими в биомембранах заполненные водой поры, проницаемые для определенных ионов. Например, имеются специфические катионные ионные каналы для Na+, К+, Са2+ и анионные, например, для С1-. Ионные каналы, формирующие потенциалы действия возбудимых клеток и открывающиеся при изменениях мембранного потенциала, относятся к потенциал-управляемым каналам. Три главных семейства формируют ядро этого класса: К+, Na+, и Са2+-каналы.

К настоящему времени описано много типов живых клеток, так среди четырех основных тканей организмов — эпителиальной, соединительной, мышечной и нервной у человека, например, специализированных клеток насчитывается около 200. Разнообразие фенотипов клеток и набора в них определенных молекулярных устройств детерминируется различной комбинацией экспрессируемых генов. Транскрипция генов определяет развитие, диффе-ренцировку и функционирование клеток [26].

Цитоплазматические мембраны, отграничивающие клетку от внешней среды, содержат рецепторы, избирательно воспринимающие специфические молекулы внешней и внутренней среды. Для сохранения устойчивости функционирования они постоянно отслеживают и сигнализируют различным клеточным системам об изменениях в концентрациях ионов, метаболитов или физиологически активных молекул во внешней и внутренней среде. Рецепторы первыми включены в цепи управления деятельностью соответствующих исполнительных макромоле-кулярных трансмембранных систем — избирательных потенциал-, лиганд- и рецептор-управляемых ионных каналов, работающих по принципам свободной диффузии по градиентам [78].

Существенные успехи молекулярной биологии клетки в понимании структуры и функционирова-

ния ионных каналов, достигнутые за последние два десятилетия, связаны с усовершенствованием известных и появлением новых методов исследования. Кристаллизация потенциал-зависимых каналов и недавняя идентификация атомных структур некоторых типов К+-каналов обеспечили понимание на молекулярном уровне механизмов, управляющих ионной селективностью и проводимостью [97, 135, 143]. Велика роль фармакологических подходов, позволивших уточнить структуру, функционирование ионных каналов и возможности их модуляции. Большая группа липид-растворимых веществ, включая локальные и общие анестетики, противоаритмиче-ские и антиэпилептические средства, растительные и животные токсины (аконитин, вератридин, батра-хотоксин), естественные и синтетические биоциды (пиретрины, дихлордифенилтрихлорэтан) известны как модификаторы ворот ионных каналов. Эффекты многих из этих веществ могут наступать не только после проникновения в открытый ионный канал, но и из липидного бислоя прямо на S4-сегмент а-субъединицы — сенсор напряжения. Показано, что локальные анестетики связываются главным образом с сайтами S5 и S6 внутри центральной ион-проводящей поры канала [49, 141]. Для понимания пространственной молекулярной организации и динамики ионных каналов широко применяется компьютерное (математическое) моделирование. Понять эволюцию ионных каналов позволяет сравнительное моделирование, основанное на относительном сходстве аминокислотной последовательности одних и тех же типов ионных каналов у разных животных [71].

Таким образом, во всех клетках ионные каналы обеспечивают биоэлектрические процессы, лежащие в основе их жизнедеятельности и функционирования. Структурно самые простые и эво-люционно самые древние — К+-каналы, которые произошли от прокариот (около 2400 миллионов лет назад), а более сложные и эволюционно самые молодые — Na+-каналы у многоклеточных эукари-от произошли недавно (около 800 миллионов лет назад), вероятно, из калиевых через Са2+-каналы. В самом общем виде все каналы имеют сходную структуру, основанную на тетрамерной симметрии. Калиевые ионные каналы, по сравнению с натриевыми и кальциевыми, представляют собою наиболее разнообразную и интенсивно изучаемую группу катионных ионных каналов. Разнообразие касается их структуры, функций, биофизических характеристик, а также и фармакологических свойств. К+-каналы — тетрамеры, т. е. состоящие из четырех одинаковых альфа-субъединиц, Са2+ и Na+-каналы организованы как отдельные белки

из одинаковых четырех доменов, объединенных в а-субъединице.

Целью данного обзора является изложение современных представлений о молекулярной организации калиевых ионных каналов, их разнообразии и функционировании.

общие представления о значении калиевых каналов в деятельности

КЛЕТОК

Ионы калия играют основную роль в формировании мембранных потенциалов, в регуляции возбудимости клеток, длительности и частоты ПД, а также процессов сокращения мышечных клеток и метаболизма, в контроле генома, объема клеток и др. Калиевые ионные каналы имеют первостепенное значение для регуляции трансмембранного градиента К+. В дополнение к потенциал-зависимым есть большой набор калиевых каналов, мало чувствительных к мембранному потенциалу и активируемых или блокируемых различными лигандами. Такие каналы поддерживают фоновую калиевую проводимость мембраны и формируют ПП возбудимых и невозбудимых клеток.

В клетках позвоночных описано более 13 подсемейств калиевых каналов, 8 из которых включают типично потенциал-зависимые каналы, содержащие датчики напряжения. К+-каналы, как натриевые и кальциевые, — трансмембранные белки, но избирательно пропускающие ионы К+, движущиеся по их электрохимическому градиенту со скоростью от 106 до 108 ионов/с. Ионпроводящий канал, состоящий из четырех а-субъединиц, в своей структурно-функциональной организации имеет специализированные сегментные образования: 1) пору, заполненную водой, проницаемую для К+; 2) фильтр селективности, который пропускает только К+ и 3) механизм ворот, переключающий открытое и закрытое состояния канала в ответ на изменения мембранного потенциала или на связывание лиган-да [78]. К настоящему времени идентифицировано больше 200 генных кодов К+-каналов, которые содержат основную а-субъединицу с пороформирую-щими сегментами S5-S6 или их аналогами, определяющими ионную избирательность[76, 170]и место взаимодействия с лекарственными средствами [60]. Так у человека известно более 80 генов, связанных с такими каналами [32]. В некоторых К+-каналах добавляется вспомогательная Р-субъединица, модулирующая их свойства [166]. В молекулярной структуре канала были выявлены области, ответственные за селективность, воротные функции, характер

взаимодействия составляющих субъединиц и места связывания специфических ядов и фармакологических веществ.

Недавнее описание кристаллической структуры бактериального KCsA канала с разрешающей способностью 3,2 А позволило выяснить многие детали структуры [62]. KCsA канал содержит только два трансмембранных сегмента с формируемой ими порой, не содержит потенциал-управляемых ворот, так как отсутствует сегмент S4, но последовательность аминокислот этого канала подобна таковой в потенциал-зависимом К+-канале. Рентгеновский анализ показал, что четыре идентичных субъединицы формируют тетрамер, создающий перевернутый конус с селективным фильтром поры на наружной стороне мембраны. Полная длина туннеля поры составляет 45 А, а его диаметр по всей длине не постоянен. Внутреннее устье начинается как туннель длиной 18 А, который около середины мембраны сужается до ~10 А в диаметре и фильтрует ионы с высокой селективностью — только до диаметра 12 А. Выходное устье поры более широкое и выстлано гидрофобными аминокислотами. Фильтр селективности содержит карбоксильные атомы аминокислот и пропускает только К+-ионы (~3 А), но не пропускает меньшие по размеру Na+-ионы, потому что диаметр поры для них слишком широк, чтобы заместить энергию гидратации Na+-ионов [62]. Селективность К+-каналов разных типов сходна. Проводимость их колеблется от 2 до 300 пСм, каналы блокируются при снижении рН наружного раствора вследствие протонирования кислотной группы, находящейся в нем [16]. Дальнейшее уточнение структуры всех компонентов структуры ионных каналов позволит найти фармакологические средства, способные эффективнее корректировать работу К+-каналов [63, 144, 165].

структурная (генетическая) классификация калиевых каналов

Современная классификация К+-каналов [74, 75] основана на учете последовательности аминокислот в субъединицах, определяемой генами, поэтому ее называют генетической. При этом принимается во внимание субъединичная организация, функции каналов и выделяют три их структурных типа [148]: каналы с шестью трансмембранными сегментами и одной порой, с двумя трансмембранными сегментами и одной порой, с четырьмя трансмембранными сегментами и двумя порами (рис. 1).

1. Каналы с шестью трансмембранными сегментами и одной порой. Семейство потенциал-

■ Рисунок 1. Схема структурной классификацииК+-каналов трех типов и их субъединичный состав [148]. A — субъединицы каналов с 6 трансмембранными (ТМ) сегментами (S1—S6), одной порой, образуемой соединением (P) между S5 и S6 с датчиком напряжения S4 и типы их соответствующих токов — справа. В некоторых каналах есть вспомогательная ß-субъединица, находящаяся в цитоплазме и расположенная на N-конце а-субъединицы. B — субъединицы с 2 ТМ сегментами и одной порой. Каналы входящего выпрямления (Kir) содержат две субъединицы (M1 и M2) с P-петлей между ними. Справа — типы соотвествующих токов. C — субъединицы с 4 ТМ сегментами и двумя порами. Обозначения: IAch — ацетилхолин-чувствительный ток; IKDR — задержанного выпрямления; IKTO — переходный задержанного выпрямления, направленный наружу; IKUR — ультрабыстрый задержанного выпрямления; IKr — быстрый задержанного выпрямления в сердце; IKs — медленный задержанного выпрямления в сердце; IKj — входящего выпрямления; TWIK — двухпоровый входящего выпрямления; TASK, TWIK — pH чувствительный; TRAAK, TWIK — активируемый арахидоновый кислотой.

зависимых K+^аналов (Kv) включает каналы, связанные с генами: KCNA (Shaker — шейкер) — каналы Kv1.1—1.9; KCNB (Shab) — Kv2.1-2.2; KCNC (Shaw) — Kv3.1-3.4; KCND (Shal) — Kv4.1-4.3; c геном человека herg-go-go-related (hERG); Са2+-активируемые ^-каналы; и KCNQ каналы, активируемые деполяризацией. а-субъединицы потенциал-зависимых K+-каналов состоят из сегментов S1-S6 (рис. 1, А), они активируются при деполяризации. Пора и селективный фильтр формируются линкером S5-S6 [77].

Четыре субъединицы формируют функционально активный канал [112]. Соответственно, гетеро-мультимерный комплекс потенциал-зависимого K+^анала, как полагают, составлен из четырех а- и

А

в

+40 mV

с

D

Ш ■■ :

V

'ШШ

Вw

■ Рисунок2. Структура потенциал-зависимогоК+-канала [122].

А — пороформирующая а-субъединица из шести трансмембранных доменов с внутриклеточными N и С-концевыми остатками и положительно заряженным S4 сегментом — сенсором потенциала.

В — ионные токи субъединицы Shal подсемейства Ку4.2, быстро активирующиеся и инактивирующиеся при деполяризации мембраны.

С — схема тетрамерной организации канала из гомологичных а-субъединиц с селективными свойствами. D — схема К+-канала кардиомиоцита, состоящего из а-субъединицы, внутриклеточной в (или К^АР)-субъединицы и ттК (или MiRP1)-субъединицы.

в-субъединиц, размещенных в тетрамере [86, 113] (рис. 2, А, С, D). Внешнее устье канала, состоящее из частей Р-цикла и смежных остатков S5 и S6 сегментов, является местом связывания для токсинов и блокаторов К+-канала [72, 128]. С другой стороны, внутреннее устье поры, состоящее из остатков S5 и S6 сегментов и находящихся на внутриклеточной стороне, связывает 4-АР, ТЭА и гуанидин [109, 149, 172]. S4-S5 линкеры находятся близко к поре и ответственны за инактивацию [84].

Сенсор напряжения и активация канала связаны с сегментом S4. Ранее его перемещение в мембране регистрировалось как воротный ток. S4 сегмент является главным компонентом датчика напряжения [127, 131], который содержит положительно заряженные остатки лизина или аргинина приблизительно в каждом третьем положении, разделенном участками по 5-7 остатков аминокислот. Сходное строение сохраняется во всех потенциал-зависимых каналах К+-семейства (рис. 3).

Перемещение сегмента S4 в ответ на мембранную деполяризацию было подтверждено методом флюоресценции [52, 114]. Сегмент S4 содержит главную часть датчика напряжения, требуемого для активации К+-канала [65]. Электростатическое взаимодействие с сегментом S4 отрицательных зарядов аминокислотных остатков в S2 и S3 сег-

ментах также способствует функционированию ворот [126, 146].

Многие потенциал-зависимые К+-каналы при деполяризации активируются и инактивируются быстро. Были описаны три типа инактивации — N-, P- и C-инактивации, которые связаны с различными молекулярными доменами канала. Например, 6-46 аминокислоты N-конца шейкер К+-канала принимают участие в формировании N-типа инактивации. При закрывании поры из открытого состояния они перемещаются во внутреннее устье, сформированное S5-S6 сегментами [82, 84]. В отличие от быстрого процесса инактивации N-типа, C- и P-типы инактиваций соответствуют более медленным конформационным изменениям определенных аминокислотных остатков во внешнем устье поры [82, 108, 171].

2. Каналы с двумя трансмембранными сегментами и одной порой — К+-каналы внутреннего выпрямления (Kirs), состоящие из а-субъединицы с двумя трансмембранными сегментами M1 и M2 (рис. 1, В, в правой части) и пороформирующим линкером между ними и отдаленно относятся к суперсемейству четырехсегментных каналов [79, 99, 100]. Эти каналы проводят К+-токи преимущественно во внутреннем направлении и они важны для поддержания мембранного ПП [61]. Такое внутреннее выпрямление обусловлено механизмом ворот, внутриклеточ-

Voltage gated (Shaker-like) D к+ channel KVQT1

Inward rectifier type к+ channel HERG

lk (nA)

■ Рисунок 3. Структура и функции различных потенциал-зависимых К+-каналов [67].

