CC BY
60
Оригинальные статьи
© 2003, СПб РОРААКИ
ИЗУЧЕНИЕ ЛОКАЛИЗАЦИИ ВИРУСНЫХ АНТИГЕНОВ ПРИ ПЕРОРАЛЬНОЙ ИММУНИЗАЦИИ МОРСКИХ СВИНОК МИКРОКАПСУЛИРОВАННОЙ ФОРМОЙ ЖИВОЙ КОРЕВОЙ ВАКЦИНЫ
Малкова Е.М., Нечаева Е.А., Таранов О.С., Вараксин Н.А., Рябичева Т.Г., Рябчикова Е.И.
Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Минздрава России
Резюме. Микрокапсулированная живая коревая вакцина для перорального применения, разработанная в ГНЦ ВБ «Вектор» на основе штамма Л-16, индуцирует выработку специфических антител у морских свинок. Методом иммуногистохимии изучали локализацию антигенов вируса кори у морских свинок на парафиновых срезах кишечника, брыжеечных лимфоузлов, печени и селезенки через 1, 6 и 28 ч, 3 и 7 суток после перорального введения микрокапсулированной формы вакцины. Вирусные антигены выявлялись в цитоплазме энтероцитов, клеток макрофагального ряда подслизистого слоя и лимфоидной ткани пейеро-вых бляшек, лимфоузлов и селезенки, в гепатоцитах и эпителии желчевыводящих протоков через 28 ч и 3 сут после иммунизации. Регистрировалась активация лимфоидной ткани пейеровых бляшек, брыжеечных лимфоузлов и белой пульпы селезенки. Через 3 сут после иммунизации количество специфически меченых клеток уменьшалось во всех исследованных органах. Через 7 сут вирусные антигены выявлялись лишь в редких клетках печени. Полученные результаты показывают, что микрокапсулированная живая коревая вакцина при пероральном введении обеспечивает доставку «живого» вируса в кишечник и вызывает у морских свинок системный и местный иммунный ответ.
Ключевые слова: микрокапсулированная коревая вакцина, животные, иммугюгистохимия.
Maikova Е.М., Nechaeva ЕА, Taranov О.S., Varaksin N.A., Ryabicheva T.G., Ryabchikova E.I.
LLOCALIZATION OF VIRAL ANTIGENS AFTER ORAL IMMUNIZATION
OF GUINEA PIGS WITH MICROENCAPSULATED FORM OF THE MEASLES VACCINE
Abstract. Microencapsulated form of the live measles vaccine virus (strain L-16) for oral administration has been developed in SRC VB “Vector”. The vaccine induced production of virus-specific antibodies in guinea pigs. Location of antigens of measles virus was examined using immunohistochemical technique in paraffin sections of intestines, mesenteric lymph nodes, spleen and liver at 1,6, 28 h, 3 and 7 days after oral immunization with microencapsulated form of the live measles vaccine. Antigens of measles virus were found 28 h and 3 days after the immunization in cytoplasm of enterocytes, macrophage cells of submucosal layer and lymphatic tissue of Peyer’s patch, mesenteric lymph nodes and splenic white pulp, and also in hepatocytes and epithelial cells of bile ducts. Activation of lymphatic tissues was observed in Peyer’s patch, mesenteric nodes and spleen. Number of specifically labeled cells decreased at 3 days post immunization in all the examined organs. Viral antigens were registered only in rare hepatic cells 7 days after the immunization. The obtained results showed that microencapsulated form of the live measles vaccine administered orally to guinea pigs provides delivery of “living” virus to intestines and induce systemic and local immune responses. (Med.Immunol., 2003, vol.5, № 5-6, pp 539-546)
Адрес для переписки: ВВбДбНИб
Рябчиковой Елене Ивановне, Усовершенствование вакцин и способов их приме-
630055 Новосибирск, а/я 93. нения является необходимым условием успеха в борь-
Тел.: (383-2) 36- 71-53 (р.), (383-2) 39-18-54 (д.), бе с инфекционными заболеваниями. Одним из при-Факс: (383-2) 36 - 74 -59 оритетов ВОЗ является глобальная ликвидация кори,
E-mail: [email protected] которая требует массовой и эффективной вакцинации
