CC BY
43
изменений показателей насосной функции сердца у мальчиков 8-14 лет, систематически занимающихся греко-римской борьбой. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук: 03.03.01: И. Ф. Ибрагимов; Тат. гос. гум.-пед. ун-т. - Казань, 2010. - 23 с.
3. Нигматулина Р.Р. Насосная функция сердца развивающегося организма и ее регуляция при мышечной тренировке: Дисс. докт. биол. наук. - Казань, 1999. -455 с.
4. Павлова О. И. Особенности сердечного выброса у спортсменов разной квалификации, специализации и возраста: Канд. дисс. - Казань, 1997. - 89 с.
5. Пушкарь Ю.Т., Большов ВН., Елизарова Н.А. и др. Определение сердечного выброса методом
тетраполярной реографии и его методологические возможности // Кардиология. - 1977. - № 7. - С.85-90.
6. Kubichek W.Q., Karnegis I.N., Petterson R.P. et al. Development and evoluation of an impedance cardiacoutput system // Aerosp. med. - 1966. - Vol.37, № 12. - P. 1208—1212.
7. Теплов С.И. Кровоснабжение и физиология организма.- Л.:Наука.-1987.-123с.
8. Озолинь П.П. Адаптация сердечнососудистой системы к спортивным нагрузкам. - Рига: Зинанте. - 1984. - 134с.
9. Halliwill J R., Taulor J.A., Eckberg D.L. Impaired Sympathetic vascularregulation in humans after acute dynamic exercise // J. Physiol. London. - 1996.v.15 (pti). -P.279-288.
ОСОБЕННОСТИ ИЗМЕНЕНИЙ РЕАКЦИИ НАСОСНОЙ ФУНКЦИИ СЕРДЦА НА СТАНДАРТИЗИРОВАННУЮ МЫШЕЧНУЮ НАГРУЗКУ В ВИДЕ ГАРВАРДСКОГО СТЕП-ТЕСТА, У МАЛЬЧИКОВ, СИСТЕМАТИЧЕСКИ ЗАНИМАЮЩИХСЯ ГРЕКО-РИМСКОЙ
БОРЬБОЙ
Ибрагимов И.Ф., Лифанов А.А., Салахиев Р.Р. Резюме
В статье рассмотрены показатели насосной функции сердца до мышечной нагрузки и в восстановительном периоде после нагрузки, а также даны физиологические объяснения полученным данным в ходе исследования.
ESPECIALLY CHANGES OF THE REACTION OF THE PUMPING FUNCTION OF THE HEART ON A STANDARDIZED MUSCULAR STRESS IN THE FORM OF THE HARVARD STEP TEST, BOYS WHO REGULARLY ENGAGED IN GRECO-ROMAN WRESTLING
Ibragimov I.F., Lifanov A.A., Salahiev R.R., Summary
The article discusses the performance of the pumping function of the heart muscle load and during the recovery period after exercise, as well as give a physiological explanation to the data obtained during the research.
УДК 619.616.98.578.842.1:636.4.338.14
К ВОПРОСУ РАЗРАБОТКИ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ БОЛЕЗНИ АУЕСКИ СВИНЕЙ
*Иванов А.В. - д.б.н., чл.-корр. РАН, профессор; *Юсупов Р.Х. - д.в.н., профессор; *Чернов А.Н. - д.б.н., доцент; Юсупова Г.Р. - д.б.н., доцент * Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности,
г.Казань
Казанская государственная академия ветеринарной медицины имени Н.Э. Баумана
e-mail: [email protected]
Ключевые слова: вирус псевдобешенства, инактивация, гамма-излучение, иммуностимулятор.
Key words: pseudorabies virus, inactivation, gamma radiation, immune stimulant.