A — потенциал-зависимый Shaker K+^анал, состоящий из трансмембранной а-субъединицы и внутриклеточной вспомогательной Р-субъединицы. B — функциональный потенциал-зависимый K+^анал, сформированный из четырех гомо- или гетеромер-ных а-субъединиц, сгруппированных вокруг центральной ионпроводящей поры. C — а-субъединица канала внутреннего входящего выпрямления, состоящая из двух трансмембранных доменов (M1 и M2), связанных P-петлей, формирующей селективный фильтр. Тетрамер этой группы каналов пропускает ионы калия в клетку более эффективно, чем из нее (внизу представлена вольт-амперная характеристика). D — а-субъединица потенциал-зависимого K+^анала, формируемого геном KVLQT1, ответственного за LQT-синдром. E — потенциал-зависимый K+^анал задержанного выпрямления (IKs), формируемый геном KCNQ1 с последующим связыванием с KCNE1-субъединицей. При образовании функциональных гомотетрамерных каналов их свойства отличны по сравнению с гетеротетрамерными -каналами. F — HERG K+^анал, похожий на потенциал-зависимый K+^анал (шесть трансмембранных сегментов), проявляющий свойства аномального выпрямления при деполяризующих сдвигах потенциала вследствие быстрой инактивации, снижающей проводимость канала.

ным Mg2+, полиаминами спермином, спермидином и т. д., которые закрывают доступ ^ к внутреннему устью ионпроводящей поры [111, 164]. Подобно потенциал-зависимым ^-каналам эти каналы

организованы как тетрамеры [169], хотя для АТФ-зависимого ^-канала была описана более сложная октамерная организация. Она включает четыре центральных а-субъединицы типа а-субъединиц кана-

лов внутреннего выпрямления, формирующих проводящую пору, и четыре наружных регулирующих субъединицы — рецепторов сульфонилмочевины — SUR [83, 151].

3. Каналы с четырьмя трансмембранными сегментами и двумя порами. Среди этих каналов описано семейство из 50 различных каналов [161] со слабым внутренним выпрямлением, предположительно состоящих из субъединиц с четырьмя сегментами и с двумя порами (рис. 1, С) [90, 105]. Хотя все каналы с двумя порами имеют сходную по составу основную область [92] субъединицы между сегментами M1 и M4, но амино- и карбоксильные концы их весьма разнообразны. Возможно, что две субъединицы с двумя порами могли бы формировать полноценный псевдотетрамерный канал.

Разнообразие потенциал-управляемых калиевых ионных каналов с учетом их локализации представлены в табл. 1, а каналов входящего выпрямления — в табл. 2.

классификация калиевых каналов по их функциям

По функциям различают потенциал-управляемые К+-каналы, среди которых основная группа — каналы задержанного (выходящего) выпрямления; входяще-говыпрямления(Юг); Са2+-чувствительные К+-каналы; АТФ-чувствительные К+-каналы; Na+-активируемые; К+-каналы, чувствительные к изменению клеточного объема; тип «А» К+-каналы и рецептор-управляемые К+-каналы.

Потенциал-управляемые K-каналы различаются по зависимости от потенциала, способности инакти-вироваться, кинетике активации и инактивации, по фармакочувствительности [17, 41, 44, 78, 158]. Каналы активируются при деполяризации, присутствуют в возбудимых и невозбудимых клетках. Они регулируют ПП мембраны, определяют форму и частоту ПД.

K-каналы задержанного (выходящего) выпрямления по своей структуре - тетрамеры, состоящие из четырех а- и Р-субъединиц. Эти каналы обеспечивает эффективную реполяризацию ПД и рефрактерный период. Имеют отсроченную активацию и медленную инактивацию, постоянная инактивации составляет сотни мс. Все известные каналы такого типа блокируются при внутриклеточном действии ТЭА, их блокирует 4-АР, дендротоксины, фенцикли-дин, фаллоидин, 9-аминоакридин, маргатоксин, ха-рибдотоксин.

K-каналы входящего (аномального) выпрямления (Kir) выделяются в отдельный класс ввиду особенностей их молекулярной структуры, так

как имеют 2 трансмембранных сегмента М1 и М2, соответствующие сегментам S5 и S6 потенциал-управляемых каналов. Представляют собою гомо-тетрамеры или гетеротетрамеры из 4-х субъединиц вокруг центральной поры. Они участвуют в формировании возбудимости и проводимости в мышечных клетках и нейронах. Эти каналы определяют проводимость мембраны в покое, формируют плато на ПД и пейсмекерную активность миокарда. Особенностью каналов является то, что они при деполяризации мембраны не открываются, а пропускают ионы в области гиперполяриации мембраны и поток ионов направлен внутрь клетки, т. е. каналы обеспечивают большой входящий ток К+ при отрицательном потенциале по отношению к равновесному потенциалу калия. Полагают, что феномен аномального выпрямления связан с быстрым потенциал-зависимым блокированием соответствующих каналов ионами внутриклеточного Мд2+. При потенциалах на мембране, превышающих величину равновесного калиевого, ионы Мд2+ входят в канал, взаимодействуют с отрицательно заряженными группами в его стенках и блокируют транспорт К+. Проводимость канала регулируется: внеклеточным К+, внутриклеточным Мд2+, внутриклеточными полиаминами, АТФ и G-белками. Они потенциал-зависимо блокируются при внеклеточном действии ТЭА [14], ионов цезия, рубидия, натрия, бария и стронция. Блокаторами являются: яд гадюки, Sr2+, Ва2+, Cs+.

Ca2+-чувствительные каналы состоят из 4-х субъединиц, на цитоплазматической стороне канала спирали субъединиц формируют пучок из RCK доменов, которые выполняют функцию ворот. RCK домены имеют гибкое соединение между собой, с гибким соединением связываются 2 Са2+-иона, которые регулируют работу ворот. Проводимость этих каналов зависит от внутриклеточной концентрации Са2+, они играют важную роль в поддержании ПП клетки по механизму отрицательной обратной связи: при деполяризации мембраны увеличивается вход Са2+ внутрь клетки по потенциал-зависимым каналам и происходит его мобилизация из внутриклеточных депо. Ионы кальция взаимодействуют со специфическим рецептором, расположенным на внутренней стороне К+-канала, сродство к которому также увеличивается при деполяризации мембраны, что приводит к активации К+-канала и увеличению выхода К+ наружу [147]. Это, в свою очередь, вызывает гиперполяризацию мембраны, Са2+-каналы закрываются, уменьшается внутриклеточная концентрация Са2+ и ПП мембраны стабилизируется [1]. В клетке после ее гиперполяризации Са2+-каналы принимают участие в генерации осцилляций мембранного потенциала. Са2+-регулируемые К+-каналы,

■ Таблица 1. Характеристика типов потенциал-управляемых калиевых каналов (Ко) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

KCNA (Shaker): KCNA 1, 5 и 6 гены локализованы в кластере на хромосоме 12p13

KCNA1 Kv1.1 Задержанное выпрямление Пресинапс Атаксия/Мио-кимия (EA1)

KCNA2 Kv1.2 Задержанное выпрямление Пресинапс

KCNA3 Kv1.3 Задержанное выпрямление Скелетные мышцы и лимфоциты

KCNA4 Kv1.4 Тип А, быстрая инактивация Пресинапс, аксон, скелетная мышца

KCNA4L

KCNA5 Kv1.5 Задержанное выпрямление Сердце Инсулинома

KCNA6 Kv1.6 Задержанное выпрямление Мозг

KCNA7

KCNA8, KCNA9

KCNA10

KCNAB1 Kv-p-1.1 р1-субъединица, модулирует свойства открывания и закрывания и амплитудные характеристики каналов Шейкера

KCNAB2 Kv-p-1.2 р2-субъединица

KCNAB3

KCNB (Shab)

KCNB1 Kv2.1 Ассоциированы с: KCNG3, KCNG4, KCNV2 Тело нейрона, проксимальные дендриты

KCNB2 Kv2.2

KCNC (Shaw): каналы задержанного выпрямления

KCNC1 Kv3.1 Мозг, скелетная мышца лимфоциты, селезенка

KCNC2 Kv3.2 Мозг

KCNC3 Kv3.3 Мозг, печень

KCNC4 Kv3.4 КуЗ регулируют синаптическую передачу волокон Пуркинье в мозжечке Мозг, скелетная мышца У мышей с отсутствием КуЗ.1 или КуЗ.З каналов наблюдается атаксия

KCND (Shal): молекулярные компоненты подпороговой активации A-типа K+ токов

KCND1 Kv4.1 Мозг

KCND2 Kv4.2 Модулируется нейрональным кальциевым сенсором 1 Мозг (дистантные дендриты; пост-синаптическая мембрана), сердце, аорта

KCND3 Kv4.3 Желудочковые транзиторные выходящие калиевые токи Сердце

KCNE: являются добавочной субъединицей медленных каналов, регулируют их работу

KCNE1 minK — р-субъединица Формирует медленно активируемый калиевый канал задержанного выпрямления (1&). Кооперируется с а-субъединицами KCNQ1 (KCNA8; KVLQT1) и вызывает увеличение амплитуды тока Апикальная мембрана эпителиальной клетки Синдром Жервель-Ланг-Нильсена, синдром удлиненного QT

KCNE2 Пептид 1, относящийся к minKl Синдромы удлиненного QT, фибрилляции предсердий и желудочков, кларитромицин-индуцированная аритмия

KCNE3 KCNE4 Взаимодействует с а-субъединицей KCNQ1 клеток крипт кишечника KCNQ1/ КС^З каналы Сердце, скелетные мышцы и почки; KCNE1L — в кардиомиоцитах, клетках скелетных мышц, головного и спинного мозга, плаценте Периодический гипока-лиемический паралич

KCNF

KCNF 1 Сердце, мозг

■ Таблица 1. Характеристика типов потенциал-управляемых калиевых каналов (Kv) (окончание) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

KCNG

KCNG1 Плацента и мозге, скелетные мышцы

KCNG2 Субъединицы в каналах задержанного выпрямления, способствуют реполяризации ПД Кардиомиоциты

KCNG3 Kv10.1 Функционирует как у субъединица и модифицирует активность Ку2.1 канала Субклеточная локализация: плазматическая мембрана

KCNG4 Kv6.3 Коэкспрессия с Ку2.1 ускоряет время активации, снижает порог активации, гиперполяризует потенциал-зависимую инактивацию

KCNQ семейство

KCNQ1(KCNA8; KVLQT1) Вспомогательная субъединица: KCNE1 Медленные каналы задержанного выпрямления Сердце, поджелудочная железа, сосудистая полоска улитки LQT1 синдром, синдром Жервель-Ланге-Нильсен, фибрилляция предсердий

KCNQ2 M-каналы с KCNQ3 и кальмо-дулин Мозг: соматодендритные пирамидальные и полиморфные нейроны, кора и гиппокамп, симпатические ганглии, яички Доброкачественная неонатальная эпилепсия (ЕВШ), миокимия

KCNQ3 M-каналы с KCNQ2 и кальмо-дулин Мозг: соматодендритные пирамидальные и полиморфные нейроны; кора и гиппокамп, симпатические ганглии, селезенка, улитка Доброкачественная неонатальная эпилепсия (ЕВШ)

KCNQ4 Улитка: чувствительные наружные волосковые клетки, вестибулярный аппарат; ствол мозга: ядра слухового нерва Доминантная несиндро-мальная сенсоневральная потеря слуха, (DFNA2)

KCNQ5 Вспомогательная субъединица KCNQ3 Мозг, симпатические ганглии, скелетная мышца

КС^ семейство: КС^1; КС^2; КС^З. Потенциал-управляемые каналы, каналы задержанного выпрямления в спинном и головном мозге, сетчатке. Модулирует активность а-субъединиц Ку2.1 (КСЖ) и Ку2.2

семейство: (^11.1). Коэкспресируется совместно с Ку2.1

K+ каналы, управляемые нуклеотидами (BCNG). Проницаемость для К+ в 4 раза больше чем для > №+, непроницаемы для анионов, модулируются циклическими нуклеотидами, блокируются цезием; генерируют ритмическую и пейсмекерную активность головного мозга; во вкусовых клетках — рецепторы кислого

HCN1 Головной мозг

HCN2

HCN4 Активируются при гиперполяризации мембраны Головной мозг (таламус), сердце и яички

■ Таблица 2. Характеристика типов калиевых каналов входящего выпрямления (Kir) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

Kir типы: большое семейство

KCNJ1 Kir1.1 Активация внутренним АТФ, блокирование внешним Ва2+ Почки и поджелудочная железа Синдром Бартнера

KCNG2 Субъединицы в каналах задержанного выпрямления, способствуют реполяризации ПД Кардиомиоциты

KCNJ2 Kir2.1 Входящее выпрямление, блокирование Ва2+ или Cs+ Мозг, сердце, скелетные мышцы, легкие, почки, плацента Синдром Андерсона

■ Таблица 2. Характеристика типов калиевых каналов входящего выпрямления (Kir) (продолжение) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

KCNJ3 Kir3.1 Ассоциация субъединиц KCNJ5, KCNJ6 и KCNJ9, гомотетрамеры не формируют функционирующих каналов Регуляция сердечной работы

KCNJ4 Kir2.3 Ассоциация субъединиц: Kir2, SAP97; модулируется арахидо-новой кислотой Сердце, скелетная мышца, гип-покамп

KCNJ5 Kir3.4 Ассоциация субъединиц: KCNJ3, KCNJ6; Поджелудочная железа, сердце; парасимпатическая регуляция частоты сердца

KCNJ6 и KCNJ7 Kir3.2 Ассоциируется с KCNJ9, опосредует блокирующее действие опиоидов на выходящие токи Мозжечок Судороги и этанол-индуцированное поведение

KCNJ8 Kir6.1 Регуляция сосудистого тонуса, контролируется G-белками Внезапная смерть, спонтанный подъем ST, атрио-вентрикулярный блок

KCNJ9 Kir3.3 Ассоциация с KCNJ6, опосредует блокирующее действие опиоидов на выходящие токи совместно с Kir3.2 Деполяризация мембраны нейрона

KCNJ10 Kir1.2; Kir4.1 Формирует гетеродимер совместно с KCNJ16, АТФ-зависимый канал Глия, клетки Мюллера (сетчатка), почки, париетальные клетки желудка Сниженная миелини-зация спинного мозга, потеря эндокохлеарного потенциала и калиевой проводимости олигоден-дроцитов

KCNJ11 Kir6.2 Ассоциируется с рецепторами сульфонилмочевины (SUR1), контролируется G-белками, АТФ-чувствительный, опосредует гомеостаз глюкозы, глюкозо-стимулированную секрецию инсулина Все органы и ткани Гиперинсулиновая гипогликемия: нерегулируемая секреция инсулина может способствовать заболеванию диабетом 2-го типа, полиморфизм генов Е23К