детей. В настоящее время в разных странах для профилактики кори используют живые вакцины, которые вводят парентерально детям в возрасте 12-15 месяцев. Эти вакцины индуцируют достаточно устойчивый про-тективный иммунитет у детей, имеющих нормальный иммунный статус [2, 28]. Защита от кори детей более младшего возраста и детей, имеющих ослабленный иммунитет, представляет собой серьезную проблему. По статистике, в развивающихся странах до начала вакцинации заболевают и умирают от кори около 1 млн. детей в год [16]. Циркулирующие в крови детей материнские антитела, представленные в основном иммуноглобулинами класса С, препятствуют созданию про-тективного вакцинального иммунитета в более ранний период жизни, и, вместе с тем, не обеспечивают защиту от вирулентного вируса [28]. Одним из подходов к решению задачи защиты детей младшего возраста от кори является создание у них эффективного серозного иммунного ответа. Аэрозольная вакцинация живой коревой вакциной детей в возрасте 5-7 месяцев оказалась одним из удачных решений данной задачи [24,25]. Однако аэрозольная вакцинация требует специального оборудования и точного дозирования вакцины, что осложняет проведение массовой иммунизации населения, особенно в развивающихся странах.
Другим вариантом решения проблемы является индукция протективного иммунитета в слизистой оболочке желудочно-кишечного тракта с использованием систем доставки вирусных антигенов посредством микрокапсул (микрогранул, микросфер), изготовленных из рН-зависимых полимеров [10, 15, 17, 22]. Разработка микрокапсулированных форм вакцин является новым направлением, и механизмы развития иммунного ответа при вакцинации такими препаратами изучены недостаточно. В соответствии с существующими представлениями, при пероральной иммунизации антигены проникают в лимфоидную ткань желудочно-кишечного тракта, где происходит развитие пула предшественников В-клеток, сенсибилизированных к данному антигену и локализованных в пейеровых бляшках и других лимфоидных структурах. Сенсибилизированные клетки при повторном контакте с антигеном (вирулентным возбудителем) дифференцируются в ^А-иммунобласты, которые мигрируют в регионарные лимфатические узлы, затем через грудной лимфатический проток попадают в кровеносное русло и далее оседают на слизистых поверхностях глотки, слюнных желез, респираторного и желудочно-кишечного тракта, в собственной пластинке кишечника. Эти клетки синтезируют специфические секреторные ^А, которым и принадлежит ведущая роль в реализации защитных реакций иммунной системы слизистых [13, 17].
Критической стадией пероральной иммунизации является проникновение антигенов в лимфоидную ткань через эпителиальный барьер кишечника. Полагают, что главную роль в доставке антигенов к
иммунокомпетентным клеткам играют специализированные М-клетки кишечного эпителия, которые опосредуют проникновение через эпителиальный пласт большого количества различных веществ и микроорганизмов [8, 12]. В последние годы появились также данные о переносе антигенов энтероци-тами посредством трансцитоза [9,12]. Рассматривается в качестве возможного и третий путь переноса антигенов - через межклеточные пространства эпителиального пласта (парацеллюлярный) [2, 9]. Не-нагруженные антигеном микрокапсулы способны проникать через эпителиальный барьер кишечника и, в зависимости от размеров, задерживаются в пейеровых бляшках или переносятся с током лимфы в регионарные лимфоузлы и селезенку [6-8, 11, 23].
Исследования микрокапсулированных вирусных вакцин показали их более высокую эффективность по сравнению с другими формами при разных способах иммунизации. Однако практически все эти работы были выполнены с использованием инактивированных вирусов или комплексов вирусных белков [1, 5, 10, 18, 21, 27]. Опубликована лишь одна работа по применению живой микрокапсулирован-ной вакцины против ротавирусной инфекции, в которой были показаны ее высокая иммуногенность и протективная активность [20]. Взаимодействие микрокапсулированных живых вакцин с клетками слизистой кишечника и распространение вакцинных вирусов в организме не изучались.