Вирус псевдобешенства Pseudorabies virus (вирус Ауески) отнесен к группе вирусов герпеса Herpesviridae, входящий в семейство Strongyloplasmaceae
подсемейство Alphaherpesviridae и классу Zooviralia (вирусы, поражающие человека и животных), род Latents (Varicellovirus). Иммунологически подтверждена
антигенная родственность с вирусом Herpes Simplex, Herpes В [3].
В настоящее время имеются данные, свидетельствующие, что в природе циркулируют вирусы группы герпеса, патогенные для разных биологических видов, в том числе и для человека [2; 16; 15; 17; 18; 19]. Экологические отношения между герпес вирусами, поражающими разных хозяев, весьма своеобразны. Наличие вируса и его циркуляция может не сопровождаться усилением его активности, наоборот, инфекция носит тлеющий характер и активизируется при наличии стрессовых факторов. Таким образом, псевдобешенство, поражая разных хозяев -все виды одомашненных животных, а также представителей дикой фауны - кабанов, зайцев, грызунов, является эпидемиолого-эпизоотологически опасным заболеванием, имеющим актуальное значение для научной и практической медицины и ветеринарии.
Известно, что традиционная вакцинация свиней против
псевдобешенства, используемая для профилактики заболевания, существенно снижает его клиническое проявление, сдерживает распространение инфекции, однако не способна полностью предотвратить инфицирование животных и решить проблемы искоренения
псевдобешенства [4; 6; 7; 12; 20]. В этой связи необходимость разработки надежной, экологически безопасной,
высокоиммуногенной вакцины против псевдобешенства (болезнь Ауески) является актуальной задачей ветеринарной медицины.
Учитывая безвредность, безопасность инактивированных вакцин для свиней разных возрастных групп и хозяйственного направления, появление новых
эффективных адъювантов и
иммуномодулирующих средств, методов инактивации, а также расширение знаний и
опыта в области культивирования указанного возбудителя, нами проведен поиск методов и средств для создания эффективной, высокоиммуногенной и экологически безопасной вакцины против псевдобешенства (болезнь Ауески).
Для изготовления надежных инактивированных вакцин используется широкий арсенал методов. Известно, что бактериостатический или бактерицидный эффект ионизирующего излучения использовался для лучевой стерилизации медико-биологических объектов. Хотя первые сообщения об этом были сделаны более чем 70 лет назад, облучение микроорганизмов для приготовления безопасных антигенов, вирусов и микроорганизмов привлекло внимание исследователей сравнительно недавно [5; 10; 11; 13; 14]. Поэтому основной задачей настоящей работы явилась попытка разработки технологии изготовления инактивированного ионизирующим g-излучением экологически безопасного, иммуногенного вакцинного препарата против псевдобешенства (болезнь Ауески), пригодного для конструирования инактивированной вакцины с включением в состав дозы синтетического
иммуностимулятора ксимедон.
Материалы и методы. Животные. Белые мыши (живая масса 12-14 г), белые крысы (живая масса 180-200 г), кролики (живая масса 2,5-2,8 кг).
Вирус. Вирулентный вирус болезни Ауески штамм «Производственный»; живая вирусвакцина против болезни Ауески из штамма «БУК-628» по ТУ 46-21-380-77; экспериментальный
радиоинактивированный гамма-излучением вакцинный препарат, наименованный «Гаммавак-ВНИВИ».
Культуры клеток. Перевиваемые культуры клеток невриномы гассерова узла крысы (НГУК-1); почек сирийского или золотистого хомячка (ВНК-21); почек поросенка (РК-15).
Иммунотропные препараты:
ксимедон, левамизол; полный адъювант Фрейнда.
Фермент пероксидаза производства Великобритании.
Инактивацию вирусного материала
осуществляли на гамма-установке «Исследователь», с использованием 7 режимов экспозиции с возрастающей дозой гамма-облучения 60Со: 5, 10, 15, 20, 25, 30 и 35 кГр. Мощность экспозиционной дозы гамма-облучения в рабочей камере составляла в диапазоне от 10,04 х 10-2 А/кг до 2,87 х 10-2 А/кг. Работу проводили в строгом соответствии с нормами радиационной безопасности НРБ-76/96.