KCNJ12 Kir2.2 Образованы из гомотетрамеров или ассоциации с другим Kir2, АТФ-чувствительный Нейроны и мышечные клетки

KCNJ13 Kir7.1 K+ проводимость апикальной мембраны пигментного эпителия сетчатки ЖКТ, почки, нейроны, пигментный эпителий сетчатки

KCNJ14 Kir2.4 Мотонейроны общесоматических и висцеральных нервным стволов

KCNJ15 Kir4.2 Образует гетеродимер совместно с KCNJ16 Почки

KCNJ16 (Kir5.1) Сформированы с KCNJ15, хеморецепция CO2 Мозг, почки, поджелудочная железа

HERG; KCNH: управляемые циклическими нуклеотидами

KCNH1 Экспрессируется при диф-ференцировке миобластов человека

KCNH2 Активация канала ускоряется регуляторами калиевых каналов Синдром удлиненного QT

KCNH3 Потенциал-управляемые выходящие токи с компонентом быстрой инактивации Кора головного мозга: слой II, III, VI; тела пирамидных нейронов; гиппокамп: CA1 и CA3

KCNH4 Потенциал-управляемые выходящие токи без быстрой инактивации Специфические участки мозга: скорлупа и хвостатое ядро

KCNH5 Ткань мозга взрослых

ТОМ 7/2009/1 ОБЗОРЫ ПО КЛИНИЧЕСКОЙ ФАРМАКОЛОГИИ И ЛЕКАРСТВЕННОЙ ТЕРАПИИ I

■ Таблица 2. Характеристика типов калиевых каналов входящего выпрямления (Kir) (продолжение) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

KCNH6 HERG2 Регуляция потенциал-зависимой деактивации, кинетика деактивации медленнее, чем KCNH

KCNH7 HERG3 Регуляция потенциал-зависимой деактивации, кинетика деактивации, быстрая кинетика деактивации

KCNH8 Медленная активация, отсутствие инактивации Лобные доли мозга, яички

KCNK семейство: 4 трансмембранных сегмента, 2 поры

KCNK1 TWIK Слабый ток входящего выпрямления, контроль фоновой калиевой проводимости мембраны ЦНС

KCNK2 TREK Выходящее выпрямление, чувствителен к внеклеточному К+ и ЦНС

KCNK3 TASK Роль в клеточном ответе на внеклеточное рН

KCNK4 TRAAK Без инактивации и выходящего выпрямления, потенцируется жирными кислотами и арахидо-новой кислотой Нервная ткань

KCNK5 TASK2 Почки

KCNK6 TWIK2, TOSS Многие ткани, клетки ганглиев глаза

KCNK7 TWIK-1-like Отсутствие активности канала при экспрессии в одиночном виде ЦНС

KCNK8 Отсутствие активности канала при экспрессии в одиночном виде Ткани глаза, легкие и желудок

KCNK9 TASK3 белок Без инактивации, чувствителен к изменению внеклеточного рН, блокируется барием, квиниди-ном и лидокаином Мозжечок, многие ткани Онкоген представлен в карциноме человека

KCNK10 TREK2 Быстро активируется, без инактивации, выходящее выпрямление, стимуляция полиненасыщенными жирными кислотами и арахидоновой кислотой, растяжением мембраны, закис-лением внутриклеточной среды, ингаляцией общих анестетиков

KCNK12 THIK-2; тандем-пора Ингибируется галотаном Почки, мозг

KCNK13 THIK-1 Слабое входящее выпрямление, стимуляция арахидоновой кислотой, подавляется галотаном Ядра обонятельного, гипоталами-ческого и таламического мозга

KCNK14

KCNK15 Сердце, скелетные мышцы, щитовидная железа, надпочечники, слюнные железы, поджелудочная железа

KCNK16 Выходящее выпрямление, активируется при защелачивании среды, чувствителен к барию, квинину и летучим анестетикам Поджелудочная железа

KCNK17 Выходящее выпрямление, активируется при защелачивании среды, чувствителен к барию, квинину и летучим анестетикам Печень, легкие, плацента, поджелудочная железа, тонкая кишка, аорта

■ Таблица 2. Характеристика типов калиевых каналов входящего выпрямления (Kir) (окончание) (http://www.neuro.wustl.edu/neuromuscular/mother/chan.html)

Кодирующий ген Тип Функция Локализация Каналопатия

KCNM: Ca2+ чувствительные каналы высокой проводимости (MaxiK)

KCNMA1 Са2+-активируемый, высокая проводимость

KCNMB1 Гладкая мышца, скелетная мышца плода, гиппокамп, мозолистое тело

KCNMB2 Са2+-активируемый, высокая проводимость

KCNMB3

KCNMB4

KCNN: кальций-активируемый, маленькая и средняя проводимость

KCNN1 SK1 Маленькая проводимость, Са2+-активируемый, апамин-чувствительный Мозг, сердце

KCNN2 SK2 Апамин, сциллатоксин и тубокурарин-чувствительный, харибдотоксин-нечувствительный Мозг, надпочечники, ганглиозные клетки сетчатки и нейроны

KCNN3 SK3 Маленькая проводимость, Са2+-активируемый, средняя чувствительность к апамину Мозг, сердце, скелетная эмбриональная мышца, печень Спорадическая атаксия

KCNN4 SK4 Средняя проводимость, Са2+-активируемые; блокаторы: клотримазол, харибдотоксин Т-лимфоциты, толстая кишка, гладкие мышцы, эритроциты, нейроны Серповидноклеточная анемия — потеря воды и KCl

KCNT семейство: средняя проводимость и кальций-активируемый ток

KCNT1 Slack Взаимодействиует с Slo-субъединицами Во всех тканях, в печени и мозге, мало в скелетных мышцах

SUR (высокоаффинные рецепторы сульфонилмочевины)

SUR1 ABCC 8 Панкреатические островки

SUR2 ABCC9 2А в сердце; 2В в мозге, печени, скелетной и гладкой мышце, мочевом пузыре

Плазмолипин Формирует специфические, потенциал-чувствительные каналы при условии соприкосновения с билипидным слоем Мозг (миелин) и почки

управляемые наружным Са2+, на наружной поверхности мембраны имеют рецептор для Са2+. Их активность не зависит от мембранного потенциала и внутриклеточного Са2+, эффективно блокируется 4-АР. В большом количестве присутствуют в мембране гладкомышечных клеток сосудов, регулируют сосудистый тонус. Са2+-ингибируемые К+-каналы были обнаружены в мембране лимфоцитов человека. Проводимость этих каналов уменьшается при увеличении концентрации внутриклеточного Са2+. Среди Са2+-чувствительных К+-каналов различают каналы с высокой проводимостью ф^, каналы с промежуточной проводимостью и каналы с низкой проводимостью

Каналы с высокой проводимостью закрываются и открываются мембранным потенциалом и внутриклеточным Са2+. Их одиночная проводимость наибо-

лее высокая — от 100 до 220 пСм, они обнаружены во многих тканях млекопитающих и человека. Их блокаторами являются: ибериотоксин, (+)-тубоку-рарин, харибдотоксин (пептид из яда скорпиона Leiurus), ноксиукстоксин, пенитрем-А, ТЭА.

Каналы с промежуточной проводимостью более чувствительны к Са2+, чем ВК каналы, их работа регулируется внутриклеточными ионами Са2+, одиночная проводимость относительно низкая — от 20 до 85 пСм. Установлено, что их активность, помимо потенциала и внутриклеточного Са2+, может модулироваться цАМФ-зависимой протеинкиназой. По-видимому, для функционирования К+-каналов такого типа имеют значение процессы фосфорили-рования. Блокаторы этих каналов: сцетидил, триф-люороперазин, галоперидол, но эти каналы нечувствительны к действию ТЭА.

■ Таблица 3. Основные и вспомогательные субъединицы ионных каналов, участвующих в формировании ПД кардио-миоцитов [153].

Фазы ПД Ионные токи Субъединицы каналов Антагонисты Патология

Основная (a) Вспомогательная

0 IN, ^ Nav1.5 (SCNA5) Navp1-4 TTX LQT3, синдром Бругады, болезнь синусного узла

1 I, ^ to Kv1.4 4АП

Kv4.1 KChIP1 4АП ханатоксин

Kv4.2 Kvpl, Kvp2, KChIP1, MiRPl 4АП ханатоксин, никотин, кинин

Kv4.3 KChIP2, KChIP3 никотин

2 Ic,-L ^ Cav2.1 Cavp1-4 Верапамил, дилтиазем, нифедипин

Ic,-T ^ Cav3.2 Ni2+

3 IK t Kr ERG1 (HERG) MiRPl E-4031, ибутилид, сисаприд, кокаин LQT2

Iks t KCNQ1 (KvLQTl) KCNE1 (min K), KCNE3, KCNE5 Хроманол, 293В, L-735,821 LQT1, LQT5, SQT

4 Ik ± Kir2.1 (KCNJ2) Ba2+ Синдром Андерсена

K2.2 (KCNJ12) Ba2+

I i Na/Ca NCX1 KB-R7943, Ni2+

Каналы с низкой проводимостью слабо зависят от потенциала. KCNN, ^^семейство каналов более чувствительны к Ca2+, чем BK каналы, их работа регулируется внутриклеточными ионами Ca2+. В нейронах эти каналы формируют следовую гиперполяризацию ПД. Одиночная проводимость самая низкая — от 2 до 20 пСм, блокаторы — апамин (компонент пчелиного яда), лейротоксин 1, (+)-тубокурарин. Эти каналы так же нечувствительны к действию ТЭА.

Na+-активируемые каналы — потенциал-независимые: высокочувствительны к увеличению концентрации внутриклеточного Na+, но не чувствительны к изменению концентрации Са2+ и АТФ, блокируются Mg2+ и Ba2+. Они встречаются в нейронах позвоночных и беспозвоночных, в сердечной мышце, участвуют в формировании фазы реполяризации ПД. Na+ активируемые ^-каналы эффективно блокируются ТЭА и 4-АР.

^-каналы, чувствительные к изменению клеточного объема активируются при увеличении клеточного объема, их блокаторами являются квинидин, лидокаин, цетидил.

Тип «A» каналов — тетрамеры, содержат а-субъединицы и внутриклеточные Р-субъединицы, которые могут изменять быструю фазу инактивации. Каналы характеризуются быстрой активацией и инактивацией. Они регулируют быструю фазу ре-поляризации ПД, т. е. межимпульный интервал ритмической активности. Их блокируют: 4-АР, квинидин, пептид дегрануляции тучных клеток, фенциклидин, дендротоксин.

Рецептор-управляемые каналы — тетрамеры с медленной инактивацией или совсем неинактиви-

рующиеся (KCNJ3 и KCNJ5). Среди них есть каналы, активируемые мускарином и встречающиеся в предсердиях. Каналы, активирующиеся агонистами Р-адренорецепторов, инактивируются мускарином. Активатор каналов — соматостатин, а блокаторы — Ba2+ и брадикинин. Имеются каналы со свойствами входящего выпрямления, они блокируются Ba2+, Cs+, 4-АР, TEA и квинином. Следовательно, разнообразие калиевых ионных каналов весьма велико, они экспрессируются в тканях и органах, вероятно, для выполнения определенных функций. Нарушения экспрессии калиевых каналов приводят к соответствующим каналопатиям и изменениям в их нормальной работе [148], как это показано для натриевых и кальциевых каналов [67, 102].

КАЛИЕВЫЕ ИОННЫЕ КАНАЛЫ В КАРДИОМИОЦИТАХ МЛЕКОПИТАЮЩИХ

К настоящему времени в плазматической мембране кардиомиоцитов известны все основные ионные токи, активирующиеся и последовательно инак-тивирующиеся при каждой фазе сердечного ПД [23], а также соответствующие гены и клонированные субъединицы каналов (табл. 3). В сердечных клетках важнейшими ионными каналами являются: Na+- и Ca2+-каналы [78, 124], обеспечивающие вход Na+ и Ca2+ в клетку; различного рода ^-каналы, осуществляющие выход ^ из клетки [9, 122, 153].

Ток Na+ внутрь клетки после активации натриевых каналов формирует в кардиомиоцитах фазу деполяризации ПД. По мере нарастания деполяризации

проницаемость для Na+ падает вследствие инактивации натриевых каналов, активируются входящие Са2+-токи, которые формируют фазу плато ПД. Последующая активация различных К+-каналов приводит к реполяризации мембраны кардиомиоцитов до уровня мембранного ПП.

Калиевые каналы в кардиомиоцитах играют важную роль в формировании ПП и ПД. Входящие K+-токи определяют величину ПП сердечной клетки, а выходящие К+-токи принимают наибольшее участие в фазе реполяризации ПД. Калиевые каналы, по сравнению с натриевыми и кальциевыми, наиболее разнообразны как в кардиомиоцитах, так и в мембранах других клеток [122].

Калиевые каналы входящего выпрямления (inward rectifier K+-channels, Kir) — с преимущественной односторонней проводимостью внутрь клетки и открывающиеся при гиперполяризации, модулируют ПП и стабильно поддерживают его на уровне, близком к равновесному. Кроме того, модуляция этих каналов играет важную роль в регуляции частоты сердечных сокращений (чСС) [118, 138]. Показано, что IK1 не только поддерживают ПП и участвуют в формировании ПД, но и модулируют силу сокращений мышечных волокон при изменениях концентрации внеклеточного К+ [43].

По современным представлениям односторонняя проводимость калиевых каналов обусловлена тем, что при 1К1-выходящих токах, канал закупоривается непроницаемыми к внутриклеточным катионам Mg2+ и полиаминами [85]. Эти ионы способны войти в ворота со стороны цитоплазмы, но не проходят через селективный фильтр канала. Цитоплазматиче-ская сторона ворот Kir содержит кислотные и гидрофобные аминокислоты, создающие благоприятную среду для полиаминов, закрывающих ворота канала [125].