В ГНЦ ВБ «Вектор» разработан способ микро-капсулирования с использованием рН-зависимых полимеров, позволяющий сохранить живой вирус кори в составе микрокапсул. Пероральное введение живой коревой микрокапсулированной вакцины (МИК-вакцины) морским свинкам вызывало развитие гуморального иммунного ответа [19]. Механизмы развития иммунного ответа на введение живой коревой МИК-вакцины не изучены. Известно, что «дикий» вирус кори размножается в клетках эпителия и лимфатических узлах респираторного тракта, затем происходит генерализация инфекции с последующим размножением вируса в миндалинах, селезенке, печени и миелоидной ткани костного мозга. Напротив, вакцинный вирус кори, введенный парентерально, размножается в лимфоидной ткани, а не в эпителии дыхательных путей [2]. Целью настоящей работы было изучение транспорта живой коревой (МИК-вакцины) через слизистую желудочно-ки-шечного тракта морских свинок и распространения вируса по тканям и органам.
Материалы и методы
Иммунизация животных
В работе использовали вакцинный штамм вируса кори Ленинград-16 из посевного банка вируса, аттестованного ГИСКим. Л.А.Тарасевича. Субстра-
том для культивирования вируса служила культура фибробластов эмбрионов японских перепелов из безлейкозного хозяйства ГНЦ ВБ «Вектор». МИК-вакцину получали, используя в качестве полимерной матрицы этилкрилат (сополимер полиакриловой кислоты и этилового спирта, производство ЗАО «ДЕЛСИ» г. Санкт-Петербург), как описано ранее [19]. Процедура микрокапсулирования заканчивается лиофилизацией препарата. Размеры микрокапсул варьировали от 1 до 5 мкм. Специфическую (биологическую) активность инкапсулированного вакцинного вируса кори определяли по цитопатическому действию на культуру клеток Vero [3]. Активность использованных в работе образцов МИК-вакцины составила 4,5 lg ТЦД_ /0,5 мл.
Иммуногенность МИК-вакцины, использованной в данной работе, проверяли на морских свинках. Лиофилизированные образцы растворяли в 1 мл дистиллированной воды и спаивали морским свинкам весом 200-250 г. Препарат вводили однократно одной группе (6 животных) и дважды, с интервалом два месяца, второй группе (6 животных). Через 28 суток после последней иммунизации проводили забор крови. Наличие специфических антител в сыворотке определяли в реакции торможения гемагглю-тинации [3]. Уровень сероконверсии в обеих группах составил 100%, среднегеометрический титр антител был равен 13,45 (стандартное отклонение 2,38).
Морфологическое исследование
Морских свинок (беспородные, весом 200-250г, обоего пола) наркотизировали хлороформом. Через интрагастральный зонд вводили 4 мл 10%-го раствора глюкозы, в котором было разведено 5,6^ТЦД_о МИК-вакцины. Животных умерщвляли хлороформом через 1ч (2 особи), и через 6 часов (3 особи). Остальным морским свинкам разведенную МИК-вакцину спаивали per os, животных умерщвляли через 28ч, 3 и 7 суток после введения вакцины. Две интактных морских свинки служили контролем. Для исследования отбирали образцы желудка, двенадцатиперстной, тонкой и толстой кишки, аппендикса, а также брыжеечные лимфоузлы, фрагменты печени и селезенки, которые фиксировали в 4%-м параформальдегиде на растворе Хенкса. Обработку материала проводили в гистологическом автомате по стандартной методике. Парафиновые срезы окрашивали гематоксилином и эозином. Выявление вирусных антигенов проводили с помощью иммуноперокси-дазной реакции на срезах двенадцатиперстной, тонкой (8 фрагментов) и толстой (3 фрагмента) кишки, аппендикса (1 фрагмент), печени и селезенки. В качестве положительного контроля использовали монослой культуры клеток Vero, зафиксированный через 72 ч после заражения вирусом кори, в качестве отрицательного двойного контроля - монослой ин-
тактной культуры клеток и парафиновый срез соответствующего органа, при окрашивании которого пропускали первые антитела. Неспецифическая реакция блокировалась 1% раствором бычьего сывороточного альбумина, эндогенная пероксидаза -
0,3% раствором перекиси водорода. В качестве первых антител использовали поликлональную антико-ревую сыворотку LICK (производства ГНЦ ВБ «Вектор») в разведении 1:100; вторыми антителами служили биотинилированные противокроличьи IgG (Vector Lab.USA) в разведении 1:400. Проявление комплексов антиген-антитело проводили с использованием субстратов ДАБ (диаминобензидин) и VIP (Vector Lab., USA). Специфичность визуализации микрокапсул проверяли в иммунопероксидазной реакции, которую проводили на предметном стекле с нанесенной суспензией МИК-вакцины так же, как и на парафиновых срезах. Срезы исследовали в микроскопе Jenaval (Leitz, Германия) при увеличении иммерсионного объектива 100 раз.