Контроль на отсутствие
инфекционной активности
инактивированного вируса проводили на чувствительной культуре клеток
невриномы гассерова узла крысы (НГУК-1). Для подтверждения отсутствия
размножения и цитопатогенного действия (ЦПД) вируса проводили второй и третий пассажи.
Реакцию вируснейтрализации (РВН) ставили по общепринятой методике. Реакцию непрямой гемагглютинации (РНГА) ставили согласно «Наставлению по применению антигенного эритроцитарного диагностикума» (Юсупов Р.Х. с соавт., 1978).
Иммуноферментный анализ (ИФА) применяли в соответствии с «Методически указаниями......... [9].
Результаты. Разработка технологии изготовления вакцины, как известно, требует хорошо изученного вируса, в процессе репродукции которого на оптимизированной высокочувствительной биологической системе (вирус-клетка) достигается необходимый выход вирусной биомассы. А также адаптация вируса к новым клеточным культурам и изучение динамики его репродукции имеет важное значение для биотехнологии вакцин и антигенов.
Для этих целей при получении биомассы живой вирусвакцины штамма «БУК-628» вирулентного вируса болезни Ауески штамм «Производственный» и последующей их инактивации
использовали базовые культуры клеток почек сирийского хомячка (ВНК-21) и почек поросят (РК-15). Для адаптации вируса псевдобешенства впервые использовав культуру клеток невриномы гассерового крысы НГУК-1, полученную Авцын А.П. и др. [1], которые отмечали ее высокую чувствительность к нейротропным вирусам. Клеточная линия отличается
высокой пролиферативной активностью. Максимальный митотический индекс 25%, пролиферативный пул - 96%, время удвоения клеточной популяции - 15,6-17,2 часа.
Результаты наших исследований по адаптации вируса псевдобешенства к культуре клеток НГУК-1 показали, что вирус, обладая высокой нейротропностью, характерной для вируса герпеса, относительно быстро адаптировался к новой культуре клеток невриномы гассерова узла крысы. Уже в первом пассаже цитопатогенное действие (ЦПД) вируса выявлялось через 18 часов в 33,3% инфицированных проб. К 24 ч процент выявленных проб достигал 50%. К 30 ч наблюдения ЦПД обнаруживали в 66,6% инфицированных проб. В третьем пассаже к 10 ч ЦПД выявляли в 50% проб, а к 18 ч -100% проб.
Иммуноферментный анализ выявлял вирус в 50% инфицированных проб через 10 ч куультивирования его уже в 1 -м пассаже репликации. В третьем пассаже процент выявления вируса в ИФА к 10 ч составлял 100%. Показатели закономерных изменений репликации вируса в ИФА и регистрации ЦПД методом титрации его на монослое клеток, синтез и возрастающее накопление вируса в ранние сроки после инфицирования, позволяют сделать заключение о высокой чувствительности клеток невриномы гассерова узла крысы на воздействие нейротропного вируса псевдобешенства. Аналогичные результаты были получены и при адаптации вирулентного вируса штамма
«Производственный».
Вирулентный вирус в культуре клеток НГУК-1 накапливается к 18-20 ч в титре 7,75 ^ ТЦД50, а в культуре клеток ВНК-21 и РК-15 вирус достигал титра 6,50 и 6,25 ^ ТЦД50 лишь к 72 ч инкубации соответственно. Это показывает высокую чувствительность клеток невриномы гассерова узла крысы по сравнению с клетками ВНК-21 и РК-15 на воздействие герпесвируса псевдобешенства и перспективности этой модели для репликации вируса на культуре клеток НГУК-1 за 18-20 ч против 72 ч на базовых клетках, а также репродукции его с высоким выходом вирусной биомассы (7,75-8 ТЦД50).