В сердечных клетках желудочков мышей было обнаружено, что деполяризация мембраны приводила к инактивации выходящих К+-токов, а последующая реполяризация их активировала [68]. Эти транзи-торные следовые токи (Itail) активировались при реполяризации до -80 мВ — значению, близкому к ПП сердечных клеток. При деполяризации от -120 мВ до -80 мВ активации Itail не наблюдалось [58]. Эти токи, как и IK1, блокировались при аппликации 250 ^М Ba2+. По-видимому, эти токи возникают благодаря Kir2.1-каналам, которые находятся в t-трубочках. В пред-сердных клетках, у которых отсутствуют t-трубочки, такая локализация Kir2.1 не была выявлена [58]. Ионные каналы Kir2.2 также расположены в t-трубочках [104]. Каналы Kir2.1 и Kir2.2 формируют входящие токи IK1, и, по всей видимости, в одинаковой пропорции. Последнее предположение обосновано тем, что

при исключении гена, кодирующего Kir2.2, ток IK1 был снижен на 50 % [173]. Более того, изменения в значениях амплитуд IK1 коррелировали с числом t-трубочек в кардиомиоцитах желудочка. Обнаружены также отличия IK1 в разных камерах сердца. Например, у морской свинки величина выходящего компонента IK1 в левом желудочке больше по сравнению с правым [139]. Разная степень экспрессии IK1 наблюдается в желудочках и предсердиях кролика. Мутация в гене KCNJ2, который кодирует каналы Kir2.1, вызывает уменьшение K+^оков и способствует появлению синдрома Андерсена [132], клиническими показателями которого является увеличение QT интервала и аритмии. На этом основании синдром Андерсена часто рассматривается как подтип синдрома удлиненного QT интервала.

Известно, что ацетилхолин снижает ЧСС в результате активации входящих ^-токов (IKACh) в пейс-мекерных клетках синоатриального узла. Здесь ацетилхолин активирует мускариновые ацетилхоли-новые рецепторы (mAChR) M2, что, в свою очередь, катализирует обмен ГДФ на ГТФ в а-субъединице гетеротримерных G-белков (Gi), активируя тем самым G-белок-зависимые процессы. Димеры в- и Y-субъединицы G-белков диссоциируются от ГДФ связанной а-субъединицы и активируют непосредственно IKACh [154].

В кардиомиоцитах синусного узла и предсердия за холин-чувствительные калиевые токи ответственны гетеромерные каналы GIRK1 и GIRK4 (G-protein activated inward rectifier K+-channels) [98]. Эти каналы закрыты при отсутствии сигнала, идущего от G-белка, но активируются при стимуляции М2-рецепторов. В отличие от GIRK-каналов, члены подсемейства Kir2 постоянно находятся в активном состоянии и независимо от стимуляции M2 рецептора.

АТФ-зависимые калиевые каналы (КАТР) в сердце по своей структуре — тетрамеры, содержат 2-трансмембранных сегмента. Не зависят от потенциала, обладают свойствами входящего выпрямления, pH-чувствительны. Основная функция — сенсоры глюкозы в в-клетках. Регулируются с помощью АТФ: высокая концентрация АТФ ингибирует активность K^p-каналов; они открываются при снижении уровня АТФ внутри клетки, например, при гипоксии. Активаторы каналов: левкромакалим, диазоксид, априкалим, пинацидил. Блокаторы — глибенкламид, толбутамид, фентоламин, циклазиндол, лидокаин. АТФ-зависимые калиевые каналы кодирует коэк-спрессия Kir6.x со специфическими сульфонилмо-чевинными рецепторами SUR (sulfonylurea receptor) [83, 134]. Разнообразие АТФ-зависимых калиевых токов в мышечных тканях обусловлено экспрессией разных изоформ субъединиц Kir6 и SUR. Сердечные

КАТР-каналы кодирует совместная экспрессия Kir6.2 и SUR2A. Было показано, что ключевую роль в развитии «прекондиционирования» в сердце играют активация и увеличение экспрессии сарколемм-ных КАТР-каналов [47]. Доказано, что блокада КАТР-каналов высокой внутриклеточной концентрацией АТФ препятствует развитию метаболической адаптации миокарда к ишемии, ухудшает функциональные показатели сердечно-сосудистой системы, способствует расширению зоны ишемических повреждений сердечной мышцы. Аналогично действует антагонист КАТР-каналов глибенкламид [21]. Напротив, активация КАТР-каналов при снижении внутриклеточной концентрации АТФ, вызывающая некоторое уменьшение механической активности кардиомио-цитов из-за уменьшения длительности ПД [136] способствует развитию метаболической адаптации миокарда к ишемии [47]. Адаптация миокарда к ише-мии/реперфузии осуществляется и под действием низкоинтенсивного лазерного излучения [10], одним из механизмов влияния такого рода излучения, возможно, является активация КАТР-каналов. Эти каналы обеспечивают взаимосвязь между метаболическим состоянием клетки и ее электрофизиологическими свойствами. Учитывая уникальность композиции субъединиц КАТР-каналов и их селективную экспрессию в сердце, эти каналы можно использовать как мишень для поиска новых фармакологических средств при лечении ишемии и аритмии. У людей с сердечной недостаточностью и аритмией обнаружены мутации в гене ABCC9, который кодирует SUR2А — вспомогательную субъединицу КАТР-каналов [40]. При хронической атриальной фибрилляции,которая сочетается с уменьшением длительности ПД, происходит снижение амплитуды КАТР-токов [34]. С помощью новой методики, основанной на сканировании проводимости ионного канала, была показана активация одиночного КАТР-канала на поверхности мембраны кардиомиоцита [96]. Оказалось, что КАТР-каналы образуют маленькие скопления около Z-полоски сердечной клетки. Уменьшение экспрессии КАТР-каналов (как и в случае IK1, см. выше) приводит к уменьшению емкости клетки [57], что коррелирует с уменьшением плотности t-трубочек [107, 117].

Потенциал-зависимые калиевые каналы А-типа (IA) обеспечивают формирование ранней фазы ре-поляризации (табл. 3, фаза 1). В сердечных клетках эти К+-каналы [122] кодируют а-субъединицы Kv1.4 и Kv4.2, они важны для модуляции длительности ПД. Одним из свойств К+-токов А-типа является время-зависимая (транзиторная)инактивация тока[64, 73]. По этой причине они получили другое название — Ito (transient outward current). Эти каналы активируются независимо от присутствия или отсутствия ионов

кальция во внеклеточном растворе, и тем самым их можно отличать от кальций-зависимых К+-каналов (например, Maxi-^-каналов). Нативные Kv-каналы представляют собой комбинацию мембранной а- и цитоплазматической Р-субъединиц [159], а также KChAP [101] и KChiP [93, 94].

На основе молекулярнобиологического анализа сделано предположение, что каналы семейства Kv4 ответственны за компоненты пиковых выходящих токов в сердце [35, 45, 68]. В клетках желудочка крыс каналы Kv4.2 расположены в основном в t-трубочках и составляют значительную часть выходящих токов Ito [53]. Эти токи можно блокировать 4-АР [48], но они не чувствительны к ТЕА при концентрациях до10 мМ.

К+-каналы задержанного выпрямления сформированы также из четырех а-субъединиц и каждая из них содержит шесть трансмембранных сегментов (S1-S6). К+-токи задержанного выпрямления в кардиомиоцитах теплокровных состоят из трех компонент: ультрабыстрой, быстрой и медленной. Биофизические, фармакологические и молеку-лярнобиологические исследования показали, что каждая из компонент обусловлена активностью соответствующего типа субъединицы. Полноценный функциональный канал состоит в основном из двух субъединиц: а- и Р-субъединицы. Тем не менее, функциональная а-субъединица может образовать комплекс и с нефункциональной а-субъединицей, которая при таких условиях вступает в роли вспомогательной субъединицы. Альфа-субъединицы Kv1.5 обеспечивают ультрабыструю компоненту (IKur, ultra rapid) выходящего тока. Было показано, что эти каналы в отсутствии K+ во вне- и внутриклеточных растворах проводят и ионы Na+ [162].

За быструю составляющую реполяризующего тока (IKr, rapid) ответственны альфа-субъединицы К+-каналов, называемые ERG (Ether-a-go-go-Related Gene), которые более избирательны к ионам калия. Эти каналы составляют подсемейство EAG (Ether-a-go-go-Gene) потенциал-зависимых К+-каналов. Один ген из подсемейства EAG присутствует также в сердце человека (Human ERG — HERG) и здесь он кодирует быструю компоненту К+-токов задержанного выпрямления IKr [142]. К+-каналы задержанного выпрямления обнаружены и в кардиомиоцитах синусного узла кролика [80].

В сердце человека HERG К+-каналы являются, пожалуй, одними из наиболее важных. Их блокада вызывает замедление фазы реполяризации ПД, что приводит к увеличению их длительности и QT интервала и проявлению LQT-синдрома (удлиненного QT интервала). При мутациях К+-каналов задержанного выпрямления возможны два варианта проявления синдрома — LQT1 и LQT2. Основное

функциональное различие между LQT1 и LQT2 заключается в том, что в первом случае ток уменьшается через каналы 1К8 (KvLQT), а во втором — через каналы 1Кг (HERG). Это происходит из-за мутации соответственно в генах KvLQT1 (другое название KCNQ1) и HERG (KCNH2). Существуют наследственные формы LQT и те, которые вызваны побочными эффектами многих фармакологических средств. Наследственный LQT-синдром является генетической болезнью, в основе которой лежат различные мутации в аминокислотной последовательности белков каналов, ответственных за фазы реполяризации ПД в сердце [156]. Некоторые из этих мутаций приводят к уменьшению амплитуды К+-токов [39, 88, 167]. Что касается мутации генов, то она является основным детерминантом дефективного перемещения белков, а дефект в перемещении и мутации а-субъединиц HERG в случае LQT2 синдрома приводят к уменьшению тока задержанного выпрямления. Селективные блокаторы HERG К+-каналов ибутилид и сисаприд могут устранить эту аномалию, что и лежит в основе целесообразности соответствующей терапии.

Дефект перемещения белков происходит, возможно, из-за образования гетеромерных каналов при различных комбинациях субъединиц в эндоплаз-матическом ретикулуме и в аппарате Гольджи. Этот дефект может быть ответственным за возникновение ряда болезней у человека [163]. Анализ биофизических свойств каналов позволяет предположить, что в случае синдрома LQT2 нарушение функции каналов HERG происходит не только из-за дефектного перемещения белков, но также из-за образования нефункциональных каналов и изменений в воротных механизмах и/или ионной проницаемости каналов [174]. Дефекты в гене HERG, связанные с продлением QT интервала, в ряде случаев приводят к внезапной смерти, что происходит, возможно, из-за вентрикулярной фибрилляции. Существует предположение, что продление ПД может увеличить размер «уязвимого окна», в котором преждевременный стимул может вести к многонаправленному хаотическому распределению фронтов возбуждения.

Среди всех потенциал-зависимых К+-каналов HERG-каналы обладают уникальными свойствами, которые проявляются в выпрямлении выходящего тока при деполяризации мембраны [142]. Это происходит из-за быстрой инактивации типа С [152, 155]. Было высказано предположение, что HERG-каналы могут играть особую роль при экстрасистолах [139]. Так, при низкой или физиологической концентрации внеклеточного калия, амплитуда HERG-подобного тока при деполяризации небольшая. Увеличение же [К+]о приводит к возрастанию амплитуды входящих К+-токов при гиперполяризации мембраны. Суще-

ствуют клинические данные о том, что длительный прием пациентами с синдромом LQT2 ионов в виде KCl приводит к увеличению содержания K+ в плазме крови. При этом показатели фазы реполяризации ПД у них приближаются к норме, т. е. длительность QT-интервала значительно уменьшалась и форма Т-волн также нормализовалась [66].

Одним из активаторов HERG-^-каналов является внутриклеточный фосфатидил-инозитол-дифосфат (PIP2). В концентрации 10 ^М он увеличивает амплитуду К+-токов и сдвигает их потенциал-зависимость активации в сторону гиперполяризации [38]. Кроме того, PIP2 приводит к ускорению кинетики активации и замедляет кинетику инактивации. При использовании импульсов, форма которых имитирует ПД, максимальная активация токов совпадает с областью, близкой к окончанию фазы реполяризации ПД [110]. Полученные данные позволили сделать заключение, что в норме HERG-каналы препятствуют развитию аритмий.

Данный феномен может быть обусловлен двумя механизмами. Во-первых, максимальная активация канала происходит при потенциалах около -40 мВ, при которых кальциевые токи L-типа показывают «окноподобную» зависимость (window current). Поэтому HERG-токи будут противодействовать реактивации кальциевых L-каналов, которая является основной причиной ранней следовой деполяризации и некоторых аритмий [87]. Блокирование К+-токов задержанного выпрямления IKr (HERG) может приводить к деполяризации мембраны и к генерации дополнительных ПД, провоцирующих осцилляции МП. Последние являются кальций-зависимыми осцилля-циями в фазе плато ПД. Вторая причина обусловлена тем, что ранний транзиторный выходящий ток после преждевременной стимуляции может подавлять экстрасистолы [152].

Сочетание а-субъединицы KvLQT1 (KCNQ1) и minK (KCNE1) приводит к формированию каналов, обеспечивающих медленную компоненту K^-токов задержанного выпрямления (IKs, slow). Они харак-теризируются ярко выраженной медленной активацией. При определенных мутациях в гене KvLQT1 наблюдается синдром LQT1 [156]. При наличии синдрома LQT1 у человека часто развиваются аритмии, а во время эмоционального стресса в результате активации адренергической системы мозга и повышения ЧСС [145] они усиливаются. Наряду с LQT существует и наследственный синдром укороченного (short) QT интервала (SQT), который тоже может приводить к внезапной сердечной смерти [69]. Укорочение QT интервала в основном характерно для детей [19]. При такой патологии наблюдается укорочение рефрактерного периода ПД миокарда, провоцирую-

щее вентрикулярную фибрилляцию. Предполагают, что это вызвано высокой активностью К+-токов и

Кг

1К8 [36, 46]. Было показано, что блокада 1К8 увеличивает длительность ПД и эффективного рефрактерного периода в желудочке [8]. Один из механизмов про-тивоаритмического действия фармакологических средств связывается с блокированием калиевых каналов, в частности — 1К1, 1К и HERG-каналов [106].

В заключение следует отметить, что генерация ПД в каждой клетке миокарда, сопровождающаяся быстрой деполяризацией и медленной реполяри-зацией, в основе которых лежит последовательная активация-инактивация натриевых, кальциевых и калиевых ионных каналов, играет ключевую роль в деятельности сердца. На этом основании можно утверждать, что мутации генов, ответственных за формирование ионных каналов (каналопатии) и/или другие нарушения нормальных соотношений между входящими и выходящими токами [140], могут оказывать существенное влияние на функции кардио-миоцитов [42, 51, 59, 67, 102, 119, 103]. Идентификация причин нарушений в работе ионных каналов будет способствовать правильному выбору соответствующих терапевтических мероприятий для нормализации работы сердца.