Результаты
Неокрашенный препарат МИК-вакцины в световом микроскопе был представлен блестящими зернами, слегка опалесцирующими. Такой же вид имели микрокапсулы после окраски гематоксилином и эозином. После проведения иммунопероксидазной реакции препарат МИК-вакцины приобретал вид мелких зерен, окрашенных в коричневый или пурпурный цвет (в зависимости от использованного субстрата), что подтверждало наличие антигенов вируса кори в микрокапсулах.
Клетки культуры Vero, зараженные вирусом кори, содержали в цитоплазме крупные, диффузные включения, интенсивно окрашенные специфически после проведения иммунопероксидазной реакции. В незараженных клетках окрашивание отсутствовало.
Исследование образцов органов морских свинок через 1ч после перорального введения живой коревой МИК-вакцины показало равномерное распределение микрокапсул на протяжении верхних отделов желудочно-кишечного тракта: они локализовались на поверхности ворсинок пилорического отдела желудка и двенадцатиперстной кишки, и в пищевом детрите. Выявлялось очаговое прокрашивание микроворсинок щеточной каймы в верхних отделах двенадцатиперстной кишки (рис. 1).
Через 6ч после введения МИК-вакцины редкие микрокапсулы визуализировались на поверхности ворсинок, в апикальной части эпителия и в просвете двенадцатиперстной кишки, но основная часть микрокапсул была локализована в глубине крипт. Единичные нераскрывшиеся микрокапсулы выявлялись в апикальной части цитоплазмы энтероцитов. Им-мунопероксидазная реакция выявила очаговое распределение вирусных антигенов в щеточной кайме
Рис.1. Слизистая оболочка двенадцатиперстной кишки морской свинки через 1 ч после введения живой коревой МИК-вак-цины в желудок. Микрокапсулы на поверхности эпителиоци-тов, прокрашивание щеточной каймы. На вставке: микрокапсулы коревой вакцины в просвете двенадцатиперстной кишки. Стрелками указаны микрокапсулы. Иммунопероксидаз-ная реакция на антигены вируса кори. ДАБ и гематоксилин. Ув. 1000.
эпителия двенадцатиперстной кишки и в просвете крипт. В тонком и толстом кишечнике наблюдалось специфическое прокрашивание микроворсинок щеточной каймы и скопление продукта реакции в глубине крипт в виде полулуний. Продукт иммуногис-тохимической реакции в микроворсинках имел вид гранулярных частиц или диффузно прокрашивал отдельные участки щеточной каймы, наиболее интенсивно - над пейеровыми бляшками. Такое окрашивание обусловлено неравномерным раскрытием микрокапсул: при микроскопии одновременно регистрировались и целые, и раскрывшиеся микрокап-сулы. В цитоплазме некоторых энтероцитов выявлялись специфически окрашенные мелкие включения, размеры и вид которых соответствовали раскрывшимся микрокапсулам. Наблюдалось положительное окрашивание участков цитоплазмы некоторых макрофагов собственной пластинки слизистой оболочки кишечника. Окрашенные клетки эпителия по отделам кишечника распределялись равномерно. Морфология лимфоидных образований кишечника свидетельствовала об антигенной стимуляции, одна-
ко, вирусные антигены в клетках пейеровых бляшек, лимфоидных фолликулов и брыжеечных лимфатических узлов не выявлялись.