Эти данные позволили использовать систему «вирус-клетка НГУК-1» для подготовки вирусной биомассы, пригодной в последующем для изучения воздействия ионизирующего g-излучения на вирус псевдобешенства с целью получения радиоинактивированного вируса
различного назначения.
Определение режима
радиоинактивации вируса
псевдобешенства.
Для изучения режима радиационной инактивации вируса псевдобешенства в опыт взяты образцы культуральной жидкости НГУК-1, ВНК-21 и РК-15 с определенной дозой вируса, достигающей 7,75; 6,75; 6,5 lg ТЦД50. Для определения радиочувствительности вируса испытывали 7 режимов экспозиции с возрастающей дозой гамма-облучения 60Со. Степень инактивации вируса ПБ определяли титрацией на культурах клеток по методу Рида и Менча.
Исследования показали, что гамма-облучение в дозе от 5 до 20 кГр не вызывало полной инактивации
вирулентности вируса и цитопатогенное действие его сохранялось в титре 2,5-3,0 lg ТЦД50/01 см3. Полная инактивация вируса наступала при дозе внешнего облучения 2530 кГр независимо от видовой принадлежности культуры клеток, на которой репродуцировался вирус. В дальнейшем, для использования в опытах вирус инактивировали при 30 кГр и лиофилизировали на установке «Edwards». Радиоинактивированный и
лиофилизированный вирус собирали в стерильные флаконы и герметично закупоривали для дальнейшего
исследования.
Отсутствие инфекционной
активности инактивированного вируса доказывали исследованиями по контролю его характерного ЦПД на клетках НГУК-1, ВНК-21 и РК-15. Для исключения размножения вируса и проявления ЦПД проводили второй-третий пассажи. Отсутствие ЦПД считалось полной инактивацией инфекционного вируса.
Безвредность полученного
радиоинактивированного вируса изучали на белых мышах, крысах и кроликах.
Антигенную активность
радиоинактивированного вируса
исследовали в ИФА.
Анализ данных показал, что воздействие гамма-излучения на вирус псевдобешенства в определенной дозе сохраняло антигенные свойства
возбудителя. При этом наиболее выраженной антигенной активностью обладал вирус псевдобешенства, реплицированный на культуре клеток НГУК-1. Инактивация и лиофилизация не оказывали существенного влияния на антигенную активность вируса, что выразилось недостоверной разницей титра антигена до инактивации, до лиофилизации и после этих манипуляций (Р>0,05).
Полученные данные указывали, что режимы инактивации, лиофилизации являлись последовательными этапами в изготовлении радиоинактивированного экологически безопасного вируса и позволяли получать стабильный антиген, пригодный для использования его в различных целях.
Антигенность радиоинактивированного антигена изучали на белых крысах в сравнительных исследованиях с использованием живой вирусвакцины штамм «БУК-628» ВНИВИ. В опытах использовали 96 голов белых крыс живой массой 180-200 г, разделенных на 4 группы по принципу аналогов, по 24 головы в каждой. Испытуемые антигены вводили подкожно, титры антител определяли и РВН и ИФА через 3, 7. 14 и 21 день после их введения.
Исследования показали, что антитела к вирусу псевдобешенства выявлялись в сыворотке крови белых крыс с помощью РВН и ИФА, постепенно нарастая на 7 и 14 дни после введения им инактивированного вируса. Сроки появления прививочных антител, повышение количества и постепенное снижение к 21 дню исследования сопоставимы с реакцией белых крыс на введение им живой вакцины. Это указывало, что инактивированный вакцинный вирус, введенный белым крысам, вызывал образование
специфических антител к вирусу псевдобешенства. Причем, анализ показал, что для выработки антител в организме белых крыс достаточно инактивированного вакцинного вируса в дозе 30 мг/кг, сопоставимой иммунизирующей дозе живой вакцины «БУК-628». Эти результаты
согласуются с данными Камалова Г X. [6], детально изучавшего иммуногенность живой вакцины штамм «БУК-628», а также с данными Цибулькина А.П., Ильясовой Г.Ф. и др. [8; 9], полученными при оценке ксимедона для повышения эффективности иммунизации животных против
псевдобешенства.