особенности калиевых ионных каналов в нейронах МОЛЛЮСКОВ

Уже в первых электрофизиологических исследованиях на нейронах моллюсков отмечалось принципиальное сходство их электрогенеза с электрогене-зом клеток позвоночных животных [13]. В нейронах моллюсков обнаружены все основные виды ионных каналов, обеспечивающих генерацию ПД. Входящие натриевые и кальциевые ионные токи принято обозначать соответственно как INa и ^ Выходящий калиевый ток нейронов моллюсков также разделяется на два компонента — быстрый и медленный — задержанный [137]. Быстрый выходящий ток инактивиру-ется уже при ПП и активируется только после предварительной гиперполяризации мембраны до уровня -90-110 мВ. Быстрый выходящий ток не блокируется внеклеточным ТЭА, но в значительной степени блокируется при его введении внутрь нейрона. Медленный выходящий ток инактивируется лишь при поддерживаемом мембранном потенциале более -50 мВ, блокируется внеклеточным ТЭА и лишь незначительно при внутриклеточном его действии [120]. Оба компонента выходящего тока, а особенно медленный, блокируются верапамилом, другими блокаторами кальциевых каналов [14, 15]. Быстрый компонент калиевого тока в мембране сомы нейрона подавляют-

ся 4-АР и 3,4-диаминопиридином, который в 50 раз превосходит эффект 4-АР [95, 115]. Переносчиком как быстрого, так и медленного компонентов выходящего тока являются ионы калия и соответственно обозначаются как IKf и IKs. Наряду с быстрым и медленным выходящими токами в нейронах моллюсков регистрируется остаточный выходящий ток (Ins), нечувствительный к блокирующему действию ТЭА. Он характеризуется медленным нарастанием и отсутствием выраженной инактивации. Кроме того, такая стационарная калиевая проводимость заметно увеличивается при внесении в клетку ионов Са2+. Установлено, что такой компонент выходящего калиевого тока обусловлен наличием в мембране нейрона ионных каналов, отличающихся меньшей специфичностью по сравнению с каналами быстрого и задержанного калиевых токов, отсутствием инактивации и чувствительностью ко входу в клетку ионов Са2+ [6].

Ионные каналы нейронов моллюсков имеют некоторые особенности по сравнению с таковыми у теплокровных животных, что определяется, вероятно, экспрессией соответствующих генов. Например, аналогичные ионные токи в нейронах моллюсков отличаются более медленной их активацией и инактивацией, есть различия в фармакочувствительности каналов. В процессе онтогенеза эти свойства изменяются, нейроны новорожденных животных теплокровных более похожи на нейроны моллюсков [27]. Выходящий ток нейронов моллюсков в целом сходен с таковым для нейронов позвоночных [55], в которых он так же переносится ионами калия, состоит из быстрого и задержанного компонентов, активируемых при различных уровнях мембранного потенциала. Однако быстрый и медленный ток в меньшей степени поддаются фармакологическому разделению, они примерно в одинаковой степени блокируются как при вне-, так и при внутриклеточном приложении ТЭА или при замене внутри клетки ионов калия на ионы Tris. В большинстве нейронов позвоночных сохраняется, как и в нейронах моллюсков, стационарный неспецифический компонент выходящего тока. Этот выходящий ток нечувствителен к ТЭА, также является кальций-зависимым и в большей степени проявляется при введении в клетку ионов Са2+ и/или цАМФ [3, 12, 13].

Таким образом, биоэлектрическая активность нейронов моллюсков и нейронов теплокровных в основном обеспечивается активностью натриевых, кальциевых и калиевых ионных каналов, имеющих общие принципы строения и функционирования [123]. Это позволяет использовать в качестве моделей нейроны моллюсков [56] наряду с нейронами теплокровных животных в экспериментальных исследованиях деятельности ионных каналов и меха-

-Брадизол

■ Амиодарон

■ Соталол

■ Атаракс

Контроль

10

C, мкМ

100

1000

■ Рисунок 4. Зависимости «концентрация—эффект» при действии амиодарона, брадизола, соталола и атаракса на калиевые медленные каналы (I) нейронов.

По оси абсцисс — концентрация, по оси ординат — ионный ток (I — при действии вещества, 1о — до действия), доверительные интервалы при р = 95 %.

140 120 100

80

60 40 20

низмов влияния на них различных физических факторов, химических соединений и фармакологических веществ, являющихся известными или вновь создаваемыми лекарственными средствами.

сравнительное влияние брадизола,

АМИОДАРОНА, СОТАЛОЛА И АТАРАКСА НА

калиевые ионные каналы нейронов

МОЛЛЮСКА

Эффективное применение лекарственных средств предполагает как точную диагностику и знание заболевания, так и знание различных механизмов их терапевтического действия. Весьма существенным подспорьем здесь может оказаться знание цитофармакологических (мембранофарма-кологических) механизмов действия [4]. Наиболее часто применяемые в России противоаритмические препараты — амиодарон (cordaron Sanofi Winthrop) и соталол (Sotahexal Hexal), обладающий и бета-блокирующей активностью [81]. Эти препараты используются в кардиологии для нормализации таких нарушений ритма, как суправентрикулярные и желудочковые аритмии. Было замечено, что применение гидроксизина гидрохлорида (atarax UCB) у больных с нервно-психическими расстройствами нормализует сопутствующие иногда нарушения сердечного ритма [168]. Мембранные механизмы подобного действия атаракса не исследованы. В институте фармакологии РАМН был разработан препарат брадизол (производное 2-меркаптобензимидазола), обладающий

противоаритмическими свойствами [28], но его мембранотропная активность не изучена.

На изолированных нейронах прудовика брадизол, амиодарон, соталол и атаракс оказывали двухфазное дозозависимое действие (рис. 4). Видно, что брадизол в концентрации 1 мкМ увеличивал калиевый ток, а в более высоких концентрациях (1000 мкМ) - дозо-зависимо подавлял его вплоть до 10 % от исходного уровня. Восстановление тока в процессе отмывания нейронов в течение 5-7 мин после действия в концентрации 1000 мкМ происходило не полностью (до 74,6 %). Неспецифические токи утечки мембраны под влиянием брадизола незначительно уменьшались (наблюдалась небольшая стабилизация мембран). При действии брадизола наблюдалось снижение амплитуды, а также некоторое замедление активации и ускорение процесса инактивации калиевого медленного тока, т.е. усиление блокирования каналов во время довольно длительной тестирующей деполяризации — порядка 1-2 с (рис. 5, А, кривая 2).

Амиодарон оказывал также двухфазное действие (рис. 4). Под влиянием препарата в низкой концентрации (от 1 до 50 мкМ) происходило увеличение амплитуды медленного калиевого тока, причем оно более выраженное, чем под влиянием брадизола, а подавление начиналось с концентрации 50-100 мкМ, достигая 56 % при действии в концентрации 1000 мкМ, что значительно меньше, чем при действии брадизола в такой же концентрации. Восстановление тока после отмывания препарата происходило до 82 % от исходного уровня. Под влиянием амиодарона наблюдалось обратимое ускорение процесса инактивации калиевого медленного тока (рис. 5, Б, кривая 3).

ТОМ 7/2009/1 ОБЗОРЫ ПО КЛИНИЧЕСКОЙ ФАРМАКОЛОГИИ И ЛЕКАРСТВЕННОЙ ТЕРАПИИ

19

■ Рисунок 5. Ускорение инактивации калиевого медленного тока (¡^) нейронов под влиянием брадизола (А), амиодарона (Б), соталола (В) и атаракса (Г).

По оси абсцисс — время: В, Г и Д Т = 1000 мс, по оси ординат — амплитуда тока. А — 1 — контроль, 2 — 125 мкМ, 3 — отмывание. Б — 1 — контроль, 2 — 1 мкМ, 3 — 1000 мкМ, 4 — отмывание. В и Г — 1 — контроль, 2 — 1000 мкМ, 3 — отмывание.

Соталол (рис. 4) оказывал более слабое действие на калиевый ионный ток, чем брадизол и амиодарон. В диапазоне концентраций от 1 до 500-700 мкМ проявилась тенденция к увеличению амплитуды медленного калиевого тока и в концентрации 1000 мкМ соталол достоверно снижал ее почти на 12 % от исходного уровня. При этом, как и при действии брадизола и амиодарона, под влиянием соталола наблюдалось ускорение процесса инактивации калиевого тока (рис. 5, В, кривая 2). Восстановление ионного тока после его подавления в этой концентрации происходило медленно (за 5-7 мин) и лишь до 90 % от исходного уровня. Необходимо отметить также, что под влиянием амиодарона неспецифические токи утечки мембраны практически не изменялись, а под влиянием соталола — незначительно снижались, что указывает на мембраностабилизирующее действие препарата.

Под влиянием атаракса (рис. 4) происходило только подавление калиевого ионного тока вплоть до 7 % от исходного уровня при концентрации 1000 мкМ. Обратимость такого подавления небольшая: через 15 мин отмывания — всего до 35 % от исходного

уровня. Под влиянием атаракса также наблюдалось выраженное ускорение инактивации калиевого тока (рис. 5, Г, кривая 2 и 3). При отмывании его кинетика восстанавливалась очень медленно.

Таким образом эти сравнительные данные о влиянии брадизола, амиодарона и соталола на калиевый медленный ток электровозбудимой мембраны указывают на их различную мембранотропную активность. Кроме того показана возможность подавления этого тока новым препаратом брадизолом и атараксом. По степени подавления калиевого тока в порядке усиления их активности препараты можно расположить в ряд: брадизол = атаракс > амиодарон > соталол. Под влиянием этих препаратов происходило ускорение процесса инактивации, что свидетельствует как о возможном взаимодействии молекул этих веществ с инактивационными воротами ионных каналов, так и том, что это взаимодействие происходит в открытом состоянии каналов. Различная степень восстановления калиевого тока после действия препаратов указывает на их различную силу связывания со структурами мембраны, причем меньшее восстановление тока говорит о большей силе связывания. Наиболее

прочное связывание с мембраной осуществляется атараксом.

На основании полученных данных можно утверждать, что в проявлении противоаритмических свойств брадизола, амиодарона [89] и транквилизатора с противоаритмическими свойствами — атаракса значительную роль играет подавление ими калиевого медленного ионного тока, а в действии соталола, вероятно, — его известная бета-блокирующая активность [37, 91]. Увеличение калиевых токов при действии амиодарона и брадизола в низких концентрациях напоминает действие активаторов («открывателей») калиевых каналов никорандила и минок-сидила [30, 50]. Не исключается, что эти эффекты могут иметь значение для проявления противоарит-мических эффектов. Мембраностабилизирующее действие исследованных препаратов, показанное в данной работе, возможно, также лежит в основе их общего неспецифического противоаритмического действия на клетку.

В заключение следует отметить, что механизмы действия многих противоаритмических препаратов реализуются на уровне ионных каналов клеточной мембраны [18, 29, 122, 116, 130, 150, 157, 160]. Подавление ионных токов, вероятно, следует трактовать как электрофизиологический коррелят мембраноста-билизирующего эффекта исследованных противоаритмических средств. По действию на ионные каналы некоторые из них сходны с действием анестетиков [133], а некоторые из анестетиков, например, лидо-каин и др. обладают противоаритмическими свойствами. Механизмы действия противоаритмических средств обсуждаются в ряде работ [7, 20], их влияние связывают с блокированием ионных каналов [5, 22, 129] или только натриевых каналов при действии эт-мозина [2], как при действии лидокаина [24, 121].

Известно, что потенциал-зависимые К+-каналы задержанного выпрямления на аксоне кальмара блокируются ТЭА в миллимолярных концентрациях при внутриклеточном приложении [78]. На мембране перехватов Ранвье и сомы нейронов моллюсков рецепторы для ТЭА есть на наружной и внутренней стороне [33]. Предполагается, что блокаторы входят в открытые ворота внутреннего устья К+-канала, связываются с гидрофобными участками и препятствуют прохождению К+. При увеличении концентрации К+ снаружи блокатор может выталкиваться из устья канала во внутренний раствор и блокирование ослабевает. Нужно добавить, что эти каналы блокируются производными аминопиридина (4-аминопиридином и др.), стрихнином, местными анестетиками, многими антиаритмическими средствами (хинидином, амиодароном и др.). Эффективность блокирования фармакологическими средствами возрастает с уве-

личением длины углеводородной гидрофобной цепи в структурах их молекул.

Подавление всех ионных токов под влиянием противоаритмических средств примерно в равной степени при равных концентрациях (отсутствие достоверных различий по ЕС50) свидетельствует о неспецифичности (неизбирательности) действия на ионные каналы. Можно предположить (как и в действии анестетиков), что это связано с каким-то единым мембранным механизмом действия и скорее всего — с взаимодействием антиаритмиков с липидами мембраны и единообразным нарушением функционирования всех ионных каналов. Высокие концентрации противоаритмических препаратов (500-1000 мкМ) резко снижали или полностью подавляли ионные токи, которые при отмывании восстанавливались не полностью, возможно, из-за дестабилизации мембран вследствие связывания молекул противоаритмических средств с полярными головками фосфолипидов, что вызывает увеличенный вход воды в липосомы.

Значение изменений стабильности мембраны для ее функционирования, которое происходит при действии многих факторов, можно проиллюстрировать на примере эффектов этанола. Он способен оказывать непосредственное воздействие на биологические мембраны [25, 31] увеличивая текучесть последних (так называемое разжижающее или «флюидизирую-щее» действие). В результате такого воздействия меняется жидко-кристаллическое состояние мембран, в которых возрастает подвижность молекул липидов и белков. Изменения фазового состояния мембраны оказывают существенное влияние на процессы мембранного транспорта, на системы трансмембранной передачи информации, на активность мембраннос-вязанных ферментов. Следовательно нельзя исключить и той возможности, что под влиянием исследованных нами препаратов, наблюдавшиеся изменения стабильности мембраны могут привести к ее новому жидко-кристаллическому состоянию и соответствующей модуляции активности различных макромолеку-лярных систем мембраны.