Через 28ч после введения МИК-вакцины появилась тенденция к десквамации отдельных эпи-телиоцитов и их групп, наблюдалась интенсивная трансэпителиальная миграция лимфоцитов, полиморфноклеточная инфильтрация, полнокровие и отек собственной пластинки слизистой оболочки кишечника. Специфическое окрашивание, свидетельствующее о присутствии вирусных антигенов, было выявлено в цитоплазме многочисленных каемчатых энтероцитов (рис. 2) и макрофагов собственной пластинки слизистой оболочки, слабое окрашивание прослеживалось в бокаловидных клетках тонкой и толстой кишки. Размеры окрашенных участков цитоплазмы были существенно крупнее микрокапсул, что указывает на их соответствие зонам репродукции вируса кори. По сравнению с предыдущим этапом эксперимента количество инфицированных клеток значительно увеличивалось. Лимфоидные образования кишечника и брыжеечные лимфатические узлы были гипер-плазированы и имели просветленные герминатив-
Рис.2. Слизистая оболочка двенадцатиперстной кишки морской свинки через 28ч после введения живой коревой МИК-вакцины per os. Интенсивное прокрашивание цитоплазмы энтероцитов (указано стрелками). Иммунопероксидазная реакция на антигены вируса кори. ДАБ и гематоксилин. Ув. 250.
ные центры, в которых наблюдались фигуры митоза. Размеры лимфоидных образований кишечника, по сравнению с периодом 6 часов после введения вакцины, значительно увеличивались, зародышевые центры выглядели опустошенными. Вирусные антигены выявлялись в цитоплазме мононук-леаров, преимущественно макрофагов, и фолликулярных отростчатых клеток пейеровых бляшек в виде включений, соответствующих зонам размножения вируса. В лимфоузлах регистрировалось интенсивное специфическое окрашивание клеток корковой зоны, свидетельствующее о присутствии антигенов вируса кори (рис. 3). В селезенке специфическое окрашивание регистрировалось во многих макрофагах, в фолликулах белой пульпы отмечалось диффузное прокрашивание. В печени вирусные антигены выявлялись после иммунопе-роксидазной реакции в цитоплазматических вакуолях большинства гепатоцитов, эпителии желчных протоков и в фибробластах перидукталыгой зоны (рис. 4). Следует отметить высокую интенсивность окрашивания клеток печени.
Через 3 суток после иммунизации количество положительно окрашенных клеток в эпителиальной
Рис.З. Брыжеечный лимфоузел морской свинки через 28 ч после введения живой коревой МИК-вакцины per os. Интенсивное специфическое окрашивание клеток коркового вещества лимфатического узла. Иммунопероксидазная реакция на антигены вируса кори. ДАБ и гематоксилин. Ув. 400.
Рис.4. Печень морской свинки через 28 ч после введения живой коревой МИК-вакцины peros. Интенсивное специфическое прокрашивание эпителия желчевыводящего протока, накопление продукта реакции в цитоплазме гепатоцитов (показано стрелками). Иммунопероксидазная реакция на антигены вируса кори. ДАБ и гематоксилин. Ув. 400.
выстилке кишечника существенно уменьшилось, антигены вируса кори выявлялись в единичных каемчатых эпителиоцитах тонкой и толстой кишки. Положительная реакция на вирусные антигены сохранялась в эпителии практически всех желчных протоков и в единичных фибробластах перидук-тальной области. Вместе с тем, вирусные антигены не были обнаружены в лимфоидных образованиях кишечника, брыжеечных лимфоузлах и селезенке. Морфология лимфоидных образований кишечника и брыжеечных лимфоузлов была аналогична наблюдавшейся через 28 часов после иммунизации и свидетельствовала об активной антигенной стимуляции.
Через 7 суток после иммунизации иммунопероксидазная реакция не выявила вирусные антигены в эпителии слизистой оболочки кишечника, а также в лимфоидной ткани кишечника, брыжеечных лимфоузлах и селезенке. Специфическое окрашивание наблюдалось в единичных эпителиоцитах желчных протоков. В лимфоидной ткани кишечника сохранялись отчетливые признаки активации.