Определение иммуногенной
(антигенной) активности
радиоинактивированного антигена
проводили на белых мышах в возрасте 4 недель в количестве 44 голов. Для иммунизации мышей использовали антиген вируса псевдобешенства, полученный согласно схемы очистки гернесвирусов. Антиген вируса псевдобешенства вводили по двум схемам. В одной схеме (20 гол) каждая мышь получала 4 инъекции антигена с интервалом 28, 4, 4, 31 день, в другой схеме (24 гол) каждая мышь получала 5 инъекций с интервалом 4, 4, 28, 4, 14 дней. После окончания цикла иммунизации и за 3 дня до взятия крови животным вводили бустерную дозу антигена. Наиболее оптимальной оказалась II схема гипериммунизации мышей, так как титр антител в сыворотке крови мышей в ИФА достигал 1:320-1:640 и выше.
Для повышения иммуногенности инактивированного вируса
псевдобешенства мы использовали различные иммунотропные препараты: ксимедон, левамизол, полный адъювант Фрейнда.
В опытах использовали белых крыс в количестве 54 гол, разделенных на 3 группы по видам изучаемых стимуляторов иммуногенеза и 9 голов оставались интактными. В качестве иммуногена применяли радиоинактивированный
антиген, введение которого проводили совместно с иммунотропными препаратами (ИМП) в составе прививочной дозы: ксимедон - 30 мг/кп левамизол- 3 мг/кг, ПАФ - 0,25 см3 на голову. Определение титров специфических антител проводили в РВН, РНГА и ИФА через 4 и 21 день после окончания цикла иммунизации.
Результаты исследований показали, что испытуемые иммуномодуляторы оказывали стимулирующее действие на антителогенез у белых крыс при сочетанном введении им ИМП с радиоинактивированным антигеном
вакцинного вируса псевдобешенства. Так, титр антител в сыворотке крови белых крыс через 4 дня после их иммунизации в сочетании с ксимедоном, левамизолом и полным адъювантом Фрейнда был в 2,4; 1,6 и 1,8 раза выше (соответственно) по сравнению с контролем. На 21 день после иммунизации титр антител у белых крыс, получавших ксимедон при иммунизации, превышал контрольные данные в 2,45 раза.
На основании проведенных исследований показано, что ксимедон является наиболее перспективным иммуностимулятором, обладающим
превосходящими свойствами
иммуностимуляции гуморальных факторов иммунитета, абсолютно не токсичным и не вызывающим побочных действий.
Таким образом, результаты этих серий исследований показали, что вирус
болезни Ауески после воздействия
60
ионизирующего излучения Со сохранял иммуногенные и антигенные свойства. Использование ксимедона в составе прививочной дозы вводимого вакцинного препарата повышало иммуногенность последнего в 2-2,4 раза.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Авцын А.П., Карамышева В.Я., Кондакова Л.И., Овсянникова Н.В., Селимов М.А., Татаров А.Г, Халанский А. С. Новая нейрогенная клеточная линия НГУК-1 и ее применение в биотехнологии и медико-биотехнических исследованиях //' Культивирование клеток животных и человека / Тез. докладов II Всесоюзного совещ. - Пущино, 1985. - С. 75-76.
2. Базылев П.М., Скалинский Е.И., Фоменко А.С. Случаи заболевания людей псевдобешенством (болезнью Ауески) // Сб. работ по произв. и применению биол. препаратов. - 1963. -№1. - С.39-41.
3. Гайдамович С.Я. Классификация и номенклатура вирусов // Акт. вопр. вет.вирусологии. - М., 1965. - Т.1. - С.7-9.
4. Гусева М.Н. Разработка технологии изготовления инактивированной вакцины против болезни Ауески из штамма делеционного по гликопротеину Е.: Автореф. дисс. канд. биол. наук. — Владимир, 1999. -23 с.