Таким образом, влияние многих лекарственных средств на потенциал-управляемые калиевые ионные каналы реализуется в большинстве случаев после входа в открытый канал через непосредственное взаимодействие со структурами ионных каналов. Изменения проводимости, потенциал-зависимых свойств тех или иных калиевых ионных каналов мембран могут модулировать характер одиночной или множественной ритмической работы нейрональных и мышечных клеток и изменить их потенциал покоя, синаптические и ритмоводящие потенциалы, параметры ПД и, таким образом, регулировать их деятельность в организме.

Регистрация амплитудно-кинетических характеристик токов, позволяющая идентифицировать калиевые каналы, является важным этапом в изучении ионных и молекулярных механизмов действия фармакологических соединений на живые клетки. Учитывая это, становится актуальным получение новых сведений о характере действия фармакологических средств, использующихся в медицинской практике или вновь синтезированных, на разнообразные калиевые ионные каналы возбудимых мембран.

Литература

1. Авдонин П. В., Ткачук В. А. Рецепторы и внутриклеточный кальций. — М.: Наука, 1994. — 288 с.

2. Болотина В. М., Ревенко С. В., Ходоров Б. И. Стиму-лозависимая блокада натриевых каналов мембраны перехвата Ранвье этмозином // Нейрофизиология. — 1981. — Т. 13, № 4. — С. 380-389.

3. Веселовский Н. С., Федулова С. А. Выявление кальциевых каналов в соматической мембране нейронов спинальных ганглиев крыс при внутриклеточном диализе цикличе-ским аденозин-3,5-монофосфатом // ДАН СССР. — 1980. — Т. 253. — С. 1493-1496.

4. ВислобоковА. И., ИгнатовЮ. Д. Цитофармакологичес-кое исследование механизмов действия мембрано-тропных средств // Обзоры по клин. фармакол. и лек. тер. — 2003. — Т. 2, № 1. — С. 14-22.

5. Гренадер А. К. Антиаритмики — блокаторы ионных каналов. Механизмы действия и структура. — Пущино, 1987. — 63 с.

6. Дорошенко П. А., Костюк П. Г., Цындренко А. Я. Исследование ТЭА-устойчивого выходящего тока в соматической мембране перфузируемых нервных клеток // Нейрофизиология. — 1979. — Т. 11. — С. 460-468.

7. Думпис М. А., Кудряшова Н. И. Антиаритмические средства: классификация, структура, механизмы действия // Хим.-фарм. журн. — 1983. — № 10. — С. 1159-1169.

8. Каверина Н. В., Лысковцев В. В., КищукЕ. П. Действие нового антиаритмического препарата III класса (АЛ-275) при экспериментальном инфаркте миокарда и симпатической стимуляции // Эксперим. и клинич. фармакол. — 2001. — Т. 64. — № 1. — С. 33-37.

9. Кодиров С. А., Журавлев В. Л., Сафонова Т. А., Мельников К. Н., Вислобоков А. И. Ионные каналы в кардиомиоцитах млекопитающих // Обзоры по клин. фармакол. и лек. терапии. — 2004. — Т. 3, № 4. — С. 27-41.

10. Колпакова М. Э., Вислобоков А. И., Власов Т. Д., Петрищев Н. Н., Игнатов Ю. Д. Влияние Не^е лазерного излучения на калиевые ионные токи мембраны прудовика // Мед. акад. журн. — 2003. — Т. 3, № 1. — С. 31-40.

11. Костюк Е. П., Костюк П. Г. Роль изменений трансмембранных ионных токов при патологических состояниях организма // Успехи физиол. наук. — 2003. — Т. 34, № 1. — С. 3-13.

12. Костюк П. Г. Кальций и клеточная возбудимость. — М.: Наука, 1986. — 255 с.

13. Костюк П. Г., Крышталь О. А. Механизмы электрической возбудимости нервной клетки. — М.: Наука, 1981. — 204 с.

14. Костюк П. Г., Крышталь О. А., Дорошенко П. А. (Kostyuk P. G., Krishtal O. A., Doroshenko P. A. Outward currents in isolated snail neurones. II. Effects of TEA // ComP. Biochem. Physiol. — 1975a. — Vol. 51C. — P. 264-268.)

15. Костюк П. Г., Крышталь О. А., Дорошенко П. А. (Kostyuk P. G., Krishtal O. A., Doroshenko P. A. Outward currents in isolated snail neurones. III. Effect of vera-pamil // ComP. Biochem. Physiol. — 1975b. — Vol. 51C. — P. 269-274.)

16. Костюк П. Г., Крышталь О. А., Пидопличко В. И. (Kostyuk P. G., Krishtal O.A., Pi-doplichko V.I. Intracellu-lar perfusion // J. Neurosci. Meth. — 1981. — Vol. 4. — P. 201-210.)

17. Крутецкая З. И., Лонский А. В. Биофизика мембран. -СПб, 1994. — 288 с.

18. Крутецкая З. И., Лебедев О. Е., Курилова Л. С.// Механизмы внутриклеточной сигнализации. — СПб: Изд-во СПб. ун-та, 2003. — 208 с.

19. Макаров Л. М., Чупрова С. Н., Киселева И. И. Укорочение интервала Q-T в семьях с отягощенным анамнезом по случаям внезапной смерти в молодом возрасте // Кардиоло-гия. — 2004. — Т. 4, № 2. — С. 51-56.

20. Максимов Г. В., Пащенко В. З., Рубин А. В. К вопросу о молекулярных механизмах действия местных анестетиков // Физиол. журн. СССР. — 1989. — Т. 75, № 2. — С. 184-188.

21. Маслов Л. Н., Крылатов А. В., Лишманов А. Ю., и др. Стимуляция периферических d1-опиоидных рецепторов как способ профилактики ишемических и реперфузионных аритмий: роль KATP-каналов // Эксперим. и клинич. фармакол. — 2001. — Т. 64, № 6. — С. 27-30.

22. Пархоменко Н. Т., Солоденко В. А., Манкевич С. В., Лишко В. К. Блокирование натриевых и калиевых ионных каналов нервных клеток ноннакаином // Докл. АН УССР. — 1984. — № 6. — С. 68-71.

23. Пидопличко В. И., Верхратский А. Н. Электрофизиологические исследования одиночных клеток мышцы сердца. — Киев: Наукова думка, 1989. — 240 c.

24. РозенштраухЛ. В., Анюховский Е. П., Белошанко Г. Г., Дремин С. А., Чихарев В. Н., Лысковцев В. В., Сенова З. П. Уменьшение быстрого входящего натриевого тока — причина антиаритмического действия этмозина, диэтиламинового аналога этмозина, мекситила и лидокаина в поздней стадии экспериментального инфаркта миокарда // В кн.: Внезапная смерть. Под ред. Винхерта А. М., Лаука Б. — М.: Медицина, 1982. — С. 95-112.

25. Сторожок С. А., Панченко Л. Ф., Филиппович Ю. Д., Глушков В. С. Изменения физи-ко-химических свойств биологических мембран при развитии толерантности к этанолу // Вопросы мед. химии. — 2001. — № 2. — С. 33-39.

26. Фалер Д. М., Шилдс Д. Молекулярная биология клетки. Руководство для врачей. Пер. с англ. — М.: БИНОМ-Пресс, 2004. — 272 с.

27. Федулова С. А., Костюк П. Г., Веселовский Н. С. Изменение ионных механизмов электровозбудимости мембраны сенсорных нейронов крыс в онтогенезе. Соотношения плотностей входящих токов // Нейрофизиология. — 1986. — Т. 18, № 6. — С. 820-827.

28. Чичканов Г. Г. Жердев, В. П., Цорин И. Б., СариевА. К., Литвин А. А. , Колыванов Г. Б. , Кирсанова Г. Ю. Сопоставление фармакодинамики и фармакокинетики нового специфического брадикардического средства брадизола // Экспер. и клин. фарм. — 2000. — Т. 63, № 3. — С. 29-32.

29. Шейх-Заде Ю. Р., Чередник И. Л., Галенко-ЯрошевскийП. А. Значение нейротропного компонента в терапевтическом действии антиаритмических средств // Бюл. эксперим. биол. и мед. — 1999. — Т. 127, № 3. — С. 62-64.

30. ШушляпинО.И., Жмуро А.В.,КравчунП.Г.,ШелестА.Н., Фахтала Диб. Активаторы калиевых каналов — новый класс антиангинальных, кардиопротекторных и гипотензивных средств // Кардиология. — 1994. — № 6. — С. 143-148.

31. Эйдус Л. Х. Роль мембран в реакциях клеток на внешние воздействия // В кн.: Биофизика живой клетки. — Пущино, 1974. — С. 96-108.

32. Albrecht B, WeberK., Pongs O. Characterization of a voltage-activated K-channel gene cluster on human chromosome 12p13 // Receptors Channels. — 1995. — Vol. 3. — P. 213-220.

33. Andalib P., Consiglio J. F., Trapani J. G., Korn S. J. The external TEA binding site and C-type inactivation in voltage-gated potassium channels // Biophys. J. — 2004. — Vol. 87, N 5. — P. 3148-3161.

34. Balana B., Dobrev D., Wettwer E. et al. Decreased ATP-sensitive K+ current density during chronic human atrial fibrillation // J. Mol. Cell. Cardiol. — 2003. — Vol. 35. — P. 1399-1405.

35. Barry D. M., Trimmer J. S., Merlie J. P. Nerbonne J. M. Differential expression of voltage-gated K+ channel subunits in adult rat heart. Relation to functional K+ channels? // Circ. Res. — 1995. — Vol. 77. — P. 361-369.

36. Bellocq C., Van Ginneken A. C., Bezzina C. R. et al. Mutation in the KCNQ1 gene lead-ing to the short QT-interval syndrome // Circulation. — 2004. — Vol. 109. — P. 2394-2397.

37. Berger F., Borchard U., Hafner D. Effects of (+)- and (+/-)-sotalol on repolarizing out-ward currents and pacemaker current in sheep cardiac Purkinje fibres // Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. — 1989. — Vol. 340, N 6. — P. 696-704.

38. Bian J., Cui J., Mcdonald T. V. HERG K+ channel activity is regulated by changes in phosphatidyl inositol 4,5-bispho-sphate // Circ. Res. — 2001. — Vol. 89. — P. 1168-1176.

39. Bianchi L., Priori S. G., Napolitano C. et al. Mechanisms of IKs suppression in LQT1 mutants // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. — 2000. — Vol. 279. — P. H3003-3011.

40. Bienengraeber M., Olson T. M., Selivanov V. A. et al. AB-CC9 mutations identified in human dilated cardiomyopathy disrupt catalytic KATP channel gating // Nat. Genet. — 2004. — Vol. 36. — P. 382-387.

41. Black J. A., Kocsis J. D., Waxman S. G. Ion channel organization of the myelinated fiber // TINS. — 1990. — Vol. 13, N 2. — P. 48-55.

42. Bolli R., Marban E. Molecular and cellular mechanisms of myocardial stunning // Physiol. Rev. — 1999. — Vol. 79. — P. 609-634.

43. Bouchard R. A., Clark R. B., Juhasz A. E. et al. Changes in extracellular K+ concentration modulate contractility of rat and rabbit cardiac myocytes via the inward rectifier K+ current, IK1 // J. Physiol. — 2004. — Vol. 556. — P. 773-790.

44. Bowden S., Yeung S. Y., Robertson B. Pharmacology of voltage-gated K+ channels // Tocris Reviews. — 2003. — N 22. — P. 1-12.

45. Brahmajothi M. V., Morales M. J., Liu S. et al. In situ hybridization reveals extensive di-versity of K+ channel mRNA in isolated ferret cardiac myocytes // Circ. Res. — 1996. — Vol. 78. — P. 1083-1089.

46. Brugada R., Hong K., Dumaine R. et al. Sudden death associated with short-QT syn-drome linked to mutations in HERG // Circulation. — 2004. — Vol. 109. — P. 30-35.

47. Budas G. R., Jovanovic S., Crawford R. M. et al. Hy-poxia-induced preconditioning in adult stimulated car-

diomyocytes is mediated by the opening and trafficking of sarcolemmal KATP channels // FASEB J. — 2004. — Vol. 18. — P. 1046-1048.

48. Burashnikov A., Mannava S., Antzelevitch C. Transmembrane action potential heterogeneity in the canine isolated arterially perfused right atrium: effect of IKr and IKur/ Ito block // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. — 2004. — Vol. 286. — P. H2393-2400.

49. Butterworth J. F., Strichartz G. R. Molecular mechanisms of local anesthetics: a review // Anesthesiology. — 1990. — Vol. 72. — P. 711-734.

50. Calderone V., Giorgi I., Livi O., Martinotti E., Martelli A., Nardi A. 1,4- and 2,4-substituted-1,2,3-triazoles as potential potassium channel activators // VII. Farmaco. — 2005. — Vol. 60, N 5. — P. 367-375.

51. Carmeliet E. Cardiac ionic currents and acute ischemia: from channels to arrhythmias // Physiol. Rev. — 1999. — Vol. 79, N. 3. — P. 917-1017.

52. Cha A., Bezanilla F. Characterizing voltage-dependent con-formational changes in the Shaker K+ channel with fluorescence // Neuron. — 1997. — Vol. 19. — P. 1127-1140.

53. Cha T. J., Ehrlich J. R., Zhang L. et al. Dissociation between ionic remodeling and ability to sustain atrial fibrillation during recovery from experimental congestive heart failure // Circulation. - 2004. — Vol. 109. - P. 412-418.

54. Chady K. G., Gutman G. A. Voltage-gated K+-channel genes // In: Handboock of Recep-tors and Channels: Li-gand- and Voltage-gated Ion Channels. — CRC Press., 1995. — P. 1-71.

55. Chandy K. G., Gutman G. A. Nomenclature for mammalian potassium channel genes // Trends. Pharmacol. Sci. — 1993. — Vol. 14. — P. 434.

56. Chase R. Behavior and its neural control in gastropod molluscs. — Oxford Press, 2002. — 314 p.

57. Christe G. Localization of K+ channels in the tubules of car-diomyocytes as suggested by the parallel decay of membrane capacitance, IK1 and IKATP during culture and by delayed IK1 response to barium // J. Mol. Cell. Cardiol. — 1999. — Vol. 31. — P. 2207-2213.