Обсуждение
Слизистые оболочки респираторного и желудочно-кишечного тракта обладают собственной системой местного иммунного ответа и являются естественным барьером для микроорганизмов. Мукозальный путь вакцинации позволяет индуцировать локальный иммунитет в месте инвазии возбудителей и таким образом повысить устойчивость организма к инфекции. Перспектива использовать более простой и дешевый пероральный путь иммунизации для эффективной защиты организма, привела к разработке различных систем доставки вакцин и в том числе посредством микрокапсул. По данным многочисленных исследований, микрокапсулы являются эффективной адъювантной системой, вызывающей иммунный ответ при введении парентеральным путем или аппликацией на слизистые оболочки [1,5-7,
15, 21, 22]. Свойства микрокапсул и механизмы их доставки к индуктивным сайтам иммунного ответа полностью не изучены и не поняты, равно как и механизмы развития мукозального иммунитета. При использовании инкапсулированных инактивированных возбудителей или антигенных комплексов индукция системного или мукозального иммунного ответа зависит от структуры, физико-химических свойств используемых полимеров и размера микрокапсул [7,10]. Возможность инкапсулирования «живого» вируса была показана сравнительно недавно. Инфекционный ротавирус включали в биодегради-руемые микрокапсулы размером менее 10 мкм, после чего вводили мышам; на 21 день после иммунизации было обнаружено нарастание титров специфических антител в крови и лимфоидной ткани кишечника [20].
Разработанная в ГНЦ ВБ «Вектор» МИК-вакци-на против кори при пероральном применении обладает иммуногенностью для морских свинок и сохраняет способность вакцинного вируса кори к размножению. Полимеры, формирующие микрокапсулы, обеспечивают целостность микрокапсул в кислой среде желудка и их разрушение в слабощелочной среде кишечника, высвобождающее вирусные частицы. Полученные результаты показывают, что микрокапсулы различаются по скорости разрушения в просвете кишечника - часть их сохраняла свою целостность через 6 часов после введения.
В исследованиях с применением ненагруженных микрокапсул разного состава было показано, что микрокапсулы размером более 5 мкм захватываются М клетками и переносятся через эпителиальный пласт в пейеровы бляшки, где индуцируют развитие мукозального иммунитета. Микрокапсулы, имеющие размеры менее 5 мкм, не задерживаются в пейе-ровых бляшках, а переносятся с током лимфы в лимфоузлы и селезенку, вызывая развитие системного иммунного ответа [7, 11]. Особенностью нашего исследования является присутствие живого вируса
кори в микрокапсулах и раскрытие микрокапсул в просвете кишечника. Полученные результаты позволяют заключить, что основная часть микрокапсул раскрывается вне клеток, однако некоторая часть микрокапсул сохраняет целостность и проникает в энтероциты. Для изучения их дальнейших изменений необходимо проведение дополнительных исследований. Наличие в клетках цитоплазматических включений, специфически взаимодействующих с противовирусными антителами, свидетельствует о размножении вируса кори в этих клетках [14]. Анализ полученных результатов показывает, что перо-ральное введение МИК-вакцины приводит к инфицированию клеток кишечного эпителия и, соответственно, обеспечивает экспрессию антигенов вируса кори. Интенсивная миграция лимфоцитов в эпителиальный пласт, наблюдающаяся через б часов после введения МИК-вакцины, отражает активацию иммунной системы слизистой в ответ на инфицирование клеток эпителия. Репродукция вируса кори в клетках макрофагального ряда также может вносить вклад в экспрессию вирусных антигенов, и облегчать их доставку и презентацию клеткам, опосредующим развитие мукозального иммунного ответа. Дополнительным свидетельством развития мукозального иммунного ответа является выраженная активация лимфоидной ткани пейеровых бляшек, сохранявшаяся на протяжении всего срока исследования.
Выявление специфически окрашенных клеток в печени и селезенке говорит о проникновении вируса кори из кишечника в другие внутренние органы. Можно предположить несколько вариантов распространения вируса: (а) перенос нераскрывшихся микрокапсул током лимфы и крови; (б) перенос вирусных частиц током крови и лимфы; (в) перенос инфицированных клеток макрофагального ряда током лимфы и крови и их миграция в ткань печени и селезенки. Наиболее вероятно, что все три пути реализуются одновременно, но основной вклад, по всей видимости, вносит распространение вирусных частиц и зараженных клеток.