5. Иванов А. В., Матросова В.Р., Киршин Б.А. и др. Опыт вакцинации новорожденных телят против бруцеллеза // Вопросы инфекционной патологии
животных - Межвузовский сборник научи трудов. - Казань, 1994. - С.99.
6. Камалов Г.Х., Селиванов А.В. Изучение иммуногенности вирусвакцины штамма БУК против болезни Ауески на поросятах. Ученые записки КГВИ, 1970, т. 104, - С. 71-77.
7. Моренков О.С. Разработка иммуноферментных методов выявления антител к гликопротеину gB вируса болезни Ауески в сыворотке свиней // Вопросы вирусологии. - 2000. -№ 3. - С. 45-48.
8. Цибулькин А.П., Ильясова Г.Ф. и др. Способ повышения эффективности противовирусной вакцинации // Russian Journal of Immunology (RJI): II съезд иммунологов России. - Сочи, 1999. - V.4. -S.1. - С.340-342.
9. Цибулькин А.П., Ильясова Г.Ф., Насыров Ш.М. Методические указания по применению набора препаратов для оценки в ИФА эффективности вакцинопрофилактики и фармакологической коррекции иммунитета при псевдобешенстве. - Казань, 1998. - 4 с.
10. Шальнова М.Н. Влияние интенсивного облучения на структуры и некоторые физиологические свойства микроорганизмов // Сб. Радиобиология. -М., 1958. - С. 119-123.
11. Шибаева И.В., Денисова Н.П., Иванов К.К., Васильева И.В. Изучение возможности применения гамма-облучения, для лучевой стерилизации столбнячного анатоксина // Вопр. радиац, иммунол. и микробиол. / Матер. 8-й конф. - 1972. - С. 103.
12. Юсупов Р.Х. Изучение иммунного фона при некоторых вирусных заболеваниях свиней // Вет. пробл. пром.
свиноводства. - Киев, 1983. - С.61-62.
13. Юсупов Р.Х., Киршин Б.А., Иванов А.В., Матросова В.Р. Реактивность, безвредность и иммуногенность инактивированной бруцеллезной вакцины -86 // Матер. научно-производственной конференции по проблемам ветеринарии и животноводства.- Казань, 1994. - С. 11-12.
14. Bonet-Maury p. Oliver H.R., Gallut J., Lepine P., Mollaret H. e. a. Radiosterilisation of Medical Products // JAEA. - Vienna, 1967. - P. 209-214.
15. Hampl H., Ehrficher Z., Hadermehl K.O., Mravak S. Pseudorabies virus infection in man // Zbl. Bacteriol., Microbiol. and Hyg. - 1982. - N 4. - P. 511-512.
16. Jentzsch K.D., Apostoloff E. Human susceptibility to herpesvirus suis (Aujesky-virus). Serological determinations in persons in infection endangeredoccupational groups // Z. Gesamt. Hug. - 1970. - N 16(9). - P.692-696.
17. Mravak S., Bienzle W., Fildmeier H., Habermehl K.O. Pseudorabies in man // Lancet. - N 28(1). - P.501-502.
18. Smith T.A. e.a. Herpes simplex virus type I JCP-O induces reactivation of pseudorabies virus from Latently infected trigeminal ganglia explants cultures // Arch. Virol. - 1988. - N 3(143). - P.591-599.
19. Takashima G., Otsuka H. Patogenesis of animal herpesviruses to human // Nippon Rinsho. - 2000. - N 58(4). - P.957-961.
20. Warner M.S., et.al., A cell surface protein with herpesvirus entry activity (HveB) confers susceptibility to infection by mutanst of herpes simplex virus tyre 1, herpes cimplex virus tyre 2, and pseudorabies virus. (Virology, 1998 Jun, Abstract available).