58. Clark R. B., Tremblay A., Melnyk P. et al. T-tubule localization of the inward-rectifier K+ channel in mouse ventricular myocytes: a role in K+ accumulation // J. Physiol. — 2001. — Vol. 537. — P. 979-992.

59. Coetzee W. A., Amarillo Y., Chiu J. et al. Molecular diversity of K+ channels // Ann. N. Y. Acad. Sci. — 1999. — Vol. 868, N 1. — P. 233-255.

60. Decher N., Pirard B., Bundis F. et al. Molecular basis for Kv1.5 channel block: conservation of drugs binding sites among voltage-gated K+ channels // J. Biol. Chem. — 2004. — Vol. 279, N 1. — P. 394-400.

61. Doupnik C. A., Davidson N., Lester H. A. The inward rectifier potassium channel family // Curr. Opin. Neurobiol. -1995. — Vol. 5. — P. 268-277.

62. Doyle D. A., Cabral J. M., Pfuetzner R. A. et al. The structure of the potassium channel: molecular basis of K+ conduction and selectivity // Science. — 1998. — Vol. 280. — P. 69-77.

63. Edwards G. Potassium channel modulation: What next? // Curr. Res. Ion. Channel. Modulators. — 1998. — Vol. 3. — P. 163-164.

64. Eghbali M., Olcese R., Zarei M. M. et al. External pore collapse as an inactivation mechanism for Kv4.3 K+ channels // J. Membr. Biol. — 2002. — Vol. 188. — P. 73-86.

65. Elinder F., Arhem P., Larsson H. P. Localization of the extracellular end of the voltage sensor S4 in a potassium channel // Biophys. J. — 2001. — Vol. 80, N 4. — P. 1802-1809.

66. Etheridge S. P., Compton S., Tristani-Firouzi M. et al. A new oral therapy for long QT syndrome // J. Am. Coll. Cardiol. — 2003. — Vol. 42. — P. 1777-1782.

67. Felix R. Channelopathies: ion channel defects linked to heritable clinical disorders // J. Med. Genet. — 2000. — Vol. 37, N 10. — P. 729-740.

68. Fiset C., Clark R. B., Larsen T. S. et al. A rapidly activating sustained K+ current modulates repolarization and excitation-contraction coupling in adult mouse ventricle // J. Physiol. — 1997. — Vol. 504. — P. 557-563.

69. Gaita F., Giustetto C., Bianchi F. et al. Short QT syndrome: a familial cause of sudden death // Circulation. — 2003. — Vol. 108. — P. 965-970.

70. Garg M. K., Sanchette P. C. Ion channels and channelo-pathy // J. Assoc. Physicians. India. — 1999. — Vol. 47, N 4. — P. 436-439.

71. Goldin A. L. Evolution of voltage-gated Na+ channels // The Journal of Experimental Biology. — 2002. — Vol. 205. — P. 575-584.

72. Goldstein S. A., Pheasant D. J., Miller C. The charybdo-toxin receptor of a Shaker K+ channel: Peptide and channel residues mediating molecular recognition // Neuron. — 1993. — Vol. 12. — P. 1377-1388.

73. Guo W., Xu H., London B. et al. Molecular basis of transient outward K+ current diversity in mouse ventricular myocytes // J. Physiol. — 1999. — Vol. 521. — P. 587-599.

74. Gutman G. A., Chandy K. G., Adelman J. P. et al. International Union of Pharmacology. XLI. Compendium of Voltage-Gated Ion Channels: Potassium Channels // Pharmacol. Rev. — 2003. — Vol. 55. — P. 583-586.

75. Gutman G. A., Chandy K. G., Grissmer S., Lazdunski M., McKinnon D., Pardo L. A., Robertson G. A., RudyB., San-guinettiM. C., Stuhmer W., WangX. International Union of Pharmacology. LIII. Nomenclature and molecular relationships of voltage-gated potassium channels // Pharmacol Rev. — 2005. — Vol. 57, N 4. — P. 473-508.

76. Hartmann H. A., Kirsch G. E., Drewe J. A. et al. Exchange of conduction pathways between two related K+ channels // Science (Wash DC). — 1991. — Vol. 251. — P. 942-944.

77. Heginbotham L., Lu Z., Abramson T., MacKinnon R. Mutations in the K+ channel signa-ture sequence // Biophys. J. — 1994. — Vol. 66. — P. 1061-1067.

78. Hille B. Ion channels of excitable membranes. Third Edition. — University of Washington, 2001. — 722 p.

79. Ho K., Nichols C. G., Lederer W. J. et al. Cloning and expression of an inwardly rectifying ATP-regulated potassium channel // Nature (London). — 1993. — Vol. 362. — P. 31-38.

80. Ho W. K., Earm Y., Lee S. H. et al. Voltage- and time-dependent block of delayed recti-fier K+ current in rabbit sino-atrial node cells by external Ca2+ and Mg2+ // J. Physiol. — 1996. — Vol. 494. — P. 727-742.

81. Hohnloser S. H, Woosley R. L. Sotalol // N. Engl. J. Med. — 1994. — Vol. 7, N 331 (1). — P. 31-38.

82. Hoshi T., Zagotta W. N., Aldrich R. W. Biophysical and molecular mechanisms of Shaker potassium channel in-activation // Science (Wash. DC). — 1990. — Vol. 250. — P. 533-538.

83. Inagaki N., Gonoi T., Seino S. Subunit stoichiometry of the pancreatic beta-cell ATP-sensitive K+ channel // FEBS Lett. — 1997. — Vol. 409. — P. 232-236.

84. Isacoff E. Y., Jan Y. N., Jan L. Y. Putative receptor for the cytoplasmic inactivation gate in the Shaker K+ channel // Nature (London). — 1991. — Vol. 353. — P. 86-90.

85. Ishihara K., Ehara T. Two modes of polyamine block regulating the cardiac inward recti-fier K+ current IK1 as revealed by a study of the Kir2.1 channel expressed in a human cell line // J. Physiol. — 2004. — Vol. 556. — P. 61-78.

86. Jan L. Y., Jan Y. N. Cloned potassium channels from eukaryotes and prokaryotes // Annu. Rev. Neurosci — 1997. — Vol. 20. — P. 91-123.

87. January C. T., Riddle J. M. Early afterdepolarizations: mechanism of induction and block. A role for L-type Ca2+ current // Circ. Res. — 1989. — Vol. 64. — P. 977-990.

88. Kagan A., Yu Z., Fishman G. I. et al. The dominant negative LQT2 mutation A561V re-duces wild-type HERG expression // J. Biol. Chem. — 2000. — Vol. 275. — P. 11241-11248.

89. Kamiya K., Nishiyama A., Yasui K. et al. Short- and long-term effects of amiodarone on the two components of cardiac delayed rectifier K+ current // Circulation. — 2001. — Vol. 103. — P. 1317-1324.

90. Ketchum K. A., Joiner W. J., Sellers A. J., Kacz-marek L. K., Goldstein S. A. A new family of outwardly rectifying potassium channel proteins with two pore domains in tandem // Nature (London). — 1995. — Vol. 376. — P. 690-695.

91. Kiehn J., Thomas D., Karle C. A., Schols W, Kubler W. Inhibitory effects of the class III antiarrhythmic drug amiodarone on cloned HERG potassium channels // Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. — 1999. — Vol. 359, N 3. — P. 212-219.

92. Kim D. Physiology and pharmacology of two-pore domain potassium channels // Curr. Pharm. Des. — 2005. — Vol. 11, N 21. — P. 2717-2136.

93. Kim L. A., Furst J., Butler M. H. et al. I, channels are octo-

' ' to

meric complexes with four subunits of each Kv4.2 and K+ channel-interacting protein 2 // J. Biol. Chem. — 2004a. — Vol. 279. — P. 5549-5554.

94. Kim L. A., Furst J., Gutierrez D. et al. Three-dimensional structure of Ito; Kv4.2-KChIP2 ion channels by electron microscopy at 21 Angstrom resolution // Neuron. — 2004b. — Vol. 41. — P. 513-519.

95. Kirsch G. E., Narahashi T. 3,4-Diaminopyridine. A potent new potassium channel blocker // Biophys. J. — 1978. — Vol. 22. — P. 507-512.

96. Korchev Y. E., Negulyaev Y. A., Edwards C. R. et al. Functional localization of single ac-tive ion channels on the surface of a living cell // Nat. Cell Biol. — 2000. — Vol. 2. — P. 616-619.

97. Korn S. J., Trapani J. G. Potassium channels // IEEE Trans. Nanobioscience. — 2005. — Vol. 4, N 1. — P. 21-33.

98. Krapivinsky G., Gordon E. A., Wickman K. et al. The G-protein-gated atrial K+ channel IKACh is a heteromultimer of two inwardly rectifying K+-channel proteins // Nature. — 1995. — Vol. 374. — P. 135-141.

99. Kubo Y., Baldwin T. J., Jan Y. N., Jan L. Y. Primary structure and functional expression of a mouse inward rectifier potassium channel // Nature (London). — 1993a. — Vol. 362. — P. 127-133.

100. Kubo Y., Reuveny E., Slesinger P. A., Jan Y. N., Jan L. Y. Primary structure and functional expression of a rat G-protein-coupled muscarinic potassium channel // Nature (London). — 1993b. — Vol. 364. — P. 802-806.

101. Kuryshev Y. A., Brown A. M., Wang L., Benedict C. R., Rampe D. Interactions of the 5-hydroxytryptamine 3 antagonist class of antiemetic drugs with human cardiac ion channels // J. Pharmacol. ExP. Ther. — 2000. — Vol. 295. — P. 615-620.

102. Lehmann-Horn F., Jurkat-Rott K. Voltage-gated ion channels and hereditary disease // Physiol. Rev. — 1999. — Vol. 79, N 4. — P. 1317-1372.

103. Lehmann-Horn F., Rüdel R. Channelopathies: Their contribution to our knowledge about voltage-gated ion channels // News Physiol. Sci. — 1997. — Vol. 12, — P. 105-112.

104. Leonoudakis D., Mailliard W., Wingerd K. et al. Inward rectifier potassium channel Kir2.2 is associated with synapse-associated protein SAP97 // J. Cell. Sci. — 2001. — Vol. 114. — P. 987-998.

105. Lesage F., Guillemare E., Fink M. et al. TWIK-1, a ubiquitous human weakly inward rec-tifying K+ channel with a novel structure // EMBO J. — 1996. — Vol. 15. — P 1004-1011.

106. Li G.-R., Baumgarten C. M. Modulation of cardiac Na+ current by gadolinium, a blocker of stretch-induced arrhythmias // Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. — 2001. — Vol. 280, N 1. — P. 272-279.

107. Lipp P., Huser J., Pott L. et al. Spatially non-uniform Ca2+ signals induced by the reduction of transverse tubules in citrate-loaded guinea-pig ventricular myocytes in culture // J Physiol. — 1996. — Vol. 497. — P. 589-597.

108. Liu Y., Jurman M. E., Yellen G. Dynamic rearrangement of the outer mouth of a K+ channel during gating // Neuron. — 1996. — Vol. 16. — P. 859-867.

109. Lopez G. A., Jan Y. N., Jan L. Y. Evidence that the S6 segment of the Shaker voltage-gated K+ channel comprises part of the pore // Nature (London). — 1994. — Vol. 367. — P. 179-182.

110. Lu Y., Mahaut-Smith M. P., Varghese A. et al. Effects of premature stimulation on HERG K+ channels // J Physiol. — 2001. — Vol. 537. — P. 843-851.

111. Lu Z., MacKinnon R. Electrostatic tuning of Mg2+ affinity in an inward-rectifier K+ channel // Nature (London). — 1994. — Vol. 371. — P. 243-246.

112. MacKinnon R. Determination of the subunit stoichiometry of a voltage-activated potas-sium channel // Nature (London). — 1991. — Vol. 350. — P. 232-235.

113. MacKinnon R. Pore loops: An emerging theme in ion channel structure // Neuron. — 1995. — Vol. 14. — P. 889-892.

114. Mannuzzu L. M., Moronne M. M., IsacoffE. Y. Direct physical measure of conformational rearrangement underlying potassium channel gating // Science (Wash DC). — 1996. — Vol. 271. — P. 213-216.

115. Meves H., Pichon Y. The effect of internal and external 4-aminopyridine on the potas-sium currents in intracellular perfused squid giant axons // J. Physiol. — 1977. — Vol. 268. — P. 511-532.

116. Miljanich G. P., Ramachandran J. Antagonists of neuronal calcium channels: structure, function, and therapeutic implications // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. — 1995. — Vol. 35. — P. 707-734.

117. Mitcheson J. S., Hancox J. C., Levi A. J. Action potentials, ion channel currents and trans-verse tubule density in adult rabbit ventricular myocytes maintained for 6 days in cell culture // Pflugers Arch. — 1996. — Vol. 431. — P. 814-827.

118. Nakamura T. Y., Artman M., Rudy B. et al. Inhibition of rat ventricular IK1 with antisense oligonucleotides targeted to Kir2.1 mRNA // Am. J. Physiol. Heart. — 1998. — Vol. 274, N 3. — P. 892-900.

119. Nattel S., Li D. Ionic remodeling in the heart: pathophysi-ological significance and new therapeutic opportunities for atrial fibrillation // Circ. Res. — 2000. — Vol. 87, N 6. — P. 440-447.

120. Neher E., Lux H. D. Differential action of TEA+ on on two K+-current compounds of a molluscan neurone // Pflug. Arch. — 1972. — Bd. 336. — S. 87-100.

121. Nelson S. H., Stunsland O. S. Variable effects of lido-caine, mepivacaine and bupivacaine on neuromuscular transmission // Anesthesiol. — 1988. — Vol. 69, N 3A. — P. 140.

122. Nerbonne M. Molecular basis of functional voltage-gated K+ channel diversity in the mammalian myocardium // J. Physiol. — 2000. — Vol. 525, N 2. — P. 285-298.

123. Nicholls J. G., Martin. A. R., Wallace B. G., Fuchs. P. A. From Neuron to Brain. — 2001. — 580 p.

124. Nilius B., Hess P., Lansman J., Tsien R. A novel type of cardiac calcium channel in ven-tricular cells // Nature. — 1985. — Vol. 316. — P. 443-446.