Интересно, что дольше всего вирус кори сохраняется в эпителии желчных протоков печени. Возможно, эти клетки представляют собой наиболее подходящую систему для его репликации в организме морских свинок, и служат дополнительным источником вирусных антигенов, стимулирующих развитие иммунного ответа. Патогенный вирус кори нередко вызывает функциональные расстройства печени [26], а у обезьян вида Saguinus ту5Ьах при летальной инфекции «диким» вирусом кори наблюдалось накопление вирусных антигенов в клетках печени [4]. Данные о репликации вакцинных вирусов кори в клетках печени и эпителия кишечника в литературе отсутствуют.
Живая вакцина на основе штамма Ленинград-16 вируса кори, вводимая парентерально, успешно ис-
пользуется для иммунизации детей в течение многих лет. Результаты данной работы показывают, что микрокапсулированная форма этой вакцины обеспечивает доставку вируса в кишечник, где происходит его высвобождение и развивается непродолжительный локальный инфекционный процесс, сопровождающийся активацией лимфоидных структур кишечника, что указывает на развитие мукозального иммунного ответа. Размножение вируса кори в клетках селезенки и печени, очевидно, индуцирует развитие системной иммунной реакции, обеспечивающей выработку специфических антител, выявляемых в крови морских свинок. Таким образом, микрокапсулированная живая вакцина против кори для перорального введения, разработанная в ГНЦ ВБ «Вектор», обеспечивает доставку вирусных антигенов в лимфоидную ткань и вызывает местную и системную иммунную реакцию.
Список литературы
1. Петров Р., Жданов В., Кабанов В., Хаитов Р. Вакцинирующий эффект конъюгатов поверхностных антигенов вируса гриппа с синтетическим полимером-носителем // Доклады АН СССР. - 1984.
- №3. - С. 752-755.
2. Попов В.Ф. Корь и коревая вакцина Л-16. - М.: Триада-Х, 2002. 118 с.
3. Фармацевтическая Статья ФС42-3092-00 «Вакцина коревая культуральная живая сухая».
4. Albrecht P., Lorenz D., Klutch M.J., Vickers J.H., Ennis F.A. Fatal measles infection in marmosets: pathogenesis and prophylaxis // Infect. Immun. - 1980. -Vol.3. - № 9. - p.969-978
5. Challasombe S., Rahman D., O’Hagan D. Salivary, gut, vaginal and nasal antibody responses after oral immunization with biodegradable microparticles // Vaccine. - 1997. - Vol. 15. - №2. - P.169-175.
6. Damge C., Aprahamian М., Marchais H., Benoit J., Pinget M. Intestinal absorption of PLGA microspheres in the rat //J. Anat. - 1996. - Vol. 89. - № 3. -P.491-501.
7. Eldridge J., Staas J., McGhee J. Biodegradable microspheres as a vaccine delivery systems // Mol. Immunol. - 1991. - Vol. 8. - № 3 - P.287-294.
8. Ermak Th.H., Dougherty E.P., Bhagat H.R., Kabok Z., Pappo J. Uptake and transport of copolymer biodegradable microspheres by rabbit Peyer’s patch M cells // Cell Tis. Res. - 1995. - Vol.279. - № 3. - P. 433-436.
9. Florence A. The oral Absorption of Micro- and Nanoparticles: Neither Exceptional Nor usual // Pharm. Res. - 1997. - Vol. 14. - № 3. - P. 259-266.
10. Greenway Т., Eldridge J., Ludwig G., Staas J. Induction of protective immune responses against Venezuelan equine encephalitis (VEE) virus aerosol challenge with microencapsulated VEE virus vaccine
//Vaccine. - 1998. - Vol. 16. - №13. - P.1314-1323.
11.Jepson S.A., Simmons N.L., Savidge T.C., James P.S., Hirst B.H. Selective binding and transcytosis of latex microspheres by rabbit intestinal cells M cells // Cell Tis. Res. - 1993. - Vol. 271. - №3. - P. 399-405.