К ВОПРОСУ РАЗРАБОТКИ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ БОЛЕЗНИ АУЕСКИ СВИНЕЙ
Иванов А.В., Юсупов Р.Х., Чернов АН., Юсупова Г.Р.
Резюме
Результаты, полученные при многосторонних испытаниях радиоинактивированного антигена вируса псевдобешенства, показали, что инактивированный вирус, обладая рядом преимуществ по безопасности, антигенности и иммуногенности на белых крысах, мышах и кроликах, обеспечивая выработку антител в высоких титрах (до 1:1280), может быть использован как высокоактивный иммуноген для конструирования безопасных инактивированных вакцин.
TO THE QUESTION OF DEVELOPING OF VACCINE AGAINST AUJESZKY FEVER
Ivanov A.V., Yusupov R.Kh., Chernov A.N., Yusupova G.R.
Summary
Results obtained with multilateral tests ofradioinaktivated pseudorabies virusantigen, demonstrated that the inactivated virus having a number of advantages in safety, antigenicity and immunogenicity on white rats, mice and rabbits, enabling the production of antibodies at high titers (up to 1: 1280) may be used as a highly activeimmunogen to construct safe inactivated vaccines.
УДК 636:612.6
ТРАНСФЕРАЗЫ В ТКАНЯХ ПЕЧЕНИ У КРОЛЬЧАТ В РАСТИТЕЛЬНУЮ ФАЗУ
ПИТАНИЯ
Иванова А.Н. - аспирант; Мардарьева Н.В. - доцент; Игнатьев Н.Г. - д.б.н., профессор Чувашская государственная сельскохозяйственная академия e-mail: [email protected]
Ключевые слова: крольчата, активность ферментов, доли печени постнатальный онтогенез.
Key words: small rabbit, the enzyme activity lobe of the liver, postnatal ontogenesis.
Определение активности ферментов в тканях органов у животных в постнатальном онтогенезе позволяет установить закономерности становления обменных процессов в тканях органов и систем организма у растущего молодняка, выявлять их особенности структурно-функционального совершенствования
каждого вида животного в отдельные фазы развития и организовать соответствующие питание и уход за ними.
Проведенные исследования
отдельных авторов позволили выяснить характер возрастных изменений активности ферментов в тканях разных пищеварительных органов у молодняка животных, в том числе и трансаминаз [3, 4, 5, 7, 8, 9]. Выяснилось, что у растущих животных наиболее интенсивные возрастные изменения ферментов в тканях изучаемых органов происходят в
переходные фазы питания и стабилизируются с началом дефинитивного питания. Так, как у каждого вида животного генетически обусловлены свои возрастные биологические особенности совершенствования висцеральных органов. Нами проведены научные исследования по изучению возрастных изменений трансаминах у крольчат с момента рождения до двадцати четырех суточного
возраста [1, 2]. В настоящей работе излагаем результаты исследований активности трансаминаз у крольчат с месячного возраста.
Материалы и методы. Для изучения изменений активности ферментов трансфераз (аспрататаминотрансферазы -АсАТ, аланиниаминотрансферазы - АлАТ и гамма-глутамиламинотрансфераза - ГГТ) были отобраны 30, 45, 60, 90 и 120 суточные крольчата породы серый великан, выращенные в личном подсобном хозяйстве Ивановой Л. И., по 5 голов в каждом возрастном сроке. Животных декапитировали [10], из брюшной полости извлекали печень, промывали ее холодным физиологическим раствором, разделяли на шесть долей и замораживали жидким азотом в сосуде Дюара. В условиях научной лаборатории кафедры агрохимии и экологии колориметрическим методом с использованием набора реагентов компании ОАО «Витал Девелопмент Корпорэйшн» СПб определяли активность АлАТ, АсАТ и ГГТ в соответствии с методиками, описанными в справочном пособии [6]. Исследования активности ферментов в пробах тканей печени повторяли дважды. Расчет активности ферментов проводили по калибровочным графикам с
использованием программного комплекта