125. Nishida M., MacKinnon R. Structural basis of inward rectification: cytoplasmic pore of the G protein-gated inward rectifier GIRK1 at 1,8 A resolution // Cell. — 2002. — Vol. 111. — P. 957-965.

126. Papazian D. M., Shao X. M., Seoh S. A. et al. Electrostatic interactions of S4 voltage sen-sor in Shaker K+ channel // Neuron. — 1995. — Vol. 14. - P. 1293-1301.

127. Papazian D. M., Timpe L. C., Jan Y. N., Jan L. Y. Alteration of voltage-dependence of Shaker potassium channel by mutations in the S4 sequence // Nature (London). — 1991. — Vol. 349. — P. 305-310.

128. Pascual J. M., Shieh C. C., Kirsch G. E., Brown A. M. Multiple residues specify external tetraethylammonium blockade in voltage-gated potassium channels // Biophys. J. — 1995. — Vol. 69. — P. 428-434.

129. Pecini R., Elming H., Pedersen O. D., Torp-Pedersen C. New antiarrhythmic agents for atrial fibrillation and atrial flutter // Expert. Opin. Emerg. Drugs. — 2005. — Vol. 10, N 2. — P. 311-322.

130. Pellegrini-Giampietro D. E., Moroni F. Morphine withdrawal syndrome and calcium channels: in vivo and in vitro studies // In: Voltage-sensitive ion channels: modulation by neuro-transmitters and drugs / Ed. by Biggio G. et al. Springer Verlad. — 1988. — P. 145-156.

131. Perozo E., Santacruz-Toloza L., StefaniE., Bezanilla F., Papazian D. M. S4 mutations alter gating currents of Shaker K channels // Biophys. J. — 1994. — Vol. 66. — P. 345-354.

132. Plaster N. M., Tawil R., Tristani-Firouzi M. et al. Mutations in Kir2.1 cause the develop-mental and episodic electrical phenotypes of Andersen's Syndrome // Cell. — 2001. — Vol. 105. — P. 511-519.

133. Ritchie J. M., Greene N. M. Local anesthetics. In: Goodman and Gilman's The Pharmacol-ogical basis of Therapeutics // N.-Y. Pergamon Press. — 1990. — P. 311.

134. Rodrigo G. C., Standen N. B. ATP-sensitive potassium channels // Curr. Pharm. Des. — 2005. — Vol. 11, N 15. — P. 1915-1940.

135. Roux B. Ion conduction and selectivity in K(+) channels // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. — 2005. — Vol. 34. — P. 153-171.

136. Ruiz Petrich E., Leblanc N., Delorenzi F. et al. Effects of K+-channel blockers on the action potential of hypoxic rabbit myocardium // Br. J. Pharmacol. — 1992. — Vol. 106. — P. 924-930.

137. Sakakibara M., Okuda F., Nomura K., Watanabe K., Meng H., Horikoshi T., Lukowiak K. Potassium currents in isolated statocyst neurons and RPeD1 in the pond snail, Lymnaea stag-nalis // J. Neurophysiol. — 2005. — Vol. 94, N. 6. — P. 3884-3892.

138. Sakmann B., Noma A., Trautwein W. Acetylcholine activation of single muscarinic K+ channels in isolated pacemaker cells of the mammalian heart // Nature. — 1983. — Vol. 303. — P. 250-253.

139. Samie F. H., Berenfeld O., Anumonwo J. et al. Rectification of the background potassium current: a determinant of rotor dynamics in ventricular fibrillation // Circ. Res. — 2001. — Vol. 89. — P. 1216-1223.

140. Sanguinetti M. C. Spector P. S. Potassium channelo-pathies // Neuropharmacol. — 1997. — Vol. 36. — P. 755-762.

141. Sanguinetti M. C., Chen J., Fernandez D., Kamiya K., Mitcheson., Sanchez-Chapula J. A. Physicochemical basis for binding and voltage-dependent block of hERG channels by structur-ally diverse drugs // Novartis Found SymP. — 2005. — Vol. 266. — P. 159-166.

142. Sanguinetti M. C., Jiang C., Curran M. E. et al. A mechanistic link between an inherited and an acquired cardiac arrhythmia: HERG encodes the IKr potassium channel // Cell. — 1995. — Vol. 81. — P. 299-307.

143. Sansom M. S., Shrivastava I. H., Bright J. N., Tate J., Capener C. E., Biggin P. C. Potassium channels: structures, models, simulations // Biochim. Biophys Acta. — 2002. — Vol. 11, N 1565(2). — P. 294-307.

144. Sato R., Koumi S., Hisatome I. et al. A new class III antiarrhythmic drug, MS-551, blocks the inward rectifier potassium channel in isolated guinea pig ventricular myocytes // J. Pharmacol. ExP. Ther. — 1995. — Vol. 274. — P. 469-474.

145. Schwartz P. J., Priori S. G., Spazzolini C. et al. Genotype-phenotype correlation in the long-QT syndrome: gene-specific triggers for life-threatening arrhythmias // Circulation. — 2001. — Vol. 103. — P. 89-95.

146. Seoh S. A., Sigg D., Papazian D. M., Bezanilla F. Voltage-sensing residues in the S2 and S4 segments of the Shaker K+ channel // Neuron. — 1996. — Vol. 16. — P. 1159-1167.

147. Shah M., Haylett D. G. The pharmacology of hSK1 Ca2+-activated K+ channels expressed in mammalian cell lines // Br. J. Pharmacol. — 2000. — Vol. 129. — P. 627-630.

148. Shieh C. C., Coghlan M., Sullivan J. P., Gopalakrishnan M. Potassium channels: molecu-lar defects, diseases, and therapeutic opportunities // Pharmacol. Rev. — 2000. — Vol. 52, N 4. — P. 557-594.

149. Shieh C. C., Kirsch G. E. Mutational analysis of ion conduction and drug binding sites in the inner mouth of voltage-gated K+ channels // Biophys. J. — 1994. — Vol. 67. — P. 2316-2325.

150. Shimooka T., Shibata A., Terada H. The local anesthetic tetracaine destabilizes mem-brane structure by interaction with polar headgroups of phospholipids // Bioch. et Bioph. Acta. — 1992. — Vol. 1104, N 2. — P. 261-268.

151. Shyng S., Nichols C. G. Octameric stoichiometry of the KATP channel complex // J. Gen. Physiol. — 1997. — Vol. 110. — P. 655-664.

152. Smith P. L., Baukrowitz T., Yellen G. The inward rectification mechanism of the HERG cardiac potassium channel // Nature. — 1996. — Vol. 379. — P. 833-836.

153. Snyders D. J. Structure and function of cardiac potassium channels // Cardiovasc. Res. — 1999. — Vol. 42. — P. 377-390.

154. Soejima M., Noma A. Mode of regulation of the AChsensitive K+-channel by the mus-carinic receptor in rabbit atrial cells // Pflugers. Arch. — 1984. — Vol. 400. — P. 424-431.

155. Spector P. S., Curran M. E., Zou A. et al. Fast inactivation causes rectification of the IKr channel // J. Gen. Physiol. — 1996. — Vol. 107. — P. 611-619.

156. Splawski I., Shen J., Timothy K. W. et al. Spectrum of mutations in long-QT syndrome genes. KVLQT1, HERG, SCN5A, KCNE1 and KCNE2 // Circulation. — 2000. — Vol. 102. — P. 1178-1185.

157. Terwilliger R. Z., Beitner-Johnson D., Sevarino K. A. et al. A general role for adaptations in G-proteins and cyclic AMP system in mediating the chronic actions of morphine and cocaine on neuronal function // Brain Res. — 1991. — Vol. 548. — P. 100-110.

158. Triggle D. J. Potassium channels and potassium channel modulators // Neurotransmis-sions. — 1990. — Vol. 6, N 3. — P. 1-5.

159. Trimmer J. S. Regulation of ion channel expression by cytoplasmic subunits // Curr. Opin. Neurobiol. — 1998. — Vol. 8. — P. 370-374.

160. Varro A., Balati B., lost N. et al. The role of the delayed rectifier component IKs in dog ventricular muscle and Purkinje fibre repolarization // J. Physiol. — 2000. — Vol. 523, Pt 1. — P. 67-81.

161. Wang D. W., Van DeCarr D., Ruben P. C. et al. Functional consequences of a domain I/S6 segment sodium channel mutation associated with painful congenital myotonia // FEBS Lett. — 1999. — Vol. 448. — P. 231-234.

162. Wang S. Y., Nau C., Wang G. K. Residues in Na+ channel D3-S6 segment modulate both batrachotoxin and local anesthetic affinities // Biophys. J. — 2000. — Vol. 79. — P. 1379-1387.

163. Welch W. J., Brown C. R. Influence of molecular and chemical chaperones on protein folding // Cell. Stress Chaperones. — 1996. — Vol. 1. — P. 109-115.

164. Wible B. A., Taglialatela M., Ficker E., Brown A. M. Gating of inwardly rectifying K+ channels localized to a single negatively charged residue // Nature (London). — 1994. — Vol. 371. — P. 246-249.

165. Wickenden A. D. K+-channels as therapeutic drug targets // Pharmacol. Ther. — 2002. — Vol. 94. — P. 157-182.

166. Williams C. P., Hu N., Shen W. et al. Modulation of the human Kv1.5 channel by protein kinase C activation: role of the Kvbeta1.2 subunit // J. Pharmacol. ExP. Ther. — 2002. — Vol. 302. — P. 545-550.

167. Wollnik B., Schroeder B. C., Kubisch C. et al. Pathophys-iological mechanisms of domi-nant and recessive KV-LQT1 K+ channel mutations found in inherited cardiac arrhythmias // Hum. Mol. Genet. — 1997. — Vol. 6. — P. 1943-1949.

168. Yamakado T., Takagi E., Okubo S. et al. Effects of aging on left ventricular relaxation in humans. Analysis of left ventricular isovolumic pressure decay // Circulation. — 1997. — Vol. 95, N 4. — P. 917-923.

169. Yang J., Jan Y. N., Jan L. Y. Determination of the subunit stoichiometry of an inwardly rectifying potassium channel // Neuron. — 1995. — Vol. 15. — P. 1441-1454.

170. Yellen G., Jurman M. E., Abramson T., MacKinnon R. Mutations affecting internal TEA blockade identify the probable pore-forming region of a K+ channel // Science (Wash DC). — 1991. — Vol. 251. — P. 939-942.

171. Yellen G., Sodickson D., Chen T. Y., Jurman M. E. An engineered cysteine in the external mouth of a K+ channel allows inactivation to be modulated by metal binding // Biophys. J. — 1994. — Vol. 66. — P. 1068-1075.

172. Yeola S. W, Rich T. C, Uebele V. N., Tamkun M. M., Snyders D. J. Molecular analysis of a binding site for quinidine in a human cardiac delayed rectifier K+ channel. Role of S6 in antiar-rhythmic drug binding // Circ. Res. — 1996. — Vol. 78. — P. 1105-1114.

173. Zaritsky J. J., Redell J. B., Tempel B. L. et al. The consequences of disrupting cardiac in-wardly rectifying K+ current (IK1) as revealed by the targeted deletion of the murine Kir2.1 and Kir2.2 genes // J. Physiol. — 2001. — Vol. 533. — P. 697-710.

174. Zhou Z., Gong Q., Epstein M. L. et al. HERG channels dysfunction in human long QT syndrome. Intracellular transport and functional defects // J. Biol. Chem. — 1998. — Vol. 273. — P. 21061-21066.

POTASSIUM OF IONIC CHANNELS OF CELLULAR MEMBRANES

Mel'nikovK. N., VislobokovA. I., Kolpakova M. E., Borisova V. A., Ignatov Yu. D.

♦ Summary: in the review the modern facts about potassium ionic channels are submitted. Besides the general description of their variety and properties the main attention is given to potential-controlled channels. Their structure, functioning, pharmacology and potassium channel-pathology underlying some diseases are considered. It is emphasized, that despite of functional distinctions, in the molecular organization

of potassium ionic channels some general principles are traced. So, the brief description of potassium channels for membranes of cardiomyocytes of mammal and mollusks is represented. On an example of neurons of mollusc Lymnaea stagnalis, the influence of the some antiarrhythmic preparations on potassium slow channels is shown.

♦ Key words: mollusc Lymnaea stagnalis; neurones; potassium ionic currents; channel pathology; antiarrhythmic preparations; amiodaron; bradizol.

♦ Информация об авторах

Мельников Константин Николаевич — к. м. н., научный сотрудник Института фармакологии им. А. В. Вальдмана. E-mail: knmelnikov@mail.ru

Вислобоков Анатолий Иванович — д. б. н., заведующий отделом цитофармакологии Института фармакологии им. А. В. Вальдмана. E-mail: Vislobokov@yandex.ru

Колпакова Мария Эдуардовна — к. м. н., ассистент кафедры

патофизиологии.

E-mail: knmelnikov@mail.ru

Борисова Вера Анатольевна — к. б. н., научный сотрудник Института фармакологии им. А. В. Вальдмана. E-mail: Vislobokov@yandex.ru

Игнатов Юрий Дмитриевич — академик РАМН, д. м. н., профессор, директор Института фармакологии им. А. В. Вальдмана. E-mail: Vislobokov@yandex.ru

Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. акад. И. П. Павлова, 197022, Санкт-Петербург, ул. Льва Толстого, 6-8.

Mel'nikov Konstantin Nikolaevich — c. m. s., researcher of the Institute of pharmacology named after A. V. Val'dman. E-mail: knmelnikov@mail.ru

Vislobokov Anatoliy Ivanovich — d. b. s., chief of the department of cytopharmacology of the Institute of pharmacology named after A. V. Val'dman.

E-mail: Vislobokov@yandex.ru

Kolpakova Maria Eduardovna — c. m. s., assistant of the department of pathophysiology. E-mail: knmelnikov@mail.ru

Borisova Vera Anatolievna — c. b. s., researcher of the Institute of pharmacology named after A. V. Val'dman. E-mail: Vislobokov@yandex.ru

Ignatov Yury Dmitrievich—academician of RAMS, d. m. s., professor, the director of the Institute of pharmacology named after A. V. Val'dman. E-mail: Vislobokov@yandex.ru

A. V. Valdman Institute of Pharmacology, I. P. Pavlov State Medical University of St.Petersburg, 197022, St.Petersburg, Lev Tolstoy street, 6-8.