12. Kriserlian D., Etchart N. Entry sites for oral vaccines and drugs: A role for M cells, enterocytes and dendritic cells // Seminars Immunology - 1999. - № 11. -P.217-224.
13. McGhee J., Mestecky J., Derzbaugh M., Eldridge J. The mucosal immune system: from fundamental concepts to vaccine development // Vaccine. - 1992. -Vol.10. - № 2. - P.75-85.
14. McQuaid S., Kirk J., Zhou A.L., Allen I.V. Measles virus infection of cells in perivascular infiltrates in the brain in subacute sclerosing panencephalitis: confirmation by nonradioactive in situ hybridization, immunocytochemistry and electron microscopy // ActaNeuropathol. (Berl). - 1993. -Vol. 85. - № 2. - P.154-158.
15. Mestecky J., Moldoveanu L., Novak M. Biodegradable microspheres for the delivery of oral vaccines //J. Control. Release. - 1994. - Vol. 28. - № 2. - P. 131-141.
16. Minino A.M., Smith B. Deaths: Preliminary Data for 2000//National Vital Statistics Reports. - 2001. -Vol.49. -№12. -P.l-40.
17. Moser C., Offit P. Distribution of rotavirus-specific memory B-cells in gut-associated lymphoid tissue after primary immunization //J. Gen. Virol. - 2001. -Vol.82. - № 9. - P.2271-2274.
18. Moyniham J., Jones D., Farrar G., Howard C. A novel microencapsulated peptide vaccine against hepatitis B //Vaccine. - 2001. - Vol.19. - № 23-24. - P.3292-3000.
19. Nechaeva EA, Varaksin N, Ryabicheva T, Smoli-na M, Kolokoltsova T, Vilesov A, Aksenova N, Stankevich R, Isidorov R. Approaches to development of microencapsulated form of the live measles vaccine // Ann. N.Y. Acad. Sci. - 2001. - Vol. 944. - №1. -P.180-186.
20. Offit P., Khowry C., Moser C., Clark H., Kim J., Speaker T. Enhancement of Rotavirus Immunogenici-ty by Microencapsulation // Virology. - 1994. - Vol. 203,- №1. - P.134-143.
21. Palinko-Biro E., Ronaszeki G., Merkle H., Gander B. Release kinetics and immunogenicity of parvovirus microencapsulated in PLA/PLGA microspheres // Int. J.Pharm. - 2001,- Vol. 1221,- № 1-2. - P.153-157.
22. Periwal S., Speaker T., Cebra J. Orally administered microencapsulated reovirus can bypass suckled, neutralizing material antibody that inhibits active immunization of neonates //J. Virol. - 1997. - Vol.71. - №
4. - P.2844-2850.
23. Porter R.E., Suckow M.A., Macri N.P., Bower-sock T.L. Microsphere uptake by the intestine of white leghorn chickens //Avian Dis. - 1997. - Vol. 41. - №9.
- P.981-987.
24. Roth Y., Chapnik J.S., Cole P. Feasibility of aerosol vaccination in humans // Ann. Otol. Rhinol. Laryngol. - 2003. - Vol. 112. - №3. - P.264-270.
25. Sabin A.B. Measles, killer of millions in developing countries: strategy for rapid elimination and continuing control // Eur. J. Epidemiol. - 1991. - Vol.7. -№1. - P.l-22.
26. Satoh A., Kobayashi H., Yoshida T., Tanaka A., Kawajiri T., Oki Y., Kasugai K., Tonai M., Satoh K.,
Nitta M. Clinicopathological study on liver dysfunction in measles // Intern Med. - 1999. - Vol. 38. - №5. -P.454-457.
27. Uchida Т., Shiosaki K., Nakada Y., Fukada K. Microencapsulation of hepatitis В core antigen for vaccine preparation // Pharm. Res. - 1998. - Vol.15. - №
11. - P.1708-1713.
28. Wild T.F. Measles Vaccines, new development and immunization strategies // Vaccine. - 1999. -Vol.17. - P.1726-1729.
поступила в редакцию 02.06.2003 принята к печати 03.07.2003
